Rapport Technique Final - ACP Fish II

"Renforcement de la Gestion des Pêches dans 

les pays ACP" 

Rapport Technique Final 

« PROJET DE DEVELOPPEMENT DE LA PENEICULTURE COMMUNAUTAIRE A L’IRAD-AQUASOL 

SA AU CAMEROUN : VULGARISATION DES RESULTATS » 

PROJET N° CA-3.1-A4 

DANS LE CADRE DES ACTIONS EXTERIEURES DE L’UNION EUROPEENE FINANCEES PAR LE FED 

AFRIQUE CENTRALE - CAMEROUN 

MARS 2012 

Projet mis en Œuvre par : 

Guillaume GAUDIN 

La présente publication a été élaborée avec l’aide de l’Union européenne. 

Le contenu de la publication relève de la seule responsabilité de

PROJET DE DEVELOPPEMENT DE LA PENEICULTURE COMMUNAUTAIRE A L’IRAD- 

AQUASOL SA AU CAMEROUN : VULGARISATION DES RESULTATS 


Table des Matières 

Liste des Tableaux et Figures ---------------------------------------------------------------------- 2 

Résumé ------------------------------------------------------------------------------------------------- 3 

1 INFORMATIONS GÉNÉRALES .............................................................................................................. 5 

1.1 CONTEXTE ----------------------------------------------------------------------------------------------------------- 5 

1.2 PRÉSENTATION DU DOCUMENT ------------------------------------------------------------------------------------ 6 

2 APPROCHE DE LA MISSION ................................................................................................................ 7 

2.1 PRÉPARATION DES ACTIVITÉS -------------------------------------------------------------------------------------- 7 

2.2 SÉLECTION DES PARTICIPANTS ------------------------------------------------------------------------------------- 7 

3 ORGANISATION ET MÉTHODOLOGIE ................................................................................................ 8 

3.1 CHRONOGRAMME -------------------------------------------------------------------------------------------------- 8 

3.2 DÉROULEMENT ET DÉTAILLES DE LA MISSION --------------------------------------------------------------------- 9 

3.2.1 Rythme de la formation ............................................................................................................... 9 

3.2.2 Activité 1- Reproduction et maturation des reproducteurs. ................................................... 9 

3.2.3 Activité 2 : Larviculture ............................................................................................................... 10 

3.2.4 Activité 3 : Grossissement .......................................................................................................... 11 

3.2.5 Manuel de production ................................................................................................................ 13 

3.2.6 Activité 4 : Approche Technico-Economique ........................................................................... 19 

4 RÉSULTATS SAILLANTS ...................................................................................................................... 22 

5 MISE EN ŒUVRE FINANCIÈRE .......................................................................................................... 22 

6 CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS .......................................................................................... 23 

ANNEXE 1 -------------------------------------------------------------------------------------------- 24 

ANNEXE 2 -------------------------------------------------------------------------------------------- 25 

ANNEXE 3 -------------------------------------------------------------------------------------------- 29 

1 

Ce projet est financé par l’Union Européenne 

Projet mis en œuvre par Guillaume Gaudin




Liste des Tableaux et Figures 

Tableau I : Liste des participants aux activités. p 6 

Tableau II : Chronogramme du projet. p 7 

Tableau III : Table d’alimentation des reproducteurs M. kerathurus et F. notialis en 

écloserie (quantités en pourcentage de la biomasse). p 12 

Tableau IV : Dimensions des bassins d’une unité moyenne. p 17 

Tableau V : Investissements pour une ferme produisant 4 tonnes/an (CFA). p 17 

Tableau VI : Charges variables (CFA). p 18 

Tableau VII : Amortissement pour une unité moyenne (CFA). p 18 

Tableau VIII : Charge fixes avec emprunt à un taux de 10% pour 4t de 

production/an (CFA). p 18 

Tableau IX : Marge bénéficiaire pour une unité moyenne (CFA). p 18 

Tableau X : Devis estimatif bassin en béton/planche 27m². p 19 

Tableau XI : Mise en œuvre financière. p 20 

Figure 1 : Participants aux activités théoriques et pratiques. p 8 

Figure 2 : Femelle P. kerathurus copulée pour la ponte. p 8 

Figure 3 : Quarantaine Reproducteurs p 9 

Figure 4 : Salle de maturation p 9 

Figure 5 : Culture de micro-organismes aquatiques. p 9 

Figure 6 : Observation microscopique (A), Comptage (B) et Transfert de Post 

Larves (C). p 10 

Figure 7 : Bassins de grossissement. p 10 

Figure 8 : Culture hyper-intensive de crevette sous serre (Equateur). p 15 

Figure 9 : Cycle de production de la filière élevage de crevettes. p 15 

2 






Remerciements 

Je tiens à remercier tous ceux qui ont de près ou de loin contribué à la 

réalisation de ce projet pour le développement de l’aquaculture de crevettes 

au Cameroun. 

Plus particulièrement, le Dr NJIFONDJOU Oumarou et l’ensemble de ses 

collaborateurs du programme ACP Fish II me permettant l’obtention de ce 

financement et pour leur implication dans le bon déroulement du programme. 

Je remercie le MINEPIA (Ministère de l’Elevage, la Pêche et des 

Industries Animales), Dr BOUBA Samuel, Point Focal de ce projet 

m’encourageant et me guidant dans la réalisation des activités comme en 

témoigne ce rapport. 

Je remercie les partenaires d’AQUASOL SA, le Président S.M. MADIBA 

SONGUE Salomon représentant les communautés côtières du Cameroun, 

l’Association BLEU CAMEROUN basée à Brive la Gaillarde et CONCEPTO AZUL 

SA entreprise scientifique en aquaculture, pour leur disponibilité, leur 

engagement dans l’élevage familial de crevettes natives du Cameroun et leur 

association à la sélection des participants à ce programme. 

Je remercie également l’IRAD, Mr le Directeur Général, Dr NOE WOIN et 

le Chef de Centre du CERECOMA (Centre Spécialisé de Recherche sur les 

Ecosystèmes Marins) Dr ONANA Joseph, impliqué dans le développement et la 

maîtrise de l’élevage des crevettes, habitant le projet en partenariat avec 

AQUASOL SA et me permettant de réaliser l’ensemble des activités de 

formation dans leurs structures. 

Enfin, je remercie l’ensemble des participants pour leur présence et leur 

motivation à l’apprentissage des bases aquacoles de crevettes et leur volonté 

de devenir les pionniers au Cameroun dans ce domaine. 

3 






Résumé 

Le développement de la pénéiculture au Cameroun est initié 

par une initiative locale émanent du Chef Supérieur Bakoko Salomon 

MADIBA SONGUE, plusieurs Notables camerounais, les 

Communautés côtières SAWA et l’Association Bleu Cameroun 

formant AQUASOL SA. Le soutien technique, scientifique et 

stratégique de l’équipe Concepto Azul SA assure le suivi du projet. Le 

partenariat AQUASOL SA-IRAD permet un soutien logistique 

(bâtiment et espace du CERECOMA en bordure de mer) à Kribi et 

Limbé. 

Afin de pérenniser les activités contribuant à la mise en place 

de la stratégie de développement de l’élevage de crevettes décrit par 

ACP FISH II en 2011, le présent projet a permis la sélection de 10 

participants pouvant devenir de futurs techniciens d’élevages dans 

une formation réparti en 4 activités à la fois théorique et pratique 

(maturation et reproduction, larviculture, grossissement et 

évaluation technique économique). 

Le résultat de ce projet est très encourageant car les 

participants vont poursuivre dans cette voie à travers des stages de 

plus longues durées au sein du groupe AQUASOL SA-IRAD où 

l’ensemble des points abordés en formation seront approfondis pour 

la création de fermes d’élevage en encourageant l’auto-emploi. 

Pour finir, cela constitue la première expérience dans ce 

domaine au Cameroun et devra être répétée en association avec le 

projet au fur et à mesure de son développement pour former les 

futurs aquaculteurs, techniciens et chercheurs, acteurs de la 

production. 

4 






1 Informations générales 

1.1 Contexte de l’aquaculture au Cameroun 

L’aquaculture au Cameroun est dominée par la pisciculture. Celle-ci a été introduite dès 

1948 par l’administration coloniale. Les espèces choisies pour l’élevage à cette époque sont encore 

produites à ce jour, Oreochromis niloticus (tilapia) et Clarias gariepinus (silure) en association parfois 

avec Heterotis niloticus (kanga), Parachanna obscura (poisson à tête de serpent) et/ou Cyprinus 

carpio (carpe). Par la suite, plusieurs projets de développement ont été consacrés à la mise en place 

de stations gouvernementale de production, formation et appuis techniques pour l’élevage de ces 

espèces (une trentaine environ). A ce jour, leur fonctionnement est extrêmement réduit, la 

production d’alevins s’effectuant par le secteur privé ou bien par le simple prélèvement dans le 

milieu naturel. Cette dernière technique représente un risque important pour les écosystèmes 

aquatiques lorsqu’elle s’intensifie provoquant un déséquilibre écologique des populations 

aquatiques. Une des faiblesses de la production aquacole au Cameroun notamment en ce qui 

concerne actuellement le Tilapia, est l’absence d’un programme de sélection génétique. En effet 

Brummett et al, 2009 ; ont montré une diminution de la croissance des tilapias de 40% au Cameroun 

causée par une production d’alevins en bassin de reproducteurs non maîtrisée avec une faible 

diversité génétique de l’espèce en opposition à une progression de 60% pour les individus issus du 

programme international GIFT en référence à la souche sauvage. Ainsi, le Cameroun se trouve dans 

une situation soit d’importer des individus issus de souches améliorés soit de repartir d’individus 

sauvages avec une grande diversité génétique et de sélectionner génération après génération pour 

améliorer sa production. 

L’aquaculture au Cameroun est une des réponses face au défi de l’augmentation 

démographique de la population s’accompagnant d’une demande de plus en plus élevée en 

protéines animales. Cette réponse doit passer par la formation de spécialistes pour l’intensification 

durable des systèmes de production et l’augmentation de la croissance, c’est-à-dire, la production 

d’aliments adaptés pour l’aquaculture, l’apport d’énergie traduite en oxygène, aération et 

renouvellement d’eau dans les bassins ; associés aux biotechnologies pour le suivi génétique de la 

production d’alevins, la prévention des maladies et la sécurité alimentaire. 

1.2 Projet de pénéiculture sociale au Cameroun 

L’élevage de crevettes est une activité pionnière au Cameroun car il n’existe aucune 

expérience de pénéiculture antécédente dans ce pays. Le potentiel aquacole est très important avec 

plus de 400 km de zones côtières maritimes. Cependant, il est important de tenir compte des 

contraintes de l’élevage de crevettes. La maîtrise des risques environnementaux (destruction des 

mangroves) et l’emploi du type d’élevage intensif nécessitant une surface d’exploitation réduite sont 

essentiels. L’étude des espèces natives candidates à l’aquaculture doit limiter le besoin 

d’introduction d’espèces exotiques évitant les risques de perturbations biologiques dans le milieu 

naturel ainsi que les pathologies présentes dans les grandes zones d’élevage (ex : White Spot 

Syndrome Virus en pénéiculture). L’élevage de crevette peut s’orienter à la fois sur une 

commercialisation locale bénéficiant d’un prix de vente élevé (5000 CFA/kg) ou viser l’exportation 

vers les pays du Nord avec une production marquée par l’espèce native Farfantepenaeus notialis 

(Pérez Farfante, 1967) reflétant le développement durable d’une filière socialement équitable au 

Cameroun. 

5 






C’est dans cette voie que s’est inscrit le projet AQUASOL SA présidé par S.M. MADIBA 

SONGUE Salomon, Chef Supérieur Traditionnel Bakoko regroupant les Communautés côtières 

(peuple SAWA) et l’Association BLEU CAMEROUN (basée à Brive la Gaillarde en France et présidée 

par Mme TROCHERY Annie) autour de ce projet en partenariat avec l’IRAD (Institut de Recherche 

pour l’Agriculture et le Développement) et plus précisément son Centre Spécialisé de Recherche sur 

les Ecosystèmes Marins (CERECOMA à Kribi) permettant un soutien stratégique, logistique 

(bâtiments, espace en bordure de mer) et matériels ; CONCEPTO AZUL SA (entreprise spécialisée 

dans les biotechnologies appliquées à la crevetticulture basée en Equateur) soutenant le projet pour 

la partie scientifique. 

Inscrit dans une démarche participative, ce présent projet a pour objectif la formation de 

futurs éleveurs de crevettes. Le MINEPIA (Ministère de l’Elevage, des Pêches et des Industries 

Animales) et le MINJES (Ministère de la Jeunesse) encourage cette voie de développement par 

l’obtention de Crédits Etat venant en soutien aux professionnels privés souhaitant s’installer dans 

l’élevage avec une première expérience acquise sur une ferme de démonstration par exemple. 

Dans le cadre des programmes ACP Fish II financés par l’UE, la « STRUCTURATION DES 

MOYENS INTRA- INSTITUTIONNELS (PRIVES ET PUBLICS) ET DES RELATIONS INTER- 

INSTITUTIONNELLES AUX NIVEAUX NATIONAL ET INTERNATIONAL DANS LA FILIERE CREVETTICOLE AU 

CAMEROUN » ainsi que la «STRATEGIE DE RECHERCHE HALIEUTIQUE ET AQUACOLE AU 

CAMEROUN » sont décrites à ce jour. Le présent projet tient compte de l’ensemble des 

recommandations et objectifs de ces programmes. Il est notamment précisé qu’AQUASOL SA est en 

charge de la vulgarisation de l’élevage des crevettes par la « Dissémination des techniques par un 

encadrement approprié » et l’ISH (Institut des Sciences Halieutiques de Douala) représente le 

principal cycle de formation universitaire spécialisé en Aquaculture au Cameroun. 

Ainsi, le présent projet vise à la formation de futurs éleveurs pour la création de fermes de 

production respectant les recommandations de l’ensemble des parties prenantes. L’auto emploi 

constituant l’objectif à moyen terme du projet. 

1.3 Présentation du document 

Ainsi, ce Rapport Technique décrit l’ensemble des composantes ayant permis la formation 

de 10 futurs éleveurs aux bases de l’élevage de crevettes. Ce document s’accompagne en Annexe 1 

des termes de référence du projet, et en Annexe 2 d’un manuel des bases biologiques et 

physiologiques des pénéides utilisé au cours de l’atelier qui permet de définir concrètement les 

structures et modes de production pour le développement durable de l’élevage de crevettes. 

6 






2 Approche de la mission 

2.1 Préparation des activités 

Les activités sont composées d’une partie théorique et pratique. L’objectif est de mettre 

directement en application les notions théoriques abordées sur le site écloserie et production de 

reproducteurs CERECOMA-AQUASOL. Afin de réaliser ce programme, des préparations matérielles et 

techniques sont nécessaires. Une qualité de formation complète et efficace est assurée en 

regroupant les opérations réalisées en pratique couramment lors des séances afin d’illustrer les 

aspects théoriques. A partir du début du mois de février le préfinancement de 40% du projet a 

permis de mettre en fonctionnement le protocole précis pour la réalisation des activités pratiques. 

2.2 Sélection des participants 

La sélection des participants s’est effectuée directement en collaboration avec le Président 

d’AQUASOL, S.M. MADIBA SONGUE Salomon et l’Institut des Sciences Halieutique (ISH). 

L’objectif est de sélectionner des participants pouvant directement être impliqué au sein 

du projet global de développement de l’élevage de crevettes au Cameroun. Le partenariat AQUASOL 

SA-IRAD/CERECOMA représente la pépinière de jeunes futurs éleveurs et l’unique structure de 

production actuelle de crevettes en cours d’installation. 

Ainsi, ces participants sont intégrés à cette structure pionnière référence et sont pour 

certains en formation universitaire en option « Aquaculture » (Licence Professionnelle) à l’ISH ou 

« Fisheries » à l’université de Buéa (Master/PhD). 

Tableau I : Liste des participants aux activités 

Identité E.mail/Téléphone Qualité Organisme 

MAKOMBU Judith jmakombu@yahoo.fr 

Etudiante en OPED/Université de 

75 45 04 23 

Fisheries (PhD) Buéa 

MOTTO Isabelle mottoaloisa@yahoo.fr 

Biologiste 

AQUASOL SA 

97 22 27 74 

NDELLE NGABE makoge20002000@yahoo.co.uk Etudiant en Fisheries Université de Buéa 

Makoge 

94 56 45 36 

(Master II) 

KENFACK Annita carole_kenfack@yahoo.fr Etudiante en Institut des Sciences 

Carole 

95 86 21 54 

Aquaculture (3 ème Halieutiques de 

année Licence Yabassi. 

Professionnelle) 

BANAG Anne 

Etudiante en Institut des Sciences 

96 26 02 45 




BEKIMA Pascal 

Etudiant en Institut des Sciences 

98 38 33 49 




7 






MILO Hervé 

Etudiant en Institut des Sciences 

74 46 81 15 

Océanographie (3 ème Halieutiques de 



ESOKE Roger 99 47 83 01 Technicien AQUASOL SA 

SIANI Alex 99 27 17 25 Technicien AQUASOL SA 

BOKALI Francis 94 60 00 72 Technicien AQUASOL SA 

3 Organisation et méthodologie 

3.1 Chronogramme 

Le programme a tenu compte des problématiques liées à la production aquacole ainsi que 

la disponibilité des participants. Il est décrit dans le Tableau III. 

Tableau II : Chronogramme du projet. 

OBJECTIFS 

Réception du 

Préfinancement 

Recherche 

bibliographique 

Concertation 

avec les parties 

prenantes 

Recherche de 

géniteurs 

Aménagement 

Ponte et 

Larviculture 

Prise de 

contacts des 

participants 

Réalisation des 

Activités 

Atelier de 

validation du 

projet 

FEVRIER 2012 MARS 2012 AVRIL 2012 

S1 S2 S3 S4 S1 S2 S3 S4 S1 S2 S3 

X 

X 

X 

X 

X X X X 

X X X 

X 

X X X X 

8 






3.2 Déroulement et détailles de la mission 

3.2.1 Rythme de la formation 

Les activités débutent à 9h par une présentation théorique de 2 x 1h30. Un document 

diaporama est explicité comportant l’ensemble des aspects techniques abordés puis critiqués par 

différents exemples connus dans l’aquaculture mondiale. Ensuite une lecture détaillée de documents 

est assuré. La pause est effectuée à 12h. A 14h, les activités pratiques débutent pour s’achever entre 

16 et 17h. 

Figure 1: Participants aux activités théoriques et 

pratiques. 

3.2.2 Activité 1- Reproduction et maturation des reproducteurs. 

Cette activité s’est déroulée le 22 mars 2012. 

Thèmes abordés par la partie théorique 

- Le cycle biologique des crevettes pénéides 

- La récupération de reproducteurs sauvages 

- La quarantaine 

- La maturation en laboratoire 

- L’alimentation des reproducteurs 

- L’ablation d’un pédoncule oculaire 

- La fécondation et la ponte 

- La prévention des maladies 

- Représentation de différentes écloserie 

9 



Activités pratiques 




- Observation de femelles gravides et copulées 

- Transferts de mâles et femelles en salle de maturation 

Figure 2 : Femelle P. kerathurus copulée pour la ponte. 

Figure 3: Quarantaine Reproducteurs 

Figure 4: Salle de maturation 

L’équilibre du sexe ratio a pu être réalisé lors de cette activité pratique ainsi que le 

prélèvement d’une femelle pour la ponte. 

3.2.3 Activité 2 : Larviculture 


Eclosion et Développement embryonnaire 

Stades Nauplii 

Stades Zoé I, II, III 

Stades Mysis I, II, III 

Stade Post Larve 1 à 15 jours 

Production d’alimentation micro-algues 

Production d’alimentation Artémia 

Utilisation de la spiruline 

Osmorégulation et salinité 

10 







A B C 

Figure 5: Culture de micro-organismes aquatiques. 

(A) Souches de micro-algues, (B) Culture massive de micro-algues, (C) Eclosion d’artémia. 

A B C 

Figure 6 : Observation microscopique (A), Comptage (B) et Transfert de Post Larves (C). 

3.2.4 Activité 3 : Grossissement 


- Types de bassins intensifs 

- Oxygénation des bassins 

- Désinfection et Fertilisation 

- Acclimatation des post larves 

- Ensemencement 

- Alimentation 

- Renouvellement d’eau et suivi des paramètres bio chimique et physique 

- Bio flocs et périphyton 

- Pêche et transport 

11 







A 

B 

C 

D 

Figure 7 : Type de grossissement. 

Soudure de bâche (A), bassin avec serre (B), aérateur avec système de palette (C), Penaeus 

notialis élevé à Limbé (D) 

12 






3.2.5 Manuel de production 

- Structure de production d’AQUASOL/CERECOMA 

L’écloserie est située en bordure de mer et suffisamment éloignée des fleuves rejoignant la 

mer pour éviter l’afflux d’eaux douces (salinité supérieure à 25ppt) et les eaux trop chargées en 

matières en suspension. La zone est également sablonneuse permettant l’enfouissement sous sable 

à basse mer d’un drain ou « pointe » pour l’approvisionnement en eau de mer. 

La structure est composée de plusieurs unités : la salle de maturation (3 bassins de 3m²), la 

salle de ponte (3 bassins cylindro-coniques en ciment de 100 l) et d’éclosion (4 bassins en plastique ½ 

fut de 100 l), une salle larvaire (20 bassins type seaux de 100 litres), une salle post larvaire (12 bassins 

de 800 litres), un laboratoire de production de micro-algues (culture de 10ml à 15 litres) et 3 bassins 

de pré-grossissement de 12m². Une tuyauterie effectue la distribution de l’eau de mer dans chacune 

des unités. Une soufflante de 1,5 KWA propulsant 400 m 3 d’air /min assure l’aération de l’ensemble 

des bassins de la structure. La salle expérimentale est isolée avec une soufflante de 150 W. Deux 

groupes électrogènes (6 et 15 KWA) sécurisent l’alimentation électrique lors des coupures générales 

du secteur. 

Le pompage de l’eau de mer effectué par drain au captage, assure une eau claire que nous 

pouvons estimer à une filtration de 50 µm. L’eau utilisée en salle de ponte/éclosion, larviculture et 

laboratoire (algues et artémies) est filtrée par cartouches de 1 µm. 

Les rejets vers la mer sont acheminés dans les rigoles périphériques au bâtiment vers une 

fosse sablonneuse. L’eau douce provient du réseau général Camerounaise des Eaux, elle est 

employée directement pour le rinçage du petit matériel, des éviers sont placés dans chaque unité. 

Les petits équipements (épuisettes, cuvettes, récipients d’observation…) sont lavés et 

désinfectés dans un seau contenant 10 ppm de chlore après chaque utilisation. Après utilisation, les 

bassins suivent une procédure après utilisation de brossage et lavage avec détergent pour permettre 

aux particules et aux matières graisseuses d’être évacuées puis une désinfection à l’eau chlorée à 

12%. Le bassin est laissé pour le séchage à l’air ambiant. 

- Collecte des reproducteurs 

La collecte s’effectue auprès de la pêche artisanale (génération F0). Les pêcheurs conviés 

sont en possession de seaux de 10 litres facilement transportables en pirogues de pêche. C’est la 

pêche artisanale visant principalement la recherche de poissons benthiques avec des filets de fonds 

« sous-marins » qui prélève le plus de gambas. Il n’existe pas localement de pêche spécifique 

artisanale à la crevette. La pêche industrielle est difficilement accessible pour la récupération de 

reproducteurs compte tenu du faible nombre d’individus recherchés ne pouvant rentabiliser aux 

pêcheurs un débarquement spécifique pour l’écloserie. La limite est le nombre très aléatoire et la 

taille variable des crevettes livrées chaque jour. Economiquement, l’achat de crevettes 

reproductrices est fixé de 500 à 1000 CFA selon le poids de 25 à 40g, livrées vivantes à l’écloserie 

13 



- La quarantaine 




Chaque reproducteur est acclimaté à la salinité (10 minutes pour 1 ppt) et la température 

du bassin de quarantaine de 12 m² situé en zone extérieure. L’espèce la plus rencontré à cette 

période de l’année est Melicertus kerathurus (sous réserve d’une caractérisation moléculaire de 

l’espèce). Les futurs géniteurs sont restés minimum 15 jours avant d’accéder à la zone de 

maturation. 

- La maturation 

La densité d’animaux est portée à 8/m² soit 24 crevettes par bassin avec un ratio malesfemelles 

de 50-50. La circulation d’eau est permanente avec renouvellement de 200% par jour. Deux 

« air-lift » ou exhausteurs sont placés par bassin assurant une courantologie circulaire, la 

concentration au centre du bassin de matières en suspension et le maintien du taux d’oxygène de 

l’eau >6 g/litre. La température est maintenue à 30°C par des résistances électriques de 300W, la 

salinité entre 28 et 30 ppt, le pH entre 7,5 et 8,5 et le taux d’ammoniaque




La ponte 

Si les femelles ne sont pas gravides et copulées naturellement, l’ablation d’un pédoncule 

oculaire est pratiquée pour obtenir un taux de développement ovarien optimal. La Gonad Inhibitory 

Hormon (GIH) est produite dans le complexe neuro-sécréteur de l’œil. Cette hormone est dans la 

nature sécrétée pendant la saison non favorable à la ponte et est absente ou présente à de faibles 

taux au cours de la saison de ponte. La faiblesse de beaucoup de pénéides à régulièrement 

développer des ovaires matures en captivité (stress) est en fonction du taux de GIH, et l’ablation 

oculaire abaisse la quantité de GIH dans l’hémolymphe permettant aux femelles d’être en cycle de 

maturation permanent. L’ablation oculaire par ligature d’un pédoncule des femelles est effectuée au 

stade d’inter-mue (exosquelette rigide) minimum 7 jours après la constitution du bassin de 

reproducteurs pour s’assurer que les animaux sont bien acclimatés. 

L’observation par transparence des lobes ovariens en regardant la face dorsale de 

l’abdomen des femelles est effectuée à 19h dans l’obscurité avec une lampe. La coloration des 

ovaires est très importante pour déterminer le degré de maturité des femelles. Généralement, vert 

ou gris vert foncé est la couleur typique des sacs ovariens. Quelque fois, la coloration n’est pas 

distincte. Le degré de maturité aussi peut être déterminé en observant le lobe médian de l’ovaire à 

travers la fine membrane entre la carapace et l’abdomen. Un bon développement montre un lobe 

noir et large avec une structure granuleuse (stade IV). 

Les femelles ayant copulé sont prélevées de leur bassin de maturation et placées en salle 

de ponte dans l’obscurité, individuellement dans un bassin cylindro-conique en ciment, contenant 

100 litres d’eau filtrée à 1µm sans aération. Les femelles pondent au cours de la nuit. 

Après la ponte, les femelles identifiées sont pesées et acheminées dans leur bassin de 

maturation respectif. Les bassins de ponte peuvent être vidangés lentement à travers une première 

maille de 300 µm pour retenir les fèces et laissant passer les œufs. Une maille de 100 µm 

partiellement submergée collecte les œufs. Ensuite, ils sont rincés avec de l’eau filtrée à 1µm. 

Un comptage volumétrique dans 10 litres d’eau est réalisé après homogénéisation avec 3 

prélèvements à la pipette pasteur d’un volume de 1 ml. La fécondité des femelles est déterminée. 

Les œufs sont rincés pendant 5 min à la même salinité et température que l’eau du bassin 

d’éclosion et transférés dans ce dernier. 3 échantillons d’environ 100 œufs sont observés au 

microscope optique pour comptabiliser les œufs fécondés, nous calculons le taux de fécondation (nb 

œufs fécondés / nb d’œufs comptés) et le nombre total d’œufs fécondés (taux de fécondation * nb 

d’œufs récoltés). 

L’éclosion (Jour O) 

Trois bassins d’éclosions de 100 litres sont disponibles. Nous ajoutons à l’eau filtrée à 1µm. 

Les œufs se maintiennent dans la colonne d’eau avec une légère aération au centre du bassin légère. 

Les œufs fécondés éclosent dans les 12 à 15 heures après la ponte à 30°C. Les bassins d’éclosion sont 

maintenus avec un éclairage permanent. Les Nauplii changent de stade toutes les 6 heures. Il existe 5 

stades de Nauplii soit 30 heures environ au total. Leur alimentation est endogène. 

Nous récoltons les Nauplii IV le lendemain à partir de 7h (J1) soit environ à 18h après 

l’éclosion. Les Nauplii sont photosensibles, ils peuvent être concentrés avec une source de lumière et 

prélevés avec une maille de 100µm. 

15 






Les Nauplii ne recherchant pas la lumière ne sont pas conservés, traduisant des 

déformations ou un mauvais développement. Un comptage volumétrique des Nauplii est effectué 

selon le même protocole que les œufs, puis ils sont rincés avec l’eau utilisée en élevage larvaire pour 

l’acclimatation. Les stades Nauplii à Mysis sont planctoniques, les larves sont avec une aération 

constante à partir du fond du bassin. L’alimentation larvaire est détaillée en ANNEXE 1. 

Stades Nauplii IV à V (J1) 

Les bassins d’élevage sont remplis à 50 % de leur capacité avec une eau filtrée, désinfectée, 

à une salinité de 25 à 30 ppt, et une température de 30°C. Ils sont stockés à une densité de 100 

Nauplii III / litre soit 10 000 Nauplii/bassin. Trois bassins de larves sont constitués. Le reste de Nauplii 

est rejeté. 

Stades Zoé 1, 2, 3 (J1 à J4) 

A partir de 18h le Jour 1, les larves muent au stade Zoé 1. L’alimentation au stade Zoé est 

assurée par l’apport d’une culture d’algues diatomées purifiées vivantes (Thalassiosira pseudonana), 

maintenue entre 80 et 130 000 cellules/ml dans les bassins de larves. Chaque stade Zoé dure 24h. 

Nous complétons équitablement le volume d’eau chaque jour jusqu’à 100% de remplissage à J4. 

Stades Mysis 1, 2, 3 (J4 à J7) 

Au stade Mysis 1, nous débutons l’alimentation avec des Nauplii d’artémia. A l’aide d’une 

maille de 200 µm, nous renouvelons 30% de l’eau chaque jour après avoir stoppé pendant 5 minutes 

l’aération. Par siphon, nous retirons un maximum de fèces et de matières en suspension décantées. 

Ce processus sera le même jusqu’à la fin de l’élevage larvaire sauf à PL1. 

Les post-larves de 0 à 20 jours (J7-J30) 

Au stade Post Larves de 1 jour (PL1), les larves deviennent benthiques. Nous récoltons les 

larves totalement pour un comptage volumétrique. 90 % de l’eau est renouvelée. Nous déterminons 

le taux de survie de Nauplii à PL1. Cette opération est renouvelée à PL20. 

Stratégie de la ferme familiale 

Il est défini par le document stratégique du développement de la pénéiculture au 

Cameroun (ACP Fish, 2011) qu’AQUASOL SA constituera plusieurs piliers de production pour assurer 

la durabilité des activités pénéicoles : 

- Sélection de reproducteurs et approvisionnement en Post Larves, 

- Production d’aliments, 

- Biotechnologies associées à l’élevage de crevettes, 

- Vulgarisation de l’élevage. 

Ainsi, chaque unité familiale bénéficiera d’un suivi permanant par les techniciens 

d’AQUASOL. Le type de production sera intensif à hyper intensif (1 à 2 kg de production/m²) pour 

assurer une rentabilité élevé de petites structures de production. 

16 






La principale contrainte technique sera l’accès à l’énergie pour le fonctionnement de 

soufflantes (bassins inférieurs à 500 m²) ou hydroéjecteurs pour l’approvisionnement en oxygène des 

crevettes. La figure ci-dessous représente un exemple de structure de production intensive. 

Figure 8 : Culture hyper-intensive de crevette sous serre (Equateur). 

La seconde contrainte sera de limiter les variations importantes de la température de l’eau 

entre le jour et la nuit (entre 28 et 30°C) ainsi que la salinité lors de la saison des pluies. Il est 

facilement concevable de couvrir les bassins par une serre en utilisant un plastique agricole 

transparent. 

Enfin, les techniques basées sur la production de « floc » avec l’utilisation de carbohydrates 

(mélasse, glucides) permettront d’assurer un cycle biologique complet dans les bassins par une 

dégradation efficace de l’ammoniaque en nitrite puis nitrate pouvant être réutilisé par des microalgues 

(diatomées, cyanobactéries spiruline). Le recyclage de la matière organique dans les bassins 

améliorera la qualité de l’eau en élevage induisant un renouvellement plus faible (5 à 10%). 

Le cycle de production 

Figure 9 : Cycle de production de la 

filière élevage de crevettes. 

17 






Le cycle de production est basé sur l’approvisionnement en Post Larves de 20 à 30 jours à 

l’écloserie AQUASOL puis un grossissement en deux phases pour permettre une rotation des 

structures rapides et une stabilité des ventes chaque mois (Figure 9). Un bassin destiné à une 

production de micro-algues et un bassin pour la constitution de biomasse d’Artemia salina s’ajoute à 

cette structure à partir de souches cultivées à l’écloserie. 

Le bassin d’algues 

Il s’agit d’un bassin de 1m 3 + 

enrichi en nutriments minéraux NH 4 (0.5mMl -1 −3 

), PO 4 

(0.14mMl −1 ), Fe +3 (24 mMl −1 ) et Si 2 O − 3 (0.56 mM l −1 ) visant une production concentrée de micro 

algues en 7jours à partir de 10 litres d’inoculas pouvant par la suite enrichir la production d’artémia. 

Les espèces employées sont Chaetoceros gracilis, Tetraselmis tetrathele et Navicula cf lenzi, 

disponibles commercialement et couramment produites en écloserie de crevettes et de bivalves. 

Le bassin d’artémia 

Ce bassin de 1 m 3 permet la production d’une biomasse d’Artemia salina adultes nourries 

avec les algues et se reproduisant en continu. L’ensemencement s’effectue à partir de cystes 

décapsulés et éclos à une concentration de 10 Nauplii/ml. 20 jours sont nécessaires à la première 

génération après décapsulation des cystes pour obtenir des adultes. Ensuite, les artémia pondent à 

nouveau et une quantité égouttée de 50 g d’artémia adultes est prélevée tous les jours pour nourrir 

les larves en pré-grossissement le premier mois. 

Les bassins de pré-grossissement et grossissement 

Ces bassins sont construits à partir d’une fondation en béton puis en planche ceinturées par 

une armature en fer. Nous bénéficions au Cameroun de bois très résistants à la moisissure par l’eau 

(« padouk ») ce qui assure une durabilité à ce type de structure. Une bâche agricole s’ajoute pour 

l’étanchéité de ces bassins. Une bâche transparente peut recouvrir les bassins de pré-grossissement 

la nuit et dans la saison plus froide pour maintenir la température à plus de 28°C. Une aération par 

soufflante assure le maintien du taux d’oxygène dans l’eau. 

3 bassins fonctionnent en rotation : pendant 4 semaines, les bassins sont préparés à 

recevoir les Post Larves avec une fertilisation organique (lisiers de volailles), l’ajout de substrats 

aquatiques (feuilles de palmiers, bambou, géotextile…) augmentant la surface de périphyton (Azim et 

al., 2003 ; Kathoon et al., 2007). Nous ensemençons 500 PL/m 3 alimentées biologiquement le 

premier mois d’élevage avec un apport très réduit d’aliment artificiel. Ensuite nous apportons des 

petites quantités d’aliments artificiels pour assurer une croissance optimale. A la fin du second mois 

d’élevage, les crevettes sont transférées en bassins de grossissement à environ 6g. 

Après 8 semaines d’élevage, les crevettes sont transférées dans les bassins de grossissement 

régulant la densité d’élevage avec un objectif de 1,5 kg/m 3 lors de la récolte. Ces bassins sont nourris 

toutes les 4 heures. Le fermier a un mois de délai pour la vente, ce qui lui permet de vendre des 

petites quantités chaque jour au meilleur prix sur le marché. La production totale par mois et par 

cycle est estimée à 70kg avec plusieurs récoltes. 

18 






3.2.6 Activité 4 : Approche Technico-Economique 

L’approche technique et économique a permis de mettre en évidence la réalisation d’une 

production de crevettes rentable. L’ensemble des estimations seront à confirmer par une expérience 

réelle à grande échelle. Cette étude a pour premier objectif de transmettre la méthode à suivre pour 

estimer la rentabilité d’une production et évaluer les différents coûts. 

Exemple d’Unité moyenne de 4t/an 

Tableau IV : Dimensions des bassins d’une unité moyenne 

Diamètre (m) Hauteur (m) Volume (m³) Surface (m²) 

Pré-grossissement 6 1,4 39,58 28,27 

Grossissement 10 1,4 109,96 78,54 

Tableau V : Investissements pour une ferme produisant 4 tonnes/an (CFA) 

Désignation Prix par unité Quantités Total 

Bassins d'algues et artémia 100 000 2 200 000 

Bassins de pré-grossissement 255 000 3 765 000 

Bassins de grossissement 400 000 3 1 200 000 

Bâche agricole 60 000 7 420 000 

Pompe 380 000 2 760 000 

Soufflante 1 kW 800 000 2 1600 000 

Groupe 2 KVA 200 000 2 400 000 

Bouteille d'oxygène 140 000 1 140 000 

Substrats aquatiques 200 84 4 200 

Tubes d'aération 1 300 200 65 000 

Vannes et tuyaux 300 000 1 200 000 

Matériel d'analyses 500 000 1 500 000 

Main d'œuvre 600 000 1 200 000 

Autres 200 000 200 000 

Total 6 654 200 

Total bassin (amorti sur 10 ans) 2 165 000 

Total autres (amorti sur 4 ans) 4 489 200 

19 






Tableau VI : Charges variables (CFA). 

Postes de dépenses Prix par unité (CFA) Total/an Coût/kg crevettes 

Post Larves 5,6 1 860 000 465 

Aliments 600 3 600 000 900 

Electricité 100 912 000 228 

Autres 400 000 100 

Total 6 772 000 1693 

Tableau VII : Amortissement pour une unité moyenne (CFA) 

Infrastructures/matériels Investissement Durée Amortissement/an 

Total bassins 2 165 000 10 ans 216 500 

Total autres 4 489 200 4 ans 1 122 300 

Total 6 654 200 1 338 800 

Main d’œuvre de 1 440 000 CFA/an pour 2 à 3 personnes. 

Fond de roulement de six mois soit 2 tonnes de production : 

720 000 + 2 996 000 = 3 716 000 CFA. 

Emprunt : 3 716 000 + 6 654 200 = 10 370 200 CFA 

Charges financière : 10% x 10 370 200 = 1 370 200 CFA 

Tableau VIII : Charge fixes avec emprunt à un taux de 10% pour 4t de production/an (CFA): 

Total/an Coût/kg crevettes 

Main d’œuvre 1 440 000 360 

Amortissement 1 338 800 335 

Coût financiers 1 370 200 342 

Total 4 149 000 1 037 

Tableau IX : Marge bénéficiaire pour une unité moyenne (CFA) 

Par an 

Par kg de crevettes 

Coûts variables 6 772 000 1693 

Coûts fixes 4 149 000 1 037 

Total 10 921 000 2 630 

Vente 20.000.000 5000 

Marge brute 9 079 000 2 370 

20 






Tableau X : Devis estimatif bassin en béton/planche 27m² 

Désignation Quantités/bassin Prix unitaire TOTAL 

Fondation en béton 

Ciment Cimencam 50 kg 5 4 850 24 250 

Camion Sable gros grains 1 12 000 12 000 

Camion Sable de rivière 0,5 20 000 10 000 

Sachet Sikalite 5 1 500 7 500 

Brouette de Graviers Concassé 5 5 000 25 000 

Fer de 8 mm 6 2 900 17 400 

Fer de 6mm 2 1 500 3 000 

Rouleau Fil d'attache 1 1 500 1 500 

Lattes 1 2 000 2 000 

Contre Plaqués 4 4 000 16 000 

5kg de Pointes 80 1 1 000 1 000 

3kg de Pointes de 5 1 1 000 1 000 

Main d'Œuvre 30 000 

Sous Total 150 650 

Paroi en Planches 

Planches brutes de 400x30x4 cm 10 6 000 60 000 

Usinage 10 2 500 25 000 

Sous Total 85 000 

Transport total 20 000 

TOTAL 255 650 

21 






4 Résultats saillants 

- Assimilation des compétences et approfondissement des connaissances 

- Ecriture d’un support théorique 

- Participation aux séances 

- Poursuite d’activités (prise en stage de longue durée pour la majorité des participants à 

l’atelier), agents formés pour la création de fermes de production. 

5 Mise en œuvre financière 

Ce présent projet a été mise en œuvre à partir d’un préfinancement de 40% du montant 

total soit 3 992 euros (2 618 580 CFA). Ci-dessous le tableau récapitulatif des frais effectués pour la 

conduite du projet : 

Tableau XI : Mise en œuvre financière. 

Désignation 

Per diem des 10 participants à l’atelier de 

formation 

Unité 

Nombre 

d’unités 

Coût 

unitaire 

Total (CFA) 

Jour 10x4 30 000 1 200 000 

Transport des 10 participants à l’atelier voyage 10x1 15 000 150 000 

Pauses Café 2 fois par jour Jour (4x14) x 2 2 500 280 000 

Petits Matériels divers 

Matériel labo 

Voir 

factures 

Voir 

factures 

Voir 

factures 

Voir 

factures 

Voir 

factures 

Voir 

factures 

82 400 

22 000 

Reproducteurs Crevettes 100 1 000 100 000 

Cubitainer 1 1 101 800 101 800 

Moulin broyeur pour l’aliment 1 1 225 000 225 000 

Aliments kg 20 500 10 000 

Location véhicule avec chauffeur et carburant 

durant 5 jours 

Jour 5 75 000 375 000 

TOTAL CFA 2 546 200 

TOTAL Euros 3 887 

22 






6 Conclusion et recommandations 

Le présent projet portant sur la vulgarisation des résultats dans le domaine de la 

pénéiculture fut conduit dans de bonnes conditions avec une sélection de participants judicieuse 

pour la continuité du projet global. Par exemple, les 4 étudiants de l’Institut des Sciences 

Halieutiques effectuent leur stage de niveau 3 au sein de l’équipe AQUASOL SA-IRAD et pourront se 

spécialiser dans un domaine précis. 

L’ensemble des aspects ont été abordé donnant les bases aquacoles de l’élevage de 

crevettes ainsi qu’un regard éclairé sur le futur de l’élevage de crevettes au Cameroun. Du fait de la 

disponibilité des participants et des facteurs propres à l’activité (recherche de reproducteurs, mise 

en place matériel…) toujours en cours d’extension, le chronogramme a été élargi pour effectuer une 

formation complète. 

Cependant, nous observons la nécessité de poursuivre ce type d’activité de vulgarisation à 

mesure que le projet global s’étend dans les communautés côtières. De plus, des formations 

spécialisées dans les domaines de recherche appliqués à l’aquaculture (amélioration génétique, 

diagnostic moléculaire des pathologies, immunologie, microbiologie moléculaire et gnotobiologie) 

seront indispensables pour pérenniser l’activité à travers l’amélioration de la croissance des 

crevettes, la prévention des maladies et l’utilisation raisonnée d’aliment artificiel. Les spécialistes de 

CONCEPTO AZUL SA maîtrisent l’ensemble de ces compétences, ce transfert de technologies doit être 

soutenu. L’accompagnement financier et comptable, l’assistance au montage de micro-projet 

favorisera aussi l’auto emploi dans ce domaine avec le soutien du MINEPIA ou du MINJES. 

Pour finir, je tiens à remercier l’ensemble des acteurs participants à ce projet, plus 

particulièrement Dr NJIFONDJOU, Dr BOUBA, S.M. MADIBA SONGUE et Dr ONANA pour leur soutien 

et leur contribution au développement de l’élevage de crevettes intensif et familial au Cameroun qui 

représente à ce jour l’unique expérience de ce type en Afrique Centrale. 

23 






ANNEXE 1 

Liste des personnes concertées 

Nom Fonction Contact 

Dr NJIFONDJOU Oumarou Manager Régionale-ACP Fish II Tel 77 61 91 49 

Dr BOUBA Samuel Point Focal, Sous-Directeur 

Direction des Pêches et 

Aquaculture 

Dr ONANA Joseph 

Chef de Centre CERECOMA- 

IRAD KRIBI 

o.njifonjou@acpfish2-eu.org 

Tel 99855761 

boubasamuel2002@yahoo.fr 

Tel 99 79 56 39 

onanajo2003@yahoo.fr 

S.M. MADIBA SONGUE Président AQUASOL SA Tel 99 97 11 80 

Salomon 

madibasalomon@yahoo.fr 

Mme TROCHERY Annie Présidente Ass. BLEU Tel 0033 607727812 

CAMEROUN 

anniearsene@wanadoo.fr 

Dr MIALHE Eric Directeur Scientifique- ericmialhe@yahoo.fr 

CONCEPTO AZUL 

MAKOMBU Judith Doctorante Université de Buéa jmakombu@yahoo.fr 

75 45 04 23 

MOTTO Isabelle Biologiste AQUASOL SA mottoaloisa@yahoo.fr 

97 22 27 74 

NDELLE NGABE Makoge Master Université de Buéa makoge20002000@yahoo.co.uk 

94 56 45 36 

KENFACK Annita Carole Licence 3 Institut des Sciences 

Halieutiques de Yabassi. 

carole_kenfack@yahoo.fr 

95 86 21 54 

BANAG Anne 

Licence 3 Institut des Sciences 

Halieutiques de Yabassi. 96 26 02 45 

BEKIMA Pascal 



MILO Hervé 



ESOKE Roger Technicien AQUASOL SA 99 47 83 01 

SIANI Alex Technicien AQUASOL SA 99 27 17 25 

BOKALI Francis Technicien AQUASOL SA 94 60 00 72 

24 






ANNEXE 2 

Projet A4 - Termes de Référence 

Projet 

Intitulé du 

Pilote de développement de la pénéiculture communautaire à l’IRAD- 

AQUASOL SA au Cameroun : vulgarisation des résultats 

Coût estimé: 9980 euros. 

Références 

dans le plan d’action 

Superviseu 

r administratif 

Superviseu 

r Technique 

Contexte 

Activité 3.1, N° Projet : A9, Budget :




Au Cameroun, l’entreprise AQUASOL SA sous l’égide de SM Salomon 

MADIBA SONGUE souhaitant vulgariser l’élevage de crevettes dans les 

communautés côtières, en partenariat avec l’IRAD et avec le soutien de l’équipe 

scientifique de Vige International et Concepto Azul spécialisée sur les 

biotechnologies appliquées à l’aquaculture (diagnostiques des pathologies de 

crevettes, immunologie, sélection génétique, identification de probiotiques et 

domestication de la microfaune associée à l’élevage de crevettes) ont mis en place 

une écloserie de crevettes à Kribi où des premiers résultats d’élevage ont conduit à 

une première génération en captivité pour les espèces Penaeus notialis et Penaeus 

kerathurus transférées en grossissement sur le site IRAD de Limbé-Batoké. 

Il s’agit à ce jour de porter notre action sur la formation de futurs 

aquaculteurs devant s’approprier les différentes techniques d’élevage et moyens 

présents au Cameroun. Pour cela, le site écloserie de Kribi situé au Centre 

Spécialisé de Recherche sur les Ecosystèmes Marins représente l’ensemble des 

phases de l’élevage des crevettes et un lieu de formation idéal. 

Objectifs Introduction de l’élevage de crevettes au Cameroun ; 

Activités à 

réaliser par le 

Consultant 

attendus 

Résultats 

Format de 

chaque rapport 

Initiation de futurs aquaculteurs pionniers avec une formation basique en 

pénéiculture. 

Le Consultant mènera les activités suivantes : 

Revue documentaire sur l’aquaculture et le développement et l’élevage de 

crevettes à petite échelle ; 

Constitution d’un document de base sur les techniques applicables au 

Cameroun en pénéiculture ; 

Mise en place du programme de formation théorique et pratique des futurs 

aquaculteurs; 

Identification des futurs aquaculteurs ; 

Accompagnement à Kribi sur le site écloserie AQUASOL IRAD et étude 

des techniques de production ; 

Exécution du programme de formation ; 

Séance de restitution et validation de l’étude ; 

Rapports provisoire et final. 

L’élevage de crevettes au Cameroun est débuter sur le pilote de 

développement ; 

Les futurs aquaculteurs sont formés aux pratiques basiques de l’élevage de 

crevettes. 

Format: 

26 



Validation 

des rapports 




photos 

MS Word 

Pages numérotées 

Structure: 

Les pages de titre au format du model fourni 

Table des matières à trois niveaux seulement 

Liste des annexes, Liste des tableaux, Liste des graphiques, Liste des 

Abréviations et acronymes 

Résumé (1 à 2 pages), en français et en anglais 

Rapport principal (maximum 20 pages) 

Conclusions et recommandations (chaque recommandation doit être 

précédée d’une conclusion), émanant du rapport principal 

Annexes 

Annexe 1 : Termes de référence 

Annexe 2 : Programme et personnes rencontrés (contacts inclus) 

Annexe 3: Itinéraires 

La DGPA et l’UFR Gabon feront des commentaires sur les rapports 

provisoire et final, qui seront ensuite soumis à l’Unité de Coordination à Bruxelles 

pour validation avant paiement. 

Durée Nombre de jours alloués au Consultant en fonction des activités : 

Date 

début du projet 

de 

° 

N 

Activité 

1 Voyage international/régional 

2 Visites de prise de contact, présentation 

de la méthodologie et plan de travail 

urée 

(jours) 

3 Recherche et revue documentaire 2 

5 

Réalisation du programme de formation 

en aquaculture à Kribi et ses environs 8 

6 Préparation du rapport technique 

provisoire 

7 Réunion de restitution et validation du 

rapport technique provisoire 

8 Finalisation du Rapport Technique 

Définitif (RTD) 

Mai 2011 

Durée totale (jours ouvrables) 1 

4 

D 

1 

1 

1 

1 

27 






Délais pour 

la remise des 

rapports et le 

paiement des 

honoraires 

Expérience 

et qualifications du 

Consultant 

Localisatio 

n et voyages 

Le Consultant doit présenter un rapport technique provisoire (RTP), 5 

jours après la fin de la mission de terrain. Les commentaires et observations des 

autorités en charge des pêches et de l’UC/ UFR doivent parvenir au Consultant au 

plus tard 10 jours après. 

Le rapport technique définitif (RTD) qui prendra en compte les différentes 

observations doit être rendu 20 jours après la fin de la mission. 

Programme de paiement : une avance égale à la somme des dépenses 

accessoires (perdiems/DSA, missions/voyages et autres provisions), sera payée à la 

signature du contrat, ou tout au moins au début du travail de terrain. Le reliquat sera 

payé après la validation du rapport final par l’Unité de Coordination à Bruxelles. 

Diplôme de niveau supérieur en aquaculture ; 

Bonne maîtrise du français et aptitude à la rédaction des rapports ; 

Un minimum de 3 ans d’expérience dans les domaines de la pénéiculture, et 

compétence à réaliser les tâches décrites dans les TDR ; 

Expérience dans l’évaluation technique et économique des systèmes 

aquacoles de production; 

Connaissance du contexte national du secteur aquacole, l’expérience de 

travail avec les autorités en charge de ce secteur étant un avantage. 

L’étude va se dérouler au Cameroun pendant 14 jours ouvrables. Les 

missions de terrain se dérouleront à Kribi et ses alentours. 

28 






ANNEXE 3 

Synthèse des bases biologiques des pénéides 

Gaudin Guillaume 

29 



Table des matières 




1 RAPPEL BIOLOGIQUE DES CREVETTES PÉNÉIDES. .................................................................................. 31 

1.1 TAXONOMIE ........................................................................................................................................... 31 

1.2 MORPHOLOGIE EXTERNE ........................................................................................................................... 31 

1.3 L’APPAREIL DIGESTIF ................................................................................................................................ 32 

1.4 LA GAMÉTOGENÈSE .................................................................................................................................. 32 

1.4.1 Spermatogenèse ............................................................................................................................. 32 

1.4.2 Ovogenèse ...................................................................................................................................... 32 

1.5 MÉCANISME DE LA REPRODUCTION.............................................................................................................. 34 

1.5.1 Fécondité ........................................................................................................................................ 36 

1.5.2 La copulation .................................................................................................................................. 36 

1.5.3 La ponte .......................................................................................................................................... 36 

1.5.4 La fécondation des ovocytes ........................................................................................................... 37 

1.6 CYCLE DE VIE NATUREL .............................................................................................................................. 37 

1.7 STADES LARVAIRES ................................................................................................................................... 38 

1.7.1 Stades Nauplii ................................................................................................................................. 38 

1.7.2 Stades Zoea .................................................................................................................................... 39 

1.7.3 Stades Mysis ................................................................................................................................... 40 

1.7.4 Stades Post-Larve ........................................................................................................................... 41 

1.8 LE CYCLE DE MUE ..................................................................................................................................... 41 

1.8.1 Post-mue ........................................................................................................................................ 42 

1.8.2 Intermue ......................................................................................................................................... 42 

1.8.3 Pré-mue (ou proecdysis) ................................................................................................................. 42 

1.8.4 La mue (ecdysis)-exuviation ........................................................................................................... 43 

1.9 LA RESPIRATION ...................................................................................................................................... 43 

1.10 L’OSMORÉGULATION ................................................................................................................................ 43 

2 FACTEURS ABIOTIQUES DU BIOTOPE DES PÉNÉIDES TROPICALES ................................................................ 45 

2.1 LA LUMINOSITÉ ....................................................................................................................................... 45 

2.2 LE PH ................................................................................................................................................... 45 

2.3 TEMPÉRATURE ET SALINITÉ ........................................................................................................................ 45 

2.4 LE SUBSTRAT .......................................................................................................................................... 46 

2.5 CONCENTRATION EN OXYGÈNE.................................................................................................................... 46 

2.6 L’AMMONIAQUE NH3/NH4 .................................................................................................................... 46 

2.7 LA DURETÉ ............................................................................................................................................. 47 

3 BIOLOGIE DE L’ALIMENTATION ......................................................................................................................... 48 

4 DIGESTIBILITÉ ET MÉCANISMES ÉNERGÉTIQUES ............................................................................................. 49 

4.1 LES PROTÉINES ........................................................................................................................................ 49 

4.1.1 Le taux protéique ............................................................................................................................ 50 

4.1.2 Les acides aminés ........................................................................................................................... 50 

4.2 LES LIPIDES ............................................................................................................................................ 50 

4.2.1 Les acides gras ................................................................................................................................ 50 

4.2.2 Cholestérol...................................................................................................................................... 51 

4.3 LES VITAMINES........................................................................................................................................ 51 

4.3.1 Acide Ascorbique-Vitamine C.......................................................................................................... 51 

4.3.2 Vitamine E ...................................................................................................................................... 51 

4.4 LES MINÉRAUX ........................................................................................................................................ 52 

4.4.1 Le calcium ....................................................................................................................................... 52 

4.4.2 Le phosphore .................................................................................................................................. 52 

4.4.3 Sodium, potassium et chlore .......................................................................................................... 52 

4.4.4 Magnésium..................................................................................................................................... 53 

4.4.5 Soufre ............................................................................................................................................. 53 

30 






1 Rappel biologique des crevettes pénéides. 

1.1 Taxonomie 

La taxonomie est la science qui a pour objet de décrire les organismes vivants et de les 

regrouper en entités appelées taxons afin de les identifier puis les nommer, et enfin les classer. Elle 

complète la systématique qui est la science qui organise le classement. 

Taxonomie des crevettes pénéides : 

Embranchement: Arthropoda 

Sous Embranchement: Crustacea 

Classe: Malacostracae 

Sous Classe: Eumalacostracae 

Super ordre: Eucaridae 

Ordre: Decapoda 

Sous Ordre: Natantia 

Super famille: Penaeoidea 

Famille: Penaeidae 

Genre: Penaeus 

Espèce: notialis, kerathurus, vannamei, monodon, japonicus, 

indicus, merguiensis, chinensis 

1.2 Morphologie externe 

Les Penaeidae possèdent un corps allongé, latéralement compressé, avec un développement 

important de l’abdomen adapté pour la nage. Chaque segment est enfermé par un tégument dorsal 

et un sternum ventral. 

La tête (5 segments) et le thorax (8 segments) sont fusionnés à l’intérieur d’un 

céphalothorax complètement recouvert par une carapace. L’abdomen est formé de six segments, les 

cinq premiers portent une paire de pléopodes, le dernier segment abdominal une paire d’uropodes 

(Figure 1). 

Figure 1 : Crustacé. Les différentes parties du corps (tagmes) et leurs appendices (Auguste Le Roux, 

2008). 

31 






1.3 L’appareil digestif 

A-Anus 

R- 

P.D- 

MG-Intestin medium 

DG-Glande 

Digestive 

AD- 

Prov- 

M-Bouche 

Oes-Oesophage 

Figure 2 : Morphologie du tractus digestif des crevettes. 

La morphologie du tractus digestif chez les Penaeidae est similaire à la plupart des 

décapodes. Il est divisé à l’intérieur d’un complexe, un intestin antérieur (foregut), une glande 

digestive compacte suivie par un long tubulaire jusqu’au rectum. Les principales fonctions de 

l’intestin sont la sécrétion d’enzyme digestive et l’absorption de nutriments. L’intestin débute 

dans le céphalothorax sur la face dorsale, parcourt l’abdomen jusqu’au rectum (Figure 2). 

1.4 La gamétogenèse 

1.4.1 Spermatogenèse 

La spermatogenèse débute dans la région germinative périphérique des tubules 

testiculaire, quand la spermatogonie entre en prophase de méiose. 

La partie proximale des vases déférents est composée d'un épithélium sécréteur et divisée 

en deux conduits. Le premier contient des blocs des spermatozoïdes, qui sont rendus compacts dans 

une matrice; le second, plus petit, ne contient pas des spermatozoïdes. La séparation des deux 

conduits est inachevée en dessous des vases déférents, mais un septum partiel persiste à l'ampoule 

terminale, où le spermatophore est rendu compact. 

Les spermatophores sont libérés en paire, un de chaque côté du système de reproduction. 

La masse de sperme émerge premièrement, les deux spermatophores sont pressés ensembles pour 

former un complexe spermatophorique 

1.4.2 Ovogenèse 

La maturation ovarienne est accompagnée par des changements macroscopiques dans 

l’ovaire, qui peuvent être estimé sans observation microscopique. Ainsi, le processus a été divisé par 

des stades correspondant à l’apparence externe des ovaires. 

32 






Stade 1. Les lobes ovariens sont translucides et plus petit que le diamètre de l’intestin. Début de 

formation des ovocytes. 

Stage 2. Les lobes ovariens sont opaques et avec un diamètre similaire à l’intestin, les ovocytes 

augmentent en taille 

Stage 3. Les lobes ovariens sont jaunâtres et plus larges en diamètre que l’intestin (sac vitellin 

s’accumulant dans les ovocytes). 

Stage 4. Les lobes ovariens sont profondément pigmentés et occupent la face dorsale du corps, 

ovocytes matures. 

Stage 5. Ovaires passés, lobes flasques, ovules commençant leurs résorptions. 

Au stade 3 et 4, les ovaires sont visibles à 

travers le tégument de la crevette vivante. La 

couleur des ovaires s’intensifie au fur et à mesure 

que l’animal se rapproche de la ponte mais la 

couleur finale varie selon les espèces. Souvent 

“vert-olive” la couleur peut aussi être plus proche 

du gris, légèrement pigmentée jaune orange 

(Figure 3). 

Figure 3 : Stade maturation ovarienne des crevettes. 

33 






1.5 Mécanisme de la reproduction 

Les Pénéides sont dimoïques, les structures externes du système génital sont les majeurs 

dispositifs dimorphiques. Le male possède deux paires d’appendices abdominaux modifiés sur le 

premier et le deuxième segment (le petasma et l‘appendice masculin) qui délivrent le sperme au 

réceptacle externe de la femelle (le thélycum) localisé entre les bases de la cinquième paire de 

péréiopodes. Le petasma, appendice masculin et le thélycum sont localisés sur la face ventrale 

(Bailey-Brock & Moss, 1992), Figure 4. 

Figure 4 : Structure externe du système reproductif. 

Le petasma est formé par les endopodites de la première paire de pléopodes qui sont 

modifiées en une structure intermédiaire pour le transfert du spermatophore. Les appendices mâles 

sont sur les endopodites de la seconde paire de pléopodes et permettent de séparer le petasma en 

deux parties. Le thélycum peut être ouvert ou fermé selon les espèces. Les crevettes possédant le 

thélycum « fermé », le spermatophore est placé par le male dans la cannelure lorsque la femelle 

vient de muer et possède un exosquelette mince. Le spermatophore est conservé pour quelques 

temps avant de pondre. 

Pour les espèces à thélycum "Ouvert", le spermatophore doit être placé dessus par le mal 

quand l’exosquelette de la femelle est dur, généralement quelques heures avant la ponte. Les 

thelyca "Ouvert" se rencontre dans plusieurs espèces de crevettes comme P. stylirostris et P. 

vannamei; tandis que les thelyca fermés sont caractéristiques d’espèce asiatique comme P. 

monodon, P. chinensis, P. indicus et P. merguiensis (Bailey-Brock & Moss, 1992). P. aztecus, P. 

brasiliensis, P. californiensis, P. duorarum, P. esculentus, P. indicus, P. kerathurus, P. Iatisulcatus, P. 

japonicus, P. merguiensis, P. monodon, P. notialis, P. chinensis [= orientalis], P. paulensis, P. 

pencillatus, P. plebejus et P. semisulcatus. 

34 






Le système reproductif de la femelle inclue des ovaires pairs qui s’étendent de la moitié du 

thorax jusqu’à l’abdomen postérieur, et l’oviducte est adjacent jusqu’à un unique thélycum (Figure 

5). 

Lobes abdominaux Lobes latéraux Oviducte 

Figure 5 : Lobes ovariens de crevettes 

Les organes internes du système reproductif mâle sont constitués d’un vase déférent et 

d’ampoules terminales pour le stockage du spermatophore. 

Lobes 

Figure 6 : Organes du système reproductif mâles. 

Vase déférent 

Ampoules Terminales 

35 



1.5.1 Fécondité 




La fécondité des pénéides est positivement relative à la taille des animaux. La fécondité 

peut être appréciée par deux voies : le comptage du nombre d’œufs pondus ou le nombre calculer 

suite à la dissection des ovaires. Cette dernière méthode est moins réelle car la ponte en captivité est 

souvent incomplète. 

La fécondité de P. monodon est supérieure à 800 000 œufs pour un grand nombre de 

femelles. 

1.5.2 La copulation 

Le stade du cycle de mue auquel les femelles s’accouplent diffère selon qu’elles possèdent 

un thélycum ouvert ou fermé. Les pénéides détenant un thélycum ouvert s’accouplent pendant 

l’inter mue, suivant la maturation ovarienne. Les espèces avec des thelyca fermés s’accouplent entre 

l’inter mue des mâles et la récente mue des femelles quand leur cuticule est souple. 

Certains pénéides muent généralement la nuit et s’accouplent dans la plupart des espèces à 

thélycum fermé en période nocturne. Cela est confirmé pour P. merguiensis, P. japonicus et P. 

monodon. P. vannamei, espèce à thélycum ouvert, s’accouple la journée. 

Dans les premiers temps de la copulation, la femelle P. japonicus et P. monodon après la 

mue nage au-dessus des males. Pendant cette période un ou plusieurs males suivent la femelle. 

Ensuite le male se retourne dessous la femelle qui agrippe sa carapace avec ses péréiopodes tout en 

continuant à nager. 

Figure 7 : Les deux positions pour l’accouplement de Penaeus monodon 

Chez P. Monodon et P. paulensis, la troisième phase est marquée par le male continuant à 

tenir sur la femelle mais rapidement tournant perpendiculairement au corps de la femelle (Figure 7). 

Le mâle voûte son corps autour de la femelle, paraît la compresser et simultanément chiquenaude sa 

tête et le telson ; le transfert du spermatophore probablement a lieu à ce moment. Le mâle ensuite 

se sépare de la femelle. L’accouplement chez P. vannamei est similaire. 

1.5.3 La ponte 

Pour les espèces à thélycum fermées les spermatophores sont implantés juste après que la 

femelle ait mué et la ponte se produit quand la cuticule est dure au début de la pré-mue. Au 

contraire, les espèces à thélycum ouvert, les femelles doivent être copulées moins de trois jours 

avant la ponte. 

La ponte a lieu la nuit pour les espèces P. japonicus, P. merguiensis et P. monodon. La ponte 

chez P. monodon est précédée par une activité de nage. 

36 






1.5.4 La fécondation des ovocytes 

La fécondation des œufs a lieu dans l’espace refermé par le coxae de la troisième et 

quatrième paire de péréiopodes. Les spermatozoïdes libérés par le spermatophore sont accumulés 

ici. Les œufs seront expulsés et fécondés avant de passer en pleine eau. 

1.6 Cycle de vie naturel 

Figure 8 : Cycle de vie naturel des crevettes pénéides. 

Source : Encyclopedia of 

aquaculture. (Stickney, 2000) 

Un cycle de vie commun au pénéides a été identifié. Cela traduit une importante étape 

dans la compréhension des besoins et méthodologies pour obtenir les résultats escomptés en 

écloserie et grossissement de crevettes. Comme les crevettes adultes migrent en mer ouverte 

recherchant plus de stabilité des conditions environnementales (salinité plus élevée et température 

stable) dans l’océan, où ils matures et se reproduisent, les écloseries commerciales miment les 

conditions naturelles en laboratoire. Les écloseries ont des meilleurs résultats avec une haute salinité 

et une eau claire, alors que le grossissement s’effectue en zone estuarienne avec de plus faibles 

salinités (Figure 8). 

Les post-larves migrent vers la côte dans des eaux moins profondes, de plus faible salinité 

(zone de mangrove, estuaires, lagunes), riches en matières organiques jusqu’à la taille adulte. 

Ensuite, les adultes migrent en mer ouverte pour se reproduire. 

Le cycle de vie des pénéides est marqué par plusieurs stades distincts (Tableau I) 

rencontrant une variété d’habitats. Les juvéniles souvent préfèrent les eaux saumâtres d’estuaire et 

de lagunes côtières tandis que les adultes se rencontrent en mer ouverte à des hautes salinités et 

une profondeur plus élevée. Les stades larvaires font parties du riche plancton des eaux de surface 

en mer avec une migration vers les côtes dès que leur développement le permet. L’accouplement et 

le transfert du spermatophore ont lieu juste avant la ponte pour les pénéides à thélycum ouvert, 

mais plusieurs jours ou semaines avant la ponte dans le cas d’espèces à thélycum fermé. 

37 






Pendant la ponte, les œufs et le sperme sont simultanément libérer de la femelle pendant 

qu’elle nage. La fécondation est externe, le développement se passe dans la colonne d’eau. 

Tableau I : Principaux stades, alimentation et comportement des pénéides. 

STADES ALIMENTATION PRINCIPALE COMPORTEMENT 

Oeufs - Tendance à se déposer sur le fond 

Nauplii 

Ses propres réserves 

(endogène) 

Locomotion grâces aux antennes, 

planctonique 

Protozoea Phytoplancton Planctonique, nage par les 

appendices céphaliques 

Mysis Zooplancton (artémia...) Planctonique, nage verticale par les 

appendices du thorax 

Post-larve 

1.7 Stades larvaires 

1.7.1 Stades Nauplii 

Zooplancton et 

postérieurement 

alimentation omnivore 

Les premiers stades sont 

planctoniques, suivi d’une nage par 

les pléopodes 

Les nauplii éclosent dans une position repliée mais 

rapidement se redressent. Après quelques minutes elles 

commencent à nager, lentement. La nage est assurée par 

les trois paires d’appendices, faisant des « zig zag ». Les 

nauplii nagent brièvement puis s’arrêtent. Ils ont un 

comportement appelé phototropisme : nagent en direction 

de la lumière. Une rapide réponse des nauplii vers une 

source de lumière indique qu’ils sont en bonne santé. 

Le stade Nauplii peut se diviser selon les espèces 

en 5 à 6 sous stades d’une taille de 0,2 à 0,6 mm en 

fonction du développement des antennes, antennules, 

mandibules. Au stade Nauplii III, nous observons la 

segmentation du thorax et à partir du stade Nauplii IV 

apparaissent les appendices du céphalothorax (Figure 9). 

Figure 9 : Stades Nauplii (A-Nauplii I, B-Nauplii V) 

38 



1.7.2 Stades Zoea 




ZOEA I ZOEA II ZOEA III 

Figure 10 : Les stades Zoea 

Tableau II : Description des stades Zoea 

Zoea 1 

1. Longueur 0.86 -1.32 

mm 

2. Proéminence des 

yeux (points noirs) 

3. Corps maigre, 

carapace distincte 

4. Tractus digestif 

visible 

Zoea 2 

1. Longueur 1.33 - 2.13 mm 

2. Pédoncule oculaire 

présents 

3. Rostre développé 

4. Epines Supra orbitales 

développées 

5. Segmentations 

abdominales apparentes 

Zoea 3 

1. Longueur 2.14 - 2.70 

mm 

2. Segmentation 

abdominale distincte, épines 

dorsales et latérales présentes 

sur plusieurs segments. 

3. Péréiopodes et 

Uropodes rudimentaires 

présents 

Aux stades zoé (Figure 10) la nage est assurée avec les premières et 

secondes antennes comme au stade Nauplii mais elles sont maintenant 

aidées par un bon développement des premiers et seconds maxillipèdes. La 

nage est plus lente qu’au stade Nauplii, le mouvement est moins saccadé. La 

caractéristique de la larve Zoé est une alimentation continue. Nous pouvons 

observer le bon remplissage du tractus digestif. Le Tableau II décrit les 

différents organes identifiables au microscope optique. 

39 






1.7.3 Stades Mysis 

Figure 11 : Mysis I 

Mysis I (Figure 11) 

1. Longueur 2.67 - 3.40 mm 

2. Péréiopodes bien développés 

3. Première et seconde antennes 

réduites 

4. Uropodes bien développés 

5. Apparition des pléopodes 

proéminente 

Mysis II (Figure 12) 

1. Longueur 2.99 - 3.90 

mm 

2. Pléopodes non 

segmentés 

Figure 12 : Mysis II 

Mysis III (Figure 13) 

1. Longueur 3.70 - 4.50 

mm 

2. Pléopodes développés, 

segmentés 

Figure 13 : Mysis III 

Au stade Mysis, les antennes sont réduites et la nage devient une fonction des péréiopodes 

avec en aide la présence de trois paires de maxillipèdes Le corps est fléchi, avec la tête en bas faisant 

un mouvement vertical vers l’arrière. A ce stade, nous observons moins la tendance à l’attraction de 

la lumière. 

40 






1.7.4 Stades Post-Larve 

Figure 14 : Post Larve 

Très ressemblant par son aspect 

à la crevette juvénile ou adulte, la Post- 

Larve mesure entre 5 et 25 mm. Pendant 

les 4 ou 5 jours de vie Post larvaire, les 

animaux sont planctoniques. Les stades 

suivants, elles peuvent être observées sur 

les parois du bassin. Les pléopodes sont 

utilisés pour la nage (Figure 14). 

1.8 Le cycle de mue 

Pour permettre sa croissance, la crevette doit périodiquement détacher son épiderme et sa 

cuticule externe, rapidement s’extirper de la rigide cuticule, se remplir d’eau pour confectionner sa 

nouvelle cuticule, un exosquelette flexible qui se durci rapidement par l’action de sels minéraux et de 

protéines. Le processus de la mue provoque une augmentation de la taille de l’animal discontinue. 

Chaque mue est caractérisée par une croissance verticale de la taille, l’eau est remplacée par des 

tissus et l'exosquelette se durci. Ce mécanisme est régulé par des hormones, ecdystéroides. 

La période de mue est critique car la crevette se retrouve sans protection. Elle est plus 

vulnérable à la prédation d’où une mortalité plus élevée au cours de cette période. La régulation 

ionique, l’absorption d’eau et la perméabilité des membranes sont perturbées. 

Du fait d’un exosquelette rigide composé de 70 à 85 % de chitine, la croissance est 

discontinue, rapide et extensive au moment de la mue, résultant d’une entrée massive d’eau. La mue 

peut s’effectuer sans gain de poids. La plupart des phénomènes physiologiques (osmorégulation, 

respiration, nutrition) sont liés au processus de mue. Il est donc essentiel dès lors que l’on mesure un 

paramètre physiologique de le situer par rapport au cycle de mue de l’animal. Il est par ailleurs 

considéré que la phase d’intermue correspond à une phase de stabilité physiologique. 

Deux types de facteurs influent le cycle de mue : 

- Les facteurs internes correspondant à l’espèce, l’âge, le sexe, le stade de 

développement, les hormones (ex. Molt Inhibiting Hormon ou MIH), etc. 

- Les facteurs externes correspondant à la température, la lumière, la salinité, la 

captivité, le parasitisme, etc. 

41 






Les stades du cycle de mue des crevettes pénéides se déroulent comme suit : 

1.8.1 Post-mue 

Figure 15 : Cuticule lors de la post mue 

La post mue est le stade suivant 

l’exuviation. L’augmentation du volume 

d’hémolymphe due à l’influe d’eau agrandie 

l’exosquelette. Après quelques heures, le nouvel 

exosquelette se durci et maintient sa rigidité. 

Immédiatement après la mue, seulement sont 

présentes les couches de l’épicuticule et de 

l’exocuticule (Figure 15). 

Ensuite, l’épiderme commence à sécréter l’endocuticule. Une grande partie de la cuticule 

est dérivée de produits stockés dans l’épiderme, comme l’alimentation ne commence pas tant que 

les crevettes entrent en phase d’inter-mue. Cette sécrétion se poursuit en inter-mue, jusqu’à ce que 

les trois couches soient complètement synthétisées. 

1.8.2 Intermue 

Figure 16 : Cuticule lors de l’intermue 

1.8.3 Pré-mue (ou proecdysis) 

Pendant l’inter-mue, l’exosquelette devient 

beaucoup plus dur à travers la couverture minérale et 

protéique (Figure 16). L’exosquelette est relativement 

fin comparé aux crabes et aux langoustes. Le volume de 

la crevette augmente de 3 à 4 %. Cette augmentation 

peut être causée par l’extension des connections inter 

segmentaire de l’abdomen. L’animal s’alimente. 

La pré-mue est caractérisée par la séparation de l’ancien exosquelette de la sous-couche 

épidermique. L’ancien exosquelette est partiellement réabsorbé, les réserves énergétiques 

provenant des glandes de l’intestin sont mobilisées. La pré-mue débute avec une augmentation de la 

concentration en « hormone de mue » dans l’hémolymphe. 

La première indication que la 

crevette est entrain d’entrer en mue est le 

retrait de l’épiderme provenant de 

l’ancienne cuticule. Plus tard, l’épiderme 

commence à hypertrophier ses cellules, qui 

paraissent tenir un rôle de stockage en 

s’accumulant. L’épiderme commence à 

sécréter un nouvel épi-cuticule et exocuticule 

(Figure 17). 

Figure 17 : Cuticule lors de la Pré mue. 

42 






L’alimentation diminue et a complètement arrêté par la fin du proecdysis. Les réserves 

doivent être suffisantes pour la synthèse de la cuticule et palier à la période de non-alimentation. 

1.8.4 La mue (ecdysis)-exuviation 

La mue en tant que stade ne dure 

seulement que quelques minutes. Elle débute 

avec l’ouverture de l’ancien exosquelette à la 

jonction du thorax et de l’abdomen ; la mue est 

complète lorsque l’animal s’échappe du 

confinement (Figure 18). 

Figure 18 : Cuticule lors de la mue. 

1.9 La respiration 

La fonction respiratoire assure le transfert d'O2 et de CO2 entre le milieu ambiant et la 

cellule. L'accessibilité permanente à l'oxygène, à des pressions partielles bien définies, est vitale pour 

les cellules. Du milieu ambiant jusqu'à la cellule, le flux d'oxygène dépend de gradients successifs de 

pression et des débits d'eau ventilés. En ce qui concerne les animaux aquatiques exploités en 

aquaculture, cela suppose des facultés d'adaptation à des conditions d'oxygénation très variables 

dont les limites sont atteintes lorsque la quantité d’oxygène disponible devient trop faible. 

Le système respiratoire est organisé sous forme de branchies. Il est contenu dans deux 

cavités branchiales qui assurent sa protection et la circulation de l'eau. Les branchies des crustacés 

sont des expansions tégumentaires dont les cavités sont remplies d'hémolymphe. Les crevettes 

pénéides telles que P. notialis et P. kerathurus possèdent des dendrobranchies réparties dans deux 

chambres branchiales disposées de part et d'autre du céphalothorax. Outre leur rôle respiratoire les 

branchies interviennent également dans le contrôle de la composition ionique de l'hémolymphe. 

1.10 L’osmorégulation 

La capacité d’osmorégulation (OC) correspond à la différence entre l’osmolarité de 

l’hémolymphe et celle du milieu extérieur. La capacité de régulation en milieu hypo-osmotique (hypo 

CO) et la capacité de régulation dans un milieu hyper-osmotique (hyper CO) font donc 

respectivement référence à l’OC au-dessous et au-delà du point iso-osmotique. L’osmolarité de 

l’hémolymphe et du milieu est exprimée en mosM Kg -1. L’hémolymphe peut être hyper osmotique, 

hypo osmotique ou iso osmotique selon la salinité du milieu. Chaque espèce a un point iso 

osmotique caractéristique. Le point iso-osmotique de l’espèce Farfantepenaeus brasiliensis a été 

décrit à 794 mosM kg-1 dans un milieu d’environ 25 ppt. Il est compris entre 676.8–700.7 mosM Kg-1 

dans un milieu de 23.7‰ à 24.6‰, pour des juvéniles de L. stylirostris à 28°C avec des croissances 

optimales et un stress réduit. Chez divers crustacés décapodes a été établie une corrélation entre la 

tolérance à la salinité et le pouvoir d’osmorégulation pendant l’ontogénèse, ceci en relation avec les 

adaptations aux diverses conditions environnementales. 

43 






Cette tolérance implique un mécanisme biologique propre aux organismes aquatiques : 

l’osmorégulation. Il s’agit du transport actif des ions Na+/K+, par des pompes électro-géniques 

localisées au niveau des membranes cellulaires (principalement des branchies), dont l’activité est 

ATP-dépendante. L’activité de cette enzyme augmente avec le développement des post larves chez 

P. japonicus ainsi qu’avec leur transfert en milieu hypo-osmotique. La capacité d’osmorégulation des 

crevettes pénéides est considérée totalement développée à partir du stade PL10 (environ 20 jours de 

développement depuis l’éclosion). Avant le stade PL10, il existe une stratégie intermédiaire entre 

l’osmoconformation et l’osmorégulation. Cela nous permet de dire, en ce qui concerne le pouvoir 

d’osmorégulation, qu’il n’est pas nécessaire de maintenir des larves au-delà du stade PL10 dans les 

conditions salines contrôlées de l’écloserie. Par sécurité, les tests de stress sont couramment réalisés 

au stade PL15. Un test de stress de salinité effectué avant le stade PL10, refléterait la condition 

générale des organismes alors qu’aux stades avancés, il dépend spécifiquement de la capacité 

d’osmorégulation. 

44 






2 Facteurs abiotiques du biotope des pénéides tropicales 

2.1 La luminosité 

Les pénéides peuvent être divisés en trois groupes sur la base de leur comportement face à 

l’intensité lumineuse. Les membres de ce premier groupe sont en profondeurs le jour ou en lune 

claire, émergeant seulement la nuit. Ce groupe inclus les espèces P. duorarum, P. Latisulcatus, P. 

plebejus et probablement P. notialis. Les crevettes du second groupe vivent en eau légèrement 

trouble, sont nocturnes mais occasionnellement émergent pendant la journée. Ce groupe est 

représenté notamment par les espèces P. astecus, P. esculentus, P. monodon, P. japonicus et P. 

semisulcatus. Le troisième groupe est rencontré dans les eaux troubles. 

Les crevettes sont adaptées à survivre dans des eaux turbides, et la turbidité n’est pas un 

facteur affectant la survie de l’animal mais affecte en culture le management de la maturation 

sexuelle et l’observation des mortalités. 

2.2 Le pH 

Le pH indique la concentration en ions H+, c’est à dire si l’eau est acide ou basique. Il est 

conditionné par la respiration produisant du CO 2 et la photosynthèse consommatrice de CO 2 . Le pH 

optimum est entre 7 et 9 malgré que la crevette soit tolérante à des pH acides (>7). L’ion Calcium est 

associé avec les ions bicarbonates et carbonates. Quand les ions carbonates augmentent à une 

certaine concentration, relativement insoluble, ils se précipitent. La précipitation du carbonate de 

calcium modère le pH. Des valeurs de pH supérieures à 9 peuvent apparaître encouragées par la 

photosynthèse dans les eaux à fortes concentrations de calcium. 

2.3 Température et salinité 

Les poissons et les crustacés sont poïkilothermes, cela signifie que leur température 

corporelle est la même que la température de l’eau qui les entourent. La température de l’eau 

change au cours de la journée et des saisons ainsi la température des poissons et crustacés change 

fréquemment. 

Le terme de salinité rend compte du total de la concentration de tous les ions dans l’eau. La 

salinité peut être reportée en milligramme par litre mais plus communément en eau à forte 

concentration en sels minéraux la salinité est exprimée en « parts per thousand » (ppt) ou gramme 

par litre. La salinité est une des causes de la migration des crevettes recherchant des eaux plus 

salines. 

Les crevettes des eaux tropicales ont besoin de températures supérieur à 20°C avec une 

croissance optimum entre 26 et 32°C. Dans les représentants de ce groupe nous pouvons 

mentionner P monodon et P. notialis. Chaque étape du développement vital détient un optimum 

thermique et une salinité, ainsi, les larves requièrent une température entre 25 et 30°C et une 

salinité entre 28 et 35 ppm. Les larves ont une capacité à supporter de plus forte variation de 

température et de salinité. Les juvéniles et sub-adultes vivants en estuaires, lagune ou mangroves 

sont ceux qui supportent les plus grandes variations de leur milieu de vie. P. notialis est rencontré 

dans des températures variant entre 26 et 30°C et des salinités jusqu’à 40 ppm. 

45 



2.4 Le substrat 




En général, les pénéides vivent sur un fond constitué de particules fines (sables, sédiments 

fins) et riche en matière organique. Certaine espèce dont P. vannamei s’entèrent et d’autre comme 

P. monodon restent posé sur le fond. Ce comportement apparaît pendant les premiers stades postlarvaires 

et permet aux crevettes de se protéger des prédateurs, principalement au cours de la mue, 

en fonction de facteurs externes comme la lumière, la température la concentration en oxygène, etc. 

P.notialis : 

Les fonds les plus riches en crevettes P.notialis sont toujours sur les zones vaseuses dont la 

teneur en lutites est supérieure à 75 %. Cette relation n'est plus vérifiée au-delà de 60 m de 

profondeur La nature du sédiment est donc un facteur important de la distribution géographique. 

Elle peut également dans une certaine mesure expliquer la limite supérieure de la distribution 

bathymétrique de l'espèce. 

La présence de Penaeus notialis a cependant été signalée sur sables grossiers au banc 

d’Arguin en Mauritanie (MAURIN, 1968) Si la répartition géographique et la limite bathymétrique 

supérieure des fonds à crevettes correspondent nettement à une structure et une granulométrie 

caractéristique, il n'en est pas de même pour la limite bathymétrique. En dessous de 50 m, les 

rendements diminuent rapidement bien que la teneur en lutites demeure supérieure à 75 %. La 

granulométrie fine est donc une condition nécessaire mais non suffisante pour l'installation de 

concentrations commerciales. 

2.5 Concentration en oxygène 

Conditionné par la respiration, la photosynthèse et la dégradation de la matière organique 

constituant la demande biologique en oxygène (DBO), la quantité d’oxygène dissout est essentielle 

pour la vie de l’ensemble des organismes. 

La concentration en oxygène dissout dans l’eau est fondamentale. Inférieur à 2 ppm, la 

concentration en oxygène provoque une forte mortalité en cultures, un minimum létal est situé à 3,5 

ppm. Une diminution de ce paramètre peut changer le comportement de l’animal. La consommation 

en oxygène augmente lorsque la température de l’eau augmente par une plus forte bio-activité des 

animaux. Parallèlement l’oxygène se dissout de moins en moins dans cette même eau. 

La répartition de la consommation d‘oxygène par jour dans un bassin de crevettes serait à 

hauteur de 70% en faveur de la respiration des micro-organismes et du phytoplancton dispersé sur le 

sol, 15% aurait lieu dans le sol et seulement 8% de la consommation totale est prélevée par la 

population de crevette. 

Les débris en décomposition sur le sol et la matière organique non utilisé peuvent 

provoquer une importante diminution de la concentration en oxygène dans les eaux de fond. En cas 

d’anoxie, la crevette a un comportement initial d’hyperactivité avec une nage en surface et des sauts, 

puis devient rapidement léthargique. 

2.6 L’Ammoniaque NH3/NH4 

C’est le produit de la dégradation des protéines rejeté par les organismes aquatiques. 

L’ammoniaque est comprise dans 40 à 90% des excrétions azotés des crustacés. Les conséquences 

pour les crevettes exposées à un taux trop élevé d’ammoniaque, sont une irritation des branchies, 

une tolérance plus faible à un bas taux d’oxygène et aux maladies. 

Nous pouvons ajouter une croissance diminuée et un taux de conversion alimentaire plus 

élevés. Les valeurs normales limites sont de : 0.7 mg NH 4 -N/1, 1.0 mg NO 2 -N/1, 0.75 mg NO 3 -N/1. 

46 



2.7 La dureté 




La dureté correspond principalement à la concentration des cations calcium et magnésium. 

La dureté conditionne la formation de l’exosquelette, essentiel pour la mue des crustacés. 50 à 400 

mg/l pour une bonne qualité d’eau. 

47 






3 Biologie de l’alimentation 

L’activité des crevettes est stimulée par de faibles concentrations de composants 

organiques. Ces composants incluent les protéines, les dérivés protéiques comme les acides aminés, 

l’ammonium sous forme de triméthylamine, les composants riches en acides gras insaturés et autres. 

Les structures sensorielles cuticulaires comme les cilles, peuvent détecter ces substances en 

concentration très faibles (10-6 Molaire). Les structures sensorielles sont plus concentrées sur la 

partie antérieure du corps sur les antennules, la bouche, les pinces, les antennes et maxillipèdes. La 

vue n’est pas très développée chez les crustacés et n’apparaît pas un sens très utilisé pour la 

détection ou localisation de la nourriture. 

La crevette rapidement fouille le substrat en utilisant les trois premières paires de 

péréiopodes. Une fois que la nourriture est localisée, elle est prise en charge par les péréiopodes qui 

la porte à la bouche. Les petites particules sont placées directement dans une cavité « pré-oral », 

alors que les plus grosses sont portées à la bouche par les troisièmes maxillipèdes. Les grains de sable 

et autres éléments inconsommables sont régurgités. 

La digestion préliminaire a lieu, après la nourriture est ingérée dans l’intestin antérieur ou 

estomac, où des enzymes s’additionnent, trituration et stockage des aliments ont lieu. L’alimentation 

chemine rapidement dans l’intestin antérieur. Partiellement digérée, l’alimentation passe dans 

l’intestin « midgut » ou glande digestive. 

Celui-ci a une fonction double de sécrétion d’enzymes et d’absorption de l’aliment digéré. 

Les enzymes digestives sécrétées par le « midgut » comprend des protéinases, carboxypeptidases, 

lipases, amylases, chitinase, et autres. Alors que la plupart des produits solubles de la digestion sont 

assimilés dans l’intestin-midgut, les éléments non digestibles passent à travers un simple intestin 

tubulaire-hindgut, rejetés en fécès. 

Les crevettes sont connues pour ingérer une variété d’éléments et ont été décrites comme 

omnivores opportunistes extracteurs, mangeurs de détritus, carnivores et prédateurs. Des 

différences interspécifiques existent entre les stades des pénéides. Les post larves et les juvéniles 

consomment des détritus organiques agréger, des micro-algues, des macrophytes, nématodes, 

copépodes, larves de mollusques, larves brachiopodes. 

Les crevettes sub-adultes et adultes se nourrissent de détritus organiques agréger et de la 

microfaune associée (champignons, bactéries et protozoaires). La capacité à hydrolyser ces 

composants est rare parmi les invertébrés marins. 

Les bactéries colonisent et décomposent rapidement les détritus marins et des 

écosystèmes saumâtres, et sont ainsi un important composant de la nourriture des crevettes. Les 

bactéries sont riches en acides gras à longues chaînes poly insaturées, stérol, importants élément du 

régime alimentaire de la crevette. Les protozoaires sont d’importants consommateurs de bactéries 

dans la chaîne alimentaire planctonique, énergie à disposition pour les plus hauts niveaux 

trophiques. Une situation similaire se retrouve dans les sédiments et sur les agrégats de déchets, où 

les protozoaires (principalement les ciliés) sont d’importants consommateurs de bactéries. Ils sont 

présumés capables de synthétiser leur propre chaîne poly insaturé d’acides gras rendus disponibles 

par le régime alimentaire des crevettes. 

48 






4 Digestibilité et mécanismes énergétiques 

La digestion implique une action mécanique, la solubilisation et l’absorption des 

nutriments. Le profil du nutriment ou d’un ingrédient peut apparaître bien, mais s’il n’est digéré, 

absorbé ou utilisé, il apporte peu de valeur pour l’animal. 

Les crevettes ont besoin d’énergie pour leur croissance, l’activité musculaire et la 

reproduction. Le processus biologique de l’utilisation de l’énergie est appelé métabolisme, le taux 

d’énergie utilisé défini le taux métabolique. Le taux métabolique est influencé par des facteurs 

comme la température de l’eau, l’espèce, le stade de développement, l’âge, l’activité de l’animal et 

ses fonctions biologiques. D’autres paramètres comme la concentration en oxygène, en dioxyde de 

carbone, le pH et la salinité influence aussi le taux métabolique. 

Les crevettes sont connues pour avoir un plus faible besoin en énergie que les animaux 

terrestres. Cela est dû à plusieurs facteurs : 

- La crevette ne doit pas maintenir une température corporelle constante, 

- Elle a des besoins relativement faibles pour maintenir sa position et se déplacer dans 

l’eau, 

- Elle privilégie l’utilisation de protéines comme source d’énergie et excrète la majorité 

des déchets azotés sous forme d’ammoniaque, d’urée ou d’acide urique. Peu 

d’énergie est perdue au cours du catabolisme des protéines et de l’excrétion des 

déchets azotés. 

La crevette utilise les protéines, les lipides et les carbohydrates comme source d’énergie. 

Les protéines sont hautement digestibles par les crevettes, cependant une source énergétique non 

protéique doit être maintenue dans l’alimentation des crevettes. 

4.1 Les protéines 

Les protéines sont de grandes et complexes molécules constituées d’acides aminés. 20 

majeurs acides aminés forment la plupart des protéines. Les rôles et la taille des protéines diffèrent 

en relation leur contenance en acides aminés. Les protéines sont les majeurs constituants de la 

matière organique de certains tissus à hauteur de 65-75% de la matière sèche totale. Les animaux 

doivent consommer une alimentation protéique pour avoir un apport continu en acides aminés. 

Après l’ingestion, la protéine est digérée pour obtenir des acides aminés libres qui sont absorbés 

dans le tractus digestif de l’animal. Ceux-ci sont distribués aux divers organes et tissus pour 

synthétiser de nouvelles protéines. Une carence en protéine se traduit par une cessation de la 

croissance, suivie d’une perte de poids causé par une utilisation total des protéines pour maintenir 

les fonctions vitales de l’animal. D’autre part, si trop de protéines sont apportées dans la nourriture, 

seulement une part sera utilisée pour synthétiser de nouvelles protéines, et le reste sera converti en 

énergie ou excrété. 

49 






4.1.1 Le taux protéique 

Les aliments destinés aux crevettes sont formulés pour contenir un haut taux de protéines. 

Cependant, c’est un des majeurs et le plus cher composant des aliments. Une réduction de la teneur 

en protéines ou l’utilisation de suppléments protéiques moins cher pourrait considérablement 

réduire le coût de l’alimentation. Le taux de protéines varie de 30 à 57% selon les espèces et le stade 

des crevettes. Les aliments Post-Larves ou des premiers stades de développement sont souvent plus 

riches en protéines que pour les crevettes ayant atteint un stade plus avancé. Si le système de 

culture n’est pas totalement dépendant de l’alimentation commerciale et que l’alimentation 

naturelle est durable, le taux de protéines peut être réduit. 

4.1.2 Les acides aminés 

Il existe deux catégories d’acides aminés : les acides aminés essentiels (AAE) et non 

essentiels (AANE). Les AAE ne peuvent être synthétisés par la crevette ou à un taux trop faible pour 

assurer une bonne croissance. Ainsi, les AAE doivent être apportés par l’alimentation. D’autre part, 

les AANE sont synthétisés par l’animal en quantité suffisante pour une croissance optimale. 

Les acides aminés essentiels pour la crevette sont : la méthionine, arginine, thréonine, 

tryptophane, histidine, isoleucine, leucine, lysine, valine et phénylalanine. L’arginine et la lépine 

seraient les acides aminés premiers limitant dans l’alimentation. 

4.2 Les Lipides 

Les lipides sont le nom générique pour les composants insolubles gras de la matière 

vivante. Ils sont classifiés entre autres de graisses, phospholipides et stérols. Ils sont une source 

hautement digestible d’énergie et une source d’acides gras essentiels nécessaires pour une 

croissance normale et la survie de tous les animaux. Les lipides et plus particulièrement les 

phospholipides (composant des membranes cellulaires et des organes) et les stérols (synthèse des 

hormones stéroïdes) sont essentiels pour les fonctions métaboliques de la crevette et peuvent être 

vecteurs de l’assimilation de vitamines. Dans l’alimentation, les lipides ont aussi un rôle d’attractif et 

peuvent affecter la texture d’un aliment. 6 à 7,5% de lipides sont recommandé dans les aliments 

commerciaux de crevettes. 

4.2.1 Les acides gras 

La majeure fonction des acides gras essentiels sont relié à leur rôle de composant des 

phospholipides permettant la flexibilité et la perméabilité des membranes biologiques dans les 

transports cellulaires et l’activation de certaines enzymes. 

Quatre acides gras longs poly insaturés (AGLPI) sont considérés comme essentiels pour la 

crevette : 

- Acide linoléique (18 :2n6) 

- Acide linolénique (18 :3n3) 

- Acide Eicosapentanoïque (20:5n3, EPA) 

- Acide decosahexanoique (22:6n3, DHA). 

50 



4.2.2 Cholestérol 




Beaucoup de stérols sont des composants essentiels de différentes hormones (pour la mue 

par exemple) et de la vitamine D. Composant des membranes ayant des fonctions dans l’absorption 

et le transport des acides gras, le cholestérol est considéré comme un nutriment essentiel dans 

l’alimentation. Les huiles d’invertébrés marins, calmar, crabes sont d’excellentes sources de 

cholestérol. 

4.3 Les vitamines 

Les vitamines sont des composants organiques complexes nécessaires pour une croissance 

normale, les métabolismes et la reproduction. En système de culture extensive, avec une 

alimentation naturelle, elles peuvent être suffisamment abondantes. En système intensif avec une 

plus haute densité d’animaux, l’alimentation naturelle est limitée donc les vitamines doivent être 

ajoutées dans l’alimentation pour une croissance normale. Il existe 11 types de vitamines solubles et 

4 vitamines non solubles identifiées requises par la crevette. 

Les aliments commerciaux de crevettes sont généralement sur fortifiés en vitamines, 

élément coûteux. L’apport supplémentaire en vitamines peut être à hauteur de 15% du coût total de 

l’aliment. Plusieurs raisons expliquent cela : 

- Maintenir une réputation et une qualité de l’aliment par une assurance de sa teneur 

en vitamines face aux faibles connaissances sur les réels besoins de la crevette en 

vitamines, 

- Les crevettes sont de « petits mangeurs » et le granulé peut rester dans l’eau 

plusieurs heures. Une sur concentration en vitamine permet notamment aux 

vitamines solubles de rester à un taux acceptable. 

- Les vitamines sont détruites au cours de la confection des aliments et du stockage 

(oxydation, moisissures…), 

- Les facteurs antinutritionnels de certains nutriments réduisent ou interfèrent avec 

les fonctions des vitamines. 

4.3.1 Acide Ascorbique-Vitamine C 

Soluble dans l’eau, l’acide ascorbique est un important antioxydant. La principale fonction 

de l’acide ascorbique la formation du collagène, un essentiel composant des tissus conjonctifs. 

L’acide ascorbique est aussi impliqué dans la synthèse d’hormones stéroïdes. Les symptômes de 

carence en vitamine C sont caractérisés par des lésions hémocytiques mélanisées dans les tissus 

conjonctifs (« mort noire »), réduction du taux de mue, couleur plus claire de l’hépatopancréas, 

faible croissance et mortalités. 

L’acide ascorbique est rapidement oxydé au cours du stockage de l’aliment (50% par mois) 

et du processus de l’aliment. Les formes encapsulées (silicone- gélatine) sont marginalement 

meilleures. Le besoin en Vit C par les crevettes est de 30-80 mg/kg. Cependant le taux de supplément 

en acide ascorbique dans l’aliment de crevette varie selon les formes de l’acide et le stockage de 

l’aliment, 100 mg/kg d’aliment pour l’acide ascorbique stabilisé et 1000 mg/kg pour la forme 

encapsulée. 

4.3.2 Vitamine E 

La vitamine E est appelé alpha-tocophérol, il s’agit d’un antioxydant soluble dans les graisses ayant 

pour fonction la protection des lipides et des membranes biologiques de l’oxydation. La vitamine E 

51 






aide à protéger le contenu des acides gras polyinsaturés (AGPI) dans l’aiment. Sa déficience 

provoque une réduction de la croissance, une dépigmentation et des tissus graisseux. Les sources de 

vitamines E inclus le son de riz, graine de cotons, Il est recommandé un taux supplémentaire de 

vitamine E dans les aliments commerciaux de 300 mg/kg. 

4.4 Les minéraux 

Ils sont environs 20 éléments inorganiques reconnus jouant une fonction essentielle dans le 

corps. Certains sont nécessaires à des quantités considérables, les macro éléments ; tandis que 

d’autres sont requis en plus faibles quantités, les oligo-éléments. Les macro éléments inclus le 

calcium, le phosphore, potassium, magnésium, sodium, chlore et sulfure. Les oligo-éléments sont le 

fer, le cuivre, le zinc, le manganèse, le cobalt, sélénium et l’iode. 

Les minéraux sont des constituants de l’exosquelettes, ils jouent un rôle important pour la 

balance osmotique, comme constituant structurels des tissus et pour la transmission nerveuse et la 

contraction musculaire. Ils sont connus comme activateurs d’enzymes, et sont présents dans les 

vitamines, les hormones et les pigments. 

Comme beaucoup d’animaux aquatiques, la crevette peut absorber ou excréter les 

minéraux directement dans l’environnement aquatique via les branchies et la surface corporelle. De 

plus, le besoin en minéraux et largement dépendant de la concentration minérale de 

l’environnement aquatique dans lequel se trouve la crevette. 

4.4.1 Le calcium 

Le calcium (Ca) est un minéral essentiel utilisé pour la formation des tissus squelettiques. 

Chez la crevette, la grande majorité du calcium est rencontré dans l’exosquelette. Le calcium est 

aussi essentiel pour la coagulation du sang, l’activation des enzymes, la contraction musculaire et la 

perméabilité cellulaire ; le calcium est connu pour être essentiel à l’absorption de la Vitamine B 12 . 

L’environnement de l’élevage de la crevette généralement a une haute concentration en calcium qui 

est directement absorbé par la crevette. 

Par ailleurs, le calcium dans l’aliment a besoin d’être géré pour maintenir un ratio 

calcium/phosphore de 1/1 à 1,5/1. Le calcium ne devrait pas excéder 2,3 % dans l’aliment et serait 

minimisé. 

4.4.2 Le phosphore 

Une grande partie du phosphore total corporel est associé avec le calcium pour la 

formation de l’exosquelette. Le phosphore sert dans beaucoup de métabolismes, composant 

essentiel des phospholipides, des acides nucléiques, phosphoprotéines, composant hautement 

énergétiques (ATP), coenzymes. C’est un important tampon pour maintenir le pH des fluides intra et 

extra cellulaire. Le phosphore peut être absorbé directement à partir de l’environnement aquatique, 

cependant ses concentrations sont généralement limitées. Les sources de phosphore sont graines de 

cotons, chaire de crabe, de poissons, krill, son de riz, chair de crevettes, chair de calmar, son et 

levures de blé. Le taux dans l’aliment doit être d’environ 1,5%, et respecter le ratio Ca/P. 

4.4.3 Sodium, potassium et chlore 

Le Sodium (Na), potassium (K) et le chlore (Cl) sont rencontré dans les fluides et les tissus 

minces du corps. Ils jouent un rôle régulant la pression osmotique et la balance acides-bases. Ils ont 

une importante fonction dans le métabolisme d’échange d’eau. Les sources de sodium incluent la 

52 






farine de coton, poisson, son de riz, farine de soja, son et levures de blé Les sources de chlore 

incluent la chaire de crabe, farine de poisson, et de crevettes. Les taux recommandés de sodium et 

potassium dans les aliments commerciaux sont de 0,6 % et 0,9% respectivement. 

4.4.4 Magnésium 

La distribution du magnésium est identique à celle du phosphore avec une majorité 

rencontré dans l’exosquelette. Présent dans de nombreuses enzymes, il est impliqué pour les 

réactions enzymatiques des protéines, lipides, le métabolisme des carbohydrates, réactions 

nerveuses, musculaire et de l’osmorégulation. Les sources de magnésium incluent la farine de crabe, 

de coton, krill, son de riz et de blé, chair de crevettes. Le magnésium peut être supplémenté sous 

forme de sulfate de magnésium à un taux de 0,2% dans l’aliment commercial. 

4.4.5 Soufre 

Le soufre est utilisé par les protéines lorsqu’elles sont sous la forme d’acides aminés, 

méthionine et cystine. Il est contenu dans la farine de poisson, de cotons, farines de colza et levures. 

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Rapport Technique Final - ACP Fish II

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