Modul Biologie II/B: Evolution, Entwicklung und Systematik der ...

Modul Biologie II/B: Evolution, Entwicklung 

und Systematik der Pflanzen 

(Studienziel Bachelor, Lehramt für Gymnasien und 

Gesamtschulen, Biologie als Nebenfach) 

SS2009 

Die Dozenten des Botanischen Instituts

Biologie IIB (Botanik) im SS2009 Seite 2 

Inhaltsverzeichnis 

Inhaltsverzeichnis Seite 2 

Einführung Seite 3 

Vorbemerkungen Seite 4 

Zeitlicher Ablauf Seite 4 

Terminübersicht Seite 4 

Modulprüfungen Seite 5 

Literatur zur theoretischen Vorbereitung Seite 5 

Mitzubringende Materialien Seite 6 

Programm der Übungen Seite 6 

Pilze Seite 7 

Algen I Seite 9 

Algen II Seite 11 

Biodiversität von Algen/Flechten Seite 13 

Moose Seite 14 

Farne Seite 15 

Gymnospermen Seite 16 

Angiospermen Seite 17 

Anatomie der Sprossachse Seite 18 

Anatomie der Wurzel Seite 19 

Sekundäres Dickenwachstum Seite 20 

Anatomie des Blattes Seite 21 

Anhang Seite 22 

Eichung der Objektive des Olympus CX31-Mikroskops Seite 23 

ACF-Färbung Seite 24


Einführung 

Als Modulverantwortlicher des Moduls Biologie II/B (Evolution, Entwicklung und 

Systematik der Pflanzen) begrüße ich Sie zu dieser Lehrveranstaltung. In diesem 

Modul werden Ihnen die Grundlagen der Evolution, Entwicklung und Systematik der 

photosynthetischen Organismen und Pilze in Theorie (Vorlesung) und Praxis 

(Übung) vermittelt. Eine Übersicht über den zeitlichen Ablauf der Veranstaltung, die 

Voraussetzungen zur Teilnahme an den Modulprüfungen, die empfohlene Literatur 

und die Übungen benötigten Materialien findet sich nachstehend. 

Zu Beginn jeder Übung wird durch den Dozenten ein Antestat mittels eines 

elektronischen Abstimmungsverfahrens durchgeführt. Zur theoretischen Vorbereitung 

für das Antestat können die im Programm für die jeweilige Übungswoche 

ausgewiesenen Leitbegriffe verwendet werden. Die Erarbeitung der Leitbegriffe kann 

an Hand der empfohlenen Literatur und/oder der Vorlesung erfolgen. 

Das Ergebnis einer praktischen Übung wird in Form eines während der Übung 

sorgfältig angefertigten Protokolls dokumentiert. Das Protokoll wird von den 

Tischassistenten am Ende des Kurstages eingesammelt und, gegebenenfalls mit 

Korrekturen und Hinweisen versehen, während des folgenden Kurstages 

zurückgegeben. Es wird empfohlen die Protokolle zur Vorbereitung der Modulprüfung 

heranzuziehen. Unvollständige und/oder stark fehlerhafte Protokolle gefährden die 

Erlangung der Voraussetzung zur Teilnahme an der Modulprüfung! 

Vom Sinn des Zeichnens! 

Die Diversität von Strukturen (makroskopisch, mikroskopisch) lässt sich nur durch 

genaue, vergleichende Beobachtung ermitteln. Die Schärfung des 

Beobachtungsvermögens ist ein wichtiges Lernziel dieses Moduls und des Biologie- 

Studiums insgesamt. Diesem dient das Zeichnen, da es den Beobachter zwingt, 

genauer „hinzusehen“. Hierbei kommt es nicht auf „Schönheit“ der Zeichnung oder 

Übereinstimmung mit dem Lehrbuch an, sondern ausschließlich auf Detailtreue. Nur 

das, aber auch nicht weniger, was mit den zur Verfügung gestellten Mitteln sichtbar 

ist, soll dokumentiert werden. Das Erlernen des genauen Beobachtens ist ein 

Prozess, der Zeit, Geduld und Ausdauer verlangt, und der durch ständige 

Wiederholung optimierbar ist. Dies gilt übrigens ebenso für biochemische oder 

molekularbiologische Arbeiten. Nur wer einem biologischen Problem 

unvoreingenommen gegenüber steht und Beobachtungen/Versuche genau ausführt 

und analysiert, wird neue Erkenntnisse und damit neues Wissen gewinnen. 

In diesem Sinne wünsche ich Ihnen viel Erfolg in diesem Modul! 

Michael Melkonian


Vorbemerkungen 

Zeitlicher Ablauf 

Terminübersicht 

SW Termin Vorlesung Übung 

1 14.04. – 17.04. 1) Phylogenie, 

Evolution/Pilze 

Thema Dozent Thema Dozent 

MM - - 

2 20.04. – 24.04. Pilze/Algen MM Pilze LvB 

3 27.04. – 30.04. 2) Algen/Flechten MM Algen I MM 

4 04.05. – 08.05. Moose KB Algen II LvB 

5 11.05. – 15.05. 

Einführung 

Tracheophyten 

BM 

Biodiversität 

von 

Algen/Flechten 

6 18.05. – 22.05. Farne BM Moose KB 

7 25.05. – 29.05. Gymnospermen UH Farne BM 

Pfingstferien 

8 08.06. – 12.06. Angiospermen UH Gymnospermen KB 

9 15.06. – 19.06. 

Sprossachse 

primär 

10 22.06. – 26.06. Wurzel MB 

KB 

BB Angiospermen UH 

Sprossachse 

primär 

11 29.06. – 03.07. Wurzel MB 

12 06.07. – 10.07. Blatt MH 

Sprossachse 

sekundär 

13 13.07. – 17.07. Evolution UH Blatt MH 

14 21.07. – 24.07. 

1) 13.04. Ostermontag 

2) 01.05 Maifeiertag der Freitagskurs findet deswegen am Donnerstag statt 

EN 

RH 

Vorlesungszeiten: Mo, Di und Fr 10.00 – 10.45 (zusätzlich Do 16. + 24.04 8.00 – 

8.45) 

Übungen: 5 ggfs. 6 Parallelkurse Mo, Di 13.00 – 17.00, Mi 11.00 -15.00 und 15.15 – 

19.15, Fr 11.00 – 15.00 und ggfs. 15.15 – 19.15. 

Tutorium: Do 14.00 – 15.03 und Fr 11.00 – 12.30, Beginn: 23. bzw. 25.04.


Modulprüfungen 

Voraussetzungen für die Teilnahme an der Fachprüfung 

1. Anwesenheit (maximal einmal Fehlen mit Attest), 

2. Aktive Mitarbeit 

Theoretische Vorbereitung (30 % richtige Antestatfragen) 

Protokoll/Zeichnungen 

Termine der studienbegleitenden Modulprüfungen 

Dauer: 

2 Stunden 

Inhalt: 

Vorlesung und Übung 

Termin und Ort: 

24.08.09,9 – 11 Uhr studienbegleitende Modulprüfung: Hörsäle A1, A2 

und B Hörsaalgebäude 

01.10.09, 10 – 12 Uhr 1. Nachprüfung: Hörsäle A1 und A2 

Hörsaalgebäude 

09.01.10, 10 – 12 Uhr 2. Nachprüfung: Großer Hörsaal Biologie, Weyertal 

Literatur zur theoretischen Vorbereitung 

1) Raven, P.H., Evert, R.F., Eichhorn, S.E.: Biologie der Pflanzen; Walter de Gruyter, 

Berlin, 4. Auflage, 2006 

2) Bresinsky, A., Körner, C., Kadereit, J.W., Neuhaus, G., Sonnewald, U.: 

Strasburger, Lehrbuch der Botanik; Fischer, 36. Auflage, 2008


Mitzubringende Materialien 

Zu den Übungen Biologie II/B bitte unbedingt mitbringen: 

Präparierbesteck bestehend aus: 2 Präpariernadeln, 2 spitzen Pinzetten, davon 

1 Uhrmacherpinzette, 1 dünnen Wasserfarbpinsel, 1 Plastikpipette, frischen, 

zweischneidigen Rasierklingen, etwas Filterpapier, Objektträgern (1 Packung mit 50 

Stück), Deckgläsern 18 x 18 mm (ca. 200 Stück) 

Zeichenmaterial bestehend aus weißem Zeichenpapier, Bleistiften mittlerer Härte, z. B. 

HB (zu harte Bleistifte drücken durch, zu weiche ergeben ein verschmiertes Bild), 

Bleistiftspitzer, Radiergummi, Protokollheft


Programm der Übungen 

Kurstag 1: Pilze 

Linne von Berg 

• Nachweis von Pilzsporen in der Luft. 

• Allomyces arbuscula (Chytridiomycet): Mycel mit Zoosporangien oder 

Gametangien 

• Phycomyces blakesleeanus (Zygomycet): Mycelien mit Zygosporenbildung 

in der Kontaktzone 

• Sordaria macrospora (Ascomycet): Mycel mit Fruchtkörpern (Perithecien). 

Ascus mit unterschiedlicher Färbung der Meiosporen 

• Saccharomyces cerevisiae (Ascomycet): wachsende, sprossende Hefen 

• Agaricus bisporus (Basidiomycet): Bau des Fruchtkörpers (Basidien und 

Schnallenbildung) 

Demonstration: verschiedene Ascomyceten und Basidiomyceten; Lichtorientiertes 

Wachstum bei Zygomyceten; aktives Abschleudern von Sporangien (Pilobolus); 

Haupt- und Nebenfruchtformen bei Ascomyceten (Penicillium, Talaromyces) 

Leitbegriffe: 

Systematik, Taxonomie, Klassifizierung, Nomenklatur, Evolution, Phylogenie, 

Kladistik, Stammbaum, Plesiomorphie, Apomorphie, Homologie, Homoplasie, 

Monophylie, Paraphylie, Polyphylie, Molekulare Phylogenie, 

Domäne, Stamm, Klasse, Ordnung, Familie, Gattung, Art 

Bacteria, Archaea, Eukarya, 

Opisthokonta, Fungi, Chytridiomycota, Zygomycota, Glomeromycota, Ascomycota, 

Basidiomycota 

Hyphe, Mycel, Chitin, Septum, Sporenformen (Sporangiospore, Zoospore, 

Konidiospore, Zygospore, Ascospore, Basidiospore, Mitospore, Meiospore), 

Sporangien, Sporenträger, Hauptfruchtform, Nebenfruchtform, Kernphasenwechsel, 

Generationswechsel, Haplont, Diplont, Haplo-Diplont, Gametophyt, Sporophyt, 

Karyogamie, dikaryotische Phase, Gametogamie, Gametangiogamie, Somatogamie, 

Isogamie, Anisogamie, Oogamie, homothallisch, heterothallisch, coenocytisch, 

Spindelpolkörper, Ascus, Basidie, Ascogon, Haken, Schnalle, ascogene Hyphen, 

Askokarp, Hymenium, Paraphyse, Trichogyne, Spermatium, Apothecium,


Kleistothecium, Perithecium, Ascusentwicklung, Sproßmycel, Knospung, 

Phragmobasidie, Holobasidie, Fruchtkörper, gymnokarp, hemiangiokarp, angiokarp, 

Velum, Volva, Anulus, Sorus, Lamellen, ökologische und wirtschaftliche Bedeutung 

der Pilze (Pathogene, Parasiten, Symbionten, Mykorrhiza) 

Allomyces (Entwicklungsgang) 

Phycomyces (Entwicklungsgang) 

Pilobolus (Sporangienausschleuderung) 

Sordaria (Entwicklungsgang, Ascusentwicklung) 

Saccharomyces cerevisiae (Entwicklungsgang) 

Entwicklungsgang eines Homobasidiomyceten


Kurstag 2: Algen I 

Melkonian 

Vom Prokaryoten zum Plastiden. Algengruppen, deren Plastiden durch primäre 

Endocytobiose entstanden sind 

Demonstrationsversuche: 

Löslichkeit von Phycobilinen (Fluoreszenz). Funktion der Gasvakuolen bei 

Cyanobakterien (Aphanizomenon flos-aquae) 

• Anabaena sp. (Cyanobakterien): Trichome mit Heterocysten und 

Dauerzellen, Gasvesikel 

• Glaucocystis nostochinearum (Glaucocystophyceae): Cyanellen mit Resten 

einer prokaryotischen Zellwand 

• Batrachospermum sp. (Rhodophyta): Fädig verzweigte Rotalgen, 

geschlechtliche Fortpflanzung 

• Pyramimonas tetrarhynchus: einfach gebaute, begeißelte Grünalge 

(Chlorophyta) 

• Chara sp.: Komplex gebaute Grünalge (Streptophyta), geschlechtliche 

Fortpflanzung 

Demonstration (Auslage): Herbarexemplare mariner Rot- und Grünalgen 

Leitbegriffe: 

oxygene Photosynthese, Cyanobakterien, Stromatolithen, Thylakoid, Zellwand, 

Glykogen, Carboxysom, Gasvesikel, Cyanophycin, Phycobilisom, Heterocyste, 

Dauerzelle (Akinet), Stickstoff-Fixierung, Nitrogenase, Gleitbewegung. 

Algen (Defnition als Lebensform), Plastiden, Cyanellen, Rhodoplasten, Chloroplasten 

(Gemeinsamkeiten und Unterschiede), Endosymbiontentheorie, primäre , sekundäre 

und tertiäre Endocytobiose, einfache und komplexe Plastiden, Plastidenpigmente, 

Phylogenie der Plastiden, Organisationsstufen (monadal, capsal, coccal, trichal, 

siphonal). 

Glaucocystophyta, Cyanophora paradoxa, Glaucocystis nostochinearum, 

Phycobiline, Phycoerythrin, Phycocyanin, Allophycocyanin, Autosporen. 

Rhodophyta, Stärke, Cellulose, Tüpfel (pit plugs), triphasischer Generationswechsel, 

Gametophyt, Karposporophyt, Tetrasporophyt, Karposporen, Tetrasporen,


Spermatien, Karpogon, Trichogyne, isomorph, heteromorph, Plektenchym, uniaxiales 

Wachstum (Zentralfaden), multiaxiales Wachstum (Springbrunnentyp), Scheitelzelle. 

Bangiophyceae, Florideophyceae, Cyanidiophyceae, ökologische und wirtschaftliche 

Bedeutung der Rotalgen [Kalkalgen, Korallenriffe, Phykokolloide (Agar, 

Carrageenan), Porphyra (Nori)], Batrachospermum (Entwicklungsgang, 

Chantransia), Polysiphonia (Entwicklungsgang) 

Viridiplantae, Chlorophyta, Streptophyta, Embryophyta, Prasinophyten, Schuppen, 

Flagellaten, Geißelapparat, kreuzförmiges und unilaterales Geißelwurzelsystem, 

multilayered structure (MLS), Pyramimonas (Zellaufbau eines Flagellaten), 

Phycoplast, Phragmoplast, Streptophyta: Zygnematophyceae (Zieralgen), 

Coleochaete, Chara (vegetative Morphologie und Entwicklungsgang). 

Chlorophyta: Ulvophyceae [Ulva (Entwicklungsgang)], Chlorophyceae 

[Chlamydomonas reinhardtii (Entwicklungsgang), Volvox]


Kurstag 3: Algen II 

Linne von Berg 

Algen, deren Plastiden durch sekundäre Endocytobiose entstanden sind 

Versuch: Phototaxis verschiedener beweglicher Algen 

• Synura sp.. (Chrysophyceae): Heterokonter Flagellat (Zellkolonie) 

• Navicula sp. (Bacillariophyceae): Bau einer Kieselalge. Bewegung 

• Vaucheria sp. (Xanthophyceae): Siphonaler Faden. Fortpflanzung 

• Fucus spiralis (Phaeophyceae): komplexer Bau. Fortpflanzung 

• Peridinium volzii (Dinoflagellat): Bau der Zelle. Bewegung 

• Euglena deses (Euglenophyceae): Bau der Zelle, Bewegung 

Demonstration: Saprolegnia (Oomycet). Lebend- und Herbarexemplare von 

Meeresalgen. Synzoosporenbildung bei Vaucheria 

Leitbegriffe: 

Algen mit komplexen Plastiden, Cryptophyta, Chlorarachniophyta, Nucleomorph, 

periplastidäres Kompartiment, Chloroplast-ER 

Stramenopila, Heterokontophyta, Mitochondrienstruktur (tubuläre, flache oder 

diskoidale Cristae), Mastigonemen, Geißelentwicklungszyklus, Oomyceten, 

Chrysophyceae, Ochromonas (Zellbau), Kieselschuppen (Synura), ß-1,3 Glucan, 

Bacillariophyceae (Kieselalgen), Bau und Bildung der Kieselschale (Frustel, 

Epitheca, Hypotheca, Valven, Gürtelbänder, Zellverkleinerung, Silicalemma), 

Centrales (Entwicklungsgang: Melosira), Auxospore, Pennales (Entwicklungsgang: 

Navicula), ökologische Bedeutung der Kieselalgen, Xanthophyceae (Vaucheria: 

Entwicklungsgang, Synzoospore), Phaeophyceae [Braunalgen; Fucus: Entwicklungsgang, 

Zygote; Laminaria: Entwicklungsgang, plurilokuläre und unilokuläre 

Sporangien, Sexualpheromone, Fucoxanthin, Alginat, Fucoidan, ökologische und 

wirtschaftliche Bedeutung der Braunalgen] 

Haptophyta (Haptonema, Kalkschuppen, Emiliania huxleyi (Beitrag zum Kohlenstoffund 

Schwefelhaushalt) 

Alveolatae, Apicomplexa, Dinozoa, Phagotrophie (Myzocytose, Kleptoplastiden), 

tertiäre Endocytobiose, Peridinin, Begeißelungstypen (dinokont, desmokont, 

Transversalgeißel, Longitudinalgeißel), thecate Dinoflagellaten [Peridinium: Zellbau,


Epitheca, Hypotheca, Cingulum, Sulcus, Plattentabulatur, Trichocysten, Pusule, 

Chromosomen, Entwicklungsgang], ökologische und wirtschaftliche Bedeutung der 

Dinozoen (Parasiten, Symbionten, Zooxanthellen, rote Tiden, Toxine, Fischsterben) 

Euglenozoa, Kinetoplastida, Euglenoidea, Euglenophyceae, komplexe Plastiden, 

Chloroplast, Leukoplast, Euglena (Zellbau, Pellicula, Augenfleck, 

Paraxonemalkörper, Paraxonemalzylinder, Paramylon, Reservoir, Cytostom, 

kontraktile Vakuole, Metabolie)


Kurstag 4: Algen III / Flechten 

Plastidenpigmente, Biodiversität der Algengruppen. Flechten 

Brachhold 

Versuch: 

Chromatographie von Plastidenpigmenten verschiedener Algengruppen: 

Oscillatoria, Porphyridium, Spirogyra, Vaucheria, Phaeodactylum, Fucus 

• Identifikation verschiedener Algengattungen (Algenmischung aushändigen); 

Bestimmung mit "Naturführer Algen" 

• Collema sp. einfach gebaute Flechte ("homoeomerer Flechtenthallus") 

• Xanthoria sp. komplex gebauter („heteromerer“) Flechtenthallus, Apothecien 

• Cladonia sp. oder Hypogymnia sp.: Soredien 

Demonstration: kleine Auswahl von Flechten 

Leitbegriffe: 

Plastidenpigmente, Chromatographie, Verteilungs- und Adsorptionschromatographie, 

Dünnschichtchromatographie, Laufmittel, Polarität, Kammersättigung, Rf-Wert, 

Chlorophyll a, b, c, Carotinoide, Carotine, α-Carotin, β-Carotin, Xanthophylle, Lutein, 

Violxanthin, Zeaxanthin, Antheraxanthin, Neoxanthin, Diatoxanthin, Diadinoxanthin, 

Heteroxanthin, Vaucheriaxanthin, Fucoxanthin, Myxoxanthophyll, Phycobiline 

Flechten, Symbiose, Mycobiont, Photobiont (Phycobiont, Cyanobiont), 

Kontakthyphen, Haustorien, Fadenflechten, Gallertflechten, Krustenflechten, 

Blattflechten, Strauchflechten, homöomerer oder heteromerer Bau des Thallus, 

Cephalodien, Pyknidien, Soredien, Sorale, 

Isidien, Rhizinen, Flechtenstoffe, Flechten-Synthese, Biomonitoring


Kurstag 5: Moose - Bryophyta 

Brachhold 

• Marchantia polymorpha: (Marchantiales - Thallose Lebermoose). Habitus mit 

Antheridien- und Archegonienstand. Brutbecher. Anatomie Thallus, 

Querschnitt, Demonstration: Schnitt durch Archegonienstand, Archegonium 

im Detail 

• Lepidozia reptans: (Jungermanniales - Beblätterte Lebermoose). 

Morphologie eines beblätterten Lebermooses (Ansicht von der Unterseite) 

• Diplophyllum albicans: (Jungermanniales - Beblätterte Lebermoose). 

Sporogon, Sporen mit Elateren 

• Sphagnum sp.: (Sphagnales - Torfmoose). Torfmoos, Habitus, Blattanatomie 

• Funaria hygrometrica: (Bryidae - Laubmoose). Moosprotonema 

(Chloronema, Caulonema, Moosknospen) 

• Mnium hornum: (Bryidae - Laubmoose). Bau des Gametophyten. 

Antheridienstand. Bau des Sporogons 

• Demonstration: Polytrichum commune: (Bryidae - Laubmoose). 

Blattquerschnitt, Querschnitt Stämmchen, Anatomie (Leitgewebe, 

Festigungsgewebe) 

• Demonstration: Eine Auswahl verschiedener Leber- und Laubmoose 

Leitbegriffe: 

Hornmoose, Anthocerotopsida, Lebermoose, Marchantiopsida, Jungermanniopsida, 

Laubmoose, Bryopsida, heteromorph-heterophasischer Generationswechsel, 

Meiospore, Protonema, Gametophyt, Gametangium, Antheridium, Archegonium, 

Eizelle, Bauchkanalzelle, Halskanalzelle, Spermatozoid, Sporophyt, Sporogon, 

Embryo, Haustorium, Seta, 

Apophyse, Stomata, Archespor, Sporenmutterzelle, Meiose, Meiospore, Columella, 

Anulus, Deckel, Peristom, Calyptra, Rhizoid, Cauloid, Phylloid; Amphigastrium, 

Ölkörper, Elateren, Marchantia: Entwicklungszyklus, Antheridienstand, 

Archegonienstand, Perichaetium, Brutbecher, Brutkörper, Luftkammern, 

Assimilatoren, "Atemöffnung", Speichergewebe; Lepidozia, Diplophyllum: 

Blattstellung, Perichaetium; Sphagnum: Chlorocyten, Hyalocyten, Pseudopodium; 

Funaria hygrometrica: Entwicklungszyklus, Protonema, Chloronema, Caulonema, 

dreischneidige Scheitelzelle; Polytrichum: Hydroide, Leptoide, Assimilationslamellen.


Kurstag 6: Farnpflanzen - Pteridophyta 

Marin 

• Lycopodium (Bärlapp).: (Lycopodiopsida, Lycopodiales - Bärlappartige 

Farnpflanzen). Habitus, dichotome Verzweigung, Mikrophylle, Sporophylle mit 

Sporangien 

• Selaginella (Moosfarn).: (Lycopodiopsida, Selaginellales - Bärlappartige 

Farnpflanzen). Habitus, Längsschnitt durch Strobilus mit Mega- und 

Mikrosporangien, Anisophyllie, Sporen 

• Equisetum arvense (Schachtelhalm): (Equisetopsida - Schachtelhalmartige 

Farnpflanzen). Habitus Frühjahrs- und Sommerspross, Strobilus, Sporen mit 

Hapteren. Demonstration: Sprossquerschnitt. 

• Dryopteris filix-mas (Wurmfarn): (Pteridopsida – ‘echte’ Farne). Farnwedel 

(Megaphyll), Aufsicht und Querschnitt durch Sorus, Sporangium mit Indusium, 

Anulus, Stomium. Beobachtung der Sporangienöffnung. (Prothallium mit 

Antheridien und Archegonien) 

Demonstration: 

• Marsilea quadrifolia (Kleefarn): Habitus, Sporokarp, Heterosporie 

• Salvinia natans (Schwimmfarn): Habitus, Heterophyllie, Mikro- und 

Megasporangienbehälter 

• Azolla (Algenfarn): Anabaena-Symbiose 

• Psilotum triquetrum (Gabelfarn) und: Ophioglossum (Natternzunge): 

Evolution, unterschiedlicher Habitus, Homologisierung der Pflanzenorgane 

Leitbegriffe: 

Entwicklungszyklen von: Lycopodium, Selaginella, Equisetum, Dryopteris. 

Generationswechsel, Gametophyt, Prothallium, Gametangium, Gamet, Antheridium, 

Spermatozoid, Archegonium, Eizelle, Bauchkanalzelle, Halskanalzelle, Zygote, 

Embryo, Sporophyt, Sporophyll, Sorus, Sporangium, Meiospore, Indusium, Anulus, 

Stomium, Strobilus, Mikrophyll, Megaphyll, Sprossachse, Wurzel, Blatt, Isosporie, 

Heterosporie, Sporangium, Mikrosporangium, Megasporangium, Sporophyll, 

Mikrosporophyll, Megasporophyll, Megaprothallium, Mikroprothallium, Hapteren;; 

eusporangiat, leptosporangiat Lycopodiopsida, Selaginellales, Lycopodiales, 

Equisetopsida, Pteridopsida.


Kurstag 7. Spermatophytina – Samenpflanzen 1 

Gymnospermae - Nacktsamer 

Brachhold 

• Ginkgo biloba: (Ginkgoopsida - Ginkgoartige), männliche und weibliche 

Blüten. Blatt 

• Pinus sylvestris: (Coniferopsida - Nadelhölzer), männliche Blüten, weibliche 

Zapfen, Samenanlagen, Samen, Keimlinge, Kurztriebe mit zwei Nadeln 

• Taxus baccata: (Coniferopsida - Nadelhölzer) (männliche und weibliche 

Blüten) 

• Cycas/ Encephalartos/ Zamia (Cycadopsida - Cycadeen). Megasporophylle, 

männliche Zapfen, Mikrosporophylle 


Äste und Zapfen verschiedener einheimischer und fremdländischer Nadelgehölze 

(Fichte, Tanne, Lärche, Kiefer, Wacholder, Mammutbäume, Lebensbäume, Zedern). 

Gnetum, Ephedra, Welwitschia. Spermatozoiden von Ginkgo oder Cycadeen 

Leitbegriffe: 

Samenanlage, Nucellus, Megaprothallium, Mikropyle, Integument, Arillus, primäres 

Endosperm, Testa, Zapfen, Strobilus, Deckschuppe, Samenschuppe, Blüte, 

Mikrosporophyll, Mikrosporangium, Mikroprothallium, Prothalliumzelle, Spermazelle, 

Homologie Mega- und Mikroprothallium der heterosporen Farnpflanzen mit 

mehrzelligem Pollenkorn und Embryosack


Kurstag 8: Spermatophytina – Samenpflanzen 2 

Angiospermae – Bedecktsamer 

Höcker 

• Magnolia sp.: (Magnoliaceae - Magnoliengewächse). Bau einer Blüte mit 

vielen ursprünglichen Merkmalen, Sammel-Balgfrucht 

• Lilium sp.: (Liliaceae - Liliengewächse). Bau der Blüte (aufpräparierte 

Knospe), Schnitt durch die Anthere und den Fruchtknoten, Samenanlage, 

Blütendiagramm 

• Lamium sp.: (Lamiaceae - Lippenblütler). Blütenbau, Blütendiagramm 

• Sinapis alba (weißer Senf; Brassicaceae); Zea mays (Mais, Poaceae); 

Merkmale, Topographie und Morphologie der Keimlinge monokotyler und 

dikotyler Pflanzen 


Erklärung des ABC Blütenmodells anhand von homöotischen Blütenmutanten von 

Antirrhinum majus. Evolution und molekulare Steuerung der Blütensymmetrie: Linaria 

sp.. Domestikation von Mais: Vergleich der Sprossarchitektur von Zea mays und Zea 

mays subsp. parviglumis (Teosinte). 

Leitbegriffe: 

Entwicklung des Embryo (Embryogenese), Samen- und Keimlingsmorphologie, 

Dicotyle, Monocotyle, Morphologie des Kormus (Wurzel, Sprossachse, Blätter), 

Entwicklung zur adulten Pflanze (vegetativ, reproduktiv), Blütenorgane, Antheren, 

Fruchtknoten, Blütenformel, Blütendiagramm, sexuelle Fortpflanzung, 

Generationswechsel, Mikro- und Megagametophyt, Monözie, Diözie, Bestäubung, 

doppelte Befruchtung bei Angiospermen (vgl. Gymnospermen), Umwandlung der Blüte 

zur Frucht, Fruchttypen 

Evolutionsbiologie: Bedeutung von Transkriptionsfaktoren bei der Entstehung von 

Blütendiversität, MADS-Box Gene, ABC Blütengene, Evolution der Blütenarchitektur, 

TCP Gene, Evolution der Sprossarchitektur


Kurstag 9: Anatomie der Samenpflanzen 1 

Bau der Sprossachse 

Nowack 

• Ranunculus repens (Kriechender Hahnenfuß, Ranunculaceae - 

Hahnenfußgewächse) 

Querschnitt der Sprossachse (Übersicht, Gewebetypen der Sprossachse, 

zelluläre Zeichnung eines halben Leitbündels) 

• Zea mays (Mais, Poaceae - Süßgräser) 

Querschnitt der Sprossachse (Übersicht, Gewebetypen, Verteilung der 

Leitbündel in der Sprossachse) 

• Curcubita pepo (Gartenkürbis, Curcubitaceae - Kürbisgewächse) 


Leitbündel in der Sprossachse) 

Längsschnitt der Sprossachse (Zelluläre Zeichnung des Phloems) 

• Pteridium aquilinum (Adlerfarn, Polypodiaceae - Tüpfelfarngewächse) 


Leitbündel in der Sprossachse, zelluläre Zeichnung eines Leitbündels) 

Leitbegriffe: 

Gliederung der Sprossachse in Nodium und Internodium, Blattanlagen, 

Knospenanlagen, Bau des Apikalmeristems: Tunica, Corpus, antikline und perikline 

Zellteilungen, Rippenmeristem, Protoderm, Grundmeristem, Prokambium; Primäre 

Gewebe: Epidermis, primäre Rinde, Mark, Leitbündel (Aufbau: Phloem, Xylem, 

Kambiut, Typen und ihr Vorkommen); Leitgewebesystem der Sprossachse: 

Sympodium, Blattlücke, Blattspur; Grundbautypen der primären Sprossachse, 

Markstrahlen, Morphologie der Sprossachse: Kräuter, Stauden, Sträucher, Bäume, 

Kurzspross, Langspross; Verzweigungen: Monopodium, Monochasium, Dichasium, 

Metamorphosen der Sprossachse



Bau der Wurzel 

Bucher 

• Lepidium sativum (Gartenkresse) 

Habituszeichnung (ca. 1 cm der Wurzelspitze) 

• Ranunculus repens (Kriechender Hahnenfuß) 

Querschnitt der Primärwurzel (Übersichtszeichnung, zelluläre Zeichnung mit 

Phloem, Xylem und Endodermis) 

• Iris sp. 

tertiäre Endodermis 


verschiedene Spezialisierungen und Differenzierungen der Wurzel (Luftwurzeln, 

Speicherwurzeln, Wurzelknöllchen) 

Versuch: 

Auswirkung der Gravitation auf Lepidium sativum-Keimlinge 

Leitbegriffe: 

Wurzelmeristem, ruhendes Zentrum, Kalyptra, Kalyptrogen, Bildungszone, 

Streckungszone, Differenzierungszone, Rhizodermis, Wurzelhaare, Wurzelrinde, 

Zentralzylinder, rädiäre Leitbündelanordnung, Endodermis, Casparyscher Streifen, 

Suberin-Einlagerung, Exodermis, Perizykel (Perikambrium), Seitenwurzelbildung 

Wurzelmetamorphosen: Wurzelknollen, Wurzelranken, Stelzwurzeln, Atemwurzeln, 

Luftwurzeln



Häusler 

Sekundäres Dickenwachstum der Sprossachse, Holz, Bast und Periderm 

• Pinus sp. – Kiefer (Pinaceae – Kieferngewächse) oder Thuja sp. – 

Lebensbaum (Cupressaceae – Zypressengewächse) Holz und Bast der 

Gymnospermen. 

o Querschnitt durch den mehrjährigen Spross (Übersicht, Gewebetypen; 

o Ausschnitt mit Jahresgrenze und Markstrahl) 

o Tangentialer Längsschnitt durch das mehrjährige Holz 

o Radialer Längsschnitt durch das mehrjährige Holz 

• Sambucus niger – Schwarzer Holunder (Caprifoliaceae – 

Geißblattgewächse) Peridermbildung 

o Querschnitt durch peripheren Bereich des Sprosses 

Demonstration: Sekundäres Dickenwachstum der Wurzel: Holzrübe (Rettich 

/Raphanus sativus), Bastrübe (= Rindenrübe; Mohrrübe/Daucus carota), Rüben mit 

sukzedaner Entstehung mehrerer Kambiumringe (Futter- und Zuckerrübe/Beta 

vulgaris); Angiospermenholz, Kernholz, Splintholz, Dendrochronologie 

Leitbegriffe: Sekundäres Dickenwachstum (SDW) von Sprossachse und Wurzel; 

Holz (= sek. Xylem), Bast (= sek. Phloem),Borke; Dilatationswachstum; 

Lateralmeristeme, Initiation des SDW beim Spross: faszikuläres und interfaszikuläres 

Kambium, Kambiumzylinder; Holz- und Baststrahlen, Tracheiden, Tracheen; 

Vergleich der Anatomie des Gymnospermenholzes mit Angiospermenhölzern; 

Dynamik der Jahresringbildung (Frühholz, Spätholz); zerstreut-poriges und 

ringporiges Holz, mikropor / makropor; Kernholz, Splintholz; Thyllenbildung; Periderm 

als sekundäres Abschlussgewebe, Phellogen, Phelloderm, Phellem (Kork, Suberin), 

Lentizellen; tertiäres Abschlussgewebe, Borke



Bau des Blattes 

Hülskamp 

• Helleborus sp. (Nieswurz, Ranunculaceae - Hahnenfußgewächse): Bau eines 

bifazialen Blattes 

o Blattquerschnitt (Übersicht und Detailzeichnung mit oberer Epidermis, 

Palisadenparenchym, Schwammparenchym und unterer Epidermis inkl. 

Stoma) 

• Helleborus sp. (Nieswurz, Ranunculaceae - Hahnenfußgewächse): Flächenschnitt 

der Oberen und unteren Epidermis 

• Pinus sp.: ( Pinaceae - Kieferngewächse) Querschnitt durch ein Nadelblatt (evtl. 

als Demonstration) 


Morphologie des Grasblattes, Nervaturtypen, Blattmetamorphosen (Laubblatt, 

Nadelblatt, Blattranken, Blattdornen, Blattsukkulenz), Anisophyllie, Heterophyllie, 

blattanaloge Bildungen, Flachsprosse (Lang- und Kurztriebe), Phyllodien, 

Phyllokladien, Platykladien, Stammsukkulente mit Blattdornen (Kaktusform, Areolen) 

Leitbegriffe: 

Anlage der Primordien am Sprossapikalmeristem, Blattstellung, Blattentwicklung, 

Oberblatt(anlage), Unterblatt(anlage), Spreite, Stiel, Nebenblätter, Blattgrund; 

Morphogenese und Histogenese der Blätter, Blatt-Typologie (bifacial, invers bifacial, 

äquifacial, unifacial), Blattfolge (Primär-, Nieder-, Laubblätter, Hochblätter, 'Blüten'-blätter; 

Abschlussgewebe: Epidermis, Cuticula (Cutin, epicuticulare Wachse), Trichome, Stomata 

(Bau und Funktion), Grundgewebe: Assimilationsparenchym, 'Mesophyll', Palisaden- und 

Schwammparenchym, Interzellularsystem, Leitgewebe: Blattspuren, Leitbündel, Xylem 

(adaxial), Phloem (abaxial), Phloembeladung, Nervatur-Typen, 

Anastomosen, Interkostalfelder; Festigungsgewebe: Kollenchym, Sklerenchym 

(Lignifizierung); C3-, C4- Photosynthese, Kranzanatomie und Chloroplastendimorphismus 

(Zea mays; Saccharum officinarum, Zuckerrohr), CAM.


Anhang 

Eichung der Objektive des Olympus CX31 Mikroskops 

Objektiv 

Vergr./num. Apertur 

100 Teilstriche 

entsprechen 

1 Teilstrich entspricht 

4x/0,1 2,5 mm 25 µm 

10x/0,25 1,0 mm 10 µm 

20x/0,4 0,4 mm 4 µm 

40x/0,6 0,25 mm 2,5 µm


ACF-Triple Färbung 

Die ACF-Triple Färbung ist eine einfache Dreifachfärbung, um Bestandteile der 

Pflanzenzelle farblich zu differenzieren. 

Herstellung des Reagenz: 

Folgende Lösungen werden hergestellt: 

1. Astrablau 1 mg/ ml 

+ Eisessig 500 μl/ 20 ml 

2. Chrysoidin 1 mg/ml 

3. Neofuchsin 1 mg/ml 

Die Lösungen 1 + 2 + 3 werden im Verhältnis 20:1:1 gemischt 

Durchführung der Färbung: 

Die Schnitte werden kurz in ACF-Reagenz gelegt und anschließend in Wasser 

überführt. 

Ergebnis der Färbung: 

Zellulose: 

Lignin: 

Cutin: 

Suberin: 

blau 

rot 

orange 

orange

Modul Biologie II/B: Evolution, Entwicklung und Systematik der ...

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