Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf quantitative und ...

Tierärztliche Hochschule Hannover 

Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf quantitative und 

qualitative Spermaparameter des Rüden unter besonderer 

Berücksichtigung der Integrität der Plasmamembran und 

des Akrosoms sowie des Spermienchromatins 

INAUGURAL – DISSERTATION 

zur Erlangung des Grades einer 

Doktorin der Veterinärmedizin 

- Doctor medicinae veterinariae - 

( Dr. med. vet. ) 

vorgelegt von 

Christine Masal 

Fürth 

Hannover 2010

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.- Prof. Dr. A.-R. Günzel-Apel 

Reproduktionsmedizinische Einheit der Kliniken 

Klinik für Kleintiere 

1. Gutachter: Univ.- Prof. Dr. A.-R. Günzel-Apel 

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Bollwein 

Tag der mündlichen Prüfung: 09.11.2010

Meinen Eltern 

Jeder dumme Junge kann einen Käfer zertreten. Aber 

alle Professoren der Welt können keinen herstellen. 

Arthur Schopenhauer

Inhaltsverzeichnis 

1 Einleitung 13 

2 Literaturübersicht 15 

2.1 Anatomie von Hoden und Nebenhoden 15 

2.2 Spermienmorphologie 17 

2.3 Spermatogenese und Spermienreifung 18 

2.4 Nebenhodenpassage 20 

2.5 Physiologische Wärmeregulation des Hodens 20 

2.6 Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf die Ejakulatqualität 23 

2.7 Bewertung der Spermaqualität 28 

2.7.1 Konventionelle Spermaanalyse 28 

2.7.2 Durchflusszytometrie 29 

2.7.2.1 Integrität von Plasma- und Akrosommembran 30 

2.7.2.2 Spermienchromatinstruktur-Assay (SCSA TM ) 31 

2.7.3 Motilitätsparameter aus computergestützten Analysen 33 

3 Material und Methoden 34 

3.1 Versuchstiere 34 

3.2 Versuchsaufbau 34 

3.3 Lokale Wärmeapplikation am Hoden 35 

3.4 Andrologische Untersuchung und Samengewinnung 37 

3.5 Biologische Samenuntersuchung 37 

3.5.1 Spermienkonzentration und Spermiengesamtzahl 38 

3.5.2 Subjektiv geschätzte Motilität 38 

3.5.3 Membranintegrität der Spermien 39 

3.5.4 Spermienmorphologie 39 

3.6 Computergestützte Motilitätsanalyse (CASA) 40 

3.6.1 Cell Motion Analyser (CMA ®) 40

3.6.2 SpermVision ® 41 

3.7 Durchflusszytometrische Spermaanalyse 43 

3.7.1 FITC-PNA / PI-Färbung 43 

3.7.2 Spermienchromatinstruktur-Assay (SCSA ) 45 

3.8 Statistische Auswertung 47 

4 Ergebnisse 49 

4.1 Skrotale Oberflächentemperatur 49 

4.2 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf konventionelle 

Spermaparameter 50 

4.2.1 Ejakulatvolumen 51 

4.2.2 Spermiengesamtzahl 52 

4.2.3 Spermienmotilität 53 


4.2.5 Morphologie der Spermien 

4.3 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf computergestützte 

55 

Motilitätsparameter 58 

4.3.1 Cell Motion Analyser (CMA ® ) 

58 

4.3.2 SpermVision ® 4.4 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf 

63 

durchflusszytometrisch erfasste Spermaparameter 66 

4.4.1 Plasmamembran- und Akrosomstatus 66 

4.4.2 Chromatinstatus 69 

5 Diskussion 72 

5.1 Skrotale Oberflächentemperatur 72 


Spermaparameter 72 

5.2.1 Ejakulatvolumen 72 

5.2.2 Spermiengesamtzahl 74 


5.2.5 Morphologie der Spermien 77

5.3 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf Spermienmotilität 78 

5.4 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf Membranintegrität und 

Spermienchromatin 80 

5.4.1 Plasmamembran und Akrosomstatus 80 

5.4.2 Chromatinstatus 80 

5.5 Schlussfolgerungen 82 

6 Zusammenfassung 83 

7 Summary 85 

8 Verzeichnisse 87 

8.1 Abbildungsverzeichnis 87 

8.2 Tabellenverzeichnis 89 

8.3 Literaturverzeichnis 90 

9 Anhang 114 

9.1 Technische Ausstattung und Einstellungen des CMA ® 

(Cell Motion Analyser) 114 

9.2 Technische Ausstattung und Einstellungen des 

SpermVision ® 3.5 115 

9.3 Messpositionen für Rüdenspermien, SpermVision ® 116 

9.4 Settings SpermVision ® 117 

9.5 Bezugsquellen für Geräte und Verbrauchsmaterial 121 

9.6 Bezugsquellen und Materialien zur skrotalen Wärmeapplikation 123 

9.7 Chemikalien 124 

9.8 Rezepturen 124 

9.9 Einzeldaten SpermVision ® 126 

9.10 Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung 135

Abkürzungsverzeichnis 

A. Arteria 

Abb. Abbildung 

Abw. Abweichung 

ALH amplitude of lateral head displacement 

AO Akridinorange 

AOC average orientation change 

B Bos 

BCF beat cross frequency 

A. bidest Aqua bidestillata 

bzw. beziehungsweise 

°C Grad Celsius 

ca. circa 

CASA computerassistierte Spermaanalyse 

CMA Cell Motion Analyser ® 

d day (Tag) 

DAP distance average path 

DCL distance curvilinear 

dest. destillata 

DFI DNA-Fragmentationsindex 

d.h. das heißt 

DNA deoxyribonucleic acid 

DSL distance straight-line 

et al. et alii 

Fa. Firma 

FITC Fluorescein-Isothiocyanat 

FSH Follikelstimulierendes Hormon 

kg Kilogramm 

h hour (Stunde) 

HBS HEPES-gepufferte Lösung 

Hz Hertz

incl. inklusive 

LIN linearity 

M. musculus 

max. Maximum 

min. Minimum 

µl Mikroliter 

mm Millimeter 

mmol Millimol 

µm Mikrometer 

MW Mittelwert 

n Anzahl der Tiere/Ejakulate 

nm Nanometer 

PI Propidiumjodid 

PNA peanut agglutinin 

Proc. Processus 

PSA Pisum sativum agglutinin 

® eingetragenes Warenzeichen 

ROS reactive oxygene species (reaktive Sauerstoffspezies) 

SAS ® Statistical Analysis System 

SCSA sperm chromatin structure assay (Spermienchromatinstruktur-Assay) 

SD standard deviation (Standardabweichung) 

sek Sekunde 

sog. sogenannt 

SD Standard 

STR straightness 

T tunica 

Tab. Tabelle 

TNE Tris-NaCl-EDTA-Puffer 

TVC testicular vascular cone 

u. und 

u.a . unter anderem 

V. Vena

VAP velocity averaged path 

VCL velocity curvilinear 

VSL velocity straight-line 

WOB wobble 

z.B. zum Beispiel

1 Einleitung 

Einleitung 

Durch die Globalisierung der Hundezucht und die Möglichkeit des Im- und Exports 

von Tiefgefriersperma und flüssig konserviertem, gekühltem Samen kam es in den 

letzten Jahren zu einer Umstrukturierung der Hundezucht. Die Züchter haben 

heutzutage die Möglichkeit, zur Bedeckung ihrer Hündin Deckrüden zu wählen, die 

zum Teil mehrere tausend Kilometer entfernt leben. Infolgedessen ist auch die 

Nachfrage nach Samenkonservierung und künstlicher Besamung in den letzten 

Jahren deutlich gestiegen. In diesem Zusammenhang finden heute regelmäßig 

Untersuchungen auf die Zuchttauglichkeit und Fruchtbarkeit der Samenspender statt. 

Dementsprechend haben sich die Methoden zur Ejakulatbeurteilung weiterentwickelt. 

Neben der konventionellen Spermaanalyse zur Erstellung des Basisspermiogramms 

werden mittlerweile auch bei der Tierart Hund vermehrt computergestützte Verfahren 

wie die computergestützte Motilitätsanalyse (GÜNZEL-APEL et al. 1993), die 

Durchflusszytometrie an fluoreszenzmarkierten Spermien (PETRUNKINA et al. 2004; 

PENA et al. 2006) sowie der Spermienchromatinstruktur-Assay nach EVENSON et 

al. (1980) (STROTMANN 2009; NÚNEZ-MARTINEZ et al. 2007) eingesetzt. Diese 

modernen Untersuchungstechniken minimieren den subjektiven Einfluss des 

Untersuchers, erhöhen die Genauigkeit der Ergebnisse und führen somit zu einer 

präziseren Aussage über die Fertilität des Rüden. 

In der Reproduktionsmedizin kommt Faktoren, die sich negativ auf die Fruchtbarkeit 

auswirken, besondere Bedeutung zu. Die Regulation der Hodentemperatur spielt 

hierbei eine erhebliche Rolle. Physiologischer Weise liegt die Kerntemperatur der 

Hoden einige Grad Celsius [2,5 - 4°C, WAITES (1970); 2 - 8°C, BANKS et al. (2005)] 

unterhalb der Körpertemperatur. Bei verschiedenen Tierarten, wie z.B. Rind 

(ALBRECHT 2006), Schaf (MIEUSSET et al. 1992) und Pferd (BADER 2001; 

SCHWEIZER 2006) konnte gezeigt werden, dass sich eine skrotale Hyperthermie 

ungünstig auf die Samenqualität auswirkt. Informationen zum Einfluss einer skrotalen 

Hyperthermie auf die Spermienqualität des Hundes liegen bislang nicht vor. 

13

Einleitung 

Ziel der vorliegenden Studie war die Gewinnung detaillierter Erkenntnisse über den 

möglichen Einfluss einer experimentell erzeugten moderaten Hyperthermie am 

Hundehoden auf die Ejakulatbeschaffenheit und damit die Fertilität gesunder, adulter 

Beaglerüden. Es sollte der Frage nachgegangen werden, ob qualitative und / oder 

quantitative Ejakulatparameter betroffen sind. Dabei wurden moderne 

spermatologische Verfahren wie die computergestützte Motilitätsanalyse, die 

Durchflusszytometrie und der Spermienchromatinstruktur-Assay eingesetzt. 

14

2 Literaturübersicht 

Literaturübersicht 

2.1 Anatomie von Hoden und Nebenhoden 

Die Hoden (Testes) sind paarig angelegt und liegen beim Rüden relativ weit kaudal 

im Zwischenschenkelspalt. Ihre Funktion besteht in der Samenzellproduktion, dem 

Transport von Spermien sowie der Bildung männlicher Geschlechtshormone. Ihre 

Größe korreliert beim Rüden mit dem Körpergewicht (GÜNZEL-APEL et al. 1994). 

Da bei den verschiedenen Hunderassen große Gewichtsunterschiede bestehen, 

variiert die Größe der Hoden dementsprechend. Die Hoden des Hundes haben eine 

ovale bis kugelige Form, sind prall-elastisch und liegen frei verschieblich annähernd 

horizontal im Hodensack (Skrotum) (GÜNZEL-APEL 1986), welcher in der Regel 

dunkel pigmentiert und kaum behaart ist. Unabhängig von der Tierart unterscheidet 

man am Hoden ein Kopfende (Extremitas capitata) und ein Schwanzende 

(Extremitas caudata), weiterhin den mit dem Nebenhoden verwachsenen 

Nebenhodenrand (Margo epididymalis) sowie den ihm gegenüberliegenden freien 

Rand (Margo liber). Der Nebenhoden (Epididymis) wird makroskopisch in den kranial 

liegenden Nebenhodenkopf (Caput epididymidis), den dorsal dem Hoden 

aufliegenden Nebenhodenkörper (Corpus epididymidis) sowie den kaudal am Hoden 

gelegenen Nebenhodenschwanz (Cauda epididymidis) eingeteilt. 

Hoden, Nebenhoden und Samenstrang sind von mehreren Hüllen umgeben. Das 

Skrotum setzt sich aus der dünnen äußeren Haut, welche viele Schweiß- und 

Talgdrüsen aufweist, der Unterhaut (Tunica dartos) sowie der Fascia spermatica 

externa zusammen (EVANS u. CHRISTENSEN 1993; GASSE 1999). Die Tunica 

dartos besteht aus glatter Muskulatur, die sich bei thermischer und mechanischer 

Reizung kontrahieren kann, und ist somit durch Oberflächenverkleinerung an der 

Thermoregulation des Hodens beteiligt (GASSE 1999). Der Innenraum des Skrotums 

wird durch das Septum scroti in einen linken und rechten Bereich unterteilt, in 

welchem je ein vom Processus (Proc.) vaginalis umgebener Hoden liegt. Dieser 

Scheidenhautfortsatz setzt sich aus der Fascia spermatica interna und der Tunica 

vaginalis zusammen. Der kräftige M. cremaster mit der Fascia cremasterica liegt 

zwischen Skrotum und Proc. vaginalis. Er agiert reflektorisch und kann durch seine 

15


Befestigung am Proc. vaginalis diesen samt Inhalt anheben. Die dem Hoden 

unmittelbar anliegende 1 - 2 mm dicke Tunica albuginea ist reich an Kollagenfasern 

und bildet eine bindegewebige Organkapsel, die das Hodenparenchym unter Druck 

hält. Von ihr ausgehend ziehen Bindegewebssepten radiär auf das Hodenzentrum zu 

und vereinigen sich zum Bindegewebskörper (Mediastinum testis). Die 

Samenkanälchen (Tubuli seminiferi contorti) sind Ort der Samenzellbildung. Sie 

liegen in der Peripherie des Hodens und sind stark geschlängelt. Aus ihnen gelangen 

die Samenzellen in die geraden Tubuli recti, welche in der Mitte des Hodens das 

Hodennetz (Rete testis) bilden und anschließend über Ausführungsgänge (Ductuli 

efferentes) in den Nebenhodenkopf münden. Beim Rüden existieren 15 - 16 dieser 

Ausführungsgänge, die sich zum stark geschlängelten, 5 - 8 Meter langen 

Nebenhodenkanal (Ductus epididymidis) vereinen, welcher den bindegewebig 

umhüllten Nebenhodenkörper und –schwanz bildet (GASSE 1999; LIEBICH 2003). 

Das Blutgefäßsystem des Hodens übernimmt wichtige Funktionen bei der 

Temperatur- und Blutdruckregelung sowie beim Transport von Hormonen. Die 

arterielle Versorgung des Hodens wird über die aus der Aorta abdominalis 

entspringende Arteria testicularis gewährleistet. Diese zieht zum tiefen Leistenring 

und ist ein Bestandteil des Samenstrangs (Funiculus spermaticus), in welchem sie in 

engen spiraligen Windungen verläuft und so ein Rankenkonvolut bildet 

(VOLLMERHAUS 1999; CERVENY et al. 1999). An der Extremitas capitata des 

Hodens tritt die A. testicularis auf den Margo epididymalis über. Die A. testicularis 

erreicht als Marginalarterie die Extremitas caudata, wo schließlich die Aufteilung in 

einen lateralen (Ramus lateralis) und einen medialen (Ramus medialis) Ast erfolgt. 

Beide Rami entlassen während ihres Verlaufes über beide Hodenflächen weitere 

Äste, die Rami testiculares mediales bzw. laterales, aus denen letztlich die 

Zentripetalarterien entspringen, welche die Tunica albuginea penetrieren und in den 

Hodensepten zum Mediastinum testis ziehen. Dort knäueln sich die Arterien erneut 

auf und laufen als Zentrifugalarterien wieder zurück zur Hodenkapsel 

(VOLLMERSHAUS 1999; GASSE 1999; SINOWATZ 2001). 

Der venöse Blutabfluss aus dem Hoden wird über zwei Gefäßsysteme geregelt. 

Einerseits fließt venöses Blut in zentripetaler Richtung ab. Diese Venen vereinigen 

sich zur Zentralvene, welche an der Extremitas capitata aus dem Hoden austritt. 

16


Andererseits verlaufen im Parenchym radiär und interlobulär zur Organkapsel 

venöse Gefäße, die einen zentrifugalen Abfluss bewirken und an der 

Hodenoberfläche eine Gefäßtapete bilden (GASSE 1999). An der Basis des 

Samenstranges erfolgt ein Zusammenfluss aller Venen in ein Rankengeflecht, den 

Plexus pampiniformis, welcher stark verästelt das Rankenkonvolut der A. testicularis 

umgibt. Auf diese Weise entsteht zwischen Vene und Arterie eine große 

Austauschfläche, welche die Diffusion erleichtert und den Wärmeaustausch fördet 

(COULTER u. KASTELIC, 1994). Die aus dem Plexus pampiniformis entspringende 

V. testicularis mündet schließlich in die V. cava caudalis (GASSE 1999; SINOWATZ 

2001; LIEBICH 2003). 

2.2 Spermienmorphologie 

Spermien sind zu eigenständiger Bewegung befähigte männliche Keimzellen. Die 

Hauptaufgabe dieser hoch spezialisierten Zellen besteht im Transport des 

männlichen haploiden Genoms in den weiblichen Genitaltrakt, um dieses während 

der Befruchtung der Oozyte freizusetzen (PENA et al. 2009). 

Obwohl die Spermien der verschiedenen Tierarten eine jeweils charakteristische 

Gestalt aufweisen und in ihrer Größe variieren, gibt es in der Grundstruktur diverse 

Übereinstimmungen (SETCHELL 1982). Das Spermatozoon besteht im 

Wesentlichen aus dem abgeplatteten Kopf und dem Schwanz, welcher sich in Hals-, 

Mittel-, Haupt- und Endstück unterteilen lässt (MONESI 1976). Die Gesamtlänge 

eines Rüdenspermiums beträgt 55,3 - 62,7 μm (CUMMINS u. WOODALL 1985). Der 

oval geformte Kopf ist 5,5 - 7,4 μm lang und durchschnittlich 3,8 μm breit (WOODALL 

u. JOHNSTONE 1988). Im Spermienkopf befindet sich der aus dicht kondensiertem 

Chromatin bestehende Zellkern mit dem haploiden Chromosomensatz. Die vorderen 

2/3 des Kopfes werden kappenartig vom Akrosom umgeben, welches vom Golgi- 

Apparat der Spermatiden abstammt. Es enthält hydrolysierende Enzyme wie Akrosin, 

Esterasen, Hyaluronidasen und saure Proteinasen, denen bei der Penetration der 

Schutzhüllen der Eizelle (Corona radiata und Zona pellucida) eine besondere 

Bedeutung zukommt (SINOWATZ 2001; LIEBICH 2003). Die Funktion des 

17


Spermienhalses liegt in der gelenkigen Verbindung zwischen Spermienkopf und dem 

restlichen Schwanzteil. Das auf das Halsstück folgende Mittelstück ist laut 

WOODALL u. JOHNSTONE (1988) durchschnittlich 10,1 μm lang. Es beinhaltet 

zentral gelegen den sog. Achsenfaden (Axonema). Dieser wird von neun 

Mantelfasern begleitet, die wiederum schraubenartig von den Mitochondrien des 

Spermiums umgeben sind (Sinowatz 2001). Deren Hauptaufgabe ist es, durch 

Bereitstellung von ATP die für die Vorwärtsbewegung benötigte Energie zu erzeugen 

(PENA et al. 2009). Der Schlussring trennt das Mittelstück vom Hauptstück, welches 

mit einer Länge von im Durchschnitt 45,2 μm den größten Anteil des 

Spermienschwanzes ausmacht (CUMMINS u. WOODALL 1985; WOODALL u. 

JOHNSTONE 1988). Ein direkt unter der Zellmembran gelegenes System aus 

Ringfasern umgibt hier zusätzlich das Axonema und die Mantelfasern. Das relativ 

kurze Endstück des Spermienschwanzes (4 - 6 μm) ist durch Fehlen jeglicher 

Mantel- und Ringfasern ausgesprochen dünn (Ø 0,2 μm) und besteht hauptsächlich 

aus dem lediglich von der Zellmembran umgebenen Achsenfaden (RÜSSE u. 

SINOWATZ 1998). 

2.3 Spermatogenese und Spermienreifung 

Mit dem Begriff Spermatogenese bezeichnet man jegliche Vermehrungs- und 

Differenzierungsvorgänge, die während der Entwicklung der Spermien in den 

Samenkanälchen ablaufen und an deren Ende die reife männliche Keimzelle steht. 

Von Geburt an existieren in den Tubuli seminiferi contorti teilungsfähige 

Spermatogonien. Mit Eintritt der Geschlechtsreife und der damit verbundenen 

Konzentrationssteigerung von FSH und Testosteron beginnt die Spermatogenese. 

Ein kompletter Spermatogenesezyklus dauert beim Rüden acht bis neun Wochen 

und besteht aus vier bis fünf Tubulusepithelzyklen (FOOTE et al. 1972; IBACH et al. 

1975). FOOTE et al. (1972) teilen den Keimepithelzyklus in 8 Phasen, wohingegen 

IBACH et al. (1975) eine Unterteilung in 10 Phasen postulieren. Die Spermatogenese 

lässt sich in zwei aufeinanderfolgende Abschnitte, die Spermatozytogenese und die 

Spermiogenese, gliedern (LIEBICH 2003). Während der Spermatozytogenese 

18


entstehen aus den von den Primordialkeimzellen abstammenden Spermatogonien 

die Spermatiden. Nach Teilung der Spermatogonien in zwei Tochterzellen verbleibt 

eine von ihnen als neue Stammzelle, während die andere mehrere mitotische 

Teilungen durchläuft, so dass primäre Spermatozyten mit diploidem 

Chromosomensatz entstehen. In einer ersten meiotischen Reifeteilung werden diese 

zu sekundären Spermatozyten mit haploidem Chromosomensatz. Die zweite 

meiotische Reifeteilung beendet die Spermatozytogenese mit dem Entstehen von 

Spermatiden, die ebenfalls einen haploiden Chromosomensatz aufweisen. Im Verlauf 

der nun folgenden Spermiogenese kommt es zu einer Reihe von 

Umgestaltungsprozessen an den Spermatiden, an deren Ende das ausdifferenzierte 

Spermium steht. Diese Reifungsperiode wird in vier verschiedene Phasen unterteilt: 

Golgi-, Kappen-, Akrosom- und Reifungsphase. In der Golgi-Phase verschmelzen die 

im Golgi-Apparat gebildeten Vesikel zur akrosomalen Vakuole, welche sich an der 

Kernmembran im Bereich des späteren Vorderendes anlagert. Über eine Basalplatte 

gelangt ein proximales Zentriol in Kontakt mit dem Spermatidenkern, während die 

Geißelentwicklung am distalen Zentriol stattfindet. Während der Kappenphase 

kommt es zur Abflachung der akrosomalen Vakuole unter gleichzeitiger Verdichtung 

ihres Inhalts. Durch die zunehmende Ausbreitung der Vakuole über den Kern der 

Spermatide entsteht schließlich die Akrosomkappe. In der nun folgenden 

Akrosomphase streckt sich der Spermatidenkern unter zunehmender Kondensation 

des Chromatins. Die Akrosomkappe folgt dieser Verlängerung des Spermatidenkerns 

und entwickelt sich zum Akrosom, welches den Zellkern nun zur Hälfte bis zwei 

Drittel bedeckt. Gleichzeitig wird auch die Bildung des Geißelapparats aus dem 

distalen Zentriol abgeschlossen. Die Reifungsphase, in welcher Spermienkopf und 

–schwanz ihre speziestypische Ausprägung erhalten, beendet die Spermiogenese 

(SCHNORR 1985; RÜSSE u. SINOWATZ 1998; LIEBICH 1999; SINOWATZ 2001). 

19

2.4 Nebenhodenpassage 


Nach Ablauf der Spermiogenese werden die Spermien in das Lumen der 

Samenkanälchen freigesetzt (Spermiation) und gelangen über die Ductuli efferentes 

des Hodens in den Nebenhodenkopf. Mit dem Verlassen des Hodens sind die 

Spermien noch nicht befruchtungsfähig. Erst während der epididymalen 

Spermienreifung erhalten sie durch verschiedene morphologische und biochemische 

Veränderungen die Fähigkeit zur gerichteten Vorwärtsbewegung, zum Überleben im 

männlichen und weiblichen Reproduktionstrakt, zur Akrosomreaktion, zur Bindung an 

die Zona pellucida sowie zur Fusion mit der Vitellinmembran der Oozyte (COOPER 

1998; TÖPFER-PETERSEN et al. 1998; KIRCHHOFF 1999). Die Dauer der 

Nebenhodenpassage der Spermien variiert bei den einzelnen Spezies nur 

geringgradig. Im Durchschnitt beträgt sie 8 – 15 Tage (JONES 1989; LIEBICH 2003). 

Mit Beendigung der Nebenhodenpassage erlangen die Spermien ihre volle 

Befruchtungsfähigkeit (BAMBERG 1975) und können anschließend als reife 

Spermatozoen wochenlang im Nebenhodenschwanz gespeichert werden 

(GENESER 1990). 

2.5 Physiologische Wärmeregulation des Hodens 

Mit Ausnahme einiger weniger Säugetiere (Robben, BLIX et al. 1983; Wale, 

ROMMEL et al. 1992; Elefanten und Klippschliefer, SETCHELL u. MIEUSSET 1996), 

liegen die Hoden der geschlechtsreifen Haussäugetiere, so auch die des Rüden, 

extraabdominal im Skrotum. Diese exponierte Lage stellt sicher, dass die 

physiologische Kerntemperatur der Hoden einige Grad Celsius unterhalb der 

Körperinnentemperatur liegt. WAITES (1970) gibt eine Temperaturdifferenz von 2,5 - 

4°C an, BANKS et al. (2005) sogar eine Differenz von 2 - 8°C. Die niedrigere 

Hodentemperatur ist essentiell für den ungestörten Ablauf der Spermatogenese 

(WAITES u. SETCHELL 1969; WAITES 1970; BANKS et al. 2005). Auch die 

Speicherfähigkeit des Nebenhodenschwanzes ist temperaturabhängig (TÖPFER- 

PETERSEN und WABERSKI 2001). Die Temperatur nimmt ausgehend vom 

20


Nebenhodenkopf über den Nebenhodenkörper kontinuierlich ab, so dass bei 

Säugetieren im Spermienreservoir des Nebenhodenschwanzes die niedrigste 

skrotale Temperatur zu finden ist. TÖPFER-PETERSEN und WABERSKI (2001) 

beschrieben für den Nebenhodenschwanz Temperaturen, die 4 - 5°C unterhalb der 

Körperkerntemperatur lagen. Zur Aufrechterhaltung des Temperaturgradienten 

tragen verschiedene spezifische Mechanismen bei (ROBERTSHAW u. VERCOE 

1980). Dazu zählen das Gegenstromprinzip über den sog. testicular vascular cone 

(TVC) (GUNN u. GOULD 1975; COOK et al. 1994), die Wärmeabstrahlung von der 

Oberfläche des Skrotums (COULTER 1988), die Veränderung der Hodenlokalisation 

im Zwischenschenkelspalt über Muskelanteile der Tunica dartos (SETCHELL 1978) 

und die Entstehung von Verdunstungskühle mit Hilfe der skrotalen Schweißdrüsen 

(BLANQUEZ et al. 1988). Diese Mechanismen, die für die meisten Säugetiere gelten 

(ASHDOWN u. HANCOCK 1980; SETCHELL 1991), sind beim Bullen am 

intensivsten untersucht worden (ROBERTSHAW u. VERCOE 1980; TURNER 1980; 

COOK et al. 1994; KASTELIC et al. 2000; BRITO et al. 2004). 

Das Gegenstromprinzip beruht auf den anatomischen Besonderheiten in der 

Blutversorgung der Hoden. Die A. testicularis bildet oberhalb der Hoden ein stark 

aufgeknäultes Rankenkonvolut, welches von einem Venengeflecht, dem Plexus 

pampiniformis, umgeben ist (GASSE 1999). Dieser wirkt als Wärmeaustauscher und 

kühlt das arterielle Blut ab. Die Schleifenbildung der A. testicularis vor dem 

Herantreten an den Hoden verlangsamt zudem den Blutfluss und ermöglicht auf 

diese Weise eine gewisse Wärmeregulation (HARRISON u. WEINER 1949). Eine 

Wärmeeinwirkung auf den Hoden führt zu einer Entspannung der unter der 

Skrotalhaut gelegenen Tunica dartos sowie des M. cremaster. Die dadurch erreichte 

Vergrößerung der skrotalen Oberfläche hat eine höhere Wärmeabstrahlung zur 

Folge. Gleichzeitig verlagert sich der Hoden nach unten und liegt nun weiter entfernt 

vom Körper. Damit verringert sich der Wärmeeinfluss der Körpertemperatur auf den 

Hoden (HARTIG 1954; SETCHELL 1978). Im Gegensatz dazu führt Kälteeinwirkung 

zu einer Fältelung der Skrotalhaut und somit zu einer Oberflächenverkleinerung des 

Skrotums. Der Hoden wird über reflektorische Kontraktion des M. cremaster näher an 

den Körper herangezogen. Als Konsequenz verringert sich die Wärmeabstrahlung 

21


und der Wärmeaustausch mit dem Körperkern kann effektiver erfolgen (HARTIG 

1954). 

Auch die Beschaffenheit der äußeren Skrotalhaut trägt zur testikulären 

Thermoregulation bei. Sie ist relativ dünn, meist wenig behaart und auf der 

Oberfläche mit vielen Schweißdrüsen versehen (KASTELIC et al. 2000). Fettgewebe, 

welches den restlichen Körper isoliert, fehlt hier (HARRENSTEIN 1928). Dafür 

existiert nur hier ein ausgeprägter subepidermaler Lymphgefäßplexus (ESSER 

1932). Die Schweißdrüsen des Skrotums sind größer und produzieren ca. fünfmal 

mehr Schweiß pro Drüse als die Schweißdrüsen des restlichen Körpers (BLAZQUEZ 

et al. 1988). ROBERTSHAW und VERCOE (1980) stellten fest, dass bei Bullen, die 

einer Umgebungstemperatur von 40°C ausgesetzt waren, der Feuchtigkeitsverlust 

über das Skrotum höher war als der über die gesamte Körperoberfläche 

zusammengenommen. Ursächlich hierfür sind die speziellen Schweißdrüsen des 

Skrotums. Desweiteren weist die Skrotalhaut eine im Vergleich zur restlichen 

Körperhaut erhöhte Wasserdurchlässigkeit auf, wodurch es insgesamt zu einer 

Steigerung der Wasserdiffusionsrate am Skrotum und in deren Folge auch zu einer 

Kühlung kommt (ROBERTSHAW u. VERCOE 1980). 

Unterschiede in der Thermoregulationsfähigkeit zwischen verschiedenen Rassen 

sowie zwischen Individuen einer Rasse wurden sehr intensiv am Bullen untersucht. 

So sind Bos (B.) indicus Rinder besser in der Lage, höhere Temperaturen 

auszugleichen als Rinder der Rasse B. taurus. Dies hängt mit einem vergleichsweise 

größeren Quotienten aus Hautumfang/Körpergröße, einer vermehrten Anzahl an 

Schweißdrüsen, einer geringeren Wärmeproduktion sowie einem in der Regel 

kleineren Körperumriss zusammen (TURNER 1980). BRITO et al. (2004) fanden 

außerdem Diskrepanzen in der Morphologie der Blutgefäße und des testicular 

vascular cone, welche eine unterschiedliche Effektivität der skrotalen 

Thermoregulation zur Folge haben können. So führt eine kürzere A. testicularis und 

ein damit verbundenes geringeres arterielles Volumen, wie es bei B. taurus der Fall 

ist, zu einem reduzierten Wärmeaustausch zwischen arteriellem und venösem Blut 

und in der Folge zu höheren Temperaturen in Hoden und Nebenhoden. Des 

Weiteren kann auch die Dicke der Arterienwand insofern eine Rolle spielen, als dass 

eine dünnere Gefäßwand eine größere Wärmeabgabe ermöglicht, was wiederum in 

22


einer besseren Samenqualität resultieren kann (COOK et al. 1994; BRITO et al. 

2004). Auch die Distanz zwischen Arterie und Vene im TVC beeinflusst den 

Wärmeaustausch. Je näher die beiden Gefäße aneinander liegen, desto besser kann 

die Wärmeabgabe erfolgen. Bei B. inducus liegen Arterie und Vene enger zusammen 

als bei B. taurus und der gemessene Temperaturabfall nach Passage des TVC ist 

deutlich höher (BRITO et al. 2004). 

2.6 Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf die Ejakulatqualität 

Die Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf die Ejakulatbeschaffenheit wurden 

bereits bei verschiedenen Tierarten (Kaninchen, PLOEN 1973; Schwein, STONE 

1982; Hund, SHAFIK 1991; Rind, BRITO et al. 2004, WU 2005, ALBRECHT 2006; 

Pferd, FREIDMANN et al. 1991, SCHWEIZER 2006; Lama, SCHWALM et al. 2007) 

untersucht. Die Erwärmung der Hoden kann durch unterschiedliche Verfahren 

erreicht werden. Dazu gehören das Anlegen eines Suspensoriums, das Eintauchen 

der Hoden in ein Wasserbad, der künstlich induzierte Kryptorchismus sowie das 

Verbringen des ganzen Tieres in einen Raum mit erhöhter Umgebungstemperatur 

(SETCHELL 1998). Prinzipiell sind die Auswirkungen auf die Ejakulatqualität sowohl 

von der Höhe der Temperatur als auch von der Dauer der Temperatureinwirkung 

abhängig (VAN OORDT u. VAN DER HEYDE 1927; MIEUSSET et al. 1992). 

Die bislang einzige Arbeit zur Untersuchung der Auswirkungen skrotaler 

Hyperthermie auf die Ejakulatbeschaffenheit beim Rüden wurde 1991 von Shafik 

durchgeführt. Die Hoden von 20 adulten Rüden mit Normospermie wurden in den 

Skrotalhals verlagert und dort für den Zeitraum von einem Jahr fixiert. Durch die 

nähere Lage zum Abdomen und die eingeschränkte Mobilität konnte eine 

intraskrotale Temperaturerhöhung um durchschnittlich 2°C erreicht werden. 

Zwischen der 2. und 4. Woche nach Versuchsbeginn begann die Spermiendichte zu 

sinken. Vor Anlegen des Suspensoriums betrug sie mindestens 40 x 10 6 / ml. Drei 

Monate nach Versuchsbeginn zeigte sich bei allen Rüden eine hochgradige 

Oligozoospermie mit Spermienkonzentrationen unter 20 x 10 6 und nach 12 Monaten 

23


lag bei 16 der 20 Rüden eine Azoospermie vor. Die Spermienmotilität nahm ebenfalls 

stark ab und erreichte bei den vier verbliebenen Rüden nach 12 Monaten mit 

durchschnittlich 14,6% vorwärtsmotilen Spermien ein Minimum. Bereits 4 Wochen 

nach Versuchsbeginn war ein Anstieg der formabweichenden Spermien zu 

verzeichnen, welcher nach 12 Monaten bei den vier verbliebenen Rüden ein mittleres 

Maximum von 90% aufwies. Nach Lösen der Fixation und Rückverlagerung der 

Hoden in die physiologische Position befand sich die Spermiengesamtzahl nach 3 

Monaten wieder auf Ausgangsniveau bzw. war zum Teil sogar höher als vor der 

Temperatureinwirkung. Der Anteil formabweichender Spermien sank bei allen Rüden 

auf weniger als 40% ab. Die Spermienmotilität, die vor Versuchsbeginn bei 

mindestens 70% motilen Spermien gelegen hatte, betrug drei Monate nach 

Rückverlagerung der Hoden bei 12 Rüden > 70% und bei acht Rüden < 70%. 

HERR (2010) untersuchte die Auswirkungen einer 48stündigen skrotalen 

Hyperthermie auf Hoden und Nebenhoden mittels histologischer und 

immunhistochemischer Verfahren. Bei den insgesamt sieben Rüden wurde eine 

skrotale Temperaturerhöhung um durchschnittlich 3,7°C erreicht. Zwei der Tiere 

wurden neun Wochen später kastriert. Fünf Rüden erhielten eine zweite 

Hyperthermiephase mit einer durchschnittlichen Temperaturerhöhung um 3,8°C. 

Mittels TUNEL- und Caspase-3 Verfahren wurde nach skrotaler Hyperthermie 

tendenziell eine Zunahme der Anzahl apoptotischer Zellen im Vergleich zur 

Kontrollgruppe ohne Wärmeapplikation beobachtet. Auch neun Wochen nach der 

Wärmeeinwirkung war die Anzahl apoptotischer Zellen noch erhöht, während nach 

der zweiten Hyperthermie vermehrt Nekrosen im Keimepithel nachweisbar waren. 

Das Nebenhodentubulusepithel wies bei den wärmebehandelten Tieren vor allem 

vakuolige Veränderungen auf. Mit Hilfe der Ki-67-Methode war bei der 

Versuchsgruppe im Gegensatz zur Kontrollgruppe ein kompensatorischer Anstieg 

der Proliferation zu verzeichnen. Die durch die skrotale Wärmeapplikation 

hervorgerufenen Schädigungen des Hodengewebes waren reversibel, jedoch nach 

einem Spermatogenesezyklus noch nicht vollständig behoben. 

Bei Hengsten konnte in mehreren Studien gezeigt werden, dass eine Erhöhung der 

Skrotaltemperatur um 2 - 3°C schwerwiegende Auswirkungen auf die Samenqualität 

24


haben kann (FREIDMANN et al.1991; LOVE u. KENNEY 1999; BADER 2001). 

SCHWEIZER (2006) rief bei drei Hengsten mit Normospermie durch Anlegen eines 

Suspensoriums über 48 Stunden eine Erhöhung der skrotalen Oberflächentemperatur 

um 2 - 4°C hervor. Während der folgenden 3 Monate zeigte sich bei allen 

drei Hengsten ein kontinuierlicher Abfall des Prozentsatzes vorwärtsbeweglicher 

Spermien bis Woche 4, von durchschnittlich 64 % auf 35 %. In der 5. Woche nach 

Versuchsbeginn trat ein kurzzeitiger Ansteig der Vorwärtsmotilität um 15 % ein, bevor 

in Woche 7 ein durchschnittlicher Minimalwert von 27 % festgestellt wurde. 

Der durchschnittliche Prozentsatz an Spermien mit intakter Plasmamembran stieg in 

Woche 3 von anfangs 34 % auf 51 % an. Dies erklärte die Autorin damit, dass in der 

Studie Junghengste eingesetzt wurden die erst nach einigen Absamungen 

Normwerte erreichten. Ab der 4. Woche sank der Anteil plasmamembranintakter 

Spermien ab und erreichte in Woche 7 nur noch 19 %. 

Die Spermiengesamtzahl wies bei zwei Tieren in den Wochen 7 bzw. 8 nach 

Wärmeapplikation eine deutliche Reduzierung auf. Bei zwei Hengsten stieg der 

Anteil an Spermien mit erhöhter DNA-Fragmentation (%DFI) deutlich an, und zwar 

bei einem Tier bis zur 5. Woche von 7 auf 22 %, bei dem zweiten Hengst von 17 auf 

35 % in Woche 3 bis Woche 5. Nach Erreichen des Maximums fielen bei beiden 

Hengsten die DFI-Werte wieder bis Woche 9 auf 6 % und blieben bis zum Ende der 

12 Wochen dauernden Untersuchungsperiode konstant. Der dritte Hengst wies nur 

geringgradige Schwankungen im DFI-Wert auf. 

Die detailliertesten Untersuchungen zur Auswirkung skrotaler Hyperthermie auf die 

Ejakulatbeschaffenheit liegen bei der Tierart Rind vor. Schon 1966 beschrieben 

SKINNER und LOUW, dass durch eine erhöhte Umgebungstemperatur die Anzahl 

morphologisch abnormer Spermien im Ejakulat zunimmt. Im selben Jahr führte EL 

AZAB (1966) eine testikuläre Hyperthermie durch Inkubation der Hoden in einem 

Wasserbad herbei und erzielte ähnliche Ergebnisse. 

Auch bei Bullen wurde durch Anlegen eines Suspensoriums über einen Zeitraum von 

48 Stunden eine Störung der Spermiogenese induziert (WILDEUS und ENTWISTLE, 

1983; VOGLER et al. 1991, 1993). Die Spermiogramme der Tiere wiesen in den 

25


Merkmalen Formabweichungen und Motilität deutliche Abweichungen von der Norm 

auf. Insbesondere wurden in den Tagen 6 bis 30 nach Wärmeapplikation vermehrt 

Spermien mit abgelösten Köpfen beobachtet. 

ACEVEDO (2001) stellte 27 Tage nach Erzeugung einer 48-stündigen skrotalen 

Hyperthermie durch Isolierung der Hoden mittels Suspensorium bei sechs Bullen mit 

Normospermie einen Abfall des Prozentsatzes vorwärtsmotiler Spermien auf 47 % 

fest. Der Anteil formabweichender Spermien stieg ab Tag 13 an und erreichte ein 

Maximum zwischen Tag 20 und 23 nach Wärmeapplikation. Am Tag 34 waren 

wieder Ausgangswerte erreicht. Veränderungen in der Spermienmorphologie wurden 

auch in dieser Studie insbesondere im Bereich des Kopfes und der Kopfkappe 

festgestellt. 

WU (2005) erreichte bei vier Bullen ebenfalls mittels Suspensorium eine Erhöhung 

der skrotalen Temperatur um 6 – 7 °Celsius über einen Zeitraum von 48 Stunden. 

Bereits 12 Tage später kam es zu einer deutlichen Abnahme der 

Spermiengesamtzahl. Gleichzeitig war eine signifikante Zunahme von Spermien mit 

Anomalien im Kopfbereich zu verzeichnen. Nachdem am Tag 23 ein Maximum an 

Kopfveränderungen vorlag, befanden sich die Werte am Tag 33 wieder auf 

Ausgangsniveau. 

ALBRECHT (2006) erhöhte bei vier Bullen über 48 Stunden die Skrotaltemperatur 

um durchschnittlich 3,2 - 5,1°C durch das Anlegen eines Suspensoriums. Daraus 

resultierte eine Abnahme der Spermiengesamtzahl nach einer bis zwei Wochen. Bei 

drei Tieren lag das Minimum mit Werten von 0,3, 0,2 und 3,7 Mrd. Spermien pro 

Ejakulat in Woche 4 oder 5, während der vierte Bulle zwischen Woche 3 und 8 

durchgehend niedrige Spermiengesamtzahlen von unter 0,2 Mrd. aufwies. Der Anteil 

vorwärtsbeweglicher Spermien sank auf unter 10 bzw. 5 % ab. Der Anteil sekundärer 

Spermienanomalien stieg bei allen vier Tieren stark an und zwar von durchschnittlich 

1,8 % auf 59,0 - 60,9 %. Der DFI-Wert betrug vor der Wärmeapplikation 

durchschnittlich 8,9 % und stieg danach stetig an. In den Wochen 4 oder 5 wurden 

Höchstwerte zwischen 64,3 % und 89,5 % gemessen. Am Ende der 10-wöchigen 

26


Versuchsphase lagen alle untersuchten Parameter annähernd oder wieder 

vollständig auf Ausgangsniveau. 

MIEUSSET et al. (1992) führten bei 12 Schafböcken mittels eines Suspensoriums 

eine skrotale Temperaturerhöhung um ca. 2°C herbei. Bei 8-stündiger 

Wärmeapplikation pro Tag über einen Zeitraum von insgesamt 162 Tagen zeigten 

sich in der Spermiengesamtzahl keine Veränderungen. Der durchschnittliche Anteil 

vorwärtsbeweglicher Spermien lag jedoch während des gesamten Zeitraumes 

unterhalb des Niveaus der Kontrollgruppe. Bei 16-stündiger Wärmeapplikation pro 

Tag über 144 Tage sank die Spermiengesamtzahl unter die Werte der 

Kontrollgruppe ab. Dieser Unterschied war signifikant. Auch der Abfall 

vorwärtsmotiler Spermien fiel in dieser Gruppe deutlicher aus als bei 8-stündiger 

Hyperthermie pro Tag. Bei einer 24-stündigen Temperaturerhöhung über einen 

Zeitraum von 30 Tagen war bereits nach 12 Tagen ein Abfall der 

Spermiengesamtzahl zu verzeichnen, welcher sich binnen 80 Tagen nach 

Beendigung der Wärmeapplikation regenerierte. Der Anteil vorwärtsbeweglicher 

Spermien verringerte sich ab Tag 9 der Wärmeapplikation und sank auf beinahe 0 %. 

Siebzig Tage nach Beendigung der Hyperthermie waren auch hier wieder 

Ausgangswerte erreicht. 

Bei zwei Javaneraffen (Macaca fascicularis) führte ein 30minütiges Erwärmen der 

Hoden in einem Wasserbad bei 43°C über 6 Tage zu einer Azoospermie in Woche 6 

bzw. 8. Ein drittes Tier entwickelte eine Olizozoospermie 6 Wochen nach 

Wärmeapplikation. Es zeigten sich keine signifikanten Änderungen bezüglich der 

Spermienmotilität und Spermienmorphologie (LUE et al. 2002). 

PÈREZ-CRESPO et al. (2008) führten eine ähnliche Studie mit identischer 

Wärmeapplikation bei Mäusen durch. Die Spermienkonzentration war 7, 14, 21, 28 

und 60 Tage nach Hitzeeinwirkung signifikant erniedrigt. An Tag 14, 21 und 28 zeigte 

sich eine signifikante Herabsetzung der Spermienmotilität und an den Tagen 7, 14, 

21 und 28 war die Anzahl toter Spermien deutlich erhöht. 

27


2.7 Bewertung der Spermaqualität 

2.7.1 Konventionelle Spermaanalyse 

Die klassische Ejakulatanalyse umfasst die Bestimmung von Volumen, Aussehen, 

Samendichte, Spermiengesamtzahl, pH-Wert, Spermienmotilität und –morphologie 

(GÜNZEL 1986). 

Das Ejakulat wird in drei Fraktionen, - Vorsekret, spermienreiche Phase und 

Nachsekret - , aufgefangen. Den Hauptanteil des Gesamtvolumens bildet das aus 

der Prostata stammende Nachsekret. Durch die Dichtebestimmung in der 

spermienreichen Phase lässt sich die Spermiengesamtzahl des Ejakulates durch 

Multiplikation von Volumen mal Dichte errechnen, welche einen bedeutsamen 

Parameter für die Beurteilung des Ejakulates darstellt (GÜNZEL 1986; GÜNZEL- 

APEL et al. 1993; PENA-MARTINEZ 2004; ROOT KUSTRITZ 2007). Die 

physiologische Spermiengesamtzahl eines Ejakulats ist vom Körpergewicht und 

damit von der Größe der Hoden abhängig. So sollten Ejakulate von Rüden zwischen 

10 und 20 kg Körpergewicht mindestens 500 x 10 6 Spermien aufweisen, die 

durchschnittliche Spermienzahl pro Ejakulat beträgt 800 x 10 6 (GÜNZEL-APEL et al. 

1994). Die Bewertung des Aussehens erfolgt subjektiv nach Konsistenz und Farbe. 

Sekret aus der Prostata ist wässrig und klar, während die spermienreiche Phase 

milchig bis molkig und weißlich erscheint. Eine Abweichung, z.B. in Form einer 

Hämospermie, kann auf ein pathologisches Geschehen hinweisen, dessen Ursache 

abgeklärt werden sollte (ROOT KUSTRITZ 2007). 

Der normale pH-Wert in Hundesperma beträgt 6,7 ± 0,2 (GÜNZEL-APEL 1986). Die 

Messung sollte zügig nach der Samenentnahme erfolgen (THRELFALL 2003). 

Die Motilität ist ein wichtiger Indikator für die Funktionsfähigkeit von Spermien. Die 

funktionale und strukturelle Kompetenz des Spermatozoons spiegelt sich in der 

Bewegungsfähigkeit wider (PENA-MARTINEZ 2004). Es besteht eine positive 

Korrelation zwischen progressiver Motilität einerseits und der 

Plasmamembranintegrität (KUMI-DIAKA 1993; RODRIGUEZ-GIL et al. 1994) sowie 

der physiologischen Morphologie von Spermien andererseits (ELLINGTION et al. 

1993). Üblicherweise wird zur Erhebung der Spermienmotilität der Anteil vorwärts-, 

28


orts- und unbeweglicher Spermien mikroskopisch geschätzt (ROTA et al. 1997). 

Aufgrund der subjektiven Beurteilung durch unterschiedliche Untersucher kann es zu 

einer großen Variation der Ergebnisse kommen (LINFORD et al. 1976; IGUER- 

OUADA u. VERSTEGEN 2001). In frisch gewonnenen Ejakulaten sollte der Anteil 

vorwärtsmotiler Spermien bei >60 % liegen (GÜNZEL-APEL et al. 1994). Laut 

JOHNSTON et al. (2001) und IGUER-OUADA u. VERSTEGEN (2001) beträgt der 

Anteil motiler Spermien in einem normalen Ejakulat zwischen 70 und 90 %. Nach 

LARSEN (1980) sollte das Ejakulat fertiler Rüden mindestens 70 % 

vorwärtsbewegliche Spermien aufweisen. 

Zusätzlich ist zur Bestimmung der Fertilität eines Rüden die Spermienmorphologie 

ein wichtiger Parameter (SALLAM et al. 2003). Nach dem Ort ihrer Entstehung 

unterscheidet man primäre und sekundäre Abweichungen. Primäre Spermiendefekte 

entstehen während der Spermatogenese wohingegen sich sekundäre während der 

Spermienausreifung im Nebenhoden oder im Samenleiter während der Ejakulation 

entwickeln (OETTLÈ u. SOLEY 1986; GÜNZEL-APEL et al. 1994). Sie sind Folge 

eines kurzzeitigen Stresses und werden als weniger bedenklich in Bezug auf die 

Fruchtbarkeit eingestuft als primäre Defekte, wobei ein hoher Prozentsatz 

sekundärer Veränderungen die Motilität und somit die Fruchtbarkeit einschränkt 

(PENA-MARTINEZ 2004). 

Nach KRAUSE (1965) liegt der Prozentsatz formabweichender Spermien bei Rüden 

mit Normospermie unter 20 %. Dies entspricht dem von GÜNZEL (1986) in 

insgesamt 74 Hundeejakulaten ermittelten Durchschnittswert von 17,6 %. Generell 

kann ein Ejakulat als normal beurteilt werden, wenn der Anteil formabweichender 

Spermien nicht mehr als 30 % beträgt (CHRISTIANSEN 1984; GÜNZEL-APEL et al. 

1994; VEZNIK et al. 2003). 

2.7.2 Durchflusszytometrie 

Nach FOOTE (1975) ist die Akrosomintegrität der verlässlichste Parameter für die 

Beurteilung der Befruchtungsfähigkeit von Spermien. Mit der Methode der 

Durchflusszytometrie können heutzutage die akrosomale Integrität und der 

Plasmamembranstatus sowie die Integrität der DNA-Doppelhelix bestimmt werden. 

29


Nach PENA (2007) ist der Durchflusszytometrie im Vergleich zur mikroskopischen 

Bestimmung der Spermienmotilität der Vorzug zu geben, da eine subjektive 

Beeinflussung der Ergebnisse durch den Untersucher ausgeschlossen ist. Die 

Durchflusszytometrie ist ein sensitives und objektives Verfahren und ermöglicht die 

Analyse vieler lebender Zellen in kurzer Zeit (PENA et al. 1998). Die gegenüber der 

Auswertung am Mikrosokop erhöhte Sensitivität resultiert aus der Analyse von 10000 

Zellen. Aus diesem Grund ist auch die Erfassung geringer Abweichungen mit hoher 

Wiederholbarkeit und Genauigkeit möglich (PENA et al. 2001). Außerdem erlaubt die 

Durchflusszytometrie die gleichzeitige Messung multipler Samenqualitätsparameter 

(BALLACHEY et al. 1986; PENA et al. 1998; GRAHAM 2001). Das Prinzip der 

Methode besteht in der Markierung von Spermien mit einem fluoreszierenden 

Farbstoff. Diese werden in einem Flüssigkeitsstrom an einem fokussierten Laser 

vorbeigeführt. Ein optisches System detektiert die Lichtemissionen der einzelnen 

Zellen und wandelt sie in digitale Signale um. Anschließend erfolgt die Auswertung 

der Daten über einen an das Durchflusszytometer angeschlossenen Computer 

(BALLACHEY et al. 1986). 

2.7.2.1 Integrität von Plasma- und Akrosommembran 

Da die Spermienmembran einen exakten Biosensor für den gesamten Zellstatus 

darstellt, ist die Erfassung subtiler Veränderungen von großer Bedeutung (PENA 

2007). Die Integrität der Plasmamembran sowie die Akrosomintegrität sind für die 

Befruchtungsfähigkeit der Spermatozoen essentiell (PENA et al. 1998). 

Das Lektin Peanut Agglutinin (PNA) bindet selektiv an der Innenseite der äußeren 

Akrosommembran (FLESCH et al. 1998). Der an das PNA gekoppelte 

Fluoreszenzfarbstoff Fluoreszein-Isothiocyanat (FITC) emittiert nach Laseranregung 

Licht im grünen Bereich. FITC-PNA gefärbte Spermien mit geschädigtem Akrosom 

können so anhand ihrer Grünfärbung durchflusszytometrisch ermittelt werden. Da 

Lektine intrazellulär an akrosomgebundenes Material binden (CROSS u. MEIZEL 

1989), können lediglich permeable bzw. geschädigte Akrosome gefärbt werden 

(THOMAS et al. 1997), während sich intakte Akrosome nicht anfärben lassen 

30


(ASHWORTH et al. 1995; SZÀSZ et al 2000). Die Zellmembran vitaler Spermien ist 

für FITC-PNA undurchlässig (CHENG et al. 1996). 

Propidiumjodid (PI) ist ein Fluoreszenzfarbstoff, der aufgrund seiner Molekülgröße 

nur in Zellen mit geschädigter Plasmamembran eindringen kann (GROGAN u. 

COLLINS 1990; HARRISON u. VICKERS 1990; ORTMANN u. RODRIGUEZ- 

MARTINEZ 1994). Es handelt sich um einen DNA-bindenden Farbstoff, der nach 

Laseranregung rot fluoresziert (ROTA et al. 1995). Auf diese Weise ist eine 

Unterscheidung zwischen vitalen (membranintakten) und geschädigten 

(membrandefekten) Spermien möglich (HARRISON u. VICKERS 1990; GARNER et 

al. 1999; RATHI et al. 2001). 

2.7.2.2 Spermienchromatinstukturanalyse (SCSA TM ) 

Das Spermienchromatin enthält die genetische Information der Samenzelle und füllt 

den Spermienkopf fast vollständig aus (MONESI 1976). Es besteht aus DNA, 

niedermolekularen basischen Kernproteinen, Lipiden und Ionen wie Kalium, 

Magnesium, Kupfer, Zink und Phosphat. Durch starke Komprimierung der 

Chromatinsubstanz während der Spermatogenese und der epididymalen 

Reifungsphase wird die Erbsubstanz wirkungsvoll gegen äußere Schadeinwirkungen 

geschützt und ihre Integrität bis zur Fertilisation aufrechterhalten (LOVE u. 

KENNEDY 1998; EVENSON u. JOST 2000). Chromatindefekte Spermien sind zwar 

grundsätzlich in der Lage, die Oozyte zu befruchten, führen aber zu einer erhöhten 

embryonalen Mortalität (TEJADA et al. 1984). Dementsprechend kann das vermehrte 

Vorliegen chromatindefekter Spermien im Ejakulat auf eine verminderte Fruchtbarkeit 

des männlichen Individuums hinweisen. Nach EVENSON et al. (2002) empfiehlt sich 

zur genaueren Einschätzung der Befruchtungsfähigkeit von Spermien zusätzlich die 

Beurteilung des Spermienchromatinstatus. 

Mit dem von EVENSON et al. (1980) entwickelten Sperm Chromatin Structure Assay 

(SCSA TM ) wird die Integrität des Spermienchromatins analysiert. Das Verfahren 

beruht auf der erhöhten Empfindlichkeit von abnormal strukturiertem Chromatin 

31


gegenüber säure- oder hitzevermittelter Denaturierung und liefert somit 

Informationen über die Stabilität des Spermienchromatins. 

Das Sperma wird hierzu mit einem stark sauren Medium (pH = 1,2) versetzt, wodurch 

eine Denaturierung der normalerweise doppelsträngig vorliegenden DNA-Moleküle in 

zwei Einzelstränge herbeigeführt wird. Da nur die DNA chromatininstabiler Spermien 

anfällig für diesen Denaturierungsprozess ist, hängt das Ausmaß der provozierten 

Denaturierung vom Grad der Spermienchromatinintegrität ab. Nach Färbung mit dem 

metachromatischen Akridinorange wird mittels Durchflusszytometrie die Fluoreszenz 

überprüft. Jedes Spermium passiert einen fokussierten Laser mit einer Wellenlänge 

von 488 nm (blaues Licht). Bei Auftreffen des Laserstrahls auf die Zellen werden 

diese zur Fluoreszenz angeregt. Beim Vorliegen doppelsträngiger, also intakter, DNA 

lagert sich das Akridinorange als Monomer zwischen zwei parallele Basen, was 

grüne Fluoreszenz (Emissionsmax. 530 nm) zur Folge hat. An Einzelstränge bindet 

der Farbstoff als Polymer und ruft rote Fluoreszenz (Emissionsmax. 640 nm) hervor 

(ICHIMURA et al. 1971; DARZYNKIEWICZ et al. 1975; EVENSON et al. 1980; 

ROYERE et al. 1988; KOSOWER et al. 1992). Für jedes einzelne Spermium wird der 

Anteil der Rotfluoreszenz an der Gesamtfluoresz (rot + grün) errechnet 

(BALLACHEY et al. 1986; EVENSON et al. 1991). Laut EVENSON et al. (2002) wird 

dieser Wert nach neuer Nomenklatur als DNA-Fragmentationsindex (DFI) 

bezeichnet. Der DFI kann Werte zwischen 0 und 1 annehmen und quantifiziert das 

Ausmaß der Denaturierung jedes Spermiums. Je mehr Spermien eine 

chromatininstabile DNA aufweisen, desto höher ist der Wert. In einem 

Verteilungshistogramm werden die gemessenen DFI-Werte abhängig von ihrer Höhe 

dargestellt. Spermien mit einer hohen Rotfluoreszenz werden als DFI-Spermien 

bezeichnet (EVENSON et al. 2002). Bei mehreren Tierarten wurde eine negative 

Korrelation zwischen dem DFI-Wert und der Fertilität nachgewiesen (Eber, 

EVENSON et al. 1994; Hengst, KENNEY et al. 1995, MORRELL et al. 2008; Bulle, 

BALLACHEY et al. 1986). Bei Hunden wurde die Chromatinstruktur sowohl von 

frischem als auch von tiefgefrorenem Sperma in diversen Studien untersucht 

(NUNEZ-MARTINEZ et al. 2005; SHAHIDUZZAMAN u. LINDE-FORSBERG 2007; 

KODERLE et al. 2009). STROTMANN (2009) stellte bei Rüden eine Korrelation 

zwischen dem DFI und dem Anteil vorwärtsbeweglicher, membrangeschädigter 

32


sowie dem Gesamtanteil morphologisch abweichender Spermien fest. Ferner 

bestand ein Zusammenhang zwischen dem Anteil chromatininstabiler Spermien 

einerseits und dem Gesamtanteil kopfkappenveränderter Spermien, dem Anteil 

sekundärer Kopfkappenveränderungen, dem Anteil an Kopfveränderungen und dem 

Anteil an Spermien mit Veränderungen am Halsbereich oder Veränderungen an 

Haupt- und Endstück andererseits. Der Spermienchromatinstatus kann demzufolge 

als zusätzlicher Fertilitätsparameter herangezogen werden (EVENSON u. JOST 

2000). 

2.8 Motilitätsparameter aus computergestützten Analysen 

Nach SAACKE und WHITE (1972) und LINFORD et al. (1976) ist die mikroskopische 

Schätzung der Spermienmotilität keine verlässliche Methode, um eine Aussage über 

die zu erwartende Fruchtbarkeit treffen zu können. Aufgrund des subjektiven 

Einflusses durch den Untersucher können sogar innerhalb eines Labors große 

Unterschiede bestehen (JØRGENSEN et al. 1997). Zur objektiven Beurteilung der 

Spermienmotilität wurde Mitte der achtziger Jahre die computerassistierte 

Spermaanalyse (CASA) eingeführt (BLACH et al. 1989; JASKO et al. 1988; 

SCHROEPPEL 1988). Bei diesem Verfahren werden mittels einer Videosequenz 

Einzelbilder mit variierender Frequenz von dem zu untersuchenden Sperma 

angefertigt. Ein Computerprogramm wertet anschließend die Motilität der einzelnen 

Spermien aus (KATZ et al. 1985). Diese Methode liefert eine Vielzahl von 

Informationen über die kinetischen und morphometrischen Charakteristika einer 

Samenprobe (GÜNZEL-APEL et al. 1993; VERSTEGEN et al. 2002; RIJSSELAERE 

et al. 2004). Neben den Anteilen vorwärts- und ortsbeweglicher Spermien werden 

zusätzlich die Geschwindigkeit sowie die Bewegungsrichtung bestimmt (LEIDL et al. 

1987; WEITZE 2001). Insgesamt können bis zu 20 Variable erfasst werden (LENZI 

1997). 

33

3 Material und Methoden 

Material und Methoden 

Eine Materialliste der verwendeten Laborgegenstände (9.5) und Chemikalien (9.7) 

sowie Geräteeinstellungen (9.2, 9.3, 9.4) sind im Anhang aufgeführt. 

3.1 Versuchstiere 

Zur Durchführung der Studie wurden sieben (A - G) institutseigene 

geschlechtsgesunde Beaglerüden mit Normospermie im Alter von zwei bis drei 

Jahren verwendet. Das durchschnittliche Gewicht der Rüden betrug 14,5 ± 0,9 kg. 

Die Rüden wurden in Zweier- oder Dreiergruppen in einem Außenzwinger gehalten. 

Dieser beinhaltete einen Auslauf und eine mit Stroh eingestreute Schutzhütte. Den 

Tieren stand Wasser ad libitum zur Verfügung. Sie wurden einmal täglich mit einer 

Mischung aus handelsüblichem Trocken- und Nassfutter gefüttert. Alle Rüden waren 

sowohl zu Beginn als auch während der gesamten Studienzeit klinisch 

allgemeingesund. 

3.2 Versuchsaufbau 

Alle sieben Rüden wurden über einen Zeitraum von drei Wochen auf die 

Samenentnahmen konditioniert. In der darauffolgenden Versuchsphase wurden die 

Rüden zweimal wöchentlich im Abstand von drei bis vier Tagen zur 

Samengewinnung herangezogen. Die Studie begann mit einer viereinhalb Wochen 

dauernden Vorlaufphase (Kontrollperiode). Danach wurde am Skrotum der Rüden für 

48 Stunden ein Suspensorium angelegt, um eine skrotale Hyperthermie 

hervorzurufen (Abb. 1 u. 2). Es folgte eine Nachlaufphase von neun Wochen. Zwei 

Rüden (A, B) wurden anschließend kastriert. Den verbleibenden fünf Rüden (A - E) 

wurde abermals für 48 Stunden ein Suspensorium angelegt. Bei drei Rüden (C - E) 

erfolgte die Kastration zehn Tage, bei zwei Rüden (F, G) 40 Tage nach der zweiten 

Wärmeapplikation. Die Hoden sowie Nebenhoden aller Rüden wurden histologisch 

im Rahmen der Dissertation von HERR (2010) untersucht. 

34


3.3 Lokale Wärmeapplikation am Hoden 

Die Erhöhung der Skrotaltemperatur erfolgte mittels eines selbst entwickelten 

Suspensoriums (Abb. 1). Es bestand aus folgenden Schichten (von außen nach 

innen): 

1. thermoplastischer Kautschuk (Verschnitt aus Ethylen-Propylen-Dien-Kautschuk 

und Polypropylen; ETM GmbH, Saalburg-Ebersdors) 

2. Polsterwatte (WDT, Garbsen) 

3. Babysocke ( 60 % Baumwolle, 20 % Nylon, 19 % Polyester, 1 % Elastane-Lycra; 

KiK Textilien, Bönen) 

4. Polsterwatte (WDT, Garbsen) 

Abbildung 1: Suspensorium bestehend Abbildung 2: Auf dem Skrotum 

aus thermoplastischem Kautschuk, befestiges Suspensorium mit 

Polsterwatte und einer Babysocke vom Messfühler ausgehendem 

Kabel 

Die äußere Hülle aus thermoplastischem Kautschuk verhinderte eine Luftzirkulation 

und hielt die Wärme im Inneren des Suspensoriums. Auf der Innenseite wurde eine 

Schicht Polsterwatte angeklebt und darauf die Babysocke befestigt. Der Innenraum 

wurde abermals mit Polsterwatte ausgekleidet, um alle Hohlräume auszufüllen und 

die Wärmeentwicklung zu optimieren. Das Suspensorium wurde mit Bändern über 

dem Rücken der Rüden an einem Geschirr befestigt. Die Bänder waren mit Vlies 

35


überzogen, um ein Reiben an der Haut zu verhindern. Im Inneren des 

Suspensoriums wurde der Messfühler eines Digitalthermometers (TFA Klima Logger, 

Dostmann GmbH, Wertheim-Reicholtsheim) (Abb. 3) der Skrotalhaut angelegt. Über 

ein Kabel wurde die Temperatur an eine Messstation geleitet, welche auf den Boxen 

befestigt war, und konnte auf diese Weise stündlich abgelesen und notiert werden. 

Die Messtation wurde so eingestellt, dass ein Alarmsignal ertönte sobald die 

Temperatur außerhalb des gewählten Bereiches (36 - 42°C) lag. In diesem Fall 

konnte der Sitz des Suspensoriums umgehend überprüft und optimiert werden. 

Während der gesamten Zeit der Wärmeapplikation wurden die Rüden einzeln in mit 

Decken ausgepolsterten Krankenboxen (Größe: 109,0 x 69,3 x 75,0 cm) gehalten 

und ständig abwechselnd von zwei Personen überwacht. Falls nötig wurde den 

Rüden ein Halskragen aufgesetzt um zu verhindern, dass sie das Suspensorium 

manipulieren oder die Kabel anbeissen konnten. Zum Harn- und Kotabsatz wurden 

die Hunde mehrmals täglich an der Leine ausgeführt. 

Abbildung 3: Digitalthermometer mit Messfühler und Verbindungskabel 

Bei allen Rüden wurde einmal wöchentlich die skrotale Oberflächentemperatur 

mittels eines Digitalthermometers (TFA Klima Logger, Dostmann GmbH, Wertheim- 

Reicholtsheim) (Abb. 3) gemessen. 

36


3.4 Andrologische Untersuchung und Samengewinnung 

Bei jedem Rüden erfolgte zweimal wöchentlich eine andrologische Untersuchung 

nach GÜNZEL-APEL (1994). Dabei wurden die klinische Allgemeingesundheit, 

phänotypische genitale Erbgesundheit, die klinische Geschlechtsgesundheit, die 

Potentia coeundi (Begattungspotenz) und Potentia generandi (Befruchtungspotenz) 

geprüft. 

Die Gewinnung des Ejakulats fand gemäß der Beschreibung nach KRAUSE (1965) 

und GÜNZEL-APEL (1994) statt. Als Paarungspartner diente eine nicht läufige 

Hündin und dem Rüden wurde zusätzlich ein Tupfer mit Läufigkeitssekret zur 

Stimulation präsentiert. Mittels manueller Stimulation und Fixation des Penis wurde 

das Ejakulat gewonnen. Vorsekret, spermienreiche Phase und spermienfreie Phase 

(Nachsekret) wurden getrennt in graduierten, auf 38°C vorgewärmten, Tulpengläsern 

(Ludwig Bertram GmbH, MEDVET, Laatzen) aufgefangen. Die spermienreiche Phase 

wurde mit Nachsekret auf 2,0 ml aufgefüllt, so dass ein standardisiertes 

Spermavolumen für die weiteren Untersuchungen zur Verfügung stand. Um Einflüsse 

bei der Durchführung der Samenentnahme zu vermeiden, wurde sie stets von 

derselben Person vorgenommen. 

3.5 Biologische Samenuntersuchung 

Für jedes Ejakulat wurden makroskopisch und mikroskopisch die klassischen 

Ejakulatparameter nach GÜNZEL-APEL (1994) bestimmt. Makroskopisch wurde 

jeweils in allen Phasen das Volumen (ml), die Konsistenz sowie die Farbe beurteilt. 

Mikroskopisch wurden die Samendichte (x 10 6 / ml), die Spermiengesamtzahl (x 10 6 ), 

die geschätzten Anteile vorwärts-, orts- und unbeweglicher Spermien (%), der Anteil 

an Spermien mit geschädigter Plasmamembran (%) sowie der Anteil an Spermien 

mit Formabweichungen (%) erfasst. Mittels Indikatorpapier wurde der pH-Wert 

bestimmt. 

37


3.5.1 Spermienkonzentration und Spermiengesamtzahl 

Die Spermienkonzentration wurde mittels einer Thoma-Zählkammer bestimmt. 

Zunächst wurden aus 10 ml einer 10 % NaCl-Lösung 20 – 100 μl entfernt, bevor 

dieselbe Menge aus der spermienreichen Phase hineinpipettiert wurde. Der 

Volumenanteil leitet sich aus der Konsistenz der Ejakulatfraktion (rahmähnlich, 

rahmähnlich bis milchig, milchig, milchig bis molkig, molkig, molkig bis wässrig, 

wässrig) ab. Für die Dichtebestimmung wurden ca. 8 μl der Spermiensuspension in 

eine Zählkammer nach Thoma „neu“ pipettiert. Bei 200-facher Vergrößerung wurden 

die Spermienköpfe in der unteren und oberen Zählkammer in jeweils fünf großen 

Quadraten mit einem Phasenkontrastmikroskop ohne Heiztisch gezählt und addiert. 

Die Spermienköpfe, die sich auf zwei der vier Begrenzungslinien eines Quadrates 

befanden wurden ebenfalls mitgezählt. Zur Berechnung der Dichte (x 10 6 / ml) diente 

folgende Formel: Summe ausgezählter Spermien / ausgezählte Fläche x 

Kammerhöhe x Verdünnungsgrad. Die Spermienzahl (x 10 6 ) konnte anschließend 

durch Multiplikation von Volumen und Dichte errechnet werden. Der gesamte 

Vorgang wurde für jede Phase, in der sich Spermien befanden, durchgeführt. Die 

Spermienzahlen aus allen Ejakulatfraktionen wurden addiert, um die 

Spermiengesamtzahl im Ejakulat zu erhalten. 

3.5.2 Subjektiv geschätzte Spermienmotilität 

Um den Anteil (%) vorwärts-, orts- und unbeweglicher Spermien schätzen zu können, 

wurden drei senfkorngroße Tropfen aus der spermienreichen Phase auf einen 

Objektträger pipettiert und jeder mit einem Deckgläschen (18 x 18 mm) abgedeckt. 

Alle verwendeten Materialien (Pipettenspitzen, Objektträger, Deckgläser) wurden auf 

einem Heiztisch auf 38°C vorgewärmt, ebenso wie der Heiztisch des zur Schätzung 

verwendeten Phasenkontrastmikroskops. Bei 160-facher Vergrößerung erfolgte die 

Beurteilung der Bewegungsaktivität in mehreren zentralen Gesichtsfeldern jedes 

Tropfens. Zusätzlich wurde festgehalten, ob sich in dem Ejakulat Beimengungen 

38


befanden (freie Plasmatropfen, Erythrozyten, Rundzellen, Leukozyten, Epithelzellen, 

Agglutinationen). 

3.5.3 Membranintegrität der Spermien 

Der Anteil (%) an Spermien mit geschädigter Plasmamembran wurde durch die 

Fluoreszenzmarkierung mit Propidiumjodid (PI) ermittelt. Dabei lagert sich der 

Farbstoff nur bei Spermien mit einem Membrandefekt an, wodurch eine rote 

Fluoreszenz verursacht und die Spermien als nicht vital klassifiziert wurden. 

Spermien mit intakter Membran, also vitale Spermien, weisen keine Fluoreszenz auf. 

Ein halbes Milligramm Propidiumjodid wurde in 1 ml Aqua dest. gelöst (HARRISON 

u. VICKERS 1990) und unter Lichtausschluss in Eppendorf-Reaktionsgefäßen bei 

-18°C gelagert. Das Auftauen erfolgte vor jeder Färbung bei 37°C unter 

Lichtausschluss. Mit TRIS-Stammlösung wurde die spermienreiche Fraktion auf 100 

x 10 6 ml verdünnt. In ein mit Aluminiumfolie ummanteltes Eppendorf-Reaktionsgefäß 

wurden 485 μl dieses verdünnten Spermas zusammen mit 10 μl Formolcitrat und 5 μl 

Propidium-Iodid-Lösung pipettiert und vermengt. In einem abgedunkelten Raum 

wurden 200 Zellen an einem Fluoreszenzmikroskop mit Phasenkontrasteinrichtung 

(Axioskop, Fa. Zeiss, Jena) bei 400-facher Vergrößerung differenziert und der 

prozentuale Anteil PI-positiver (toter) Samenzellen ermittelt. Es wurde hierbei ein 

560 nm Longpass-Filter verwendet. 

3.5.4 Spermienmorphologie 

Um die Spermienmorphologie zu beurteilen, wurden einige Tropfen aus der 

spermienreichen Phase in 300 μl Formolcitrat pipettiert und die Spermien dadurch 

flüssig fixiert. Aus dieser Lösung wurde ein 2 μl fassender Tropfen auf einen 

Objektträger aufgetragen und mit einem Deckgläschen versehen. Sobald die 

Spermien plan lagen fand die Auswertung mittels eines Phasenkontrastmikroskops 

ohne Heiztisch statt. Bei 1000-facher Vergrößerung und unter Verwendung von 

Ölimmersion wurden 200 Zellen beurteilt und auf Kopfkappen-, Kopf-, Hals-, 

39


Verbindungsstück-, Haupt- und Endstückveränderungen sowie Doppel- und 

Mehrfachmissbildungen geprüft. 

3.6 Computergestützte Motilitätsanalyse (CASA) 

3.6.1 Cell Motion Analyser (CMA ® ) 

Zur Bestimmung der Spermienmotilität mittels CMA ® musste eine 

Spermienkonzentration von ca. 100 x 10 6 ml durch Verdünnung eines Teils der 

spermienreichen Phase mit Prostatasekret eingestellt werden. Daraus wurde ein 2 μl 

großer Tropfen in die Makler-Zählkammer pipettiert und diese unter das Mikroskop 

gelegt. Sowohl die verwendeten Pipettenspitzen als auch die Makler-Zählkammer 

wurden auf 38°C vorgewärmt. Zur Anwendung kam ein Phasenkontrastmikroskop 

(Olympus BH 2) mit Heiztisch (38°C), welches auf 200-fache Vergrößerung 

eingestellt war. Eine Schwarz-Weiß-Videokamera (Mika Medical Equipment, Bad 

Feilnbach, FRG) übertrug das Mikroskopbild auf den Computerbildschirm. Die 

Analyse erfolgte dann mittels des Cell Motion Analysis ® 2.0 Programms. Das 

Bewegungsmuster von mindestens 200 Zellen wurde computergestützt ausgewertet, 

wobei folgende Parameter bestimmt wurden: 

- Anteil gesamtmotiler, linear und lokal motiler Spermien (%) 

- Geschwindigkeit über eine gerade Linie vom Anfang bis zum Ende (μm/sec) 

(velocity straight-line, VSL) 

- Geschwindigkeit über die tatsächlich zurückgelegte Bahn (μm/sec) 

(velocity curvilinear, VCL) 

- Geschwindigkeit über die gemittelte Bahn (μm/sec) 

(velocity average path, VAP) 

40

3.6.2 SpermVision ® 


Das SpermVision ® -System (Fa. Minitüb, Landshut) besteht aus einem Mikroskop 

(BX41TF, Fa. Olympus), welches über eine Digitalkamera (AccuPiXEL TM6760 CL, 

Fa. JAI A/S, Glostrup, Dänemark; Auflösung 600 x 800 Pixel) mit TV-Adapter (U- 

PMTVC tv-0,75, Fa. Olympus, Hamburg) mit einem Rechner verbunden ist, sowie 

einem Monitor. Das Mikroskop besitzt einen beheizbaren, automatisch fahrenden 

Kreuztisch und eine zusätzliche beheizbare Arbeitsplatte (HT 300, Fa. Minitüb, 

Tiefenbach). Vor der Nutzung des SpermVision ® wurde zunächst photometrisch 

mittels SpermaCue ® (Fa. Minitüb) die Spermienkonzentration bestimmt. 

Anschließend erfolgte die Verdünnung eines Teils des Ejakulates mit Prostatasekret 

auf ca. 30 x 10 6 Spermien pro ml. Ein Aliquot von 3,5 µl wurde daraus entnommen 

und in eine Leja-Messkammer (Leja Products B.V., Nieuw-Vennep, The Netherlands) 

mit einer Tiefe von 12 µl gefüllt. Es wurde darauf geachtet, den Tropfen senkrecht 

und zügig in die Einfüllmulde abzusetzen. Über Kapillarkräfte wurde der Tropfen in 

die Kammer eingezogen. War die Kammer unvollständig gefüllt oder hatten sich 

Luftblasen gebildet, wurde die Kammer verworfen und die Befüllung wiederholt. Nach 

korrekter Befüllung wurde der Messvorgang gestartet. Sowohl vor als auch während 

der Messung konnte das Monitorbild über den Feintrieb des Mikroskops scharf 

gestellt werden. Die erste Position diente der Scharfstellung des Monitors. 

Anschließend fuhr der Kreuztisch automatisch 15 vordefinierte (siehe Anhang 9.3) 

Messpositionen ab. An jeder Position wurde binnen 0,5 Sekunden eine Serie von 30 

Bildern aufgenommen und ausgewertet (Abb. 4). Objekte mit einer Fläche zwischen 

23 und 120 µm 2 wurden als Spermienkopf gewertet. Der Vergleich der 

Spermienköpfe auf den 30 Bildern jeder Messposition wurde zur Bestimmung des 

von den Spermien zurückgelegten Weges genutzt. Daraus konnten für jedes 

einzelne Spermium folgende Parameter errechnet werden: 

- Streckenparameter (µm): 

DSL = distance straight-line 

DCL = distance curvilinear 

DAP = distance average path 

41

- Geschwindigkeitsparameter (µm/s): 

VSL = velocity straight-line 

VCL = velocity curvilinear 

VAP = velocity average path 


- gemittelte maximale seitliche Kopfauslenkung von der mittleren Bahn (µm): 

ALH = amplitude of lateral head displacement 

- Frequenz des Kreuzens des gewundenen Bewegungspfades mit der gemittelten 

Bewegungsbahn (Hz): 

BCF = beat cross frequency 

- Bewegungsart: 

WOB = VAP / VCL = wobble 

STR = VSL / VAP = straightness 

LIN = VSL / VCL = linearity 

- durchschnittlicher Richtungswechsel des Spermienkopfes: 

AOC = average orientation change 

Spermien mit AOC < 2,5 wurden als immotil, Spermien mit AOC > 2,5 und DSL < 4,5 

als lokal motil und die restlichen Samenzellen als progressiv motil klassifiziert. Im 

Anschluss an jede Messung erfolgte eine visuelle Kontrolle der Ergebnisse. 

Fehlerkennungen (Plasmatropfen) wurden gegebenenfalls korrigiert. Zur weiteren 

Bearbeitung und Auswertung wurden alle Messwerte in das Programm Microsoft 

Excel exportiert. 

42


Abbildung 4: Messung der Spermienmotiliät mittels SpermVision ® 

3.7 Durchflusszytometrische Spermaanalyse 

Durchflusszytometrische Verfahren ermöglichen die Untersuchung der Spermien auf 

ihre Membran- und Akrosomintegrität sowie die Stabilität der DNA-Doppelhelix. 

3.7.1 FITC-PNA / PI-Färbung 

Durch Färbung mit an Fluoreszeinisothiocyanat gekoppeltes Peanut Agglutinin 

(FITC-PNA, Vector, Burlingame, U.S.A.) und Propidiumjodid (PI, Fa. Sigma-drich, 

Steinheim, Deutschland) wurde die Integrität der Plasmamembran sowie der 

Akrosommembran überprüft. PI kann nur bei geschädigter Plasmamembran in die 

Zelle eindringen und bindet dann an doppelsträngige DNA und RNA (TAS u. 

WESTERNENG 1981). FITC-PNA dagegen lagert sich an der Innenseite der 

äußeren akrosomalen Membran an. Mittels der Kombination von FITC-PNA mit PI 

lassen sich folglich vier Spermienpopulationen voneinander abgrenzen. 

Plasmamembrandefekte und akrosomintakte Spermien weisen rote Fluoreszenz auf. 

43


Plasmamembrandefekte und akrosomdefekte Spermien emittieren sowohl rotes als 

auch grünes Licht. Spermien mit intakter Plasmamembran und intaktem Akrosom 

zeigen keine Fluoreszenz, wohingegen plasmamembranintakte und akrosomdefekte 

Spermien eine grüne Fluoreszenz aufweisen. Für die Messungen wurde ein 

Durchflusszytometer der Baureihe „Galaxy“ (Fa. Dako Cytomation, Hamburg) 

verwendet. Zunächst erfolgte vor jeder Messung die Überprüfung der Grundeinstellungen 

des Gerätes anhand von vier Probenansätzen (ungefärbte Samenprobe, 

PI-gefärbte Probe, FITC-PNA-gefärbte Probe und mit PI und FITC-PNA gefärbte 

Probe). Die Messungen wurden alle an Nativsperma durchgeführt. Die 

Spermienkonzentration lag in den Probenansätzen zwischen 10,8 und 495 x 10 6 

Spermien pro ml. Eine optimale Flussrate von 400 - 600 Zellen / s wurde über die 

Ansauggeschwindigkeit („speed“) reguliert, wobei bei jeder Messung 10.000 Zellen 

ausgewertet wurden. Nach den einzelnen Messungen erfolgte jeweils eine Spülung 

des Gerätes mit einer HEPES-gepufferten Lösung (HBS). Die Untersuchung fand in 

einem abgedunkelten Raum statt. Für die Grünfluoreszenz wurde ein Bandpass- 

Filter (537,5 ± 22,5 nm; FL-1) und für die Rotfluoreszenz ein Longpass-Filter (630 

nm; FL-3) eingesetzt. Es kam die Software FloMax 2.0 (Fa. Partec, Münster) zum 

Einsatz. 

Vor der Messung wurden die Samenproben maximal vier Stunden bei + 4°C im 

Kühlschrank gelagert. Es wurden jeweils 985 μl HBS, 5 μl Spermaprobe, 5 μl PI und 

10 μl FITC-PNA in ein Messröhrchen pipettiert, gevortext und 10 Minuten bei 

Raumtemperatur inkubiert. Anschließend erfolgte die Messung. Jede Probe wurde 

zweimal gemessen und der Mittelwert bestimmt, um geringfügige Schwankungen 

auszugleichen. Mit Hilfe einer nachträglichen mathematischen Kompensation konnte 

die Überlagerung der Emissionsspektren der Farbstoffe bereinigt werden. 

Durch das Setzen einer vertikalen und einer horizontalen Grenzlinie („gate“) wurden 

die vier möglichen Zellpopulationen abgegrenzt: 

Q1 = plasmamembrandefekte und akrosomintakte Spermien 

Q2 = plasmamembrandefekte und akrosomdefekte Spermien 

Q3 = plasmamembranintakte und akrosomintakte Spermien 

Q4 = plasmamembranintakte und akrosomdefekte Spermien 

44


Zusätzlich wurde von jeder Probe der Fremdpartikelgehalt bestimmt. Dazu wurden 

885 μl destilliertes H2O, 5 μl PI und 10 μl Spermaprobe in ein Messröhrchen 

pipettiert, gevortext, 10 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert und gemessen. Es 

wurden dieselben Geräteeinstellungen verwendet wie für die oben beschriebenen 

Messungen. Das destillierte H20 bewirkte, dass die Zellmembran für PI durchlässig 

wurde, was zu einer Anfärbung der Kerne führte. Durch Addition von Q1 und Q2 

erhielt man den prozentualen Gehalt nicht-DNA-haltiger Beimengungen im Ejakulat, 

die bei der Messung mit erfasst wurden. Mittels folgender Formel wurde dann der 

Anteil membranintakter Spermien (Q3) korrigiert (PETRUNKINA u. HARRISON, 

persönl. Mitteilung). 

Q3 korrigiert = Q3 unkorrigiert*100 _ Fremdpartikel *100 

100 – Fremdpartikel 100 – Fremdpartikel 

3.7.2 Spermienchromatinstruktur-Assay (SCSA TM ) 

Von jeder spermienreichen Phase wurden 2 x 300 μl entnommen, bei -196°C in 

flüssigem Stickstoff tiefgefroren und bis zur Durchführung des SCSA TM gelagert. Die 

Messung und Auswertung erfolgte am Ende des Versuches in willkürlicher 

Reihenfolge binnen weniger Tage, um den subjektiven Einfluss und Variationen in 

Bezug auf den Assay zu vermindern. Für die Messungen wurde das Gerät Epics XL- 

MCL (Fa. Beckman Coulter, Krefeld) unter Einsatz eines FL-1-Filters für die 

Grünfluoreszenz und eines FL-3-Filters für die Rotfluoreszenz verwendet. Die 

Angaben von EVENSON und JOST (2000) bildeten die Grundlage für die 

Probenaufbereitung und Messung. Sie wurden von STROTMANN (2009) für die 

Tierart Hund modifiziert. Der gesamte Prozess erfolgte in Anlehnung an dieses 

Protokoll. 

Die tiefgefrorenen Proben wurden in einem Heizblock bei 37°C aufgetaut und dann 

bei Raumtemperatur gelagert. Im Anschluss wurden die Proben mittels TNE-Puffer 

auf ca. 2 x 10 6 Spermien / ml verdünnt. Es wurden 200 μl dieser Spermiensuspension 

und 400 μl Säuredetergenz in ein Durchflusszytometerröhrchen 

45


verbracht und 30 Sekunden lang auf dem Vortexer gemischt. Die Färbung erfolgte 

danach durch Zugabe von 1,2 ml Akridinorange (AO)-Färbelösung. Nach dreiminütiger 

Inkubationszeit erfolgte die Messung. Es wurden Doppelproben angefertigt 

und einzeln dem Färbeverfahren unterzogen. Die Ergebnisse beider Messungen 

wurden gemittelt. Zur Sicherstellung konstanter Messbedingungen wurde zu Anfang 

und nach jeder fünften Doppelprobe eine Kontrollprobe mit bekannten 

Fluoreszenzintensitäten gemessen. Bei den Kontrollproben handelte es sich um 

verdünntes Bullensperma eines Ejakulates. 

Bei jeder Messung wurden 5000 Spermien computergestützt auf ihre 

Fluoreszenzeigenschaft überprüft. Eine Grünfärbung der Spermien erfolgte bei 

doppelsträngiger DNA, eine Rotfärbung bei einzelsträngiger DNA. Es wurde bei 

jedem einzelnen Spermium der Anteil der Rotfluoreszenz an der Gesamtfluoreszenz 

(rot + grün) bestimmt und nach EVENSON und JOST (2000) als DFI (DNA- 

Fragmentationsindex) bezeichnet. Abhängig von der Höhe der DFI-Werte der 

einzelnen Spermien wurden sie in einem Punktwolkendiagramm FL-1 / FL-3 

abgebildet (Abb. 5). In diesem konnte die Spermienpopulation von Debris und Zellen 

mit übermäßig stark angefärbter DNA (high green Partikel) abgegrenzt werden. In 

einer Verteilungskurve erfolgte subjektiv die Abgrenzung von Spermien mit niedrigem 

DFI von Spermien mit erhöhtem DFI. Über ein Computerprogramm wurden zwei 

Parameter ermittelt: zum einen der Anteil an Spermien mit hohem DNA- 

Fragmentationsindex (%DFI) und zum anderen der mean DFI [Anteil der 

Rotfluoreszenz an der Gesamtfluoreszenz (rot / (rot + grün) x 1000)]. 

46

FL1 LIN 

1024 

896 

768 

640 

512 

384 

256 

128 

00090808 4749.LMD 

3 

sperm gate 

0 

0 128 256 384 512 640 768 896 1024 

FL3 LIN 


Abbildung 5: Punktwolkendiagramm einer mittels SCSA TM untersuchten Hunde- 

Ejakulatprobe 

3.8 Statistische Auswertung 

1 

2 

Die statistsche Auswertung der Daten wurde im Institut für Biometrie, Epidemiologie 

und Informationsverarbeitung der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover 

durchgeführt. Es kam das Statistikprogramm SAS ® (Statistical Analysis System ® , 

SAS Institute Inc., Version 9.2 für Windows, Cary, North Carolina, USA) zur 

Anwendung. Alle erhobenen Parameter wurden mittels t-Test für gepaarte 

Beobachtungen analysiert. Unterschiede mit einer Irrtumswahrscheinlichkeit (p) ≤ 

0,05 wurden als signifikant bezeichnet. Die Beschreibung der Ergebnisse erfolgte 

aufgrund der geringen Tierzahl (n = 2) im letzten Versuchsabschnitt nur deskriptiv. 

Bei der statistischen Auswertung wurden zum Teil große Zeiträume (bis zu 9 

Wochen) zusammengefasst. Diese Art der Darstellung wurde gewählt, um generelle 

Tendenzen aufzuzeigen und war möglich, da es bei der vorliegenden Studie zu 

keinen Veränderungen der Parameter in den einzelnen Wochen kam. Somit gingen 

einzelne Peaks bei der Zusammenfassung nicht verloren. Die Graphiken wurden mit 

Hilfe des Programmes Microsoft Excel (Microsoft Inc., USA, Version MS-Excel 2003) 

47 

1. High green Partikel 

2. Spermienpopulation 

3. Debris


erstellt. Dies erfolgte, soweit nicht anders angegeben, durch den Mittelwert (MW) und 

die Standardabweichung (SD). 

48

4 Ergebnisse 

Skrotale Oberflächentemperatur (°C) 

42,0 

40,0 

38,0 

36,0 

34,0 

32,0 

30,0 

Ergebnisse 

Im gesamten Versuchsverlauf zeigten alle Rüden ein ungestörtes Allgemeinbefinden 

und waren klinisch geschlechtsgesund. 

4.1 Skrotale Oberflächentemperatur 

Außerhalb der Hyperthermiephasen wurde während des Versuches eine 

durchschnittliche 

festgestellt. 

skrotale Oberflächentemperatur von 32,1°C (28,4 - 35,2°C) 

Während der ersten 48-stündigen Hyperthermiephase (n = 7) stieg die 

Skrotaltemperatur um durchschnittlich 3,7°C auf 35,8°C (34,8 - 41,6°C) an (Abb. 6). 

Die Temperaturerhöhung während der zweiten Hyperthermiephase (n = 5) betrug im 

Mittel 3,8°C mit einer erhöhten durchschnittlichen skrotalen Oberflächentemperatur 

von 35,9°C (34,0°C – 38,8°C) (Abb. 7). 

Hyperthermie 

1 4 7 10 13 16 19 22 25 28 31 34 37 40 43 46 49 52 

Zeit vor, während und nach erster Hyperthermie 

49 

Rüde A 

Rüde B 

Rüde C 

Rüde D 

Rüde E 

Rüde F 

Rüde G 

Abbildung 6: Skrotale Oberflächentemperatur von sieben Rüden während der 

Hyperthermie (2 - 49h*) im Vergleich zur durchschnittlichen Normaltemperatur vor 

(1h) und nach (50 / 51h) erster Hyperthermie.

Skrotale Oberflächentemperatur (°C) 

42 

40 

38 

36 

34 

32 

30 

Ergebnisse 

1 4 7 10 13 16 19 22 25 28 31 34 37 40 43 46 49 52 

Zeit vor, während und nach zweiter Hyperthermie 

Abbildung 7: Skrotale Oberflächentemperatur von sieben Rüden während der 

Hyperthermie (2 - 49h*) im Vergleich zur durchschnittlichen Normaltemperatur vor 

(1h) und nach (50 / 51h) zweiter Hyperthermie. 

* Da unmittelbar nach Entfernung des Suspensoriums für die Studie HERR (2010) eine 

Ultraschalluntersuchung von ca. 20 Minuten durchgeführt wurde, fanden bei den Rüden C, D und E 

zusätzliche Temperaturmessungen bei Stunde 50 statt. 

Die durchschnittliche Maximaltemperatur aus beiden Hyperthermiephasen betrug 

5,8°C. 


Spermaparameter 


Im Anhang befinden sich Tabellen mit den Einzeldaten für alle konventionell 

bestimmten Spermaparameter (9.10). 

50 

Rüde C 

Rüde D 

Rüde E 

Rüde F 

Rüde G

4.2.1 Ejakulatvolumen 

Ergebnisse 

Das mittlere Ejakulatvolumen der sieben Rüden war in der Kontrollperiode (16,5 ± 

8,2 ml) und in den neun Wochen nach der ersten Hyperthermie (13,1 ± 4,3 ml) auf 

ähnlichem Niveau, welches in den ersten zehn Tagen nach der zweiten 

Wärmeapplikation (n = 5) erhalten blieb (12,6 ± 6,9 ml). Für den Zeitraum zwischen 

Tag 11 und Tag 40 nach der zweiten Hyperthermiephase (n = 2) wurde ein 

durchschnittliches Ejakulatvolumen von 3,2 ± 0,6 ermittelt (Abb. 8). 

Ejakulatvolumen (ml) 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

t1 = Kontrolle 4,5 Wochen t3 = 10 Tage nach 2.Hyperthermie 

t2 = 9 Wochen nach 1. Hyperthermie t4 = Tag 11-40 nach 2.Hyperthermie 

1.Hyperthermie 2.Hyperthermie 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

0 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 8: Gesamtejakulatvolumen (MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach 

erster und zweiter Hyperthermie. 

51

4.2.2 Spermiengesamtzahl 

1.Hyperthermie 

Ergebnisse 

Im Vergleich zur Kontrollphase (n = 7) veränderte sich die Spermiengesamtzahl 

innerhalb der neun Wochen nach der ersten Hyperthermiephase nicht. In den ersten 

zehn Tagen nach der zweiten Hyperthermiephase war die mittlere 

Spermiengesamtzahl mit 555 ± 98 x 10 6 Spermien (n = 5) geringer (p≤0,05) als in der 

Kontrollphase (733 ± 125 x 10 6 ) bzw. den neun Wochen nach der ersten 

Hyperthermie (720 ± 167 x 10 6 ). Von Tag 11 bis 40 nach der zweiten 

Wärmeapplikation betrug die mittlere Spermiengesamtzahl der verbliebenen zwei 

Rüden 350 ± 60 x 10 6 Spermien (Abb. 9). 

Spermiengesamtzahl (10 6 ) 

1000 

900 

800 

700 

600 

500 

400 

300 

200 

t1 = Kontrolle, 4,5 Wochen t3 = 10 Tage nach 2.Hyperthermie 

t2 = 9 Wochen nach 1.Hyperthermie t4 = Tag 11-40 nach 2.Hyperthermie 

a 

a 

Abbildung 9: Spermiengesamtzahl (10 6 100 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

0 

t1 t2 

) pro 

t3 

Ejakulat 

t4 

(MW ± SD) in der 

Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t2:t3 p≤0,05). 

52 


b

4.2.3 Spermienmotilität 

Ergebnisse 

Es ergaben sich in keinem Untersuchungszeitraum hyperthermiebedingte 

Veränderungen des mikroskopisch geschätzten Anteils vorwärtsmotiler Spermien. 

Die geringfügigen Variationen lagen während der gesamten Studie zwischen 82,5 ± 

3,5 % (t4) und 87,6 ± 1,9 % (t3) (Abb. 10). 

Anteil vorwärtsmotiler Spermien (%) 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 





n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 10: Mikroskopisch geschätzter Prozentsatz vorwärtsbeweglicher 

Spermien (MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Hyperthermiephase. 

53


Ergebnisse 

In der Kontrollperiode betrug der Anteil an Spermien mit geschädigter 

Plasmamembran 7,4 ± 1,3 % und blieb in den 9 Wochen nach erster Hyperthermie 

auf gleichem Niveau (5,9 ± 1,1 %). In den ersten 10 Tagen nach zweiter 

Hyperthermie sank der Anteil membrangeschädigter Spermien auf 5,2 ± 1,0 % ab, 

woraus eine signifikante Differenz zur Kontrollphase resultierte (p≤0,05). In den 

Tagen 11 bis 40 nach zweiter Hyperthermie wurden bei den verbliebenen zwei 

Rüden im Mittel 9,9 ± 0,1 % membrangeschädigte Spermien ermittelt (Abb. 11). 

Membrangeschädigte Spermien (%) 

12 

10 

8 

6 

4 

2 



a 


a b 

n = 7 n = 7 

n = 5 n = 2 

0 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 11: Prozentsatz an Spermien mit geschädigter Plasmamembran (MW ± 

SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermiephase (t2:t3 

p≤0,05). 

54 

b


Ergebnisse 

Der Prozentsatz an Spermien mit Formabweichungen erhöhte sich nach der ersten 

Wärmeapplikation von 10,0 ± 1,3 % auf 13,1 ± 3,4 % (p≤0,05). Innerhalb der ersten 

zehn Tage nach der zweiten Wärmeapplikation blieb der Anteil formabweichender 

Spermien dann annähernd gleich (13,8 ± 4,0 %). Bei den beiden verbleibenden 

Rüden betrug der Anteil im Zeitraum Tag 11 bis 40 durchschnittlich 26,6 ± 5,7 % 

(Abb. 12). 

Der Anteil an Spermien mit primären Veränderungen stieg nach der ersten 

Hyperthermie von 6,3 ± 1,1 % auf 8,6 ± 2,3 % an (p≤0,05). In den ersten 10 Tagen 

nach zweiter Wärmeapplikation betrug er 8,0 ± 1,4 % (n = 5). Zwischen Tag 11 und 

40 wurde bei zwei Rüden ein Durchschnittswert von 12,2 ± 3,2 % ermittelt (Tab.1). 

Der Anteil an Spermien mit sekundären Veränderungen schwankte im 

Versuchsverlauf zwischen 1,8 ± 0,5 und 5,6 ± 0,6 % (Tab.1). 

Dies gilt ebenso für den Prozentsatz an Spermien mit Kopfveränderungen. Hierfür 

wurden Werte zwischen 2,0 ± 0,7 und 2,6 ± 0,6 % ermittelt (Tab. 1). 

Der Anteil an Spermien mit Plasmatropfen im Ejakulat erhöhte sich nach der ersten 

Wärmeapplikation von 1,8 ± 0,7 % auf 2,7 ± 1,5 % (p≤0,05). In den 10 Tagen nach 

zweiter Hyperthermie waren keine Veränderungen feststellbar (3,4 ± 3,4 %). In den 

Tagen 11 bis 40 betrug der Anteil der Plasmatropfen 8,9 ± 8,2 % (Tab.1). 

55

Formabweichende Spermien (%) 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

Ergebnisse 



a 


b 

n = 7 n = 7 n = 5 

n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 12: Prozentsatz formabweichender Spermien (MW ± SD) in der 


56 

a b

Ergebnisse 

Tabelle 1: Anteil an Spermien mit primären und sekundären Veränderungen, 

Kopfveränderungen sowie Plasmatropfen in der Kontrollperiode sowie nach erster 

und zweiter Hyperthermie. Unterschiedliche Buchstaben innerhalb einer Spalte 

zeigen signifikante Unterschiede an (p≤0,05). 

Primäre Spermienveränderungen 

Zeit* Tierzahl Mittelwert (%) ±SD Min. Max. 

t1 7 6,3 a 1,1 5,1 8,1 

t2 7 8,6 b 2,3 6,3 11,9 

t3 5 8,0 a,b 1,4 6,5 9,8 

t4 2 12,2 3,2 9,9 14,4 

Sekundäre Spermienveränderungen 

Zeit Tierzahl Mittelwert (%) ±SD Min. Max. 

t1 7 1,8 a 0,5 0,9 2,5 

t2 7 2,0 a 0,6 1,3 3,1 

t3 5 2,6 a 0,4 2,3 3,2 

t4 2 5,6 0,6 5,2 6,0 

Kopfveränderungen 


t1 7 2,2 a 1,0 1,1 4,2 

t2 7 2,3 a 1,0 1,4 3,9 

t3 5 2,0 a 0,7 1,1 2,9 

t4 2 2,6 0,6 2,2 3,0 

Plasmatropfen 


t1 7 1,8 a 0,7 1,2 3,1 

t2 7 2,7 b 1,5 1,5 5,4 

t3 5 3,4 a,b 3,4 0,8 9,3 

t4 2 8,9 8,2 3,1 14,7 

* t1 = Kontrolle, 4,5 Wochen 

t2 = 9 Wochen nach 1.Hyperthermie 

t3 = 10 Tage nach 2.Hyperthermie 

t4 = Tag 11-40 nach 2.Hyperthermie 

57

Ergebnisse 

4.3 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf computergestützte 

Motilitätsparameter 

4.3.1 Cell Motion Analyser - CMA ® 

Mittels CMA ® wurden die Gesamtmotilität und der Prozentsatz an lokal sowie linear 

motilen Spermien bestimmt. Bezüglich der Gesamtmotilität ergab sich nach der 

ersten Hyperthermie ein Abfall von 91,2 ± 2,8 % auf 88,2 ± 4,3 % (p≤0,05). In den 

zehn Tagen nach der zweiten Hyperthermie zeigte sich keine Veränderung (89,3 ± 

4,1 %) im Vergleich zur Kontrollphase. In den Ejakulaten der zwei verbliebenen 

Rüden betrug die Gesamtmotilität 11 – 40 Tage nach 2. Hyperthermie 83,0 ± 3,7 % 

(Abb. 13). 

Der Anteil an lokal motilen Spermien stieg innerhalb der neun Wochen nach der 

ersten Wärmeapplikation von 8,0 ± 2,3 % auf 10,7 ± 3,8 % (p≤0,05). Zehn Tage nach 

der zweiten Hyperthermie unterschied sich der Wert mit 10,1 ± 3,5 % nicht von den 

vorhergehenden Phasen. In den darauffolgenden 29 Tagen lag der Anteil in der 

letzten Versuchsphase bei 15,4 ± 3,4 % (Abb. 14). 

Bei den linear motilen Spermien war neun Wochen nach der ersten Hyperthermie 

eine Erhöhung von 63,1 ± 8,9 % auf 69,1 ± 5,6 % zu verzeichnen (p≤0,05). Dieses 

Niveau blieb bis Tag 10 nach der zweiten Hyperthermie bestehen (p>0,05) so dass 

sich auch der Wert (69,8 ± 7,0 %) nach der zweiten Hyperthermie von der 

Kontrollperiode unterschied. Der Anteil der linear motilen Spermien bei den beiden 

verbliebenen Rüden lag in der letzten Phase bei 62,6 ± 13,3 % (Abb. 15). 

VSL und VAP veränderten sich auf ähnliche Weise. VSL stieg in den neun Wochen 

nach erster Hyperthermie um 7,5 % VAP um 4,6 %. In den ersten 10 Tagen nach 

zweiter Hyperthermie konnte im Vergleich zur Kontrollphase bei VSL ein Anstieg um 

7,0 % und bei VAP um 3,1 % festgestellt werden. Anschließend schienen beide 

Werte wieder leicht zu sinken. Bei VCL kam es nach der ersten Hyperthermie zu 

einem Anstieg im Vergleich zur Kontrollphase um 5,2 %. In den zehn Tagen nach 

zweiter Hyperthermie zeigte sich keine Änderung in Vergleich zur Kontrollphase, 

während der Wert in der letzten Versuchsphase um 7,6 % anzusteigen schien (Tab. 

2). 

58

Gesamtanteil motiler Spermien CMA ® (%) 

100,0 

90,0 

80,0 

70,0 

60,0 

50,0 

40,0 

30,0 

20,0 

10,0 

0,0 

Ergebnisse 





a b a,b 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 13: Gesamtanteil motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der 


59

Lokal motile Spermien (CMA ® ) (%) 

20,0 

18,0 

16,0 

14,0 

12,0 

10,0 

8,0 

6,0 

4,0 

2,0 

0,0 

Ergebnisse 



a 


b 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 14: Anteil lokal motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der 


60 

a,b

Linear motile Spermien (CMA) ® (%) 

100,0 

90,0 

80,0 

70,0 

60,0 

50,0 

40,0 

30,0 

20,0 

10,0 

0,0 

Ergebnisse 



a 


b 


a,b 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

n = 7 n = 7 n = 7 n = 7 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 15: Anteil linear motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der 

Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t1:t2 und t3 p≤0,05). 

61 

b

Ergebnisse 

Tabelle 2: VSL, VAP und VCL in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Hyperthermie. Unterschiedliche Buchstaben innerhalb einer Spalte zeigen 

signifikante Unterschiede an (p≤0,05). 

velocity straight line (VSL) [CMA ® ] 

Zeit Tierzahl Mittelwert (µm/s) ±SD Min. Max. 

t1* 7 98,8 a 3,7 94,1 103,8 

t2 7 106,2 b 3,4 99,4 108,9 

t3 5 105,7 b 5,0 101,2 113,9 

t4 2 101,2 5,1 97,6 104,8 

velocity average path (VAP) [CMA ® ] 


t1 7 113,7 a 3,2 109,5 118,3 

t2 7 118,9 b 4,5 109,6 122,8 

t3 5 117,2 b 4,9 112,4 124,4 

t4 2 112,6 5,9 108,4 116,8 

velocity curvilinear (VCL) [CMA ® ] 


t1 7 145,1 a 13,6 132,4 173,6 

t2 7 152,6 b 11,7 137,7 171,7 

t3 5 150,4 a,b 17,4 136,2 178,4 

t4 2 161,8 19,9 147,7 175,9 




t4 = Tag 11 – 40 nach 2.Hyperthermie 

62

4.3.2 SpermVision ® 

Ergebnisse 

Die mittels SpermVision ® gemessene Gesamtmotilität wies zu keinem Zeitpunkt 

signifikante Veränderungen auf. In der Kontrollphase lag die Gesamtmotilität bei 

93,2 ± 1,3 %. Nach der ersten Wärmeapplikation und in den ersten zehn Tagen nach 

der zweiten Wärmeapplikation änderte sich die Motilität nicht (93,5 ± 1,5 % und 91,8 

± 2,7 %). Bei den beiden verbleibenden Rüden betrug der Gesamtanteil motiler 

Spermien 11 bis 40 Tage nach der zweiten Hyperthermie 86,1 ± 0,3 % (Abb. 16). 

Der Anteil vorwärtsbeweglicher Spermien betrug in der Kontrollphase 91,2 ± 1,8 % 

und veränderte sich nach einer Hyperthermiephase (91,3 ± 1,8 %) sowie in den 

ersten 10 Tagen nach zweiter Hyperthermie (89,6 ± 3,3 %) nicht. In den Tagen 11 bis 

40 nach zweiter Hyperthermie lag er bei 83,5 ± 0,6 % (Tabelle 9.9 im Anhang). 

Gesamtanteil motiler Spermien, SpermVision ® (%) 

100,0 

90,0 

80,0 

70,0 

60,0 

50,0 

40,0 

30,0 

20,0 




Abbildung 16: Mittels SpermVision ® 10,0 

0,0 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

gemessener Gesamtanteil motiler Spermien 

(MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie. 

63

Ergebnisse 

Von den Geschwindigkeitsparametern sanken (p≤0,05) die rektilineare (VSL) und die 

mittlere (VAP) Bahngeschwindigkeit nach der ersten Wärmeapplikation von 127,4 ± 

7,4 (VSL) bzw. 143,7 ± 5,1 (VAP) auf 117,3 ± 7,8 (VSL) bzw. 134,8 ± 5,7 (VAP) 

μm/s (Abb. 17). In den ersten 10 Tagen nach der 2. Hyperthermie unterschieden sich 

die Werte (VSL: 113,6 ± 11,3; VAP: 132,1 ± 12,0 μm/s) nicht (p>0,05) von denjenigen 

der vorherigen Versuchsphase. Bei den beiden verbliebenen Rüden in den 

Tagen 10 bis 40 betrugen die Werte durchschnittlich 108,6 ± 6,2 μm/s (VSL) und 

125,0 ± 5,4 μm/s (VAP). Bei der kurvilinearen Bahngeschwindigkeit (VCL) zeigten 

sich im gesamten Versuchsverlauf keine signifkanten Veränderungen. Die Werte 

schwankten geringfügig zwischen 221,5 ± 5,2 und 234,4 ± 19,0 μm/s. 

VAP (µm/s) / VSL (µm/s) 

160,0 

140,0 

120,0 

100,0 

80,0 

60,0 

40,0 

20,0 

0,0 

t1 = Vorlauf, 4,5 Wochen t3 = 10 Tage nach 2.Hyperthermie 


a 


A 

b 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 17: Geschwindigkeit über die gemittelte Bahn (VAP, MW ± SD) sowie 

rektilineare Bahngeschwindigkeit (VSL, MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach 

erster und zweiter Hyperthermie (t1:t2 p≤0,05). 

B 

64 

a, b 

A, B 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

VAP 

VSL

Ergebnisse 

Die maximale seitliche Kopfauslenkung von der mittleren Bahn (ALH) veränderte sich 

in den neun Wochen nach der ersten Hyperthermie nicht (p>0,05), wies jedoch im 

Vergleich zur Kontrollgruppe einen Anstieg (p≤0,05) zwischen der Kontrollgruppe 

(5,8 ± 0,8 µm) und den ersten 10 Tagen nach zweiter Wärmeapplikation auf (6,8 ± 

1,1 μm) (p≤0,05). Zwischen Tag 11 und 40 lagen die Werte bei 6,2 ± 0,3 μm (Abb. 

18). 

ALH (µm) 

9,0 

8,0 

7,0 

6,0 

5,0 

4,0 

3,0 

2,0 

1,0 

0,0 




a a,b 


n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 18: Maximale seitliche Kopfauslenkung von der mittleren Bahn (ALH, MW 

± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t1:t2 

p≤0,05). 

65 

b

Ergebnisse 

Die Häufigkeit der Überschreitung der mittleren Bahn (BCF) zeigte einen 

gleichmäßigen Verlauf (p>0,05) mit Werten zwischen 27,7 ± 0 und 30,2 ± 2,8 Hz. 

Auch bei den sekundären Parametern wobble (WOB = VAP/VCL), Geradlinigkeit 

(STR = VSL/VAP) und Linearität (LIN = VSL/VCL) ergaben sich zu keinem Zeitpunkt 

im Versuch signifikante Veränderungen. Für WOB wurden Werte von 0,55 ± 0,07 bis 

0,61 ± 0,09 errechnet, für STR von 0,86 ± 0,05 bis 0,90 ± 0 und für LIN von 0,50 ± 

0,1 bis 0,54 ± 0,1. Die Einzeldaten aller Tiere befinden sich in einer Tabelle im 

Anhang (9.9). 

4.4 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf durchflusszytometrisch 

erfasste Spermaparameter 

4.4.1 Plasmamembran- und Akrosomstatus 

Der prozentuale Anteil an Spermien mit intakter Plasmamembran (Propidiumjodidnegativ) 

und intaktem Akrosom (FITC-PNA-negativ) betrug in der Kontrollphase 91,7 

± 1,3 % und blieb (p>0,05) nach der ersten Wärmeapplikation unverändert (91,4 ± 

1,7 %). In den ersten zehn Tagen nach zweiter Hyperthermie kam es sowohl im 

Vergleich mit der Kontrollphase als auch im Vergleich mit der Phase nach erster 

Hyperthermie zu einem Anstieg auf 93,9 ± 1,4 % (p≤0,05). Bei den beiden verbliebenen 

Rüden wurde in den Tagen 11 bis 40 ein Wert von 82,7 ± 1,9 % ermittelt 

(Abb. 19). 

Die Spermien mit intakter Plasmamembran und geschädigtem Akrosom (FITC-PNApositiv) 

nahmen nach erster Wärmeapplikation um 0,4 % zu (p≤0,05). Zehn Tage 

nach zweiter Wärmeapplikation unterschieden sich die Werte nicht (p>0,05) von den 

vorhergehenden Versuchsphasen. In der letzten Versuchsphase schienen die Werte 

am höchsten zu sein (Tab.3). 

Der Prozentsatz an Spermien mit geschädigter Plasmamembran (Propidiumjodidpositiv) 

und intaktem Akrosom veränderte sich nach der ersten Hyperthermie nicht 

(p>0,05). Zehn Tage nach der zweiten Hyperthermie verringerte sich der Anteil 

66

Ergebnisse 

zunächst (p≤0,05) um 1,2 % und schien in den letzten 30 Tagen des Versuches am 

höchsten zu sein (Tab.3). 

Der Anteil an Spermien mit geschädigter Plasmamembran sowie geschädigtem 

Akrosom änderte sich nach der ersten Wärmeapplikation nicht (p>0,05). In den 

ersten zehn Tagen nach zweiter Wärmeapplikation wurde Abfall um 1,4 % 

beobachtet (p≤0,05). Bei den beiden verbliebenen Tieren schien der Wert in den 

Tagen 11 bis 40 nach der zweiten Hyperthermie am höchsten zu sein (Tab.3). 

Propidiumjodid-negativ und FITC-PNA-negativ (%) 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 




a a b 

n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 19: Anteil an Spermien mit intakter Plasmamembran und intaktem 

Akrosom (Propidiumjodid-negativ und FITC-PNA-negativ, Q3), (MW ± SD) in der 

Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t1 und t2 : t3 p≤0,05). 

67

Ergebnisse 

Tabelle 3: Mittels FITC-PNA und PI bestimmte Subpopulationen an Spermien. 

Unterschiedliche Buchstaben innerhalb einer Spalte zeigen signifikante Unterschiede 

an (p≤0,05). 

Q1 = plasmamembrandefekte und akrosomintakte Spermien (%) 

Zeit Tierzahl Mittelwert ±SD Min. Max. 

t1* 7 3,5 a 0,4 2,9 4,3 

t2 7 3,2 a 0,5 2,5 4,0 

t3 5 2,3 b 0,4 1,8 2,8 

t4 2 5,6 1,4 4,6 6,6 

Q2 = plasmamembrandefekte und akrosomdefekte Spermien (%) 


t1 7 4,3 a 1,0 3,1 6,4 

t2 7 4,4 a 1,1 3,2 5,9 

t3 5 3,0 b 0,8 2,1 4,0 

t4 2 9,5 1,2 8,6 10,3 

Q4 = plasmamembranintakte und akrosomdefekte Spermien (%) 


t1 7 0,6 a 0,2 0,3 0,8 

t2 7 1,0 b 0,3 0,7 1,5 

t3 5 0,8 a,b 0,4 0,4 1,5 

t4 2 2,3 0,7 1,8 2,8 




t4 = Tag 11-40 nach 2.Hyperthermie 

68

4.4.3 Chromatinstatus 

Ergebnisse 

Zu keinem Zeitpunkt wurden Veränderungen des DNA-Fragmentationsindex (%DFI) 

gefunden (p>0,05). Die Durchschnittswerte betrugen in der Kontrollphase 1,9 ± 0,2 % 

und änderten sich in den 9 Wochen nach erster Hyperthermie nicht (2,0 ± 0,2 %) 

(p>0,05). In den ersten zehn Tagen nach zweiter Hyperthermie lag der Wert bei 1,9 ± 

0,2 % (p>0,05) und in der letzten Versuchsphase bei 2,5 ± 0,3 % (Abb. 20). 

Der mean DFI wies in der Kontrollphase einen Mittelwert von 182,7 ± 21,2 auf. Neun 

Wochen nach der ersten Hyperthermie lag er bei 190,8 ± 3,9 und sank (p≤0,05) in 

den ersten zehn Tagen nach der zweiten Wärmeapplikation auf 187,1 ± 3,3 (p≤0,05). 

Am Versuchsende betrug der mean DFI bei den verbliebenen Tieren 190,5 ± 5,8 

(Abb. 21). 

69

Spermien mit hohem DNA-Fragmentationsindex (%DFI) 

3,0 

2,5 

2,0 

1,5 

1,0 

0,5 

0,0 

Ergebnisse 




n = 7 n = 7 n = 5 n = 2 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 20: Anteil an Spermien mit hohem DNA-Fragmentationsindex (%DFI) 

(MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie. 

70

Mean DFI 

250 

200 

150 

100 

50 

0 

Ergebnisse 




a,b a b 

n = 7 n = 7 

n = 5 

t1 t2 t3 t4 

Abbildung 21: Mean DFI (MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und 

zweiter Hyperthermie (t2 : t3 p≤0,05). 

71 

n = 2

5 Diskussion 

Diskussion 

5.1 Skrotale Oberflächentemperatur 

In der vorliegenden Studie wurde bei sieben Beagle-Rüden mit Hilfe eines 

Suspensoriums zweimalig über einen Zeitraum von 48 Stunden eine moderate 

skrotale Hyperthermie erzeugt. Durch kontinuierliche Überwachung und stündliche 

Aufzeichnung der skrotalen Oberflächentemperatur wurde sichergestellt, dass das 

Suspensorium über den gesamten Zeitraum befestigt war. 

Die durchschnittliche Temperaturerhöhung betrug während der ersten Phase der 

Wärmeapplikation 3,7°C. SCHWEIZER (2006) erreichte unter Verwendung eines 

Suspensoriums einen ähnlichen Temperaturanstieg um 2 - 3°C bei Hengsten. 

SIDIBÉ et al. (1992) und BRITO et al. (2003) konnten mittels eines Suspensoriums 

eine skrotale Hyperthermie mit einem Temperaturanstieg um 3,8°C bei Bullen 

hervorrufen. WU (2005) erzielte bei Bullen eine maximale durchschnittliche 

Temperaturerhöhung um 6,7°C. ALBRECHT (2006) ermittelte in einer ebenfalls bei 

Bullen durchgeführten Untersuchung eine maximale durchschnittliche 

Temperaturerhöhung von 5,6°C was in etwa der in dieser Studie erreichten 

durchschnittlichen Maximaltemperatur von 5,8°C entspricht. Bei Schafböcken wurde 

durch 30-tägige Wärmeapplikation eine Erhöhung der intraskrotalen Temperatur um 

2°C erreicht (MIEUSSET et al. 1992). Dabei zeigten alle Tiere während der 

gesamten Zeit der Wärmeapplikation eine höhere Atemfrequenz. Dagegen verhielten 

sich die Rüden der vorliegenden Studie in den 48-stündigen Hyperthermiephasen 

unauffällig und zeigten auch danach keine Störung des Allgemeinbefindens. 


Spermaparameter 

5.2.1 Volumen 

Das Ejakulatvolumen betrug im Vorlauf durchschnittlich 16,5 ml. Da die Versuchstiere 

ein Gewicht von 14,5 ± 0,9 kg (13,6 – 16,0 kg) aufwiesen, entsprach es damit 

72

Diskussion 

der von GÜNZEL-APEL (1994) ermittelten Menge fruchtbarer Rüden mit einem 

Körpergewicht von 11 – 20 kg. Neun Wochen nach erster und bis zehn Tage nach 

zweiter Hyperthermie blieb das Volumen konstant bei 13,1 ± 0,4 ml bzw. 12,6 ±6,9 ml 

und lag damit ebenfalls im Normbereich. In den Tagen 11 bis 40 nach zweiter 

Wärmeapplikation nahm das Ejakulatvolumen bei den beiden verbliebenen Tieren 

auf durchschnittlich 3,2 ± 0,6 ml ab, was als Oligospermie zu werten ist. Die Samenentnahmen 

wurden stets von derselben Person durchgeführt um einen Einfluss des 

Samennehmers auszuschließen. Das Ejakulatvolumen wird wesentlich von der 

Menge des Prostatasekrets bestimmt. Die Funktion der Prostata wird über 

Testosteron reguliert, dessen Synthese in den Hoden stattfindet. Eine 

hyperthermiebedingte Herabsetzung der endokrinen Hodenfunktion wird als äußerst 

unwahrscheinlich erachtet, da bekannt ist, dass selbst bei abdominal verbliebenen 

Hoden zwar die Samenzellbildung, aber nicht die Hormonsynthese gestört ist. Auch 

in der Studie von HERR (2010), in der Länge und Breite der Prostata der Rüden 

kontinuierlich gemessen wurde, zeigte sich keine hyperthermiebedingte Veränderung 

der Drüse. Eine andere Möglichkeit wäre, dass die Oligospermie eine Folge der 

frequenten Samenentnahme ist. Dagegen sprechen die in einer frühen Studie von 

BARTLETT (1962) gefundenen Ergebnisse. Bei drei Mischlingen mit einem Gewicht 

zwischen 13,2 und 15,9 kg zeigte sich, dass bei wöchentlich zweimaliger Samenentnahme 

über einen Zeitraum von einem Jahr das Ejakulatvolumen bei 

durchschnittlich 10,8 ± 0,2 ml lag. Damit war es deutlich höher als die in dieser 

Studie zwischen Tag 11 und 40 nach zweiter Hyperthermiephase gefundenen 

Volumina. Da die Produktionskapazität von Prostatasekret individuellen 

Schwankungen unterliegt, kann die Frequenz der Samenentnahmen als Ursache für 

die geringen Ejakulatvolumina jedoch nicht vollständig ausgeschlossen werden. In 

einer ähnlichen Studie bei Hengsten wurde bei den drei Versuchstieren eine 

Zunahme des Ejakulatvolumens beobachtet. Dies wurde darauf zurückgeführt, dass 

Junghengste eingesetzt wurden und es bei diesen in den ersten Wochen nach 

Beginn der Samenentnahmen zu einer Zunahme des Ejakulatvolumens kommt 

(THOMPSON et al. 2004; SCHWEIZER 2006). 

73

5.2.2 Spermiengesamtzahl 

Diskussion 

In der Vorlaufphase betrug die Spermiengesamtzahl durchschnittlich 733 x 10 6 und 

lag damit für Rüden mit einem Körpergewicht zwischen 10 und 20 kg in der Norm 

von mindestens 500 x 10 6 Spermien (GÜNZEL-APEL et al. 1994). Die Spermiengesamtzahl 

veränderte sich nach der ersten Wärmeapplikation nicht. Bei Hengst 

(SCHWEIZER 2006) und Bulle (WU 2005, ALBRECHT 2006) sank die 

Spermiengesamtzahl jeweils in Woche zwei bis drei nach skrotaler Hyperthermie 

über 48 Stunden individuell unterschiedlich stark ab. Ab der 7. Woche nach 

Hyperthermie wurde in diesen Studien wieder ein Anstieg der Spermiengesamtzahl 

auf Ausgangswerte festgestellt werden. Dass in der vorliegenden Studie die 

Spermiengesamtzahl in den neun Wochen nach skrotaler Hyperthermie gleich blieb, 

kann verschiedene Ursachen haben. Laut STEINBERGER und DIXON (1959) ist das 

Maß der skrotalen Temperaturerhöhung ausschlaggebend für den Grad der 

Veränderung. MIEUSSET et al. (1992) beobachteten bei Schafböcken ab Tag 12 

einer insgesamt 30-tägigen intraskrotalen Temperaturerhöhung um 2°C einen Abfall 

der Spermiengesamtzahl. WU (2005) fand bei dem Bullen mit der niedrigsten 

maximalen Temperaturerhöhung die geringste Abnahme der Spermiengesamtzahl. 

Auch bei einem Hengst mit der niedrigsten durchschnittlichen skrotalen 

Oberflächentemperatur waren nur geringfügige bis keine Veränderungen 

nachweisbar (SCHWEIZER 2006). Da sich die jeweiligen Temperaturdifferenzen zu 

den Tieren, die deutliche spermatologische Veränderungen aufweisen, lediglich auf 

0,1 und 0,2°C beliefen, erscheint ein alleiniger Einfluss der Temperaturerhöhung 

fraglich. Dagegen wies in der Studie von ALBRECHT (2006) der Bulle mit der 

höchsten skrotalen Erwärmung den geringsten Abfall in der Spermiengesamtzahl 

auf. VOGLER et al. (1991, 1993) fanden in ähnlich aufgebauten Versuchen bei 

Bullen keinerlei Veränderungen im Spermienausstoß. Ursächlich hierfür sahen die 

Autoren die tierartlich unterschiedlichen Fähigkeiten zur Thermoregulation 

(Thermoresistenz). In einer Studie von ROSS und ENTWISTLE (1978) wiesen die 

Bullen nach 10- bzw. 20-stündiger skrotaler Erwärmung individuell unterschiedliche 

Konzentrationsabfälle auf, was auf eine variable Empfindlichkeit von Spermien, 

Spermatiden und Spermatozyten der Einzeltiere zurückzuführen sein kann. 

74

Diskussion 

In den ersten zehn Tagen nach zweiter Wärmeapplikation wurde bei den fünf noch 

verfügbaren Rüden eine Abnahme auf 555 x 10 6 Spermien beobachtet, die sich als 

signifikant erwies. Ob es aufgrund dessen zu einer Einschränkung der Fruchtbarkeit 

kam ist fraglich, da die Spermiengesamtzahl noch oberhalb der für Rüden dieser 

Gewichtsklasse angegebenen Norm von mind. 500 x 10 6 lag (GÜNZEL-APEL 1994). 

Die im weiteren Verlauf bei den zwei verbliebenen Rüden in den Tagen 11 bis 40 

fortschreitende Abnahme auf 350 x 10 6 Spermien ist als Oligozoospermie mit 

herabgesetzter Fruchbarkeit zu werten. Möglicherweise wurde das Hodengewebe 

durch die erste Wärmeapplikation geringgradig vorgeschädigt, so dass die 

darauffolgende zweite Noxe eine klinische Auswirkung hervorrief. Der Zeitpunkt ca. 

zwei Wochen nach der zweiten Hyperthermie ist ähnlich wie bei anderen Tierarten 

nach erster Hyperthermie beschrieben. Die durch die Hyperthermie bedingte 

Schädigung betraf somit hauptsächlich die primären Spermatozyten. Dies wird durch 

die Ergebnisse der Studie von HERR (2010) gestützt, in welcher 10 und 40 Tage 

nach zweiter Wärmeapplikation ein Anstieg apoptotischer Zellen beobachtet wurde. 

Apoptotische Prozesse können die Spermatogenese vermindern. Bei der 

Auswertung der Caspase-3-positiven Zellen fand HERR (2010) den deutlichsten 

Anstieg 9 Wochen nach erster und 40 Tage nach zweiter Wärmeapplikation. Jedoch 

war auch zehn Tage nach zweiter Wärmeapplikation ein Anstieg gegenüber der 

Kontrollgruppe nachweisbar. Die größte Anzahl apoptotischer Zellen wurde mit 

beiden Nachweisverfahren in den Zellfraktionen primäre Spermatozyten und 

Spermatogonien gefunden, was die Abnahme der Spermiengesamtzahl bei den 

beiden noch verfügbaren Rüden erklären kann. Auch die einmalige 

Wärmeapplikation hatte eine Erhöhung der Apoptoserate zur Folge, welche sogar 

nach einem vollständigen Spermatogenesezyklus noch nachweisbar war (HERR 

2010). Dagegen zeigten sich nekrotische Prozesse und ein vermehrter Untergang 

von Zellen vor allem nach der zweiten Wärmeapplikation, möglicherweise aufgrund 

der potenzierten Schädigung durch die erneute Hyperthermie. Im Nebenhodenepithel 

konnten sowohl durch den Nachweis aktivierter Caspase-3 als auch bei Anwendung 

der TUNEL-Methode zu allen untersuchten Zeitpunkten nach Wärmeapplikation 

vermehrt apoptotische Zellen nachgewiesen werden, wenngleich der Anstieg als 

gering zu bezeichnen ist. Zudem zeigte die histologische Auswertung der 

75

Diskussion 

Nebenhoden, dass bei allen Tieren, die einer ein- oder zweimaligen Hyperthermie 

unterzogen worden waren, mehr spermienfreie Tubulusanschnitte vorlagen als bei 

den Kontrolltieren. Dies wurde ursächlich auf die durch apoptotische Prozesse 

verminderte Spermatogenese zurückgeführt. Die histologischen Veränderungen 

nach den Hyperthermiephasen sind jedoch in ihrer Gesamtheit als eher geringgradig 

zu bezeichnen was im Einklang mit den Befunden der Spermiengesamtzahl in der 

vorliegenden Studie steht. 


Der Anteil an membrangeschädigten Spermien blieb während der gesamten 

Versuchszeit im Rahmen des von GÜNZEL-APEL (1994) vorgegebenen Normwertes 

von unter 15 %. Die Veränderung vom Ausgangswert in der Kontrollphase (7,4%) auf 

durchschnittlich 5,2 % in den ersten zehn Tagen nach zweiter Hyperthermiephase ist 

trotz der statistischen Signifikanz vermutlich nicht auf die Wärmeapplikation 

zurückzuführen sondern als individuelle Schwankung zu werten. Erst in den Tagen 

11 bis 40 nach zweiter Wärmeapplikation schien der Anteil membrangeschädigter 

Spermien angestiegen zu sein. Dieser Anstieg ist insbesondere auf zwei relativ hohe 

Einzelwerte eines der beiden Rüden von 16 und 17 % zurückzuführen ist. Ob dieser 

geringgradige Anstieg tatsächlich in ursächlichem Zusammenhang mit der skrotalen 

Hyperthermie oder eher im Zusammenhang mit individuellen Schwankungen der 

Spermabeschaffenheit steht, kann aufgrund der geringen Tierzahl in der letzten 

Versuchsphase (n = 2) nicht geklärt werden. Schon in der Kontrollphase lag der 

mittlere Anteil membrangeschädigter Spermien der beiden Rüden 13,5 % über dem 

Gesamtdurchschnitt. In den neun Wochen nach erster Wärmeapplikation verringerte 

sich der Anteil auf 10 %. Dagegen entsprach der Wert dieser beiden Rüden 10 Tage 

nach zweiter Wärmeapplikation mit 5,3 % dem Gesamtdurchschnitt. 

Trotz der individuellen Schwankungen ist es wahrscheinlich, dass das zeitgleiche 

Ansteigen an Membranschädigungen und das Absinken der Spermiengesamtzahl als 

Reaktion auf die wiederholte Wärmeapplikation im Sinne einer geringfügigen 

Beeinträchtigung der Spermienentwicklung sowie –reifung angesehen werden kann. 

76

Diskussion 

Bei Bullen beobachtete WU (2005) einen signifikanten Anstieg toter Spermien 12 bis 

42 Tage nach Wärmeapplikation. Er und andere Autoren, die ähnliche Ergebnisse 

erzielten (EL AZAB 1966; VOGLER et al. 1991, 1993; WILDEUS u. ENTWISTLE 

1983) schlossen auf eine durch die Hyperthermie bedingte Störung der 

Spermatogenese, der Spermiogenese sowie der Spermienreifung während der 

Nebenhodenpassage. 


Der Prozentsatz morphologisch veränderter Spermien erhöhte sich nach der ersten 

Wärmeapplikation von 10 auf 13 % (p≤0,05), blieb in den ersten zehn Tagen nach 

der zweiten Hyperthermie zunächst unverändert und stieg in den Tagen 11 bis 40 auf 

durchschnittlich 26 % an. Bei den beiden betreffenden Rüden lag der Anteil 

formabweichender Spermien in der Kontrollphase geringgradig (0,4 %) unterhalb 

und geringgradig oberhalb (1,0 % in den neun Wochen nach erster Hyperthermie 

und 3,1 % in den ersten 10 Tagen nach zweiter Hyperthermie) des 

Gruppendurchschnitts. Da der Anteil formabweichender Spermien mit 26,6 % in der 

letzten Versuchsphase noch innerhalb des Normbereiches (bis 30 %) lag (GÜNZEL- 

APEL 1994), war er nicht außergewöhnlich hoch. Dennoch handelt es sich um einen 

deutlichen Anstieg, der auf einer klinisch inapperenten hyperthermiebedingten 

Schädigung der Hoden/Nebenhoden beruhen kann. Möglicherweise waren nach der 

zweiten Wärmenoxe die Kompensationsmöglichkeiten erschöpft, so dass ein 

deutlicher, spermatologisch nachweisbarer Effekt auftrat. Dafür sprechen auch die 

bereits erwähnten histologischen Veränderungen der Hoden (HERR 2010). Der 

Anstieg in den neun Wochen nach erster Hyperthermie erwies sich zwar als 

signifikant, war jedoch letztlich nur geringgradig. 

Bei Bullen wurde ein deutlicher Anstieg der primären und sekundären 

Spermienanomalien ab der ersten bzw. zweiten Woche nach Wärmeapplikation mit 

z.T. deutlichen individuellen Unterschieden nachgewiesen (WU 2005, ALBRECHT 

2006). Bei Bullen, deren Skrotaltemperatur um 6,9 und 7,1°C anstieg, war eine 

signifikant höhere Zunahme primärer Spermienanomalien festzustellen als bei Bullen 

77

Diskussion 

mit einer geringeren Skrotalerwärmung (6,3 und 6,4°C) (WU 2005). Da primäre 

Anomalien bei WU (2005) erst ab Woche 2 nach Hyperthermie vermehrt auftraten, 

wird eine Schädigung der Spermatiden und Spermatozyten während der 

Spermatogenese angenommen. Sekundäre Spermienanomalien stiegen bereits ab 

der ersten Woche an und entstanden demnach wie auch in anderen Studien 

während der Nebenhodenpassage (EL AZAB 1966; WILDEUS u. ENTWISTLE 1986; 

VOGLER et al. 1991, 1993; WU 2005; ALBRECHT 2006). 

Bei Hengsten nahm der Anteil an Spermien mit Kopfveränderungen erstmals in 

Woche 4 und erneut in geringem Ausmaß in Woche 7 nach Wärmeapplikation zu. 

Während ein Hengst lediglich einen Anstieg von 1 % aufwies, betrug er beim zweiten 

Tier 5,5 % und beim dritten 9 % (SCHWEIZER 2006), was ebenfalls den individuell 

unterschiedlichen Effekt einer skrotalen Hyperthermie verdeutlicht. 

5.3 Einfluss skrotaler Hyperthermie auf Spermienmotilität 

Der subjektiv geschätzte Anteil vorwärtsmotiler Spermien schwankte während des 

gesamten Versuchszeitraumes zwischen durchschnittlich 83 und 88 %, und lag damit 

im Normbereich (>60 %) (GÜNZEL-APEL 1994). Mit Hilfe der computergestützen 

Motilitätsanalyse (CMA ® ) wurde nach der ersten Wärmeapplikation zwar ein 

signifikanter Abfall der gesamtmotilen Spermien von 91 auf 88 % festgestellt 

(p≤0,05), doch ist dem im Hinblick auf die Fertilität keine Bedeutung beizumessen. 

Angesichts der geringen Differenz erscheint ein Effekt der Hyperthermie fraglich. 

Gleiches gilt für das geringgradige Absinken der Motilität auf 83 % in den Tagen 11 

bis 40 nach zweiter Wärmeapplikation. Einer der beiden in diesem Zeitraum zur 

Verfügung stehenden Rüden zeigte im gesamten Versuchsverlauf einen konstanten 

Anteil an vorwärtsmotilen Spermien von 85 – 86 %, während dieser bei dem anderen 

Rüden von anfangs durchschnittlich 92 auf 80 % in der letzten Versuchsphase abfiel. 

Die mittels SpermVision ® gemessenen Motilitätsparameter Gesamtanteil motiler 

Spermien und Anteil progressiv motiler Spermien wiesen zu keinem Versuchszeitpunkt 

signifikante Veränderungen auf. Bei den Geschwindigkeiten und 

Bewegungsformen der Spermien zeigten sich sowohl im CMA ® als auch im 

78

Diskussion 

SpermVision ® zum Teil signifikante Veränderungen. Diese sind jedoch trotz ihrer 

Signifikanz als geringgradig zu beurteilen und dürften keinen Einfluss auf die 

Fruchtbarkeit haben. 

Im Gegensatz wies WU (2005) bei Bullen nach 48-stündiger Hyperthermiephase 

zwischen Tag 9 und Tag 28 eine deutliche Abnahme der Spermienmotilität nach. 

ALBRECHT (2006) beobachtete bei Bullen bereits ab der ersten Woche nach 

Wärmeapplikation einen Rückgang des Anteils vorwärtsmotiler Spermien. Dabei 

zeigte sich in allen drei Studien, dass sowohl die Spermienentwicklung und –reifung 

als auch die im Nebenhoden befindlichen Spermien betroffen waren (WILDEUS u. 

ENTWISTLE 1986; VOGLER et al. 1991, 1993). Letzteres schreiben YIN et al. 

(1997) einer gestörten Proteinsynthese im Nebenhodenepithel zu. Nach CORNWALL 

(2009) können Wärmeeinwirkung und oxidativer Stress zu einer fehlerhaften 

Proteinfaltung im Nebenhodenepithel führen, von welcher eine toxische Wirkung auf 

die Spermien ausgeht. Bei Hengsten reichte bereits eine Temperaturerhöhung um 2 

bis 3°C aus, um eine deutliche Verlangsamung der Spermiengeschwindigkeit zu 

verursachen. FREIDMANN et al. (1991) verzeichnete bereits in der ersten Woche 

nach Hyperthermie einen Rückgang der Spermienmotilität, während SCHWEIZER 

(2006) zwischen Woche 0 und 7 eine Abnahme der vorwärtsmotilen Spermien um 

durchschnittlich 37 % beobachteten. Anschließend stieg die Vorwärtsmotilität binnen 

sieben bis zehn Tagen wieder auf Ausgangswerte an. 

Insgesamt wurden bei den in der vorliegenden Studie untersuchten Rüden durch 

eine zweimalige 48-stündige moderate skrotale Temperaturerhöhung keine eindeutig 

auf die Hyperthermie zurückzuführenden Veränderungen der Spermienmotilität 

nachgewiesen. 

79

Diskussion 

5.4 Einfluss von skrotaler Hyperthermie auf Membranintegrität 

und Spermienchromatin 

5.4.1 Plasmamembran- und Akrosomstatus 

Der prozentuale Anteil an Spermien mit intakter Plasmamembran (Propidiumjodidnegativ) 

und intaktem Akrosom (FITC-PNA-negativ) betrug im Vorlauf 

durchschnittlich 91,7 %. Der in den ersten zehn Tagen nach zweiter Hyperthermie 

nachgewiesene geringgradige, aber signifikante Anstieg auf 93,9 % (p≤0,05) ist als 

physiologische Schwankung zu werten und steht in keinem Zusammenhang mit den 

Hyperthermiephasen. Der anschließende deutliche Abfall auf 82,7 % in den Tagen 

11 bis 40 betraf lediglich zwei Tiere. Dieses Ergebnis entspricht dem Verlauf der 

mittels PI-Färbung bestimmten Plasmamembranschädigungen, welche in den letzten 

30 Tagen des Versuchs zunahmen. Demnach waren die Spermien, die sich zur Zeit 

der zweiten Wärmeapplikation im Nebenhoden befanden, am stärksten betroffen. 

Übereinstimmend fand HERR (2010) eine höhere Anzahl an Tubulusanschnitten mit 

vakuolig aufgelockerten Tubulusepithelzellen im Nebenhoden als in den Hoden, was 

auf eine erhöhte Sensibilität des Nebenhodenepithels auf einen Wärmestimulus im 

Vergleich zum Hodentubulusepithel hindeutet. 

Bei Bullen wird ab der ersten Woche bzw. ab Tag 9 nach Hyperthermie ein Abfall an 

Spermien mit intakter Plasmamembran (PI-negativ) beschrieben (WU 2005; 

ALBRECHT 2006). Nach der 6. Woche normalisierte sich der Befund wieder. 

Bei den Hengsten kam es erst drei Wochen nach der Hyperthermie zu einer 

Zunahme membrangeschädigter Spermien (SCHWEIZER 2006). 

5.4.2 Chromatinstatus 

Der Prozentsatz an Spermien mit hohem DNA-Fragmentationsindex (%DFI) 

veränderte sich während des gesamten Versuchsverlaufs kaum. Die DFI-Werte der 

Einzeltiere lagen zwischen 1,3 % und 4,3 % und befanden sich somit im Rahmen der 

Werte, die von STROTMANN (2009) bei Rüden mit Normospermie ermittelt wurden 

80

Diskussion 

(2,7 ± 2,4 %, 0,5 – 10,4 %). STROTMANN (2009) verwendete das gleiche 

Messverfahren und führte die Messungen an demselben Gerät durch, welches auch 

für diese Studie verwendet wurde. Die Autorin stellte eine negative Korrelation 

zwischen dem DFI einerseits und dem Anteil vorwärtsbeweglicher Spermien 

andererseits fest. Zwischen dem DFI einerseits und dem Anteil 

membrangeschädigter Spermien sowie dem Gesamtanteil morphologisch 

abweichender Spermien andererseits bestand eine positive Korrelation. Dieser 

Zusammenhang konnte in der vorliegenden Studie nicht bestätigt werden. Während 

die Motilität keine auf die Hyperthermie zurückzuführenden Veränderungen zeigte, 

stieg sowohl der Anteil formabweichenden Spermien (von 10,0 ± 1,3 % in der 

Kontrollphase auf 26,6 ± 5,7 % in den Tagen 11 - 40 nach zweiter Hyperthermie), als 

auch der Anteil membrangeschädigter Spermien (von 7,4 ± 1,3 % in der 

Kontrollphase auf 9,9 ± 0,1 % in der letzten Versuchsphase) an während der DFI 

keine Veränderung aufwies. 

Bei Bullen stieg der Anteil chromatininstabiler Spermien schon in der ersten Woche 

nach der Wärmeapplikation an und erreichte sein Maximum in den Wochen 4 bzw. 5. 

Nach 10 Wochen hatten die Werte wieder das Ausgangsniveau erreicht 

(KARABINUS et al. 1997; ALBRECHT 2006). Auch bei Hengsten stieg der Anteil 

chromatininstabiler Spermien ab Woche 2 bzw. 4 nach Hyperthermie an 

(SCHWEIZER 2006). Nach Erreichen von Maximalwerten in Woche 5 sanken die 

DFI-Werte bis Woche 9 auf Ausgangswerte ab. Es zeigten sich deutliche individuelle 

Unterschiede bezüglich der Reaktion des Spermienchromatins auf die Wärmenoxe 

sowohl bei Hengstspermien (LOVE u. KENNEY, 1999) als auch bei Bullenspermien 

(ACEVEDO 2001; WU 2005). ACEVEDO (2001) und WU (2005) fanden eine hohe 

positive Korrelation zwischen Kopfdefekten und Spermien mit hohem DNA- 

Fragmentationsindex. Dieser Zusammenhang bestand auch in der vorliegenden 

Studie. Beide Parameter zeigten keine Veränderungen nach Hyperthermie. 

Der mean DFI betrug in der Kontrollphase der vorliegenden Studie im Mittel 182,7 ± 

21,1 und veränderte sich nach der ersten Hyperthermiephase nicht (190,8 ± 3,9). In 

den ersten zehn Tagen nach zweiter Wärmeapplikation sank der Wert zwar 

signifikant, jedoch letztlich geringgradig auf 187,1 ± 3,3 (p≤0,05) und betrug in den 

letzten 30 Tagen der Versuchsperiode 190,5 ± 5,8. Damit lagen die Werte 

81

Diskussion 

geringfügig unter dem von STROTMANN (2009) für eine gemischte Rüdengruppe 

mit Normospermie ermittelten mean DFI von 202,2 ± 10,2 (Min. 189,2 – Max. 235,5). 

Diese geringgradige Abweichung ist vermutlich auf die unvermeidbaren Varianten 

zwischen zwei Versuchsdurchführungen, die in einem zeitlichen Abstand von 

mehreren Monaten stattfinden, zurückzuführen. 

5.5 Schlussfolgerungen 

Die Ergebnisse dieser Studie deuten darauf hin, dass Rüden im Gegensatz zu 

anderen Tierarten (Bulle, Hengst) entweder zu einer besseren Regulation der 

Skrotal- bzw. Hodentemperatur fähig sind oder dass Hundespermien und das 

Hoden- und Nebenhodengewebe eine höhere Thermoresistenz besitzen. Die 

geringgradigen Veränderungen der untersuchten Parameter traten hauptsächlich 

nach der zweiten Wärmeapplikation auf. Die durchflusszytometrische Bestimmung 

der Plasmamembran- und Akrosomintegrität sowie des Defragmentationsindex 

(%DFI) erwies sich als objektives und sensitives Beurteilungsverfahren und stellt 

eine sinnvolle Ergänzung zur konventionellen spermatologischen Untersuchung dar. 

82

6 Zusammenfassung 

Zusammenfassung 

Christine Masal: 

Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf quantitative und qualitative 

Spermaparameter des Rüden unter besonderer Berücksichtigung der Integrität 

der Plasmamembran und des Akrosoms sowie des Spermienchromatins 

Ziel der vorliegenden Arbeit war es, die Auswirkungen einer experimentell erzeugten 

moderaten Hyperthermie am Hundehoden auf qualitative und quantitative 

Ejakulatparameter zu überprüfen. Ferner sollte der Frage nachgegangen werden, 

wann diese Veränderungen im Hinblick auf Spermatogenese und 

Nebenhodenpassage auftreten. In diesem Zusammenhang wurde die Eignung 

moderner spermatologischer Verfahren (computergestützte Motilitätsanalyse, 

Durchflusszytometrie, Spermienchromatinstruktur-Assay) für die Erfassung von 

Spermienschädigungen beim Hund überprüft. 

Für die Studie standen sieben adulte Beaglerüden im Alter von zwei bis drei Jahren 

mit einem durchschnittlichen Gewicht von 14,5 kg zur Verfügung. Über den 

gesamten Versuchszeitraum fanden zweimal wöchentlich im Abstand von drei bis 

vier Tagen Samenentnahmen statt. Nach einer Kontrollphase von 4,5 Wochen wurde 

den Rüden über 48 Stunden ein Suspensorium angelegt und eine 

Temperaturerhöhung von durchschnittlich 3,8°C erreicht. Nach weiteren neun 

Wochen wurden zwei Rüden zur Erhebung histologischer Befunde im Rahmen einer 

anderen Studie kastriert. Die verbleibenden fünf Rüden wurden einer zweiten 48stündigen 

Hyperthermiephase unterzogen. Nach 10 Tagen wurden drei weitere 

Rüden kastriert, so dass für die letzten 30 Versuchstage noch zwei Rüden zur 

Verfügung standen. Die Auswertung der Ejakulate erfolgte konventionell (Volumen, 

Spermiengesamtzahl, Motilität, membrangeschädigte und formabweichende 

Spermien), mittels computergestützter Motilitätsanalyse (CMA ® , SpermVision ® ) sowie 

bezüglich der Plasmamembran- und Akrosomintegrität (FITC-PNA / PI) und des 

Spermienchromatinstatus (SCSA TM) ) durchflusszytometrisch. 

83

Zusammenfassung 

Folgende Ergebnisse wurden erzielt: 

Neun Wochen nach der ersten sowie 10 Tage nach der zweiten Hyperthermie 

blieben alle Ejakulatparameter auf physiologischem Niveau. Erst im Zeitraum Tag 11 

bis 40 nach der zweiten Hyperthermie waren im Vergleich zur Kontrollphase eine 

Abnahme des Ejakulatvolumens von 16,5 ± 8,2 ml (n = 7) auf 3,2 ± 0,6 ml (n = 2), der 

Spermiengesamtzahl von 733 ± 125 x 10 6 (n = 7) auf 350 ± 60 x 10 6 (n = 2) und der 

Spermien mit intakter Plasmamembran und intaktem Akrosom von 91,7 ± 1,3 % 

(n = 7) auf 82,7 ± 1,9 % (n = 2) sowie ein Anstieg der Spermien mit geschädigter 

Plasmamembran von 7,4 ± 1,3 % (n = 7) auf 9,9 ± 0,1 % (n = 2) und der 

morphologisch abweichenden Spermien von 10,0 ± 1,3 % (n = 7) auf 26,6 ± 5,7 % 

(n = 2) zu verzeichnen. Der Defragmentationsindex (%DFI) blieb während des 

gesamten Untersuchungszeitraums auf einheitlich niedrigem Niveau [1,9 ± 0,2 % 

(n = 7) bis 2,5 ± 0,3 % (n = 2)]. Bezüglich der Motilität konnten weder konventionell 

noch mittels computergestüzter Motilitätsanalyse hyperthermiebedingte 

Veränderungen nachgewiesen werden. 

Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass Rüden im Gegensatz zu anderen Tierarten 

(Bulle, Hengst) entweder zu einer besseren Regulation der Skrotal- bzw. 

Hodentemperatur fähig sind oder dass Hundespermien bzw. das Hoden- und 

Nebenhodengewebe eine höhere Thermoresistenz besitzen. Die geringgradigen 

Veränderungen der untersuchten Parameter traten hauptsächlich nach der zweiten 

Wärmeapplikation auf. Die durchflusszytometrische Bestimmung der Plasmamembran- 

und Akrosomintegrität sowie des Defragmentationsindex (%DFI) erwies 

sich als objektives und sensitives Beurteilungsverfahren und stellt eine sinnvolle 

Ergänzung zur konventionellen spermatologischen Untersuchung dar. 

84

7 Summary 

Summary 

Christine Masal: 

Effects of scrotal hyperthermia on quantitative and qualitative sperm 

parameters in dogs under special consideration of the integrity of the plasma 

membrane and acrosome as well as the sperm chromatin structure 

The aim of the present study was to examine the effect of an experimentally induced 

scrotal hyperthermia on qualitative and quantitative semen parameters and to 

characterise the thermosensitive cell stages of spermatogenesis and sperm 

maturation. The applicability of modern spermatological evaluation techniques 

(computer-assisted analysis of motility, flow cytometric evaluation of the plasma 

membrane and acrosome, spermchromatin structure assay) to detect damages on 

sperm have been investigated in this context. 

Seven adult male beagles between two and three years of age and a mean body 

weight of 14.5 kg were included in this study. Semen collections were performed 

twice weekly throughout the whole experimental period. Physiological semen quality 

was recorded in a 4.5 weeks control period. Scrotal hyperthermia was achieved by 

means of ponches for a period of 48 hours. After a nineweek period, two dogs were 

castrated for histological examination in another study. The remaining five dogs were 

submitted to a second 48hour phase of scrotal hyperthermia. The average 

temperature increase was 3.8°C. Ten days after the second hyperthermia, three 

dogs were castrated while the remaining two dogs underwent further semen 

collections twice weekly for another 30 days. Ejaculates were evaluated by 

conventional semen analysis (volume, total number of sperms, motility, morphology), 

by computer-assisted motility analysis (CMA ® , SpermVision ® ) as well as by flow 

cytometry (FITC-PNA / PI, SCSA TM ). 

The following results have been obtained: 

Nine weeks after the first hyperthermia as well as 10 days after the second 

hyperthermia all ejaculate parameters showed a relatively constant physiological 

85

Summary 

level. Only during the last experimental period (days 11 to 40 after the second 

hyperthermia), in comparison with the control period a decrease of the ejaculate 

volume from 16.5 ± 8.2 ml (n = 7) to 3.2 ± 10.6 ml (n = 2), the total sperm number 

from 733 ± 125 x 10 6 (n = 7) to 350 ± 60 x 10 6 (n = 2), the spermatozoa with an intact 

plasma membrane and an intact acrosome from 91.7 ± 1.3 % (n = 7) to 82.7 ± 1.9 % 

(n = 2) as well as an increase of the spermatozoa with a damaged plasma membrane 

from 7.4 ± 1.3 % (n = 7) to 9.9 ± 0.1 % (n = 2) and the spermatozoa with abnormal 

morphology from 10.0 ± 1.3 % (n = 7) to 26.6 ± 5.7 % (n = 2) were observed. The 

defragmentation index (%DFI) remained on a constantly low level [1.9 ± 0.2 % (n = 7) 

to 2.5 ± 0.3 % (n = 2)]. With reference to the motility neither conventionally nor by 

computer-assisted motility analysis any changes due to hyperthermia could be 

noticed. 

The results indicate that in contrast to other species (bulls, stallions) dogs may either 

have better scrotal and/or testicular thermoregulation mechanisms or a higher 

thermoresistance of spermatozoa and of the tissue of the testes and epididymis. The 

flow cytometric determination of plasma membrane and acrosome integrity and of the 

sperm chromatin structure has been demonstrated to be reasonable supplements to 

conventional spermatology. 

86

8 Verzeichnisse 

8.1 Abbildungsverzeichnis 

Abbildungsverzeichnis 

Abb. 1: Suspensorium bestehend aus thermoplastischem Kautschuk, 

Polsterwatte und einer Babysocke 

Abb. 2: Auf dem Skrotum befestigtes Suspensorium mit vom Messfühler 

ausgehendem Kabel 

Abb. 3: Digitalthermometer mit Messfühler und Verbindungskabel 

Abb. 4: Messung der Spermienmotiliät mittels SpermVision ® 

Abb. 5: Punktwolkendiagramm einer mittes SCSA TM untersuchten Rüden- 

Ejakulatprobe 

Abb. 6: Skrotale Oberflächentemperatur von sieben Rüden während der 

Hyperthermie (2 - 49h*) im Vergleich zur durchschnittlichen 

Abb. 7: 

Normaltemperatur vor (1h) und nach (50 / 51h) erster Hyperthermie. 

Skrotale Oberflächentemperatur von sieben Rüden während der 

Hyperthermie (2 - 49h*) im Vergleich zur durchschnittlichen 

Abb. 8: 

Normaltemperatur vor (1h) und nach (50 / 51h) zweiter Hyperthermie. 

Gesamtejakulatvolumen (MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach 

erster und zweiter Hyperthermie 

Abb. 9: Spermiengesamtzahl (10 6 ) pro Ejakulat (MW ± SD) in der 

Abb. 10: 

Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t2:t3 

p≤0,05) 

Mikroskopisch geschätzter Prozentsatz vorwärtsbeweglicher Spermien 

(MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Hyperthermiephase 

Abb. 11: Prozentsatz an Spermien mit geschädigter Plasmamembran (MW ± 

SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Hyperthermiephase (t1:t3 p≤0,05) 

Abb. 12: Prozentsatz formabweichender Spermien (MW ± SD) in der 


p≤0,05) 

87

Abbildungsverzeichnis 

Abb. 13: Gesamtanteil motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der 

Abb. 14: 


p≤0,05) 

Anteil lokal motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der Kontrollperiode 

sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (t1:t2 p≤0,05) 

Abb. 15: Anteil linear motiler Spermien (CMA ® ) (MW ± SD) in der Kontrollperiode 

sowie nach erster und zweiter Hyperthermie (p≤0,05) 

Abb. 16: Mittels SpermVision ® gemessener Anteil motiler Spermien (MW ± SD) 

in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie 

Abb. 17: Mittlere Bahngeschwindigkeit (VAP) (MW ± SD) und rektilineare 

Bahngeschwindigkeit (VSL) (MW ± DS) in der Kontrollperiode sowie 

nach erster und zweiter Hyperthermie (p≤0,05) 

Abb. 18: Maximale seitliche Kopfauslenkung von der mittleren Bahn (ALH) (MW 

± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Abb. 29: 

Hyperthermie (t1:t2 p≤0,05) 

Anteil an Spermien mit intakter Plasmamembran und intaktem Akrosom 

(MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Hyperthermie (p≤0,05) 

Abb. 20: Anteil an Spermien mit hohem DNA-Fragmentationsindex (%DFI) (MW 

± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 

Abb. 21: 


Mean DFI (MW ± SD) in der Kontrollperiode sowie nach erster und 

zweiter Hyperthermie (t2:t3 p≤0,05) 

88

8.2 Tabellenverzeichnis 

Tabellenverzeichnis 

Tab. 1: Anteil an Spermien mit primären und sekundären Veränderungen, 

Kopfveränderungen sowie Plasmatropfen in der Kontrollperiode sowie nach 

erster und zweiter Hyperthermie 

Tab. 2: VSL, VAP und VCL in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter 


Tab. 3: Anteil an Spermien mit unterschiedlichem Plamamembran- und Akrosomstatus 

in der Kontrollperiode sowie nach erster und zweiter Hyperthermie 

Anhangstabellen: 

Tab. 4: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „A“ 

Tab. 5: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „B“ 

Tab. 6: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „C“ 

Tab. 7: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „D“ 

Tab. 8: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „E“ 

Tab. 9: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „F“ 

Tab. 10: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „G“ 

Tab. 11: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „A“ 

Tab. 12: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „B“ 

Tab. 13: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „C“ 

Tab. 14: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „D“ 

Tab. 15: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „E“ 

Tab. 16: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „F“ 

Tab. 17: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „G“ 

89

8.3 Literaturverzeichnis 

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113

9 ANHANG 

Anhang 

9.1 Technische Ausstattung und Einstellungen des CMA ® (Cell Motion 

Analyser) 

Messkammer: Maklerkammer 

Objektiv: 20x, plan 

Kameraauflösung: 800 x 600 pixel 

Name der Settings: Rüde 2002.ini 

Anzahl der Bilder: 32 

Mindestbildanzahl: 16 

Vielfache der Bildfrequenz: 20 

Minimale Fläche Objekt: 20 pixel 

Maximale Fläche Objekt: 60 pixel 

Schwellwert für Objektsuche: 188 

Objekte: hell 

Geschwindigkeitsklassenbreite: 3 µm/s 

Geschwindigkeitsgrenze immobil: 5 µm/s 

Geschwindigkeitsgrenze lokal mobil: 25 µm/s 

Tiefe der Messkammer: 10 µm 

Verdünnung 1/(n): 1 

Temperatur der Probe: 39°C 

Eichungsfaktor: 389 

Korrektur: ja 

Richtung: nein 

Zeilensprung: 2 

Distanz: 31 pixel 

Anzahl der Relaxationen: 7 

Pause: 2 

TUKEY-fenster: 4 

Maximaler Radius: 9 µm 

Minimale Fläche unbewegliche: 75 pixel 

Maximale Fläche unbewegliche: 135 pixel 

Schwanzdetektion: ja 

Empfindlichkeit Schwanzdetektion: 2 

Messfenster 

XA (linke Koordinate): 28 

YA (obere Koordinate): 21 

XE (rechte Koordinate): 725 

YE (untere Koordinate): 550 

114

Anhang 

Schwanzsuche anwenden auf immobile Objekte 

Größe Fenster: 15 

Anzahl Dilatationen/Erosionen: 3 

Suchschwelle Schwanz: 3 

Minimale Schwanzgröße: 10 

Doppelter Schwellenwert: nein 

Benutzerklassifikation ausführen: ja 

9.2 Technische Ausstattung und Einstellungen des 

SpermVision ® 3.5 

Leja-Kammer: Leja 2x12µm grün 

Videoadapter: 0,75 

Objektiv: 20x, plan 

Kameraauflösung: 800 x 600 pixel 

Name der Settings: Rüde AK 

Cell identification: 20 – 60 µm 

Anzahl zu messender Zellen/Felder: 5000 Zellen oder 15 Felder 

Partikelfilter: nein 

Points to use in cell path smoothing: 11 

Dateiname der Messpositionen: „Leja 2x12µm green 15f. undef.“ 

Kriterien zur Klassifikation von Zellen 

Immotil: AOC < 9,5 

Lokalmotil: DSL < 6,0 

Hyperaktiv: VCL > 118 und ALH > 6,5 und LIN < 0,5 

Linear: STR > 0,9 und LIN > 0,5 

Nicht-linear: STR ≤ 0,9 und LIN ≤ 0,5 

Curvi-linear: DAP/Radius ≥ 3 und LIN < 0,5 

115

Anhang 

9.3 Messpositionen für Rüdenspermien, SpermVision ® 

[GENERAL] 

DESCR='Leija 2x12µm green 15f.undef.' 

[SLIDE] 

WIDTH_MICRON=76200 

HEIGHT_MICRON=25400 

[CHAMBERS] 

COUNT=2 

START_X_1=18970 START_Y_1=10200 

START_X_2=23090 START_Y_2=10200 

[PATTERN] 

LOAD_X=-19000 LOAD_Y=-1000 

PATTERN_POINTS=30 

PATTERN_X_1=0 PATTERN_Y_1=00 
















116

Anhang 

117 

9.4 Settings SpermVision ® 

[SPERMVISION] 

MOT_THRESH_MIN=140 

MOT_THRESH_MAX=255 

CALPIXELS=168 

CALMICRONS=100 

AREAMIN=20 

AREAMAX=60 

FOVDEPTH=12 

IMAGE_PATHS=""F:\RESEARCH\Masal\ 

NONMOTTRACKCOLOR=255 

LOCALTRACKCOLOR=65535 

PROGTRACKCOLOR=65280 

TUKEY=11 

MORPHPROMPT_0=0 







MAX_IMAGES=15 

IMAGE_SAVE_OPT=3 

MAXCELLS=5000 

MAXFIELDS=15 









SLOWTRACKCOLOR=65535 

L2CLASSORDER0=0 







PROTEINFILTERLEVEL=1 

LOOSE=0 

WITHTAIL=0 

PT1=0 

PT2=0

PT3=0 

MAX_CONC_IMAGES=75 

CONC_IMAGE_SAVE_OPT=3 

ECMTRACKCOLOR=8388608 

CONMAXFIELDS=5 

[NONMOTILE] 

SetCount=1 

Criteria0='12:00:00:01:9.5' 

Criteria1=09:00:00:01:15 

[LOCALMOTILE] 

SetCount=1 

Criteria0='05:00:00:01:6' 

Criteria1=07:00:00:01:0.9 

Criteria2=09:00:00:01:20 

Anhang 

[Hyperactive] 

USED=1 

UserDefined=0 

Caption=Hyperactive 

IncludeNonMotile=0 

IncludeLocal=0 

IncludeProgressive=1 

ApplyDowngrade=0 

UseColor=1 

TrackColor=16776960 

DowngradeTo=1 

SetCount=1 

Criteria0='09:00:00:03:118,01:00:00:03:6.5,06:00:00:01:0.5' 

Criteria1=06:00:00:01:0.5 

IncludeSlow=0 

[Linear] 

USED=1 

UserDefined=0 

Caption=Linear 





UseColor=1 


DowngradeTo=1 

SetCount=1 

Criteria0='07:00:00:03:.9,06:00:00:03:.5' 

Criteria1=09:00:00:03:80 

Criteria2=10:00:00:03:44 

118

Anhang 

Criteria3=02:00:00:01:14.2,01:00:00:01:4.3 

IncludeSlow=0 

[Non-linear] 

USED=1 

UserDefined=0 

Caption=Non-linear 





UseColor=1 


DowngradeTo=1 

SetCount=1 

Criteria0='06:00:00:02:.5,07:00:00:02:.9' 

Criteria1=07:00:00:01:0.5 

IncludeSlow=0 

[Curvalinear] 

USED=1 

UserDefined=0 

Caption=Curvalinear 





UseColor=1 


DowngradeTo=1 

SetCount=1 

Criteria0='03:01:13:04:3,06:00:00:01:.5' 

Criteria1=07:00:00:05:90 

Criteria2=10:00:00:03:44.7,08:00:00:03:54.6 

Criteria3=02:00:00:01:14.3 

Criteria4=01:00:00:01:4.2 

IncludeSlow=0 

[UserClass1] 

USED=0 

UserDefined=1 

Caption=UserClass1 





UseColor=0 


DowngradeTo=1 

119

SetCount=0 

IncludeSlow=0 

[UserClass2] 

USED=0 

UserDefined=1 






UseColor=0 


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SetCount=0 

IncludeSlow=0 

[UserClass3] 

USED=0 

UserDefined=1 






UseColor=0 


DowngradeTo=1 

SetCount=0 

IncludeSlow=0 

Anhang 

120

Anhang 

9.5 Bezugsquellen für Geräte und Verbrauchsmaterial 

Laborbedarf für die Spermatologie: 

Deckgläser (18x18mm) Landgraf Laborsysteme, Langenhagen 

Eppendorf- Reaktionsgefäße 1,5 ml Fa. Greiner, Frickenhausen 

Mikroröhre 1,5 ml mit Verschluss Fa. Sarstedt AG&Co, Nürmbrecht 

Objektträger (76 x 26 mm) Landgraf Laborsysteme, Langenhagen 

Phasenkontrastmikroskop mit und 

ohne Heiztisch 

Fa. Zeiss, Jena 

Pipette, einstellbar (2-20 μl; 50-200 µl; 

200-1000µl) 

Fa. Socorex Isba S.A., Schweiz 

Kunststoff-Röhren (11,5 ml) Fa. Sarstedt AG&Co, Nümbrecht 

Zählkammer nach Thoma Fa. Landgraf Laborsysteme, Langenhagen 

Anlage für computergestützte Motilitätsmessung: 

Strömberg-Mika Cell Motion Analyser Strömberg-Mika, Bad Feilnbach 

Phasenkontrastmikroskop Olympus 

BH2 

Olympus Optical Co. Ltd., Tokyo, Japan 

Heiztisch HT 100 Fa. Minitüb, Tiefenbach 

MTM Mika chamber Fa. Minitüb, Tiefenbach 

Kamera Strömberg-Mika, Bad Feilnbach 

Software für Bildauswertung: 

Cell Motion Analyzer® 2.0; © 1993 Medical Technologies Montreaux, Schweiz 

Laborbedarf für den SCSA: 

Eppendorf Reaktionsgefäße, 0,5 ml Eppendorf AG, Hamburg 

Heizblock Fa. Kleinfeld, Gehrden 

Pipetten Fa. Sarstedt AG&Co, Nürmbrecht 

(1000 µl, 100 µl, 10 µl, 5 µl) 

Pipettenspitzen gelb (100 µl) 

und blau (1000 µl) Fa. Sarstedt AG&Co, Nürmbrecht 

121

Anhang 

Flow-Röhrchen Fa. Beckman Coulter, Fullerton, 

Californien, USA 

Vortexer Fa. IKA®, Staufen 

(Typ Lab Dancer Orbital Shaker) 

Anlage für den SCSA®: 

COULTER® EPICS® XL- MCL Fa. Beckmann Coulter, Krefeld 

Software für die Bildauswertung: 

SOFTWARE SYSTEM II Version 3.0 

HDAS 11 

122

Anhang 

9.6 Bezugsquellen und Materialien zur skrotalen Wärmeapplikation 

Thermoplastischer Kautschuk, Verschnitt aus 

EPDM (Ethylen-Propylen-Dien-Kautschuk) 

und PP Polyprolylen 

Babysöckchen: 60% Baumwolle, 20% Nylon, 

19% Polyester, 1% Elastane-Lycra 

123 

Dr. Fritz Buschhaus 

ETM (Engineering Technologie 

Marketing) GmBH 

Schönbrunn 180, 

07929 Saalburg-Ebersdors 

KiK Textilien und Non-Food GmbH 

Siemensstraße 21, 59199 Bönen 

Halskragen Buster, clic collar 25cm Tierärztebedarf J. Lenecke GmbH & 

Co.KG 

Mentestraße 12a, 26419 Schortens 

TFA Klima Logger 

Thermo-Hygro-Station 

Kat.-Nr. 30.3015 

Rolta Polsterwatte 

Brustgeschirr für Hunde 

Yatego GmbH 

Technologiezentrum 

Leopoldstr. 1, 78112 St. Georgen 

Wirtschaftgenossenschaft deutscher 

Tierärzte eG 

Siemensstraße 14, 30827 Garbsen 

Wirtschaftgenossenschaft deutscher 

Tierärzte eG 

Siemensstraße 14, 30827 Garbsen

9.7 Chemikalien 

Anhang 

Substanz Bezugsquelle Artikelnummer 

Akridinorange Polysciences, Eppelheim 04539 

Citric acid monohydrate Sigma-Aldrich, Steinheim C-1909 

FITC-PNA Axxora, Lörrach VC-FL-1071 

Formaldehyd 37% Roth, Karlsruhe 4979 

D(+)-Glucose-Monohydrat Merck, Darmstadt 104074 

HCl Merck, Darmstadt 09057 

HEPES AppliChem, Darmstadt A106 

KOH Merck, Darmstadt 105033 

NaCl AppliChem, Darmstadt A4661 

Na2-EDTA Merck, Darmstadt 08418 

NaOH Merck, Darmstadt 106462 

Propidiumjodid (PI) Sigma-Aldrich, Steinheim P 4170 

TRIS-HCl Sigma-Aldrich, Steinheim T-1503 

Triton® X-100 Sigma-Aldrich, Steinheim X100 

9.8 Rezepturen 

Formolcitrat 

(Lösung zur Flüssigfixation von Spermien) 

- 2,9 g tri-Natriumcitrat x 2H20 

- 100 ml Aqua bidest. 

- 4 ml davon verwerfen und durch 4 ml 37 %ige Formalinlösung ersetzen 

Acridinorange (AO)- Stammlösung 

- 10 mg AO 


- Lagerung bei 4°C 

124

Anhang 

Acridinorange (AO)- Gebrauchslösung 

- 100 ml Färbepuffer pH 6 

- 600 µl AO-Stammlösung 

- Lagerung bei 4° C, während der Färbung auf Eis 

HBS (HEPES-buffered saline) 

- 137,0 mmol NaCl 

- 20,0 mmol HEPES 

- 10,0 mmol Glucose-Monohydrat 

- 2,5 mmol KOH 

ad 1000 ml aqua dest. 

Osmolalität: 300 ± 5 mOsmol/kg 

pH 7,40 (20°C) für Verwendung bei Raumtemperatur. 

Säuredetergenz- Lösung pH 1,2 

(0,008 N HCl, 0,15 M NaCl, 0,1%Triton-X 100) 

- 300 ml Aqua bidest 

- 4,39 g 0,15 M NaCl 

- 0,5 ml 0,1% Triton-X 

- 20 ml 2,0 N HCl 

- Aqua bidest. ad 500 ml 

- mit 5N HCl auf pH 1,2 einstellen 

- Lagerung bei 4°C 

TNE- Puffer 10 x 7,4 

- 9,48 g 0,01 M Tris (Trizma Base) 

- 52,6 g 0,15 M NaCl 

- 2,23 g 1 mM EDTA 


- mit NaOH auf pH 7,4 eingestellt 

125

9.9 Einzeldaten SpermVision ® 

Anhang 

Tab. 4: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „A“ 

Motile Progr. mot. DAP DCL DSL VAP VCL VSL 

ALH BCF 

Datum Donor ID Sp. (%) Sp. (%) (µm) (µm) (µm) (µm/s) (µm/s) (µm/s) STR LIN WOB (µm) (Hz) 

22.05.08 A 95,5 93,6 55,6 105,5 47,3 128,8 243,6 109,6 0,9 0,5 0,5 6,3 27,7 

26.05.08 A 95,7 94,5 57,8 108,1 47,5 136,4 254,7 112,0 0,8 0,4 0,5 7,2 26,8 

29.05.08 A 90,3 88,3 66,6 104,5 61,5 152,6 238,8 141,2 0,9 0,6 0,6 5,3 31,2 

02.06.08 A 92,8 91,6 63,6 98,2 57,0 149,4 230,6 133,9 0,9 0,6 0,6 6,0 28,4 

05.06.08 A 95,9 93,3 60,5 114,0 51,6 140,8 264,4 120,3 0,9 0,5 0,5 6,8 27,3 

09.06.08 A 94,7 93,9 60,3 115,0 51,5 141,3 268,9 120,3 0,9 0,4 0,5 6,7 28,9 

12.06.08 A 95,1 93,9 58,2 112,5 49,3 136,7 263,6 115,8 0,8 0,4 0,5 7,0 27,0 

16.06.08 A 88,7 87,5 57,3 109,0 49,8 133,7 254,4 115,9 0,9 0,5 0,5 6,7 28,6 

19.06.08 A 90,3 84,2 50,7 97,1 42,6 114,6 218,5 96,3 0,8 0,4 0,5 6,2 24,1 

23.06.08 A 95,5 92,4 48,3 97,9 37,3 112,5 227,4 86,7 0,8 0,4 0,5 7,5 21,6 

26.06.08 A 96,0 94,6 59,2 113,5 49,6 137,7 263,5 115,1 0,8 0,4 0,5 7,0 26,7 

30.06.08 A 95,4 92,6 59,8 106,0 51,0 141,5 250,3 120,8 0,9 0,5 0,6 7,0 28,5 

03.07.08 A 91,4 88,4 59,8 107,7 51,8 138,8 250,1 120,1 0,9 0,5 0,6 6,4 27,8 

07.07.08 A 91,3 89,5 53,1 106,2 43,5 120,9 241,1 99,1 0,8 0,4 0,5 7,1 24,5 

10.07.08 A 94,5 93,2 50,0 91,7 41,0 118,8 217,2 97,2 0,8 0,4 0,5 7,0 26,1 

14.07.08 A 95,7 93,2 50,0 90,9 40,4 118,1 214,5 95,5 0,8 0,4 0,6 7,2 25,5 

17.07.08 A 95,2 93,8 51,6 95,4 42,8 120,1 221,1 99,7 0,8 0,5 0,5 6,6 25,9 

21.07.08 A 95,9 94,5 49,1 88,5 42,0 113,9 204,6 97,3 0,9 0,5 0,6 6,4 27,3 

24.07.08 A 96,3 95,3 54,1 101,9 45,8 125,3 235,2 106,1 0,8 0,5 0,5 6,6 27,8 

28.07.08 A 94,1 92,8 62,3 108,5 55,2 144,7 251,9 128,3 0,9 0,5 0,6 6,0 30,3 

31.07.08 A 94,0 91,9 63,1 108,1 55,2 147,4 252,5 129,1 0,9 0,5 0,6 6,3 29,1 

04.08.08 A 91,7 91,0 60,6 112,8 52,6 138,0 256,8 119,8 0,9 0,5 0,5 6,2 28,0 

07.08.08 A 95,3 94,1 59,1 110,3 50,1 138,2 258,2 117,0 0,8 0,5 0,5 6,8 28,2 

11.08.08 A 97,6 96,7 57,4 109,1 47,9 134,4 255,0 111,9 0,8 0,4 0,5 6,8 27,8 

14.08.08 A 94,7 92,9 54,1 96,0 46,1 126,9 225,3 108,3 0,9 0,5 0,6 6,5 27,9 

18.08.08 A 95,5 92,8 47,4 99,8 36,7 112,4 235,2 87,0 0,8 0,4 0,5 7,8 25,1 

126

Anhang 

Tabelle 5: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „B“ 

Motile Progr.mot. DAP DCL DSL VAP VCL VSL 

ALH BCF 


22.05.08 B 95,6 94,8 66,0 87,0 62,1 152,4 200,7 143,6 0,9 0,7 0,8 3,9 36,4 

26.05.08 B 97,4 96,5 66,6 100,3 60,7 152,8 229,9 139,3 0,9 0,6 0,7 5,2 36,1 

29.05.08 B 95,8 94,9 70,1 106,7 65,2 160,9 243,8 149,9 0,9 0,6 0,7 4,9 36,3 

02.06.08 B 92,4 90,7 69,9 90,4 64,3 164,2 212,1 151,5 0,9 0,7 0,8 4,5 34,5 

05.06.08 B 95,5 95,0 69,1 101,8 62,5 159,7 235,1 144,9 0,9 0,6 0,7 5,2 36,1 

09.06.08 B 95,8 93,9 65,4 100,7 57,7 151,0 232,3 133,6 0,9 0,6 0,6 5,6 34,4 

12.06.08 B 94,5 92,8 58,3 100,9 52,2 133,0 229,6 119,0 0,9 0,5 0,6 5,5 32,8 

16.06.08 B 94,3 92,9 55,3 98,3 48,3 126,9 224,7 110,8 0,9 0,5 0,6 5,7 30,8 

19.06.08 B 96,0 94,9 61,3 100,7 54,7 139,8 228,9 125,1 0,9 0,5 0,6 5,6 32,9 

23.06.08 B 97,5 95,9 55,9 101,0 46,9 127,8 230,3 107,3 0,8 0,5 0,6 6,4 29,7 

26.06.08 B 95,2 93,9 70,9 90,7 65,8 162,5 207,5 151,1 0,9 0,7 0,8 4,1 35,8 

30.06.08 B 95,0 93,4 61,7 98,1 54,7 142,7 226,3 127,0 0,9 0,6 0,6 5,5 33,9 

03.07.08 B 93,1 92,3 72,2 97,9 67,4 164,2 222,7 153,4 0,9 0,7 0,7 4,5 35,9 

07.07.08 B 97,5 94,2 56,5 98,3 49,2 128,2 222,3 111,6 0,9 0,5 0,6 5,7 29,5 

10.07.08 B 96,6 95,3 53,5 88,9 45,5 125,4 207,4 106,9 0,9 0,5 0,6 6,3 30,2 

14.07.08 B 96,9 94,7 48,1 85,0 40,3 112,6 198,4 94,4 0,8 0,5 0,6 6,5 28,4 

17.07.08 B 96,3 95,5 50,8 91,5 42,0 118,4 212,4 97,9 0,8 0,5 0,6 6,3 28,8 

21.07.08 B 95,8 93,4 53,7 86,0 48,1 122,6 195,6 109,7 0,9 0,6 0,6 5,6 32,3 

24.07.08 B 93,9 93,4 68,3 84,5 64,5 154,6 191,0 146,1 0,9 0,8 0,8 3,6 38,8 

28.07.08 B 95,1 93,8 66,5 99,6 59,7 151,0 225,4 135,8 0,9 0,6 0,7 5,1 35,6 

31.07.08 B 96,8 95,6 64,7 102,6 58,9 149,0 236,0 135,9 0,9 0,6 0,6 5,4 34,5 

04.08.08 B 96,2 95,4 55,6 101,0 48,1 127,5 230,6 110,4 0,9 0,5 0,6 6,0 29,6 

07.08.08 B 95,6 94,1 56,3 96,7 48,5 131,3 225,5 113,2 0,9 0,5 0,6 6,0 30,2 

11.08.08 B 97,0 95,1 55,7 101,0 47,8 129,0 232,9 110,7 0,9 0,5 0,6 6,3 30,0 

14.08.08 B 95,6 94,3 49,7 101,3 40,2 114,7 232,2 92,9 0,8 0,4 0,5 6,8 25,2 

18.08.08 B 96,9 94,9 54,7 98,0 44,7 129,2 230,7 105,9 0,8 0,5 0,6 6,9 27,7 

127

Anhang 

Tab. 6: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „C“ 


ALH BCF 


22.05.08 C 92,8 91,6 61,1 106,5 54,2 140,1 243,9 124,4 0,9 0,5 0,6 5,7 31,9 

26.05.08 C 91,1 89,0 62,3 95,3 55,4 144,7 220,8 128,8 0,9 0,6 0,7 5,6 28,2 

29.05.08 C 89,9 89,0 62,7 100,3 56,5 145,7 232,6 131,3 0,9 0,6 0,6 5,6 29,5 

02.06.08 C 86,5 85,7 66,6 86,5 61,6 153,2 199,0 142,1 0,9 0,7 0,8 4,5 31,0 

05.06.08 C 91,7 90,4 65,6 96,7 60,6 147,0 217,0 135,7 0,9 0,6 0,7 5,0 27,3 

09.06.08 C 92,1 89,7 61,6 111,3 52,5 146,7 264,4 125,4 0,9 0,5 0,6 6,8 29,9 

12.06.08 C 93,3 91,0 58,9 112,0 49,1 138,5 263,1 115,6 0,8 0,4 0,5 6,8 28,3 

16.06.08 C 89,8 87,8 52,5 104,8 41,6 123,2 245,0 97,7 0,8 0,4 0,5 7,1 25,9 

19.06.08 C 91,3 89,8 57,8 112,2 48,2 136,7 264,9 114,2 0,8 0,4 0,5 6,9 28,0 

23.06.08 C 91,6 88,6 50,6 98,6 41,1 119,3 231,4 96,7 0,8 0,4 0,5 7,1 25,3 

26.06.08 C 90,6 89,7 57,4 112,2 47,7 135,8 265,1 113,2 0,8 0,4 0,5 7,1 27,4 

30.06.08 C 91,3 89,7 58,1 107,7 49,2 138,3 255,5 116,9 0,8 0,5 0,5 6,9 28,7 

03.07.08 C 88,8 87,3 60,3 110,2 51,1 142,0 259,1 120,5 0,8 0,5 0,5 7,0 28,6 

07.07.08 C 94,5 93,1 56,9 111,5 46,6 134,6 262,5 110,1 0,8 0,4 0,5 7,4 26,2 

10.07.08 C 93,8 92,3 56,0 103,5 47,2 131,9 243,1 111,0 0,8 0,5 0,5 7,0 28,1 

14.07.08 C 94,1 91,0 55,2 103,1 47,6 128,4 239,3 110,4 0,9 0,5 0,5 6,9 27,7 

17.07.08 C 93,0 90,3 59,5 102,3 52,3 137,8 236,6 121,1 0,9 0,5 0,6 6,5 28,7 

21.07.08 C 91,5 89,0 54,0 101,0 44,5 126,5 236,1 104,3 0,8 0,4 0,5 7,2 26,6 

24.07.08 C 91,0 89,1 57,3 112,5 47,7 133,7 261,6 111,3 0,8 0,4 0,5 7,1 26,6 

28.07.08 C 88,3 86,2 60,6 112,1 52,0 142,9 264,1 122,5 0,9 0,5 0,5 6,8 28,9 

31.07.08 C 93,0 91,3 60,2 110,4 51,3 145,5 266,2 124,1 0,9 0,5 0,5 7,1 29,0 

04.08.08 C 93,7 92,0 59,7 113,1 50,2 141,5 268,3 119,1 0,8 0,4 0,5 7,2 28,1 

07.08.08 C 92,5 91,9 57,4 107,0 48,9 135,6 252,1 115,4 0,9 0,5 0,5 7,0 28,5 

11.08.08 C 85,8 84,0 60,9 97,1 54,5 141,7 225,8 126,5 0,9 0,6 0,6 5,9 27,8 

14.08.08 C 91,7 90,0 53,0 105,6 43,1 124,3 246,9 100,9 0,8 0,4 0,5 7,4 24,8 

18.08.08 C 92,4 89,5 49,6 94,9 39,8 118,1 225,9 94,7 0,8 0,4 0,5 7,2 26,6 

21.08.08 C 92,3 90,8 56,8 109,9 47,2 133,1 257,0 110,8 0,8 0,4 0,5 7,1 27,4 

25.08.08 C 91,1 89,4 56,6 107,5 47,7 130,1 246,6 109,6 0,8 0,4 0,5 7,3 27,6 

28.08.08 C 92,5 90,2 51,6 104,9 41,0 122,1 247,0 97,2 0,8 0,4 0,5 7,3 24,9 

01.09.08 C 89,0 86,9 53,2 98,0 44,8 127,8 235,2 107,8 0,8 0,5 0,5 7,2 29,1 

128

Anhang 

Tab. 7: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „D“ 


ALH BCF 


22.05.08 D 92,8 90,3 64,5 91,7 58,2 150,3 213,0 136,1 0,9 0,6 0,7 5,2 28,2 

26.05.08 D 89,0 83,1 72,6 80,0 70,7 165,9 182,9 161,7 1,0 0,9 0,9 3,0 23,1 

27.05.08 D 92,9 91,4 69,0 104,2 62,7 156,1 235,7 142,0 0,9 0,6 0,7 5,2 30,6 

30.05.08 D 92,3 90,6 64,0 106,9 57,6 146,7 244,9 131,8 0,9 0,5 0,6 5,9 30,0 

02.06.08 D 94,1 90,1 66,5 90,0 61,4 154,6 209,2 142,9 0,9 0,7 0,7 4,8 29,6 

05.06.08 D 94,1 91,8 66,4 92,8 61,4 154,2 215,6 142,5 0,9 0,7 0,7 4,9 28,9 

09.06.08 D 90,9 87,4 66,7 88,6 61,7 156,3 207,5 144,8 0,9 0,7 0,8 4,9 30,7 

12.06.08 D 93,1 89,4 61,8 93,3 53,6 143,4 216,1 124,8 0,9 0,6 0,7 5,8 28,1 

16.06.08 D 88,9 83,2 60,2 105,3 53,6 135,7 237,6 120,9 0,9 0,5 0,6 5,9 28,0 

19.06.08 D 93,6 90,9 66,1 99,2 59,9 151,7 227,5 137,5 0,9 0,6 0,7 5,4 28,7 

23.06.08 D 91,3 88,2 60,2 94,4 52,4 139,6 219,2 121,6 0,9 0,6 0,6 6,0 27,5 

26.06.08 D 93,7 91,9 61,5 98,6 54,7 141,8 227,7 126,3 0,9 0,6 0,6 5,8 28,7 

30.06.08 D 92,0 88,7 68,2 95,7 62,2 159,2 224,1 145,4 0,9 0,6 0,7 5,3 29,1 

03.07.08 D 88,5 82,1 72,5 86,2 68,4 164,2 195,1 155,0 0,9 0,8 0,8 3,9 27,0 

07.07.08 D 90,2 80,4 54,9 87,4 49,1 125,9 200,0 112,6 0,9 0,6 0,6 5,4 24,9 

10.07.08 D 94,2 90,2 62,4 82,0 57,2 145,3 191,3 133,3 0,9 0,7 0,8 5,2 28,2 

14.07.08 D 93,4 89,9 59,4 84,6 53,7 137,6 196,4 124,3 0,9 0,6 0,7 5,5 29,1 

17.07.08 D 92,1 88,7 58,6 86,4 52,1 138,1 203,6 122,6 0,9 0,6 0,7 5,9 30,2 

21.07.08 D 91,0 86,6 58,2 83,8 53,0 134,0 192,6 122,0 0,9 0,6 0,7 5,1 28,5 

24.07.08 D 95,2 92,6 69,2 95,8 63,2 157,2 217,6 143,9 0,9 0,7 0,7 4,9 27,9 

28.07.08 D 91,2 89,2 71,0 89,5 65,6 165,1 207,9 153,0 0,9 0,7 0,8 4,5 28,1 

31.07.08 D 94,8 89,0 69,7 98,1 64,3 160,1 225,4 147,7 0,9 0,7 0,7 5,1 29,7 

04.08.08 D 95,4 91,6 68,5 92,9 62,2 160,3 217,9 145,7 0,9 0,7 0,7 5,1 27,7 

07.08.08 D 93,5 90,4 69,1 93,5 62,7 160,1 216,7 145,4 0,9 0,7 0,7 5,2 28,4 

11.08.08 D 93,3 90,2 67,3 92,3 60,7 156,2 214,8 141,1 0,9 0,7 0,7 5,3 28,5 

15.08.08 D 94,6 92,4 57,4 89,2 51,2 131,8 204,7 117,7 0,9 0,6 0,6 5,0 28,0 

18.08.08 D 97,0 94,7 60,7 97,0 53,0 141,3 225,1 123,6 0,9 0,5 0,6 5,8 31,1 

21.08.08 D 95,4 93,6 57,1 97,7 51,2 128,8 220,0 115,5 0,9 0,5 0,6 5,9 31,3 

25.08.08 D 90,5 89,2 56,3 91,2 49,7 130,2 211,3 114,9 0,9 0,5 0,6 6,2 30,8 

28.08.08 D 92,8 91,0 57,7 98,3 51,3 132,3 225,0 117,9 0,9 0,5 0,6 5,8 29,6 

129

Anhang 


ALH BCF 


01.09.08 D 93,4 91,2 62,6 94,2 56,2 145,6 218,9 131,0 0,9 0,6 0,7 5,8 29,8 

Tab. 8: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „E“ 


ALH BCF 


22.05.08 E 93,2 89,4 57,5 81,3 52,2 134,4 190,1 122,3 0,9 0,6 0,7 5,4 33,3 

26.05.08 E 93,8 91,7 64,0 89,4 57,6 147,0 204,9 132,9 0,9 0,6 0,7 4,7 35,1 

29.05.08 E 87,4 85,0 59,8 87,1 52,9 139,3 202,8 123,5 0,9 0,6 0,7 5,2 33,7 

02.06.08 E 95,4 93,8 64,5 79,5 59,1 150,3 185,1 138,1 0,9 0,7 0,8 4,2 35,2 

05.06.08 E 94,1 91,3 66,5 91,7 62,4 151,7 209,5 142,3 0,9 0,7 0,7 4,3 35,3 

09.06.08 E 93,9 91,3 64,3 85,6 58,6 149,6 199,1 136,8 0,9 0,7 0,8 4,8 35,4 

12.06.08 E 92,0 90,8 65,3 93,0 60,4 148,5 211,3 137,6 0,9 0,7 0,7 4,6 35,3 

16.06.08 E 96,1 94,4 52,5 94,2 44,6 122,0 218,1 103,9 0,9 0,5 0,6 6,0 30,4 

19.06.08 E 93,2 89,1 60,0 92,9 54,4 136,6 211,0 124,1 0,9 0,6 0,6 5,0 33,5 

23.06.08 E 92,8 90,6 57,0 93,2 49,5 131,5 214,4 114,6 0,9 0,5 0,6 5,7 31,3 

26.06.08 E 94,9 93,5 53,9 95,5 46,8 123,7 218,2 107,5 0,9 0,5 0,6 5,9 30,1 

30.06.08 E 93,4 91,9 59,8 94,5 52,6 137,6 217,3 121,3 0,9 0,6 0,6 5,6 32,5 

03.07.08 E 88,9 87,1 66,5 85,5 61,6 153,6 197,4 142,9 0,9 0,7 0,8 4,2 34,6 

07.07.08 E 92,8 86,5 52,8 87,3 46,0 119,2 197,0 104,0 0,9 0,5 0,6 5,4 29,7 

10.07.08 E 94,6 91,8 52,5 84,8 46,4 121,6 196,1 107,4 0,9 0,5 0,6 5,9 30,7 

14.07.08 E 96,3 94,5 52,3 86,8 45,8 119,3 197,5 104,6 0,9 0,5 0,6 5,6 31,8 

17.07.08 E 96,2 94,4 57,0 84,7 51,3 129,5 192,1 116,8 0,9 0,6 0,7 4,7 34,1 

21.07.08 E 96,3 95,1 55,5 86,2 49,2 127,1 197,0 113,1 0,9 0,6 0,6 5,1 33,8 

24.07.08 E 93,5 91,4 60,8 86,1 55,5 137,9 195,4 125,8 0,9 0,6 0,7 4,6 34,8 

28.07.08 E 93,6 92,8 68,3 87,4 63,3 157,4 201,4 146,2 0,9 0,7 0,8 4,1 36,8 

31.07.08 E 94,4 92,5 67,7 91,9 61,9 156,4 212,6 143,3 0,9 0,7 0,7 4,6 36,9 

04.08.08 E 92,2 90,1 57,6 94,6 51,4 129,2 212,0 115,4 0,9 0,5 0,6 5,2 31,7 

07.08.08 E 93,5 92,2 61,9 94,1 55,7 142,0 214,9 127,9 0,9 0,6 0,7 5,1 35,9 

11.08.08 E 92,9 92,1 63,6 97,8 58,3 143,3 220,3 131,6 0,9 0,6 0,7 4,9 35,6 

130

Anhang 


ALH BCF 


14.08.08 E 92,4 91,5 52,7 100,9 45,2 120,9 230,5 103,6 0,9 0,4 0,5 5,9 29,2 

18.08.08 E 94,5 91,7 54,4 86,1 47,3 126,7 200,2 110,3 0,9 0,6 0,6 5,5 31,8 

21.08.08 E 90,5 87,9 44,6 80,5 37,3 102,1 183,9 85,7 0,8 0,5 0,6 5,6 26,9 

25.08.08 E 96,9 95,9 47,8 85,6 41,6 108,1 192,7 94,4 0,9 0,5 0,6 5,0 29,7 

29.08.08 E 93,2 90,2 49,8 88,3 42,6 114,5 203,1 98,1 0,9 0,5 0,6 5,9 28,4 

01.09.08 E 93,4 91,2 52,6 87,7 46,4 119,3 198,7 105,6 0,9 0,5 0,6 5,5 31,7 

Tab. 9: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „G“ 


ALH BCF 


16.05.08 G 92,3 90,8 58,9 102,8 52,0 135,5 236,5 119,8 0,9 0,5 0,6 6,0 31,5 

20.05.08 G 94,8 93,4 56,1 100,1 46,9 130,7 232,7 109,6 0,8 0,5 0,6 6,5 29,4 

23.05.08 G 94,5 93,1 56,0 107,3 46,7 130,7 249,9 109,2 0,8 0,4 0,5 7,3 26,2 

27.05.08 G 94,4 92,7 64,2 123,5 55,7 147,5 283,2 128,1 0,9 0,5 0,5 6,5 26,9 

30.05.08 G 94,0 93,5 64,7 116,7 55,9 151,1 272,1 130,8 0,9 0,5 0,6 6,6 29,7 

03.06.08 G 91,6 88,9 56,7 97,8 50,0 131,9 226,7 116,6 0,9 0,5 0,6 6,3 31,0 

06.06.08 G 96,6 95,8 65,0 118,5 57,8 149,2 271,5 132,7 0,9 0,5 0,5 6,1 30,4 

10.06.08 G 93,7 92,5 60,4 120,5 51,2 138,0 274,7 117,0 0,8 0,4 0,5 6,7 26,5 

13.06.08 G 94,4 93,0 62,0 115,3 53,6 143,8 267,4 124,0 0,9 0,5 0,5 6,8 27,8 

17.06.08 G 93,2 91,0 60,5 118,7 50,5 141,5 277,0 118,0 0,8 0,4 0,5 6,8 25,9 

20.06.08 G 93,9 92,1 62,1 117,0 52,9 143,6 269,7 122,4 0,9 0,5 0,5 6,7 27,4 

24.06.08 G 91,9 90,8 63,0 114,1 56,1 145,9 263,7 130,1 0,9 0,5 0,6 5,9 29,4 

27.06.08 G 93,0 92,0 56,1 106,3 48,5 127,4 240,6 110,0 0,9 0,5 0,5 6,2 29,8 

01.07.08 G 91,8 89,5 56,4 100,3 48,9 131,0 232,8 113,8 0,9 0,5 0,6 6,0 30,6 

04.07.08 G 92,7 91,0 57,4 106,8 49,3 131,6 244,8 113,1 0,9 0,5 0,5 6,2 28,4 

08.07.08 G 92,9 91,0 52,1 102,2 42,9 122,6 239,8 100,9 0,8 0,4 0,5 7,3 25,3 

11.07.08 G 95,4 93,8 50,6 94,2 42,3 118,5 220,3 99,0 0,8 0,4 0,5 6,9 26,1 

15.07.08 G 93,8 91,9 54,0 104,6 45,2 127,4 245,7 106,6 0,8 0,4 0,5 7,0 26,1 

18.07.08 G 92,8 91,3 57,3 100,9 51,1 131,6 231,1 117,1 0,9 0,5 0,6 5,8 31,6 

131

Anhang 


ALH BCF 


22.07.08 G 86,5 85,0 60,1 104,5 54,3 135,7 235,9 122,5 0,9 0,5 0,6 5,3 31,8 

25.07.08 G 92,2 91,4 64,5 110,4 59,1 146,7 250,2 134,6 0,9 0,5 0,6 5,4 32,8 

29.07.08 G 86,1 83,6 61,4 97,8 56,7 140,5 222,4 130,0 0,9 0,6 0,6 5,1 35,6 

01.08.08 G 91,8 89,7 62,2 110,0 54,9 140,5 247,8 124,2 0,9 0,5 0,6 5,9 31,1 

05.08.08 G 84,3 82,5 58,1 88,9 53,8 133,1 203,4 123,3 0,9 0,6 0,7 4,2 38,4 

08.08.08 G 90,6 89,1 59,5 103,5 53,1 136,7 237,3 121,8 0,9 0,5 0,6 5,6 31,6 

12.08.08 G 91,9 90,8 55,4 101,7 48,3 127,8 233,5 111,4 0,9 0,5 0,5 6,1 30,0 

15.08.08 G 94,6 91,1 50,6 101,7 40,1 120,5 241,1 95,5 0,8 0,4 0,5 7,5 26,1 

19.08.08 G 94,1 93,4 69,2 140,4 55,8 163,9 332,1 131,8 0,8 0,4 0,5 11,6 25,8 

22.08.08 G 94,2 92,5 56,8 110,1 49,0 128,6 248,8 110,9 0,9 0,4 0,5 6,9 25,9 

26.08.08 G 92,7 91,5 54,8 104,2 46,3 124,9 236,8 105,7 0,8 0,4 0,5 6,4 26,6 

29.08.08 G 92,9 90,6 54,4 105,4 46,5 124,5 240,9 106,2 0,9 0,4 0,5 6,7 27,4 

01.09.08 G 85,7 83,7 51,6 87,5 45,4 121,4 205,7 107,1 0,9 0,5 0,6 6,1 31,2 

04.09.08 G 85,1 82,1 48,4 91,9 40,6 111,1 210,6 93,3 0,8 0,4 0,5 6,7 26,6 

08.09.08 G 86,8 85,3 54,2 92,8 47,7 125,2 213,6 110,4 0,9 0,5 0,6 6,1 30,4 

11.09.08 G 85,0 83,5 54,8 100,4 47,4 125,7 229,8 108,6 0,9 0,5 0,5 6,5 27,9 

15.09.08 G 89,3 87,1 52,2 105,3 43,2 118,6 238,5 98,0 0,8 0,4 0,5 6,6 24,3 

18.09.08 G 86,5 84,4 54,0 105,2 46,7 123,0 238,8 106,2 0,9 0,4 0,5 6,3 27,0 

22.09.08 G 79,0 74,4 53,3 99,3 45,9 120,5 223,4 103,7 0,9 0,5 0,5 6,2 27,2 

Tab. 10: Mittels SpermVision ® gemessene Einzeldaten des Rüden „F“ 


ALH BCF 


16.05.08 F 94,5 93,7 61,8 102,0 53,6 141,8 233,3 122,9 0,9 0,5 0,6 5,9 27,9 

20.05.08 F 93,9 91,4 59,5 94,0 50,7 138,6 218,7 118,4 0,9 0,5 0,6 6,0 28,7 

23.05.08 F 91,4 90,3 61,9 111,1 54,8 141,8 253,6 125,4 0,9 0,5 0,6 6,2 28,5 

27.05.08 F 94,9 92,9 63,6 114,3 55,3 147,4 264,5 128,4 0,9 0,5 0,6 6,3 29,0 

30.05.08 F 92,6 91,5 63,7 114,1 55,2 151,2 270,7 131,0 0,9 0,5 0,6 6,7 28,3 

03.06.08 F 92,7 90,8 60,7 101,5 53,7 143,5 240,2 126,7 0,9 0,5 0,6 6,4 28,0 

132

Anhang 


ALH BCF 


06.06.08 F 92,5 90,9 60,1 104,8 50,2 141,2 245,9 118,3 0,8 0,5 0,6 6,8 28,0 

10.06.08 F 93,6 91,7 64,3 102,0 56,5 151,5 240,0 133,6 0,9 0,6 0,6 5,8 30,2 

13.06.08 F 94,4 92,6 61,7 107,7 53,3 146,5 256,0 126,2 0,9 0,5 0,6 6,7 30,1 

17.06.08 F 95,0 92,5 54,3 111,8 44,6 125,1 256,9 102,5 0,8 0,4 0,5 7,5 24,4 

20.06.08 F 95,5 93,8 60,1 108,5 51,6 140,4 253,0 120,5 0,9 0,5 0,6 6,5 27,9 

24.06.08 F 92,9 90,4 55,6 101,0 46,8 129,4 234,5 108,9 0,8 0,5 0,6 6,4 27,1 

27.06.08 F 93,3 89,4 50,1 92,9 40,9 117,4 217,8 96,1 0,8 0,4 0,5 6,6 25,2 

01.07.08 F 92,4 89,9 60,8 101,5 53,7 143,6 240,4 126,9 0,9 0,5 0,6 6,4 28,0 

04.07.08 F 92,4 90,1 55,7 90,5 47,7 131,3 213,1 112,8 0,9 0,5 0,6 6,1 26,5 

08.07.08 F 95,1 92,2 42,5 80,8 33,9 97,2 184,1 77,5 0,8 0,4 0,5 6,2 24,6 

11.07.08 F 93,5 90,7 63,0 88,7 57,7 147,1 206,9 134,7 0,9 0,7 0,7 5,2 32,1 

15.07.08 F 92,0 89,3 50,6 91,2 42,9 116,0 208,7 98,2 0,8 0,5 0,6 6,0 27,6 

18.07.08 F 94,0 91,7 58,3 100,3 51,1 133,4 229,2 116,8 0,9 0,5 0,6 5,7 29,5 

22.07.08 F 92,8 90,1 51,6 97,6 43,2 117,3 222,2 98,2 0,8 0,4 0,5 6,2 25,0 

25.07.08 F 93,6 92,3 60,4 111,0 51,1 141,6 260,1 120,0 0,8 0,5 0,5 6,6 27,6 

29.07.08 F 94,2 91,9 63,5 107,4 55,7 144,3 243,9 126,6 0,9 0,5 0,6 5,9 30,0 

01.08.08 F 93,1 91,3 66,8 103,2 59,9 157,8 243,3 141,9 0,9 0,6 0,6 6,0 30,8 

05.08.08 F 95,6 94,0 62,8 107,9 54,7 147,8 253,1 128,8 0,9 0,5 0,6 6,4 28,2 

08.08.08 F 93,5 90,8 61,6 103,8 53,8 144,0 242,7 125,9 0,9 0,5 0,6 6,1 29,0 

12.08.08 F 93,5 91,9 58,8 104,5 50,9 137,2 243,8 118,7 0,9 0,5 0,6 6,3 28,7 

15.08.08 F 95,4 93,8 54,8 100,7 46,1 126,7 232,7 106,7 0,8 0,5 0,5 6,5 27,7 

19.08.08 F 85,0 82,9 75,9 104,8 67,4 178,6 246,8 158,2 0,9 0,6 0,7 8,4 29,5 

22.08.08 F 90,8 88,5 58,6 98,7 50,5 137,8 231,7 118,9 0,9 0,5 0,6 6,5 28,0 

26.08.08 F 87,0 81,8 50,5 83,4 43,8 117,3 193,0 101,8 0,9 0,5 0,6 6,7 28,0 

29.08.08 F 89,3 86,5 57,9 98,9 50,8 131,0 223,0 115,1 0,9 0,5 0,6 5,8 27,2 

01.09.08 F 86,1 84,7 54,2 87,8 48,0 128,4 207,1 113,9 0,9 0,6 0,6 6,0 27,7 

04.09.08 F 82,6 78,4 55,1 82,1 48,6 129,3 192,6 114,0 0,9 0,6 0,7 5,8 27,2 

08.09.08 F 86,4 82,7 49,1 86,2 41,5 114,6 200,3 96,9 0,8 0,5 0,6 6,4 27,2 

11.09.08 F 89,0 87,2 61,0 98,7 53,1 142,3 229,8 124,4 0,9 0,5 0,6 6,0 29,9 

15.09.08 F 84,4 81,4 62,2 108,6 56,5 139,5 243,4 126,8 0,9 0,5 0,6 5,6 29,1 

18.09.08 F 80,1 76,3 53,1 93,9 47,0 118,8 210,0 105,2 0,9 0,5 0,6 5,6 28,2 

22.09.08 F 89,3 87,2 54,5 101,8 46,0 126,7 236,0 106,9 0,8 0,5 0,5 6,6 25,5 

133

Legende der Rüden: 

A = David 

B = Hardy 

C = Heiko 

D = Wolke 

E = Jonathan 

F = Casper 

G = Nepomuk 

Hyperthermiephase der Rüden A und B: 

1. Wärmeapplikation: 20.6.-22.6. 

Hyperthermiephase der Rüden C-E: 



Hyperthermiephase der Rüden F und G: 


2. Wärmeapplikation: 16.08-18.08. 

Anhang 

134

Anhang 

9.10 Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung 

Tab. 11: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „A 

Rüde "A“ 

Datum 

Volumen 

(ml) 

Spermiengesamtzahl 

(Mio) 

Motilität 

(%) 

135 

Membranintegrität 

(% 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

22.05.08 14,0 1140,0 80,0 3,0 5,0 

26.05.08 11,7 862,5 80,0 13,0 9,5 

29.05.08 13,2 588,0 85,0 3,0 9,0 

02.06.08 13,7 525,0 80,0 3,0 18,5 

05.06.08 16,4 594,0 85,0 5,0 12,0 

09.06.08 13,5 887,5 85,0 14,0 10,5 

12.06.08 13,4 728,5 90,0 6,0 10,5 

16.06.08 13,0 840,0 80,0 6,0 10,0 

19.06.08 13,2 750,0 85,0 4,0 15,5 

Wärmeapplikation 20.6.-22.6. 

23.06.08 12,7 828,0 85,0 6,0 12,5 

26.06.08 3,0 696,0 85,0 6,0 7,5 

30.06.08 13,1 704,0 90,0 8,0 15,5 

03.07.08 13,0 652,5 90,0 11,0 14,5 

07.07.08 12,9 862,5 80,0 9,0 24,5 

10.07.08 12,0 517,0 90,0 4,0 13,0 

14.07.08 11,2 675,0 85,0 3,0 12,5 

17.07.08 9,5 1044,0 85,0 2,0 17,5 

21.07.08 10,6 987,5 90,0 4,0 15,5 

24.07.08 4,4 600,0 90,0 3,0 21,0 

28.07.08 11,1 1137,5 90,0 5,0 14,0 

31.07.08 9,9 800,0 90,0 6,0 14,5 

04.08.08 8,4 1068,0 90,0 5,0 16,5 

07.08.08 8,7 470,5 90,0 4,0 10,5 

11.08.08 7,8 1212,0 85,0 8,0 19,5 

14.08.08 10,5 825,0 85,0 10,0 19,5 

18.08.08 8,6 1755,0 85,0 11,0 16,0

Anhang 

Tab. 12: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „B“ 

Rüde "B" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Motilität 

(%) 

136 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

22.05.08 21,7 715,5 85,0 6,0 12,0 

26.05.08 14,2 912,0 90,0 13,0 7,5 

29.05.08 20,9 957,0 90,0 6,0 8,5 

02.06.08 17,8 758,3 85,0 6,0 8,5 

05.06.08 19,4 927,5 90,0 3,0 4,5 

09.06.08 15,5 491,3 90,0 3,0 7,5 

12.06.08 17,0 464,0 90,0 3,0 9,5 

16.06.08 19,9 556,0 90,0 11,0 10,5 

19.06.08 20,7 564,0 85,0 6,0 17,5 

Wärmeapplikation: 20.6.-22.6. 

23.06.08 17,5 456,0 85,0 7,0 7,0 

26.06.08 20,7 610,0 85,0 5,0 7,0 

30.06.08 23,3 473,8 80,0 8,0 5,0 

03.07.08 25,2 570,0 85,0 10,0 8,0 

07.07.08 19,2 474,3 90,0 7,0 18,5 

10.07.08 22,7 459,5 85,0 7,0 12,5 

14.07.08 22,7 365,5 85,0 4,0 12,5 

17.07.08 17,4 485,0 90,0 5,0 15,0 

21.07.08 11,0 406,0 80,0 6,0 10,0 

24.07.08 14,3 1030,5 85,0 4,0 14,5 

28.07.08 15,0 875,5 85,0 5,0 4,0 

31.07.08 16,1 753,8 85,0 5,0 9,5 

04.08.08 13,0 465,0 85,0 2,0 8,5 

07.08.08 9,,9 414,0 90,0 9,0 7,0 

11.08.08 14,0 891,5 90,0 6,0 12,5 

14.08.08 15,1 518,0 85,0 2,0 11,0 

18.08.08 14,1 1095,8 90,0 8,0 12,5

Anhang 

Tab. 12: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „C“ 

Rüde "C" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Motilität 

(%) 

137 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

22.05.08 45,3 1080,0 80,0 9,0 7,0 

26.05.08 45,2 793,0 85,0 14,0 8,5 

29.05.08 36,4 975,0 75,0 11,0 7,5 

02.06.08 39,1 650,0 90,0 7,0 13,5 

05.06.08 31,8 735,0 80,0 4,0 9,0 

09.06.08 27,5 750,0 85,0 7,0 7,0 

12.06.08 24,8 994,0 85,0 7,0 5,0 

16.06.08 23,4 1012,5 85,0 18,0 6,5 

19.06.08 25,1 862,5 80,0 8,0 6,0 


23.06.08 25,7 1014,0 80,0 9,0 8,5 

26.06.08 28,9 701,3 85,0 12,0 6,5 

30.06.08 23,1 737,5 85,0 2,0 7,5 

03.07.08 21,1 870,0 90,0 7,0 8,5 

07.07.08 19,4 706,8 90,0 5,0 10,0 

10.07.08 17,5 1026,0 90,0 5,0 8,5 

14.07.08 17,8 1062,0 90,0 5,0 5,5 

17.07.08 15,8 490,0 90,0 3,0 6,0 

21.07.08 14,9 1110,0 90,0 4,0 9,0 

24.07.08 18,7 650,0 80,0 2,0 10,0 

28.07.08 20,2 1140,0 80,0 6,0 11,0 

31.07.08 15,2 717,5 90,0 2,0 5,5 

04.08.08 18,7 679,0 90,0 2,0 9,5 

07.08.08 16,7 852,0 85,0 7,0 8,5 

11.08.08 15,6 648,0 80,0 3,0 9,5 

14.08.08 20,1 462,0 90,0 4,0 13,5 

18.08.08 20,7 1580,2 90,0 6,0 14,0 

21.08.08 22,3 984,0 90,0 5,0 8,5 

2. Wärmeapplikation: 22.8.-24.8.

Rüde "C" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Anhang 

Motilität 

(%) 

138 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

25.08.08 16,6 409,0 90,0 8,0 14,0 

28.08.08 22,5 594,5 90,0 4,0 7,5 

01.09.08 22,7 1116,0 85,0 6,0 15,5 

Tab. 13: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „D“ 

Rüde "D" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Motilität 

(%) 


(% 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

22.05.08 12,4 713,0 95,0 2,0 11,5 

26.05.08 10,7 960,0 85,0 9,0 15,0 

29.05.08 9,2 1008,0 80,0 5,0 12,5 

02.06.08 9,5 1400,0 90,0 8,0 9,5 

05.06.08 7,6 493,5 75,0 7,0 13,0 

09.06.08 8,8 625,0 90,0 6,0 10,5 

12.06.08 9,0 1037,0 85,0 5,0 8,0 

16.06.08 8,4 900,0 85,0 8,0 10,5 

19.06.08 9,7 756,0 85,0 8,0 14,0 


23.06.08 9,3 1026,0 85,0 9,0 13,5 

26.06.08 11,7 864,0 80,0 6,0 8,5 

30.06.08 10,3 1034,0 80,0 8,0 10,0 

03.07.08 11,2 825,0 80,0 12,0 18,5 

07.07.08 8,8 864,0 85,0 4,0 19,0 

10.07.08 9,8 667,0 85,0 8,0 17,5 

14.07.08 8,0 770,5 80,0 6,0 31,5 

17.07.08 8,0 876,0 85,0 8,0 25,5

Rüde "D" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Anhang 

Motilität 

(%) 

139 


(% 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

21.07.08 7,7 725,0 85,0 9,0 28,5 

24.07.08 7,7 1050,0 80,0 2,0 18,0 

28.07.08 8,1 1016,0 90,0 7,0 27,0 

31.07.08 8,2 606,8 90,0 4,0 23,0 

04.08.08 8,3 968,5 90,0 6,0 10,0 

07.08.08 7,5 663,0 80,0 5,0 14,5 

11.08.08 7,4 565,0 80,0 9,0 18,0 

14.08.08 7,7 714,0 85,0 7,0 18,5 

18.08.08 9,4 1159,0 90,0 10,0 16,5 

21.08.08 10,9 715,5 85,0 10,0 12,0 


25.08.08 7,4 773,5 85,0 6,0 16,5 

29.08.08 7,9 329,8 85,0 6,0 9,0 

01.09.08 5,3 570,0 95,0 5,0 10,5 

Tab. 14: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „E“ 

Rüde "E" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Motilität 

(%) 


(% 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

22.05.08 11,0 540,0 80,0 5,0 11,5 

26.05.08 10,4 21,0 80,0 4,0 15,0 

27.05.08 9,8 388,5 80,0 3,0 9,0 

30.05.08 13,6 337,5 80,0 2,0 11,0 

02.06.08 11,0 678,5 85,0 3,0 11,5 

05.06.08 12,6 612,0 85,0 8,0 8,5 

09.06.08 14,2 762,5 85,0 7,0 12,0 

12.06.08 13,3 609,5 95,0 11,0 11,0 

16.06.08 14,3 622,5 80,0 9,0 10,5 

19.06.08 13,6 563,5 90,0 15,0 7,5

Rüde "E" 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Anhang 

Motilität 

(%) 


140 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

23.06.08 20,6 297,9 80,0 2,0 8,0 

26.06.08 14,8 702,0 85,0 8,0 9,5 

30.06.08 11,8 420,5 80,0 7,0 8,0 

03.07.08 15,2 509,5 95,0 6,0 8,5 

07.07.08 13,9 645,0 95,0 2,0 12,5 

10.07.08 16,8 486,0 95,0 2,0 8,0 

14.07.08 16,3 508,8 85,0 6,0 8,5 

17.07.08 14,2 591,3 90,0 3,0 14,0 

24.07.08 14,5 715,5 95,0 5,0 14,0 

28.07.08 17,7 561,0 90,0 4,0 10,5 

31.07.08 18,0 546,0 90,0 3,0 11,0 

04.08.08 15,2 600,0 90,0 3,0 15,0 

07.08.08 17,2 575,0 90,0 3,0 14,5 

11.08.08 16,4 562,5 90,0 4,0 9,5 

15.08.08 15,4 475,0 90,0 6,0 9,0 

18.08.08 12,3 275,0 90,0 7,0 9,5 

21.08.08 18,1 562,5 85,0 3,0 12,0 


25.08.08 18,3 390,0 90,0 5,0 10,5 

28.08.08 20,9 510,5 90,0 4,0 14,5 

01.09.08 16,2 437,0 90,0 3,0 7,0

Anhang 

Tab. 13: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „F“ 

Rüde 

„F“ 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Motilität 

(%) 

141 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

16.05.08 20,0 357,0 90,0 12,0 10,5 

20.05.08 20,2 1805,5 80,0 5,0 6,5 

23.05.08 17,5 925,0 95,0 13,0 9,0 

27.05.08 17,0 250,0 90,0 6,0 7,0 

30.05.08 18,3 626,0 90,0 7,0 8,0 

03.06.08 15,3 288,0 95,0 11,0 10,0 

06.06.08 16,0 173,3 95,0 3,0 11,5 

10.06.08 17,9 753,5 95,0 7,0 11,5 

13.06.08 22,0 913,5 95,0 7,0 7,5 


17.06.08 13,9 311,0 90,0 5,0 8,5 

20.06.08 20,3 560,3 85,0 4,0 6,5 

24.06.08 10,9 509,8 85,0 5,0 9,5 

27.06.08 8,0 288,0 80,0 3,0 9,5 

01.07.08 9,9 604,5 80,0 4,0 15,5 

04.07.08 7,8 533,0 80,0 5,0 9,0 

08.07.08 12,0 482,0 85,0 5,0 17,5 

11.07.08 12,0 581,0 85,0 7,0 12,0 

15.07.08 12,0 522,5 80,0 4,0 9,0 

18.07.08 10,0 351,0 85,0 4,0 17,0 

22.07.08 11,3 847,5 90,0 2,0 19,5 

25.07.08 11,3 425,8 90,0 15,0 

29.07.08 11,3 738,0 85,0 5,0 13,5 

01.08.08 10,6 438,3 85,0 7,0 14,5 

05.08.08 8,2 308,0 80,0 15,0 16,5 

08.08.08 10,9 321,5 85,0 9,0 14,5 

12.08.08 9,4 507,0 85,0 11,0 11,5 

15.08.08 12,4 585,0 85,0 4,0 19,0 

2. Wärmeapplikation: 16.08-18.08.

Rüde 

„F“ 

Datum 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Anhang 

Motilität 

(%) 

142 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

19.08.08 14,2 457,5 85,0 7,0 10,5 

22.08.08 14,3 440,0 90,0 3,0 11,0 

26.08.08 7,9 594,0 80,0 3,0 17,5 

29.08.08 9,8 420,0 85,0 2,0 16,0 

01.09.08 9,6 658,0 90,0 7,0 15,0 

04.09.08 3,1 444,0 70,0 11,0 16,5 

08.09.08 2,1 605,0 80,0 17,0 27,5 

11.09.08 0,8 396,0 80,0 10,0 29,5 

15.09.08 0,8 136,0 85,0 7,0 25,0 

18.09.08 0,9 189,9 80,0 10,0 22,5 

22.09.08 1,9 292,5 70,0 16,0 28,0 

Tab. 11: Einzeldaten der konventionellen Ejakulatbeurteilung des Rüden „G“ 

Spermien- 

Membran- 

Morpholog. 

Rüde Volumen gesamt Motilität integrität Abweichungen 

„G“ 

Datum 

(ml) zahl (Mio) (%) (%) 

(%) 

16.05.08 10,0 664,5 85,0 4,0 7,5 

20.05.08 9,6 1104,0 85,0 7,0 9,0 

23.05.08 7,8 506,0 80,0 15,0 14,0 

27.05.08 9,1 690,0 85,0 12,0 9,0 

30.05.08 9,2 525,0 85,0 11,0 12,0 

03.06.08 9,2 828,0 90,0 5,0 18,0 

06.06.08 9,9 561,0 85,0 13,0 6,0 

10.06.08 12,0 897,8 90,0 6,0 8,0 

13.06.08 11,2 665,0 85,0 6,0 7,5 


17.06.08 10,6 524,0 85,0 9,0 9,5 

20.06.08 12,7 770,0 95,0 11,0 8,0 

24.06.08 12,9 873,0 80,0 8,0 9,5 

27.06.08 13,9 825,0 85,0 5,0 19,0

Rüde 

„G“ 

Volumen 

(ml) 


(Mio) 

Anhang 

Motilität 

(%) 

143 


(%) 

Morpholog. 

Abweichungen 

(%) 

01.07.08 13,1 732,3 90,0 8,0 14,5 

04.07.08 12,9 700,0 85,0 6,0 13,5 

08.07.08 10,3 942,0 80,0 11,0 22,5 

11.07.08 10,9 936,0 80,0 13,0 11,0 

15.07.08 9,6 968,0 85,0 9,0 23,0 

18.07.08 8,3 516,0 85,0 6,0 20,0 

22.07.08 7,7 642,0 85,0 5,0 13,0 

25.07.08 7,4 780,0 90,0 4,0 17,0 

29.07.08 6,4 996,0 85,0 3,0 10,5 

01.08.08 6,8 984,0 85,0 8,0 10,5 

05.08.08 6,8 405,0 90,0 4,0 18,0 

08.08.08 6,5 2140,5 90,0 8,0 15,0 

12.08.08 5,5 462,4 85,0 12,0 9,0 

15.08.08 6,0 862,5 85,0 4,0 25,5 

2. Wärmeapplikation: 16.08-18.08. 

19.08.08 5,3 770,0 90,0 10,0 17,0 

22.08.08 5,9 403,8 85,0 4,0 18,5 

26.08.08 3,9 532,0 85,0 5,0 27,0 

29.08.08 4,1 391,0 85,0 9,0 22,0 

01.09.08 3,2 441,0 85,0 5,0 25,5 

04.09.08 3,7 360,0 85,0 8,0 23,0 

08.09.08 2,8 380,0 85,0 9,0 43,5 

11.09.08 2,2 350,0 90,0 13,0 27,5 

15.09.08 1,5 71,3 90,0 10,0 36,0 

18.09.08 1,8 162,0 80,0 16,0 43,5 

22.09.08 2,0 306,0 80,0 8,0 23,5

Danksagung 

Danksagung 

Mein Dank geht zunächst an Frau Prof. Dr. A.-R. Günzel-Apel für die Überlassung 

des interessanten Themas und ihre stetige fachliche Unterstützung sowie für die 

einzigartige Möglichkeit Erfahrung im Bereich der Kleintier-Reproduktionsmedizin zu 

sammeln. 

Herrn Prof. Dr. Heinrich Bollwein danke ich sehr für die Möglichkeit der SCSA- 

Messung in seiner Klinik. 

Herrn Dr. Martin Beyerbach gilt mein Dank für die kompetente Hilfe bei der 

statistischen Auswertung der Arbeit. 

Vielen Dank auch an meine Mitstreiterin Annika, ohne dich hätte der praktische Teil 

der Arbeit nur halb so viel Spaß gemacht. 

Dem Laborteam Petra Hasenleder und Erika Schröder danke ich sehr für die 

jederzeit gewährte Hilfe. Erika, durch deine gute Laune hast du mir oft den Tag 

gerettet - vielen Dank dafür. 

Bei Mathias Siuda und Christel Hettel möchte ich mich für die geduldige Einarbeitung 

in den SCSA und die Hilfe bei der Durchführung bedanken. 

Ein außerordentlicher Dank gebührt Carola Urhausen. Durch deine Freundschaft und 

selbstlose Unterstützung warst du mir in den letzten Jahren eine sehr große Hilfe. Ich 

konnte ich mich immer auf dich verlassen und du hast massgeblich dazu 

beigetragen, dass diese Arbeit nun fertig ist. 

Ganz herzlichen Dank auch an Heiko Henning. Zum einen für deine kompetente 

Einarbeitung an den Geräten und zum anderen natürlich für deine enorme Geduld 

bei der Beantwortung aller sinnvollen und weniger sinnvollen Fragen die sich mir bei 

der Anfertigung der Arbeit gestellt haben. 

144

Danksagung 

Ich danke allen Mitarbeitern und Doktoranden der Reproduktionsmedizinischen 

Einheit für das freundschaftliche Arbeitsklima das dazu beiträgt sich hier „Zuhause“ 

zu fühlen. 

Besonders möchte ich Susanne Schmid für ihre fachliche Hilfe und ihren Rückhalt 

danken. 

Ganz herzlichen Dank auch an Karola Wolf für ihre moralische Unterstütung. Du hast 

meine Launen immer geduldig ertragen und mich wieder aufgebaut. 

Allen Freunden die mich während des Studiums und Doktorarbeit begleitet haben, 

vor allem Kerstin Kalbantner, Halina Paga und Vanessa Guddorf, danke ich für die 

tolle gemeinsame Zeit. Ihr habt für den Ansporn, aber auch für die Ablenkung 

gesorgt wann immer ich beides dringend nötig hatte. 

Mein größter Dank gilt meinen Eltern dafür, dass sie mich auf meinem Lebensweg 

jederzeit begleitet, unterstützt und an mich geglaubt haben. Ihr habt mir das Studium 

und die Promotion erst ermöglicht. 

145

Auswirkungen skrotaler Hyperthermie auf quantitative und ...

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