Mémoire Master

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA
Faculte des Sciences et de la Technologie
et Sciences de la Matiere
Département Sciences de la Matière
Mémoire
MASTER ACADEMIQUE
Domaine : Sciences de la Matière
Filière : Chimie
Spécialité : Chimie Appliquée
Presenté par : Belguidoum Mahdi
Thème
Une approche phytochimique pour différencier
deux espèces de genre Zygophyllum
Soutenu le 27/06/2012
Devant le jury composé de :
M. Lounas Ali MC (A) Université de Ouargla Président
Mme. Dahak Karima MC (B) Université de Ouargla Examinateur
M. Dendougui Hocine Pr. Université de Ouargla Encadreur
Melle Kendour Zaouia MACC Université de Ouargla Co-encadreur
2011-2012
N° d’ordre :
N° de série :

Remerciement:
Je remercie chaleureusement mon encadreur monsieur Dendougui Hocine professeur à
l’université de Ouargla pour son aide précieuse et ses conseils éclairés dans la direction de
mon travail, ainsi que pour sa grande disponibilité et son immense gentillesse.
Je suis particulièrement reconnaissant envers M elle Kendour Zaouia Maître assistante à
l’université de Ouargla pour l’aide et les conseils qu’elle m’a prodigués, sa constante
disponibilité, sa grande expérience et sa grande sympathie.
Je remercie vivement Monsieur Lounas Ali Maitre de conférence à l’université de Ouargla
qui m’a fait l’honneur de présider le jury et Madame Dahak Karima Maitre de conférence à
l’université de Ouargla qui m’a fait le plaisir d’examiner ce modeste travail.
Je suis reconnaissant aussi envers mes enseignants et mes camarades de promotion.
Enfin, j'ai une pensée particulière pour mes parents, mon frère et ma sœur qui me
soutiennent dans tous mes projets et mes études.
I

Sommaire
I-1
I-2
I-3
I-4
I-5
I-6
I-7
I-8
II-1
II-2
II-3
III-1
III-2
III-3
III-4
Remerciement ………………………………………………………………
Sommaire …………………………………………………………………..
Liste des figures ………………………………………………………….
Liste des tableaux …………………………………………………………
Introduction ………..……………………………………………………...
Chapitre I Présentation des plantes
La famille des Zygophyllacées ….………………………………………...
Le genre Zygophyllum …………………………………………………….
Description des deux espèces...…………………………………………….
Classification ……….…...………………………………………………...
Usage ……………………………………………………………………..
Etudes phytochimiques précédentes et principaux métabolites secondaires
isolés…………………..………………………………………………….
Structure des molécules...…………………………………………………..
Intérêt biologique du genre Zygophyllum.....………………………………
Chapitre II Les métabolites secondaires
Les composés phénoliques .……………………………………………..…..
Classification des composés phénoliques……………………………......…
II-2-1 Les coumarines…………………………………………………….
II-2-2 Les flavonoïdes …………………………………………………….
Les terpènes …………………………………………………………………
Chapitre III Partie pratique
Matériel végétal ………………………....…..……………………………..
Appareils et produits ………………………………………………………
III-2-1 Appareils ………………………………………………………….
III-2-2 Produits …………………………………………………………..
Méthodes d'extraction ……………………………………………………..
Etude analytique (qualitative) des différents extraits .…………………….
III-4-1 Extrait chloroformique ..…………………………………………….
II
I
II
IV
VI
01
02
02
03
05
07
07
08
12
13
13
15
16
17
18
18
18
18
19
22
22

III-5
III-6
III-4-2 Extraits acétate d‘éthyle et n-butanol……………………………….
III-4-2-1 CP monodimensionnelle ……………………….............................
III-4-2-2 CP bidimensionnelle....……………………………………………
III-4-2-3 CCM polyamide bidimensionnelle ………………………………
Analyse quantitative des composés phénoliques..…………..………………
III-5-1 Dosage des phénols totaux …………………………………………
III-5-1-1 Courbe d’étalonnage .....………….…………………………......
III-5-1-2 Résultats de l’étude ..….…………………………………………
III-5-2 Dosage de flavonoïdes ………………………………………………
III-5-2-1 Courbe d’étalonnage ……………………………………………
III-5-1-2 Résultats de l’étude .……………………………………………
Evaluation du pouvoir antioxydant …………………………………………
III-6-1 le pouvoir réducteur des composés phénoliques ……………………
III-6-2 Courbe d’étalonnage ……………………………………………….
III-6-3 Résultats de l’étude ………………………………………………….
Conclusion ………………………..………………………………………...
Références bibliographiques ………………………………………………..
III
23
24
28
32
35
35
35
36
37
38
38
40
40
40
41
43
44

Liste des figures
Figure Page
I-1 Z. album et Z. cornutum selon P. Ozenda 3
I-2 Photos de Zygophyllum album 4
I-3 Photos de Zygophyllum cornutum 4
II-1 Quelques exemples des flavonoïdes 16
II-2 Quelques exemples des terpènes 17
III-1 le protocole d’extraction de différentes phases 20
III-2 Chromatogramme des différents extraits chloroformique et différentes
concentrations
III-3 Illustration de prise de dépôt sur C.P de la monodimensionnelle 25
III-4 Chromatogramme CP descendante monodimensionnelle, solvant BAW 26
III-5 Chromatogramme CP descendante monodimensionnelle, solvant acide
acétique 20%
III-6 Illustration de prise de dépôt sur CP de la bidimensionnelle 29
III-7 Chromatogramme CP bidimensionnelle butanol Z. album 30
III-8 Chromatogramme CP bidimensionnelle butanol Z. cornutum 30
III-9 Chromatogramme CP bidimensionnelle acétate d’éhyle Z. album 31
III-10 Chromatogramme CP bidimensionnelle acétate d’éthylel Z. cornutum 31
III-11 Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle butanol Z.
cornutum
III-12 Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle butanol Z. album. 33
III-13
III-14
III-15
III-16
III-17
III-18
Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle acétate d’éthyle Z.
cornutum
Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle acétate d’éthyle Z.
album
Structure de l’acide gallique
Courbe d'étalonnage de l’acide gallique
Comparaison de la teneur en phénols totaux entre les deux espèces
Structure du Quercetine
IV
23
26
33
33
34
35
36
37
37

III-19
III-20
III-21
III-22
Courbe d'étalonnage du Quercetin
Comparaison de la teneur en flavonoïdes totaux entre les deux espèces
Courbe d’étalonnage de l’acide ascorbique
Courbes représentants le pouvoir réductrice des différents extraits
V
38
40
41
41

Liste des tableaux
Tableau Page
I-1 Principaux métabolites secondaires isolés 7
I-2 Tableau regroupe les structures des flavonoïdes 9
II-1 Classification des composés phénoliques 14
II-2 Quelques exemples de coumarines 15
III-1 Tableau récapitulatif regroupant les différents extraits. 21
III-2 Les résultats du CP monodimensionnelle 27
III-3 Les résultats du CP bidimensionnelle 32
III-4 Les résultats du CCM polyamide bidimensionnelle 34
III-5 Quantité des phénols totaux dans les extraits 36
III-6 Quantité des flavonoïdes totaux dans les extraits. 39
III-7 Les valeurs d’AEAC des différents extraits étudiés 42
VI

Introduction :
Le métabolite secondaire fait également partie des critères de classification des végétaux.
On parle alors de classification chimique ou chimiotaxonomie. Il est d'ailleurs intéressant de
constater que les systèmes de classification morphologiques sont souvent confirmés par
l'étude chimiotaxonomique. Cependant, lorsque la classification par des critères
macroscopiques fait défaut, il arrive qu'une étude du métabolisme secondaire participe au
regroupement, au sein de taxons cohérents, d'espèces difficiles à classer. Une approche encore
plus moderne consiste à étudier à cette même fin des séquences de gènes ou d'ADN, comme
nous le montrerons plus loin dans le cas de la classification des Zygophyllacées par M. C.
Sheahanand M. W. Chase.
L'étude d'une même plante poussant dans des milieux (sols, climats, saisons) différents,
peut également amener à constater des variations dans le métabolite secondaire. Il est possible
de définir des races chimiques précises selon la composition qualitative et quantitative de
leurs composés.
Les aspects de géobotanique sont également intéressants, car une plante qui est endémique
d'une région doit certainement posséder des caractéristiques évolutives particulières et donc
pouvoir fournir des substances chimiques nouvelles.
Le but de ce travail est de trouver un moyen chimique pour lequel on pourrait différencier
deux espèces de même genre.
Ce travail comporte deux parties:
La première partie consiste en une étude théorique des plantes étudiées, comportant deux
chapitres:
Le premier chapitre intitulé présentation des plantes, englobe tout ce qui concerne les
deux plantes, définition, Description, classification et utilisation.
Le deuxième chapitre intitulé Les métabolites secondaires, contient la définition des
composés phénoliques, les coumarines, les terpènes et les flavonoïdes.
La deuxième partie c'est la partie pratique de ce mémoire: elle comporte un seul chapitre:
Le troisième chapitre contient les méthodes expérimentales et les résultats de notre
travail.
1

Chapitre 1 : Présentation des plantes

Chapitre 1 Présentation des plantes
I -1. La famille des Zygophyllacées :
Cette famille comprend environ 25 genres et 500 espèces ; elle est représentée dans tous
les continents mais principalement dans les régions arides : ainsi au Sahara on observe 7
genres et 27 espèces, c’est-à-dire que les Zygophyllacées forment plus de 3% de la flore de
notre désert. Parmi ces Zygophyllacées sahariennes, plus de tiers des espèces et de nombreuse
variétés sont des endémiques du Sahara ; c’est, sous le rapport de l’endémisme, le groupe le
plus intéressent de toute la flore nord-africaine [1]. Les plantes appartenant à cette famille,
sont très reconnaissables à l’aspect de ses herbes, arbustes, ou arbres, elles ont des feuilles
stipulées, très polymorphes.
Les fleurs de 4 à 5 mères, isolées ou inflorescences, la corolle, est également de 4 à 5
mères, et parfois nulle. Généralement, ces plantes renferment 10 étamines, le plus souvent, à
stipules unies, un ovaire de 4 à 5 carpelles, à un ou plusieurs ovules par loge.
Ses fruits, sont en général, capsulés, loculicides, ou septicides, se dissociant en coques,
parfois bacciformes, ou drupacés [2].
I-2. Le genre Zygophyllum :
Le genre Zygophyllum, numériquement le plus important de la famille, comprend une
centaine d’espèces des désert et des steppes du Vieux Mondes.
Ce sont des buissons ramifiées, à feuilles opposées pourvues d’une paire de folioles ; celle-ci
tantôt étroite et cylindrique comme chez les espèces nord-africaines, tantôt aplaties en
raquette comme chez beaucoup de types sud-africaines ou asiatiques.
Sept espèces en Afrique de nord , dont l’une (Z. simplex) est aisément reconnaissable à ses
feuilles simples et sa racine grêle , et les six autres étant par contre difficiles à distinguer entre
elles ; leur morphologie est en effet très analogue, les seuls caractères distinctifs valables
reposent sur la forme de fruit , les échantillons sont à peu près toujours indéterminables et
comme la forme de fruit se modifie sensiblement au cours de sont développement, les
échantillons présentant des fruits immatures sont eux-mêmes d’une détermination délicate ; il
parait d’ailleurs exister de nombreux termes de passage entre ces espèces, dont certaines sont
probablement des hybrides [1].
Chapitre I : Présentation des plantes
2

Chapitre 1 Présentation des plantes
I-3. Description des deux espèces:
Ce sont des plantes vivaces, en petit buisson très dense, pouvant dépasser les 50 cm de haut
et 1 m de large, de couleur vert blanchâtre. Tiges très ramifiées. Feuilles opposés, charnues,
composée, à deux folioles. Fleurs blanchâtres. Fruits dilatés en lobe au sommet.
Elles se rencontrent, en pieds isolés dans les zones sableuses un peu salées, et en colonies
sur de grandes surfaces, sur sols salés et sabkha. Elles sont communes dans tout le sahara
septentrional [3].
Z. cornutum Coss : fruit cornu au sommet, la partie libre des carpelles étant recourbée en
crochets aussi longs que la partie soudée ; fruits assez gros, atteignant 15 à 20 mm. Terrains
plus ou moins salés ou gypseux des hauts-plateaux et des régions pré-sahariennes, surtout en
bordure des chotts.
Z. album L : pédoncule fructifère bien plus court que le fruit, la partie libre des carpelles
sensiblement aussi longue que la partie soudée. Commun dans le sud-tunisien, plus rare dans
le sud-algérien : El Golea, Fort-Polignac (Illizi) [1].
Figure I-1 :Z.album et Z.cornutum selon P. Ozenda
3

Chapitre 1 Présentation des plantes
FigureI-2 : Photos de Zygophyllum album
Figure I-3 : Photos de Zygophyllum cornutum
4

Chapitre 1 Présentation des plantes
I-4. Classification :
Les Zygophyllacées ont été placés par différents auteurs dans pas moins de cinq ordres
différents [4]. D’après la classification d’OZENDA, Les Zygophyllacées constituent une
famille avec environ 500 espèces et 25 genres [1].
En utilisant les caractères de fleurs, de fruits et de graines qui ont formé la base de son
système, Engler a divisé les Zygophyllacées en sept sous-familles (et un certain nombre de
tribus et sous-tribus): Peganoideae, Tetradiclidoideae, Chitonioideae (maintenant
Morkillioideae), Augeoideae, Zygophylloideae, Nitrarioideae et Balanitoideae [4].
Les Zygophylloideaes, constituent la sous famille la plus large avec 180 espèces,
regroupées en quatre genres :
Augea (monotypique), Tetraena (monotypique), Fagonia (30 espèces), et Zygophyllum (150
espèces) [5].
Nous présentons si dessous la classification selon Quezel.
5

Chapitre 1 Présentation des plantes
Règne
Division
Classe
Ordre
Famille
Genre
Espèce
Zygophyllum
cornutum
6
Plante
Magnoliophyta
Magnoliopsida
Zygophyllales
Zygophyllaceae
Zygophyllum
Zygophyllum
album

Chapitre 1 Présentation des plantes
I-5. Usage :
Pharmacopée : elles sont utilisées, en décoction, en poudre ou en pommade pour les
traitements des diabètes, des indigestions et des dermatoses [3].
Les deux plantes sont utilisées dans la médicine traditionnel comme un remède pour les
rhumatismes, la goutte, asthme et comme diurétique [6].
Intérêt pastoral : ce sont des plantes bien broutée par les dromadaires [3].
I-6. Etudes phytochimiques précédentes et principaux métabolites secondaires
isolés:
Le Z.album a fait l’objet de nombreuses études phytochimiques dans les dernières années.
Mais ne nous y trompons pas, le Z.album est une espèce très peu étudiée si l’on considère la
pléthore de publications consacrées à d’autres espèces. Mais en ce qui concerne le
Z.cornutum, il est moins étudié que le Z.album .C’est pourquoi le genre auquel est consacré ce
travail constitue encore aujourd’hui une source intéressante de produits naturels nouveaux et
potentiellement actifs.
Tableau I-1: principaux métabolites secondaires isolés
Produits isolés référence structure
Quercetin 3-O-rutinoside
[7]
1
isorhamnetin 3-O-rutinoside
2
isorhamnetin 3-O-glucoside
Isorhamnetin-3-O- galactoside
Isorhamnetin-3-O- glucoside
Isorhamnetin-3-O-robinoside
Kaempferol
Isorhamnetin
Quercetin-3-o-glucoside
7
[8]
3
4
3
5
6
7
8

Chapitre 1 Présentation des plantes
Harmine
Stigmasterol
β-sitostérol
acidedecanoique
acidepalmitique
β-sitostérol
isorhamnétine-3-O-rutinuside
carvone
α-terpineol
β-damascenone
I-7. Structures des molécules:
HO
O
OH O
8
R 1
R 2
[6]
[5]
[9]
OH
9
10
11
12
13
12
2
14
15
16

Chapitre 1 Présentation des plantes
Tableau I-2: tableau regroupe les structures des flavonoïdes
Composé R1 R2 Structur
e
Quercetin 3-O-rutinoside O-rutinose OH 1
isorhamnetin 3-O-rutinoside O-rutinose OCH3 2
isorhamnetin 3-O-glucoside O-glucoside OCH3 3
Isorhamnetin-3-O-galactoside O-galactose OCH3 4
Isorhamnetin-3-O-robinoside O-rhamnogalactose OCH3 5
Kaempferol OH H 6
Isorhamnetin OH OCH3 7
Quercetin-3-O-glucoside O-glucose OH 8
HO
O
9
9
N
H
10
N

Chapitre 1 Présentation des plantes
HO
O
O
OH
13
OH
12
H
H H
10
H
11
H

Chapitre 1 Présentation des plantes
O
O
11
14
OH
15
16

Chapitre 1 Présentation des plantes
I-8. Intérêt biologique du genre Zygophyllum :
Beaucoup d’espèces de ce genre ont des propriétés thérapeutiques remarquables, et sont
utilisées en médecine traditionnelle. Nous allons citer quelques exemples d’espèces de très
grande importance thérapeutique :
Zygophyllum album : ses extraits aqueux sont utilisés dans le traitement des diarrhées
[10] et du diabète [11].Ils sont carminatifs, anti-septiques, et stimulants [12].
Zygophyllum cornutum : cette espèce est utilisée dans le traitement du diabète [13]
Zygophyllum eichwaldii: cette espèce a de nombreuses propriétés, antiseptiques, anti-
eczéma, anti-diabétiques, anti-bactériennes et anti-fongiques[14].
Zygophyllum coccineum: c’est une plante commune en médecine traditionnelle dans
les pays méditerranéens, elle est utilisée contre le rhumatisme, la goutte et
l'hypertension [15], et le diabète [16].
Zygophyllum gaetulum: très connue pour ses propriétés anti-diabétiques[17], elle est
également anti-spasmodique, anti-eczéma et est un bon remède pour l’estomac [18].
Zygophyllum geslini: cette espèce est utilisée contre le diabète [19], elle a également
des activités cytotoxiques [20].
12

Chapitre 2 : Les métabolites secondaires

Chapitre 2 Les métabolites secondaires
Une précédente enquête sur nos plantes a révélé qu’elles contiennent : tannins, stérols,
saponines, terpènes, flavonoïdes ….
II-1. Les composés phénoliques :
Pour le chimiste, un composé phénolique est caractérisé par la présence d’au moins un
noyau benzénique auquel est lié au moins un groupe hydroxyle, libre ou engagé dans une
autre fonction : éther, ester, hétéroside. et pour le phytochimiste, un composé phénolique est
un dérivé non azoté dont le ou les cycles aromatiques sont principalement issus du
métabolisme de l’acide chikimique et/ou de celui d’un polyacétate.
Ces deux voies d’aromagenèse sont en effet sauf rares exception celles qui permettent au
végétal de construire le noyau aromatique :
La voie de l’acide shikimique conduit aux acides cinamiques et à leurs dérivés :
acides benzoïques et phénylpropanoiques, acétophenones, lignanes et lignines,
coumarines.
La voie de l’acétate conduit par cyclisation d’un polyacétate aux chromones, orcinols
et autres quinones.
La participation simultanée de ces deux précurseurs à un même processus conduit
pour sa part [21].
Ils sont présents dans toutes les parties des végétaux supérieurs (racines, tiges, feuilles, fleurs,
pollens, fruits, graines et bois) et sont impliqués dans de nombreux processus physiologiques
comme la croissance cellulaire, la rhizogenèse, la germination des graines ou la maturation
des fruits [22].
Chapitre II : Les métabolites secondaires
II-2. Classification des composés phénoliques :
Le terme de composés phénoliques couvre un groupe très vaste et diversifié de produits
chimiques. Ces composés peuvent être classés dans un certain nombre de façons.
Harborne et Simmonds (1964) ont classé ces composés dans les groupes en fonction du
nombre d'atomes de carbone dans la molécule.
13

Chapitre 2 Les métabolites secondaires
structure classe
C6
C6– C1
C6– C2
C6– C3
C15
C30
C6– C1– C6, C6– C1– C6
Tableau II-1: Classification des composés phénoliques
Phénols simples
Acides phénoliques et composés dérivés
Acétophénones et acides phénylacétiques
Acides cinnamiques, coumarines, isocoumarines,
chromones
Flavanols, flavanones, flavonols, flavonones,
anthocyanines et anthocyanidines
biflavonyles
C6, C10 , C14 quinones
C18
Benzophénones, xanthones et stilbéne
bétacyanines
Lignanes , neolignanes Dimères ou oligomères
lignine polymères
tanins Condensé et hydrolysable
Une autre classification a été utilisée par Swain et Bate-Smith(1962). Ils ont regroupé les
phénols dans les catégories "commune" et "moins fréquent". Ribéreau-Gayon (1972) a
regroupé les phénols en trois familles comme suit:
1. Phénols largement distribués - omniprésente à toutes les plantes, ou de
importance dans une usine spécifique
2. Phénols qui sont moins largement distribués - nombre limité de
composés connus
3. Constituants phénoliques présents dans les polymères [23].
14

Chapitre 2 Les métabolites secondaires
II-2-1. Les coumarines :
Les coumarines ont un squelette en C6-C3, mais ils possèdent un atome d'oxygène
hétérocycle dans le cadre de l'unité C3 [23].
Elles sont issues du métabolisme de la phénylalanine via un acide cinnamique, l’acide P-
coumarique.
Les coumarines sont cytotoxiques, antivirales, immunostimulantes, tranquillisantes,
vasodilatatrices, anticoagulantes (au niveau du coeur), hypotensives ; elles sont également
bénéfiques en cas d’affections cutanées.
Les coumarines libres sont solubles dans les alcools et les solvants organiques tels que
l’éther ou les solvants chlorés dans lesquels ils sont extractibles. Les formes hétérosidiques
sont plus ou moins solubles dans l’eau. Elles ont un spectre UV caractéristique, fortement
influencé par la nature et la position des substituants. En lumière ultra-violette, les CCM
présentent des tâches dont la coloration varie du bleu au pourpre en passant par le jaune.
L'odeur de foin fraîchement coupé de la coumarine est très utilisée en parfumerie et dans les
produits cosmétiques [24].
R 6
R 7
R 8
Tableau II-2: Quelques exemples de coumarines
R6 R7 R8
Coumarine non phénolique H H H
ombelliférone H OH H
herniarine H OCH3 H
esculétol OH OH H
scopolétol OCH3 OH H
scopanone OCH3 OCH3 H
fraxétol OCH3 OCH3 OH
15
O
O

HO
Chapitre 2 Les métabolites secondaires
II-2-2. Les flavonoïdes :
Les flavonoïdes sont des pigments quasiment universels des végétaux. Presque toujours
hydrosolubles, ils sont responsables de la coloration des fleurs, des fruits et parfois des
feuilles. Tel est le cas des flavonoïdes jaunes (chalcones, aurones, flavonol jaunes), des
antyocyanosides rouges, bleus ou violets. Quand ils ne sont pas directement visibles, ils
contribuent à la coloration par leur rôle de Co-pigments, Dans certains cas, la zone
d’absorption de la molécule est située dans le proche ultraviolet.
Tous les flavonoïdes – plus de 4000 – ont une origine biosynthétique commune et de ce
fait possèdent le même élément structural de base à savoir l’enchainement 2-phénylchromane
[21].
O
OH O
Flavonones
R= H, apigénol
R= OH, lutéolol
HO
R
OH
O
OH O
Figure II-1 : Quelques exemples des flavonoïdes
16
HO
H
Flavanones
R= H, naringétol
R= OH, ériodictyol
R
O
OH O
OH
Flavonols
R= H, kaempférol
R= OH, querccétol
OH
R
OH

Chapitre 2 Les métabolites secondaires
Flavonoïdes hétérosides : la partie osidique peut être mono, di ou trisaccharidique. En
général, les hétérosides sont hydrosolubles et solubles dans les alcools, bon nombre d’entre
eux ont une hydrosolubilité plutôt faible (rutoside, hespéroside).
Les flavonoïdes aglycones : Les génines sont, pour la plupart, solubles dans les solvants
organiques apolaires.les lipophiles des tissus superficiels des feuilles (ou des frondes) sont
directement extraits par des solvants moyennement polaires (dichlorométhane) ; il faut ensuite
les séparer des cires et des graisses extraites simultanément (on peut certes laver d’abord à
l’hexane, mais la sélectivité de ce solvant n’est pas absolue) [21].
II-3. Les terpènes :
La très grande majorité des terpènes sont spécifiques du règne végétal mais on peut en
rencontrer chez les animaux. Tous les terpènes et les stéroïdes peuvent être considérés comme
formés par l’assemblage d’un nombre entier d’unités pentacarbonées ramifiées dérivées du
IPP [21].
Selon le nombre d’entités isoprène qui sont incorporées dans leurs structures, les trepènes
sont subdivisés en : monoterpènes (C 10H16), sesquiterpènes (C 15H24), diterpènes (C 20H35),
triterpènes (C30H48), tetraterpènes (C40H64) et polyterpènes (C5H8)n .
Menthol
monoterène
Phytol
ditrpène
OH
CH 2OH
Cadalene
Sesquiterpène
Figure II-2 : Quelques exemples des terpènes
17
Squalene
triterpène

Chapitre 3 : Partie pratique

Chapitre 3 Partie pratique
III-1. Matériel végétal :
Les espèces sélectionnées (Z. album L et Z. cornutum Coss) ont été collectées dans leurs
habitats naturels entre le mois de Mars et Avril 2012. La récolte a été effectuée au Sahara
algérien dans la région de Chetma (wilaya de Biskra) pour l’espèce Z.cornutum et dans la
région de Sidi Khouiled (wilaya de Ouargla) pour l’espèce Z.album.
III-2. Appareils et Produits :
III-2-1. Appareils :
Rota vapeur (BÜCHI).
Ampoule à décanter.
Ballons (50ml→2000ml) pour le rota-vapeur.
Etuve.
Papier filtre.
Pompe à vide.
Balance électronique.
Broyeur.
Spectrophotomètre ultraviolet-visible.
Lampe UV.
III-2-2. Produits :
Eau distillée.
Chloroforme
Acétate d'éthyle
n-Butanol
Méthanol
Carbonate de sodium
Acide acétique
Chlorure d’aluminium, acétate de sodium, quercitine
Acide ascorbique, chlorure de fer.
Chapitre III : Partie pratique
18

Chapitre 3 Partie pratique
III-3. Méthode d'extraction :
Après séchage dans un endroit sec et aéré, à l’abri de la lumière du soleil, la plante est
broyée entièrement, puis pesée (M=100g). La matière végétale obtenue est mise à macération
dans un mélange hydroalcoolique (Méthanol / eau ; 80 / 20 ; V / V). Cette macération est
répétée 3 fois avec renouvellement du solvant chaque 48 heure.
Après filtration et concentration sous vide, l’extrait méthanolique est dilué avec de l’eau
distillée à raison de 50 ml pour 100 g de matière sèche, on laisse la solution en repos une nuit
puis on filtre.
Après filtration, la solution a subi des extractions successives de type liquide-liquide en
utilisant des solvants de polarité croissante en commençant par le chloroforme puis l’acétate
d’éthyle et enfin avec le n-butanol.
Chaque extraction est répétée trois fois sauf avec l’acétate d’éthyle. Le protocole
d’extraction est résumé dans la Figure (III-1) :
19

Chapitre 3 Partie pratique
Macération dans un mélange MeOH/H2O (8 :2),
Répétée 3× 48 h .
Filtration
Concentration à sec
Dilution avec 50 ml d’eau distillée, repos une nuit
filtration
Extraction par le chloroforme 3×
Décantation
Concentration de chloroforme
Extraction par acétate d’éthyle x1
Décantation
concentration
Extraction Par le n-butanol(x3)
Décantation
concentration
Phase
aqueuse
Phase
aqueuse
Figure III-1 : le protocole d’extraction de différentes phases.
20
Phase
aqueuse
Phase
organique
butanolique
Matière végétale
m= 100 g
Extrait hydro alcoolique
Phase aqueuse
Phase
organique
acétate d’éthyle
Phase
organique
chloroformique

Chapitre 3 Partie pratique
Les trois phases organiques ainsi obtenues (faiblement polaire : chloroforme,
moyennement polaire : acétate d’éthyle et polaire : n-butanol) sont concentrées à sec sous
pression réduite, pesées, puis les extraits acétate d’éthyle et n-butanol sont repris avec du
méthanol par contre l’extrait chloroformique est repris avec du chloroforme enfin tous sont
laissés à l’air libre pour évaporation. Les rendements sont donnés dans le tableau (III-1).
Tableau III-1: Tableau récapitulatif regroupant les différents extraits.
Matériel végétal Extrait Rendement (%)
chloroformique 0.7441
Z. album
Z. cornutum
acétate d’éthyle 0.1539
n-butanolique 5.4452
chloroformique 0.1054
acétate d’éthyle 0.3389
n-butanolique 12.0246
21

Chapitre 3 Partie pratique
III-4. Etude analytique (qualitative) des différents extraits :
Si plusieurs réactions colorées permettent de mettre en évidence génines et hétérosides
dans les extraits bruts, l’étude préliminaire de ces extraits est, classiquement, dominée par une
analyse en CCM et la chromatographie sur papier. L’étude des chromatogrammes peut se
faire :
Directement : chalcones et aurones sont habituellement directement visibles sur les
chromatogrammes. En présence de vapeurs d’ammoniac les taches passent à l’orange
et au rouge ;
Par un examen en lumière ultraviolette avant et après pulvérisation de trichlorures
d’aluminium, avant et après exposition aux vapeurs d’ammoniac : la nature et les
changements des fluorescences observées donnent des renseignements utiles sur le
type de flavonoïde présent [21].
III-4-1. L’extrait chloroformique :
Pour obtenir un meilleur système chromatographique puisque l’extrait est apolaire, la
phase stationnaire donc ne sera que le gel de silice de même pour la phase mobile on a
effectué beaucoup de tests pour choisir le meilleur éluant :
Acétate d’éthyle / éther de pétrole (1:6), (1 :4 ), (1 :2), (1 :1), (2:1)
Hexane / chloroforme (8 :1), (6 :1), (4 :1), (2 :1)
Hexane / chloroforme / acétate d’éthyle (15 :5 :1), (4 :4 :1), (2 :2 :1), (1 :1 :2)
Chloroforme / acétone (6 :1), (4 :1), (2 :1), (1 :1), (1 :2), (1 :4)
Chloroforme / méthanol (40 :1), (20 :1), (10 :1), (1 :1)
On a abouti à ce que le mélange Chloroforme/Méthanol (10 :1) donne la meilleure séparation
dont le chromatogramme est représenté sur la figure (III-2).
22

Chapitre 3 Partie pratique
Z. album
3× 3× 1× 1×
3× 3×
1× 1×
Figure III-2 : Chromatogramme des différents extraits chloroformique et différentes concentrations
L’extrait chloroformique est riche en composés puisque on a pu voir plus de 15 taches qui
sont presque identiques sauf deux taches présentes dans Z. cornutum et qui sont absentes dans
Z. album.
Z. cornutum
Z. albumZ.
cornutum
III-4-2. L’extraits acétate d‘éthyle et n-butanol:
La technique de chromatographie sur papier occupe jusqu'à maintenant une position
dominante dans le domaine de l’analyse et la séparation des flavonoïdes.
La CP est convenable pour la séparation des mélange complexes de tous les types de
flavonoïdes, aussi utilisée pour isoler les petites ainsi que les grandes quantités de flavonoïdes
et nécessite des équipements et des matériels de faible coût.
Une partie de chaque extrait doit être déposée sur un morceau de papier
chromatographique Whatman et séparée mono ou bidimensionnellement avec du B.A.W et de
l’acide acétique. Cette procédure est inestimable en tant que moyen de déterminer la
complicité du mélange glycoside. Plus tard, pour être séparer a une large échelle sur un épais
papier chromatographique Whatman N° 3 une dimension.
Z. album Z. cornutum
Z. albumZ.
cornutum
La chromatographie de partage sur un épais papier filtre (Whatman N° 3) est l’un des moyens
convenables de séparer et isoler les flavonoïdes glycosides [25].
23

Chapitre 3 Partie pratique
III-4-2-1. CP monodimensionnelle :
On a travaillé sur chromatographie papier (C.P) descendante avec le papier WHATMAN
N° 3 monodimensionnelle avec les solvants :
organique : B.A.W : n-Butanol / acide acétique /water, supérieur (4 : 1 : 5)
aqueuse : Acide acétique 20%
Préparation du papier :
Les dimensions du papier Whatman sont 15×60 cm, on mesure 1 cm et on plie le papier
dans un sens puis 5 cm et on le plie dans l’autre sens, on laisse 1 cm et on met les quatre
dépôts : ceux des extraits acétate d’éthyle pour le Z.album et l’autre pour le Z.cornutum puis
ceux des extraits n-butanol à l’aide d’une pipette capillaire. Comme les représente la figure
(III-3).
24

Chapitre 3 Partie pratique
1cm
5cm
1cm
Figure III-3 : Illustration de prise de dépôt sur C.P de la monodimensionnelle
La phase organique B.A.W a pris 23 heures pour atteindre le front de solvant par contre
l’acide acétique 20% a pris 17 heures, les chromatogrammes sont présentés par les figures
(III-4 et III-5).
acétate
d’éthyle
Z.album
n-butanol
Z.cornutum Z.album Z.cornutum
25

Chapitre 3 Partie pratique
Z. album Z. cornutum Z. album Z. cornutum
acétate d’éthyle n-butanol
Figure III-4 : Chromatogramme CP descendante monodimensionnelle, solvant BAW
acétate d’éthyle n-butanol
Z. album Z. cornutum Z. album Z. cornutum
Figure III-5 : Chromatogramme CP descendante monodimensionnelle, solvant acide acétique
20%
26

Chapitre 3 Partie pratique
Résultats et discussions :
Les résultats sont classés dans le tableau (III-2) en indiquant le nombre, la couleur et le Rf des
taches de chaque extrait :
Tableau III-2 : Les résultats du CP monodimensionnelle
Extrait plante Système de
solvant
acétate
d’éthyle
n-butanol
D’après les chromatogrammes C.P 1D et les résultats du tableau (III-2), il est bien clair
qu’il y a des différences entre les deux plantes :
Cela se voit dans la tache marron sombre et concentrée (Rf= 0.73) présente dans l’espèce Z.
cornutum et absente dans l’espèce Z. album dans le cas ou on a utilisé B.A.W comme solvant.
On peut indiquer aussi que l’extrait acétate d’éthyle des deux plantes a révélé la présence
d’une tache bleue (Rf= 0.89) et aucune trace dans l’extrait butanolique.
En ce qui concerne l’utilisation de l’acide acétique comme solvant on note l’unique présence
d’une tache jaune (Rf= 0.7) dans le Z. cornutum phase acétate d’éthyle et l’absence totale dans
les autres.
Z. album
Z. cornutum
Z. album
Z. cornutum
27
Nombre
de
taches
Valeurs de
Rf
Couleurs de
taches
BAW 2 0.89 Bleu
0.59 vert
Acide
2 0.82 Bleu
acétique
0.75 jaune
BAW
0.89 bleu
3 0.73 vert
0.59 vert
Acide
3 0.82 Bleu
acétique
0.75 Marron
0.7 jaune
BAW 1 0.59 vert
Acide
2 0.82
acétique
0.75
BAW 2 0.73
0.59
Acide
2 0.82
acétique
0.75
Bleu
jaune
Vert
vert
Bleu
jaune

Chapitre 3 Partie pratique
III-4-2-2. C.P bidimensionnelle :
Pour avoir une idée plus claire on est passé à l’analyse chromatographique
bidimensionnelle toujours avec le système CP D1 :B.A.W, D2 : acide acétique 20%.
Les flavonoïdes glycosides sont aisément distingués dans le chromatogramme 2D des autres
phénols par leurs couleurs de réaction : généralement marron sombre dans la lumière UV, il
se change au jaune brillant avec les vapeurs d’ammoniaque, et par leurs positions respectives
[25].
Préparation de la feuille :
On a travaillé sur du papier Whatman N°3 de dimension 30×30 cm.
Le dépôt de l’échantillon se fait comme pour la mono dimension mais on laisse 7 cm à partir
du bord de la deuxième dimension, comme le montre la figure (III-6) :
28

Chapitre 3 Partie pratique
D1 : BAW
7 cm
D2 : acide acétique 20%
Figure III-6 : Illustration de prise de dépôt sur CP de la bidimensionnelle
On plie seulement la première direction comme on l’a déjà montré et quand l’élution
atteint le front de solvant on sèche le chromatogramme à l’aide d’un séchoir puis on coupe
environ 6 cm puis on refait la même chose pour la deuxième dimension.
Les chromatogrammes sont montrés dans les figures (III-7, III-8, III-9 et III-10).
29
7 cm

Chapitre 3 Partie pratique
Dépôt de
l’échantillon
Figure III-7 : Chromatogramme CP bidimensionnelle butanol Z. album
Dépôt de
l’échantillon
Figure III-8 : Chromatogramme CP bidimensionnelle butanol Z. cornutum
30

Chapitre 3 Partie pratique
Dépôt de
l’échantillon
Figure III-9 : Chromatogramme CP bidimensionnelle acétate d’éthyle Z. album.
Dépôt de
l’échantillon
Figure III-10 : Chromatogramme CP bidimensionnelle acétate d’éthyle Z. cornutum.
31

Chapitre 3 Partie pratique
Résultats et discussions :
Les résultats sont ordonnés dans le tableau (III-3) qui contient le nombre et la couleur des
taches de chaque extrait.
Tableau III-3 : regroupement des résultats du CP bidimensionnel
Extrait Plante Nombre de Couleur des
taches taches
Z. album 2 marron
acétate d’éthyle
jaune
Z. cornutum 3 2 marrons
jaune
Z. album 2 Marron
n-butanol
violet
Z. cornutum 3 2 marrons
jaune
D’après les chromatogrammes 2D et les résultats de tableau (III-3) on note :
Pour la phase acétate d’éthyle, l’espèce Z. album a montré deux taches une jaune et l’autre
marron sombre par-contre l’espèce Z. cornutum avait une tache de plus de couleur marron
sombre.
La chromatographie sur papier de la phase n-butanol a révélé la présence de deux taches
sombres et une tache jaune-verte pour le genre Z. cornutum mais le genre Z. album a donné
une tache violette et une autre marron sombre.
III-4-2-3. CCM polyamide bidimensionnelle :
On a travaillé sur des plaque CCM polyamide de dimension 5×5 cm, avec deux systèmes de
solvants :
Système "a" : Méthanol / acide acétique / eau (18 :1 :1)
Système "b" : eau / éthanol / n-butanol / acide acétique (60 :20 :25 :2)
On a utilisé le système "a" pour la première dimension suivie par le système " b" pour la
deuxième dimension.
32

Chapitre 3 Partie pratique
Figure III-11 : Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle butanol Z. cornutum.
Figure III-12 : Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle butanol Z. album.
Figure III-13 : Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle acétate d’éthyle Z. cornutum
33
Dépôt de
l’échantillon
Dépôt de
l’échantillon

Chapitre 3 Partie pratique
Figure III-14 : Chromatogramme CCM polyamide bidimensionnelle acétate d’éthyle Z. album
Résultats et discussions :
Les résultats sont ordonnés dans le tableau (III-4) qui contient le nombre et la couleur des
taches de chaque extrait.
Tableau III-4 : Regroupement des résultats du CCM polyamide bidimensionnel
Extrait plante Nombre de taches Couleurs des
taches
Z. album 2 marron
acétate d’éthyle
bleu
Z. cornutum 3 2 marrons
bleu
Marron
Z. album 3
Jaune
n-butanol
bleu
marron
Z. cornutum 4
jaune
bleu
violet
D’après les chromatogrammes 2D et les résultats de tableau (III-4) on note :
Pour la phase acétate d’éthyle, l’espèce Z. album a montré deux taches une marron et l’autre
bleue par-contre l’espèce Z. cornutum avait une tache de plus de couleur marron sombre.
La chromatographie sur CCM polyamide de la phase n-butanol a révélé la présence de quatre
taches (marron, jaune, bleu et violet) pour le genre Z. cornutum mais le genre Z. album a
donné une tache jaune, une autre marron sombre et une bleue.
34
Dépôt de
l’échantillon

Chapitre 3 Partie pratique
III-5. Analyse quantitative des composés phénoliques :
Cette analyse permet d’avoir une estimation sur la teneur en phénols totaux de
l’échantillon .Le dosage des phénols totaux a été effectué par une méthode adaptée de
Singleton et Rossi en utilisant le réactif de Folin-Siocalteu [26], tandis que les flavonoïdes ont
été quantifiés par le dosage direct par le trichlorure d’aluminium d’après une méthode adaptée
de Lamaiosn et Carnat [27].
III-5-1. Dosage des phénols totaux :
Le dosage est réalisé selon la méthode citée avant, en utilisant le réactif de Folin. Le réactif
est formé d’acide phosphomolybdique H3PMo12O4 et d’acide phosphotungstique H3PW12O40
qui est réduits par l’oxydation des phénols en oxydes bleus de tungstène W8O23 et de
molybdène Mo8O3.
Les phénols sont estimés par une spectroscopie UV dont l’acide gallique est utilisé comme un
standard à une longueur d’onde λ =760 nm.
HO
III-5-1-1. Courbe d’étalonnage :
COOH
OH
35
OH
Figure III-15 : structure de l’acide gallique
Un standard de calibration a été préparé en utilisant des solutions d’acide gallique de
différentes concentrations de 0.03 jusqu'à 0.3 g/l.
On prend 100μl de la solution diluée, elle est ensuite oxydée par le réactif de Folin-Ciocalteu
(dilué 10 fois) laissé 5 minutes et puis neutralisée avec 2 ml de carbonate de sodium 20%
puis les solutions ont été secouées immédiatement et sont maintenues dans l’obscurité
pendant 30 minutes à température ambiante. L’absorbance de chaque solution a été
déterminée à 760 nm.
La courbe d’étalonnage de l’acide gallique est représentée dans la Figure (III-16).

Chapitre 3 Partie pratique
absorbance à λ= 760 nm
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
III-5-1-2. Résultats de l’étude :
Figure III-16 : Courbe d'étalonnage de l’acide gallique
L’analyse quantitative des phénols totaux des extraits phénoliques a été réalisée en
adaptant la même procédure utilisée pour l’établissement de la courbe d’étalonnage, en
remplaçant l’acide gallique par des délutions des extraits jusqu'à une concentration
appropriée. La quantité des phénols totaux dans les extraits est exprimée en équivalant d’acide
gallique en milligramme par 1g de matière végétale (mg/g). Les résultats obtenus sont
présentés dans le tableau (III-5).
0
Tableau III-5 : Quantité des phénols totaux dans les extraits
Z. album Z. cornutum
n-butanolique 2.355 mg/g 4.75 mg/g
acétate d’éthyle 1.79 mg/g 1.98 mg/g
A partir des ces résultats de tableau (III-5), on aperçoit que les extraits butanoliques sont les
plus riches en phénols que l’autre extrait et que la teneur en phénols totaux dans le Z.
cornutum est toujours plus grande que celle dans le Z. album pour tous les extraits.
La figure (III -17) présente une comparaison de la teneur en phénols totaux entre les deux
espèces dans les différents extraits étudiés.
36
y = 3,607x
R² = 0,999
0,05 0,1 0,15
concentration de l'acide gallique g/l
0,2

Chapitre 3 Partie pratique
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
Figure III-17 : comparaison de la teneur en phénols totaux entre les deux espèces.
III-5-2. Dosage de flavonoïdes :
Le chlorure d’aluminium (AlCl 3) forme un complexe très stable avec les groupements
hydroxydes OH des phénols. Ce complexe jaune absorbe la lumière visible à une longueur
d’onde 415 nm.
n-butanol acétate d’éthyle
Les phénols sont estimés par une spectroscopie UV, dont la Quercetine est utilisé comme un
standard à une longueur d’onde λ =415 nm.
HO
O
OH O
37
OH
OH
Figure III-18 : structure du Quercetine.
OH
Z. cornutum
Z. album

Chapitre 3 Partie pratique
III-5-2-1. Courbe d’étalonnage :
Un standard de calibration a été préparé en utilisant des solutions de Quercetine de
différentes concentrations de 0.03 jusqu'à 0.3 g/l.
0.5 ml de la solution diluée a été mélangé avec 1.5 ml de éthanol 95%, est mis à réagir avec
0.1 ml de chlorure aluminium 10%, suivie de 0.1 ml d’acétate de sodium 1M et 2.8 ml d’eau
distillé puis laissé 30 minutes dans l’obscurité .L’absorbance de chaque solution a été
déterminée à 415 nm.
En utilisant les valeurs des absorbances obtenues pour les différentes solutions de Quercetine
ainsi préparées nous avons tracé la courbe d’étalonnage (Figure III-19).
absorbance à λ= 415 nm
1,2
III-5-2-2. Résultats de l’étude :
Figure III-19 : Courbes d'étalonnage du Quercetine.
L’analyse quantitative des flavonoïdes totaux des extraits a été réalisée en adaptant la
même procédure utilisée pour l’établissement de la courbe d’étalonnage, en remplaçant
l’acide gallique par des délutions des extraits jusqu'à une appropriée concentration.
La teneur en flavonoïdes totaux de chaque extrait a été calculée et exprimé en équivalent
Quercetine en milligramme par 1g de la matière végétale (mg/g). Les résultats obtenus so nt
présentés dans le tableau (III-6).
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
38
y = 6,780x
R² = 0,999
0 0,02 0,04 0,06 0,08 0,1 0,12 0,14 0,16
concentartion du quercitine g/l

Chapitre 3 Partie pratique
Tableau III-6 : Quantité des flavonoïdes totaux dans les extraits.
Z. album Z. cornutum
n-butanolique 1.945 mg/g 5.85 mg/g
acétate d’éthyle 0.805 mg/g 0.74 mg/g
Selon les résultats de tableau (III-6), la teneur en flavonoïdes totaux dans le Z. cornutum
de la phase butanolique est la plus grande. Mais en général la quantité des flavonoïdes totaux
dans les extraits butanoliques pour les deux plantes est supérieure aux autres extraits.
Notons que pour la phase chloroformique, la teneur en flavonoïdes totaux dans le Z. cornutum
est plus grande que dans Z. album et c’est l’inverse pour la phase acétate d’éthyle.
La figure ( III-20) présente une comparaison de la teneur en flavonoïdes totaux entre les
deux espèces dans les différents extraits étudiés.
6
5
4
3
2
1
0
n-butanol
acétate d’éthyle
Figure III-20 : Comparaison de la teneur en flavonoïdes totaux entre les deux espèces.
39
Z. cornutum
Z. album

Chapitre 3 Partie pratique
III-6. Evaluation du pouvoir antioxydant :
Des nombreuses méthodes sont utilisées pour l’évaluation de l’activité antioxydante des
composés phénoliques purs ou des extraits. La plupart de ces méthodes sont basées sur la
coloration ou la décoloration d’un réactif dans le milieu réactionnel. Dans notre étude nous
avons utilisé un seul test chimique à savoir : le test ferric Reducing / Antioxydant Power
Assay qui mesure le pouvoir de réduction des ions de fer.
III-6-1. Le pouvoir réducteur des composés phénoliques (Reducing Power Assay) :
Ce test est découvre par Oyaizu 1896[28] .Ce test est considéré comme un test direct et
rapide dont est utilisé pour mesurer le pouvoir des antioxydants non enzymatiques, et utiliser
pour déterminer l’activité antioxydant des extraits étudies dans un milieu neutre .
Ce test est basé sur la réduction des ions [Fe (CN) 6] 3- à des ions de [Fe (CN) 6] 4- qui donne
dans la présence des ions Fe 3+ une coloration bleu clair, qui peut être mesurer leur absorbance
à une longueur d’onde λ= 700 nm.
L’activité antioxydante est mesuré avec un nouveau terme appelé AEAC : qui présente
l’activité antioxydante en équivalant de l’acide ascorbique des extraits étudiés (AscorbicAcid
Equivalent Antioxydant Capacity).
L’évolution de l’activité antioxydante de nos extraits est comparée par rapport à l’acide
ascorbique (vitamine C) et cela en traçant une courbe d’étalonnage de ce dernier.
III-6-1-1. Courbe d'étalonnage :
On prépare des solutions d’acide ascorbique (vitamine C) de concentration de 0.01 jusqu'à
0.1 g/l. 1 ml de chaque solution ont été introduits à l’aide d’une pipette dans des tubes à essai,
suivis de l’addition de 2.5 ml d’une solution K3Fe(CN)6 (1%), 2.5 ml de solution tampon
phosphaté. Les solutions ont été secouées immédiatement et bien mélangées, puis ils sont
maintenus dans un bain marie pendant 30 minutes à une température de 50 °C. En suite, on
ajoute 2.5 ml de l’acide trichloracétique (TCA 10%). On prend de chaque tube 2.5 ml et on
introduit dans un autre tube à essai et on ajoute 2.5 ml de l’eau distillé, 0.5 ml de solution de
FeCl3 (0.1 %).
L’absorbance de chaque solution a été déterminée à 700 nm contre un blanc. Les lectures
de la densité optique à700 nm, des solutions ainsi préparées ont permis de tracer la courbe
détalonnage de l’acide ascorbique (Vitamine C) représenté dans la figure (III-21).
40

Chapitre 3 Partie pratique
III-6-1-2. Résultats de l’étude
Figure III-21 : courbe d’étalonnage de l’acide ascorbique
Les différents extraits sont traités de la même façon que ceux des solutions standards de
l’acide ascorbique (V.C). Nous avons tracé les courbes représentants la variation du pouvoir
réducteur exprimée en absorbance en fonction de l’inverse du nombre de dilution (Figure III-
22).
absorbance à 700
nm
absorbance à 700 nm
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
1
0,5
0
Absorbance à λ= 700 nm
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
phase n-butanol
Z.cornutum
0 0,005
1/nombre de délution
phase acétate d'éthyle
Z. cornutum
0 0,005 0,01 0,015 0,02
Figure III-22: Courbes représentants le pouvoir réductrice des différents extraits
41
y = 1755,x
R² = 0,995
0,0001 0,0002 0,0003 0,0004 0,0005 0,0006
y = 63,66x
R² = 0,994
0,01 0,015
y = 47,09x
R² = 0,993
concentration M
absorbance à 700
nm
absorbance à 700 nm
0,6
0,4
0,2
0
0,8
0,6
0,4
0,2
0
phase n-butanol
Z. album
0 0,01 0,02
phase acétate d'éthyle
Z. album
y = 24,53x
R² = 0,994
0 0,01 0,02 0,03
1/ nombre de délution
y = 35,64x
R² = 0,999

Chapitre 3 Partie pratique
On résume les résultats des tests du pouvoir réductrice dans le tableau (III-7).
Tableau III-7: Les valeurs d’AEAC des différents extraits étudiés
Z. album Z. cornutum
n-butanolique 20.3 mM/mMVc 34.61 mM/mMVc
acétate d’éthyle 13.8 mM/mMVc 25 mM/mMVc
Les résultats de tableau ( III-7) d’activité réductrice exprimée en AEAC, montrent
clairement que tous les extraits ont un pouvoir réducteur important.
On remarque que les Z. cornutum des deux phases ont le pouvoir réducteur le plus important.
L’extrait n-butanolique de ces derniers a le pouvoir réducteur le plus grand par rapport aux
autres extraits.
42

Conclusion :
Dans cette étude nous avons pu trouver un moyen chimique en nous appuyant sur des
différents extraits (de polarités croissantes) pour différencier ces deux espèces qui sont
morphologiquement très voisines.
En utilisant les méthodes chromatographiques : CCM (gel de silice et polyamide) et CP, on
a pu montrer les différences entre les deux espèces en se basant sur les extraits acétate
d’éthyle et n-butanol en comparant le nombre, la couleur et le Rf des taches.
Nous avons effectué aussi des dosages de flavonoïdes et de polyphénols, suivie des tests
d’activité antioxydante, les résultats confirment que les deux espèces n’ont pas la même
teneur ni en flavonoides ni en polyphénols pas même le pouvoir réducteur.
Cela démontre que la chimio-taxonomie peut jouer un rôle comme moyen de distinguer deux
espèces de même genre.
Notre perspective d’avenir est d’étudier chaque extrait séparément puis isoler et identifier les
différents composés qui existent.
43

Référence
Références bibliographiques
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[2] P. Quezel, S. Santa (1963), Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques
méridionales. Tome I, C.N.R.S.Paris.
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ofthe Linnean Society, 122: 279-300 (1996).
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secondaires de l’espèce: Zygophyllum album (ZYGOPHYLLACEAE), Mémoire
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[6] L.f. Amal,M.Y .Moustafa, Phytochemical and Toxicological Studies of
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zygophyllaceae, Biochemical Systematics and Ecology, Volume 5, Issue 2, 30,
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