Präanalytik Klinische Mikrobiologie

Präanalytik klinische Mikrobiologie:
Entnahme-/Versandmaterial, Lagerung und Transport
1. Einleitung
Korrekte Probengewinnung, adäquate Transportbedingungen und vollständige
Begleitinformationen sind Voraussetzung für aussagekräftige mikrobiologische Resultate.
Fehler, die hier begangen werden, lassen sich häufig auch durch die besten Labormethoden
nicht mehr korrigieren.
Die 10 wichtigsten allgemeinen Regeln
1. Material, aus dem Erreger isoliert werden sollen, vor Beginn bzw. vor Wechsel
einer antimikrobiellen Therapie entnehmen.
2. Probe möglichst vom Ort der Infektion gewinnen.
3. Kontamination der Probe vermeiden.
4. Ausreichende Menge gewinnen.
5. Sterile, hermetisch verschliessbare Gefässe und, wo verlangt, spezielle
Transportmedien verwenden.
6. Jede Probe mit dem Namen des Patienten und wo nötig mit dem Entnahmeort
beschriften, um Verwechslungen zu vermeiden.
7. Klinische (Verdachts-)Diagnose bzw. Fragestellung dem Labor mitteilen.
8. Untersuchungsmaterial bzw. Ort der Probeentnahme genau bezeichnen.
9. Erreger, die vom Labor nicht routinemässig gesucht werden, speziell verlangen.
10. Rascher Transport ins Labor.
Generelle Empfehlungen für Lagertemperaturen bis zur Einsendung ins Labor
Kühlschranktemperatur:
Abstrichtupfer, Sputum, Bronchialsekret, Punktate, Urin, Katheterspitzen, Stuhlproben
Raumtemperatur:
Proben in Blutkulturflaschen, Liquor, Abstriche im COPAN schwarz
Brutschranktemperatur:
Urin-Eintauchnährboden.

2. Transportbehälter und Transportmedien
1. Abstrichset COPAN M40, rot
Bei trockenen Oberflächen Wattetupfer vor Materialentnahmen
anfeuchten.
Bei oberflächlichen Wunden Sekret bzw. Eiter vom Wundrand
entnehmen, möglichst nicht von nekrotischen Anteilen.
Bei tiefen Wunden und aspirierbaren Flüssigkeiten (z.B. Eiter)
Material, wenn immer möglich, mit der Spritze entnehmen und im
Transportmedium A.C.T. einsenden. Bei kleinen Volumina kann
die Nadel nach der Aspiration mit physiologischer NaCl-Lösung
gespült und die Spülflüssigkeit eingesandt werden.
Bakterien allgemein
β-hämol. Streptokokken
MRSA Screening
Sprosspilze
Für Untersuchungen auf Gonokokken und Chlamydia
trachomatis stehen spezielle Entnahme- und Transportmedien zur
Verfügung.
Rektalabstriche sind für die Diarrhoe-Diagnostik oft unergiebig, in
der Regel nur bei Säuglingen und Akuterkrankten akzeptierbar.
Rachenabstrich: Entnahmetechnik
1. Zunge mit Spatel hinunterdrücken.
2. Mit Wattetupfer entzündete bzw. mit Sekret, Membran oder
Eiter bedeckte Tonsille oder Rachenhinterwand kräftig
abstreichen.
3. Mundschleimhaut oder Zunge nicht berühren.
2. Abstrichset COPAN, schwarz
Neisseria gonorrhoeae (Gonokokken) neigt zur Autolyse und ist
empfindlich gegen Austrocknung und toxische Substanzen aus
Abstrichtupfern und einigen Gleitmitteln. Aktivkohle aus dem
Abstrichset COPAN schwarz adsorbiert potenziell schädliche
Stoffe. Auf keinen Fall sollte erregerhaltiges Material länger als 4
Stunden transportiert oder gelagert werden.
Genital- und
Rektalabstriche auf
Neisseria gonorrhoeae
(Gonokokken)
Für Urethralabstriche sollte die letzte Miktion mindestens 60
Minuten zurück liegen.
Bei der Entnahme von Zervikalabstrichen ist auf vorherige
Schleimentfernung zu achten.
Rektalabstriche sind idealerweise mit einem Rektoskop zu
gewinnen. Dabei sollte auf die Verwendung von Gleitmitteln
verzichtet werden (teilweise toxisch für Gonokokken). Tupfer ca. 5
cm einführen und anschliessend zum Auspressen von Krypten
seitlich kippen. Eine fäkale Kontamination sollte so weit möglich
vermieden werden.

3. PCR-Set multi-Collect
Urethralabstrich: Entnahmetechnik
1. Patient/in sollte während mindestens einer Stunde vor
Probenentnahme nicht uriniert haben.
2. Abstrichtupfer aus dem multi-Collect PCR-Set 2-4 cm in
die Harnröhre einführen.
Für PCR auf
Chlamydia trachomatis
Neisseria gonorrhoeae
(Gonokokken)
Mycoplasma genitalium
Cervix- oder Vaginalabstrich:
3. Den Tupfer 2-3 Sekunden lang leicht drehen und
vorsichtig herausziehen.
4. Tupfer in das multi-Collect-Röhrchen geben und an der
Sollbruchstelle abbrechen.
5. Tupfer im Röhrchen belassen.
6. Probe bis zum Versand bei Raum- oder
Kühlschranktemperatur aufbewahren.
Cervix- oder Vaginalabstrich: Entnahmetechnik
1. Abstrichtupfer aus dem multi-Collect PCR-Set in den
Cervixanal bzw. 5 cm in die Vagina einführen.
2. Tupfer 15-30 Sekunden vorsichtig drehen, um ein
Brechen an der Sollbruchstelle zu verhindern.
3. Tupfer herausziehen, in das multi-Collect-Röhrchen
geben und an der Sollbruchstelle abbrechen.
4. Tupfer im Röhrchen belassen.
5. Probe bis zum Versand bei Raum- oder
Kühlschranktemperatur aufbewahren.
Urin: Entnahmetechnik
1. Patient/in sollte mindestens 1 Stunde vor
Probenentnahme nicht uriniert haben.
2. Patient/in soll die ersten 20-30 mL des Urins
(Erststrahlurin) in einem Urinbecher auffangen.
3. Diesen Urin mit der im Set enthaltenen Transferpipette in
das multi-Collect-Röhrchen geben bis er im
Füllstandsfenster des Röhrchens sichtbar wird. Nicht zu
viel Urin einfüllen („MAX“-Markierung beachten).
4. Probe bis zum Versand bei Raum- oder
Kühlschranktemperatur aufbewahren.

4. Abstrichset Nasopharynx, blau und transparent
Abstrich oder Aspirat aus Nasopharynx: Entnahmetechnik
120120
Für PCR auf:
Bordetella pertussis
Chlamydophila pneumoniae
Legionella spp.
Mycoplasma pneumoniae
1. Mit flexiblem Nasopharynx-Tupfer tiefen
Nasopharyngealabstrich entnehmen, mindestens 4 cm
tief.
2. Tupfer mit Druck auf die Schleimhaut einige Male drehen,
um Epithelzellen der Nasenrachenwand zu gewinnen.
Aspirat mit Tupfer aufnehmen.
3. Tupfer in Transportlösung kräftig auswaschen und an
Gefässwand ausdrücken.
4. Tupfer verwerfen und Röhrchen gut verschliessen.
Alternative Proben: Bronchialsekret, BAL, für Legionellen auch
Sputum, Abstich oder Aspirat aus Nasopharynx.
5. Transportmedium A.C.T.
Kultur auf aerobe und
anaerobe Bakterien für Eiter
und Punktate
Zum Transport von flüssigen bzw. aspirierten
Untersuchungsmaterialien und intraoperativ gewonnenen Proben
(auch Abstrichen) geeignet. Gewährleistet das Überleben der
meisten aeroben und anaeroben Keime über 24 Stunden bei
Raumtemperatur. Die Transporttemperatur sollte bei etwa 18-
23°C liegen. Kühlen ist daher höchstens im Sommer erforderlich,
da bei tieferen Temperaturen eine unerwünschte höhere
Sauerstoffsättigung des Transportmediums und des Materials
erfolgt. Grundsätzlich sind flüssige Materialien wie Eiter und
Punktate wegen der grösseren Materialmenge besser geeignet
als Materialien in Tupfern.
Anwendung
1. Flüssiges Untersuchungsmaterial in sterile Spritze
aufnehmen.
2. Gummistopfen des Transportgefässes desinfizieren.
3. Untersuchungsmaterial in das Transportgefäss spritzen.
Nicht in den Agar stechen. Luftinjektion vermeiden.

6. Spitzröhrchen steril, weisser Schraubdeckel, 10 mL
Zum Versand von folgenden Materialien:
Liquor: schneller Transport bei Raumtemperatur, da Neisseria
meningitidis kälteempfindlich ist. Für Pilze oder Mykobakterien
sollten mindestens 3 ml Liquor eingeschickt werden.
Abszesse und Punktate: Je grösser Probenvolumen, desto
grössere Ausbeute.
Bakterielle Kultur (aerob
und gegebenenfalls
anaerob) sowie
eubakterielle PCR
Biopsien: Grössere Biopsien soll man nativ schicken, kleinere
Proben, wie Feinnadel- oder Hautstanzbiopsie, in wenig
physiologische NaCl-Lösung geben.
Sperma sollte bis zum Versand im Kühlschrank gelagert werden.
Intravaskuläre Katheterspitzen: Die Einstichstelle sollte vor
dem Herausziehen des Katheters desinfiziert werden. Ca. 8-10
cm langes Stück einsenden. Schneller Transport wegen
Austrocknungsgefahr.
Dialysat: Neben einer Dialysatprobe in einer aeroben und
anaeroben Blutkulturflasche sollte noch wenig Material im
Spitzröhrchen für das Gram-Direktpräparat eingesandt werden.
Bürste (protected specimen brush, PSB) sollte mit 1 ml
physiologischer NaCl-Lösung eingeschickt werden.
BAL-Flüssigkeit, Bronchialsekret, Trachealsekret oder Sputum
bitte im Sputumröhrchen einschicken.

7. Blutkultur-Flaschenpaar BacT/ALERT grün und orange
Blutkulturflasche BacT/ALERT PF Pädiatrie
Zeitpunkt der Probenentnahme
Wenn immer möglich vor Einleitung der antimikrobiellen Therapie
oder vor nächster Dosis. Schnellstmöglich bei Verdacht auf
Sepsis (SIRS).
Falls möglich zu Beginn des Fieberanstiegs bzw. bei
Schüttelfrost.
Anzahl der Blutkulturen
Mindestens 2, optimal 3(-4) Blutkulturen (z. B. 3 x 2 Flaschen)
pro 24 Std. abnehmen. Der zeitliche Abstand zwischen den
Entnahmen wird von der klinischen Situation bzw. der
Dringlichkeit der antimikrobiellen Therapie bestimmt (Minuten bis
mehrere Stunden).
Entnahmetechnik
1. Gründliche Desinfektion der Haut und des
Gummistopfens der Flaschen mit alkoholischem
Desinfektionsmittel. Desinfektionsmittel eintrocknen
lassen.
2. Aseptische Venenpunktion und Abnahme von 2 x 10 mL
Nativblut. Bei Neugeborenen 1-2 mL, bei Kleinkindern 3-5
mL und bei Kindern gewichtsabhängig bis 15 mL Blut
entnehmen. Die Sensitivität der Blutkultur ist stark
abhängig vom abgenommenen Blutvolumen!
Bakterielle Kultur (aerob
und anaerob) aus Blut,
Punktaten oder Dialysat
3. Blut auf eine Blutkulturflasche aerobic und anaerobic
verteilen bzw. in eine Blutkulturflasche PF Pediatric
geben. Es sind verschiedene Transferbestecke erhältlich,
um das Blut ohne Kontamination, Koagulation und
Luftzufuhr in die Kulturflaschen zu überführen.
4. Flaschen unverzüglich ins Labor transportieren oder bei
Raumtemperatur aufbewahren (wichtig: nicht
vorbebrüten!).
Spezielles
Verdacht auf Endokarditis, Brucellose und Entnahme aus
Kathetern auf dem Auftrag vermerken.
Für Blutkulturen auf Mykobakterien siehe unter Mykobakterien-
Blutkultur.
Knochenmark, verschiedene Punktate oder Dialysat können
auch in Blutkulturflaschen gegeben werden. Zusätzlich sollte
dann noch wenig Material im Spitzröhrchen für das Gram-
Direktpräparat eingesandt werden.
Vor Untersuchungen auf spezielle Keime, wie Finegoldia magna,
Legionellen, Mykoplasmen, Schimmelpilze etc. bitte
Rücksprache mit dem Labor nehmen.

8. Monovette, Blut, Li-Heparin LH, grün, 7.5 mL
Für Blutkulturen auf Mykobakterien 6-10 ml Blut in eine BD
BACTEC 9000 MYCO/F Lytic-Flasche (in der Klinischen
Mikrobiologie erhältlich) geben. Als Ersatz Blut in Monovette mit
Heparinzusatz abnehmen und rasch ins Labor senden.
Mykobakterien-Blutkultur
9. Sputum-/Stuhlröhrchen (ohne Zusatz), blau
Sputum
Am besten eignet sich morgendliches Sputum aus tiefer
Expektoration nach vorherigem Mundspülen mit frischem
Wasser.
Bakteriologie allgemein
Mykobakterien
Pilze
Stuhl: Clostridium difficile
Bei ungenügender spontaner Expektoration kann oft Sekret
nach Physiotherapie und/oder Inhalation mit einigen Tropfen 5-
10%iger Kochsalzlösung gewonnen werden.
Kein Sammelsputum einsenden.
Material vor dem Transport kühl lagern.
Sekrete mit starker oropharyngealer Kontamination (>25
Plattenepithelzellen pro Gesichtsfeld bei 100-facher
Vergrösserung) werden vom Labor nicht weiter verarbeitet. Der
Einsender wird darüber mittels Befund informiert.
Stuhl
Circa kirschgrosse bzw. ca. 3-mL-Portion einsenden.
Bei geformtem Stuhl muköse oder oberflächliche Anteile
entnehmen.
Dieser Behälter ist für die Untersuchung auf Clostridium difficile
geeignet (für Antigen-, PCR-Toxinnachweis und Kultur). Für die
Untersuchung auf Salmonellen, Shigellen, Campylobacter und
Vibrionen als auch PCR auf darmpathogene E. coli bitte Probe
im Stuhlröhrchen Cary-Blair, grün einsenden. Für die
Untersuchung auf C. difficile ist ungeformter Stuhl erforderlich.

10. Monovette, Urin Boric Acid, grün, 10 mL
Für die Urinkultur muss ungekühlter Nativ-Urin innert 2 Stunden
nach Entnahme verarbeitet werden. Da dies häufig nicht
gewährleistet werden kann, sollten in der Regel ein
Urintransportmedium (Monovette, Urin, grün) mit Keimzahlstabilisierendem
Zusatz (Borsäure) oder ein Tauchnährboden
verwendet werden.
Mittelstrahlurin: Entnahmetechnik
Bakteriologie allgemein
Pilze
1. Intimbereich mit Wasser und milder Seife waschen.
2. Zunächst kleine Urinmenge in Toilette lösen.
3. Anschliessend Urinsammelbehälter füllen und restlichen
Urin in die Toilette geben.
4. Durch Zug am Kolben Urin in die Monovette aufnehmen
und bis zur 10 mL Marke füllen (damit der enthaltene
Stabilisator in der optimalen Konzentration vorliegt).
5. Kolbenende abbrechen.
6. Bis zum Versand im Kühlschrank aufbewahren.
Dauerkatheterurin: Entnahmetechnik
Punktion des Katheters nach Desinfektion.
11. Monovette, Urin Z, gelb, 8.5 mL
Entnahmetechnik
Mittelstrahlurin und Dauerkatheterurin: siehe oben
Nachweis von Legionella-
Antigen
Nachweis von
Pneumokokken-Antigen
Mycoplasma
hominis/Ureaplasma Kultur

12. Gefäss FALCON, blau, 50 mL
Für die Untersuchung von Mykobakterien im Urin sind
mindestens 50 ml Morgenurin an 3 Tagen abzunehmen und
einzusenden (kein Sammelurin).
Untersuchung von Urin auf
Mykobakterien
Untersuchung von
Punktaten auf
Mykobakterien
Das Gefäss FALCON, blau kann auch benutzt werden, um
grössere Volumina verschiedener Punktate (z. B. Pleurapunktat)
für die Untersuchung auf Mykobakterien einzusenden.
Das Gefäss ist in der Klinischen Mikrobiologie erhältlich.
13. Stuhlröhrchen Cary-Blair , grün
Für die Diarrhoe-Diagnostik sollte mindestens eine circa
kirschgrosse Portion bzw. ca. 3 mL ungeformter Stuhl eingesandt
werden.
Cave: Die Untersuchung von festem, geformtem Stuhl trägt nicht
zu einer zuverlässigen Diarrhoe-Abklärung bei.
Untersuchung auf
Salmonellen, Shigellen und
Campylobacter jejuni/coli
sowie andere
darmpathogene Erreger
wie Vibrionen
PCR auf darmpathogene
E. coli
Da Enteritis-Erreger (insbesondere Campylobacter, Shigellen
und Vibrionen) relativ umweltempfindlich sind, sollten sie in
Stuhlröhrchen Cary-Blair eingeschickt werden. Dieses
Transportgefäss ist jedoch für die Clostridium difficile-Diagnostik
ungeeignet.
Stuhl: PCR auf
darmpathogene E. coli
Stuhl: PCR auf
darmpathogene E. coli

14. ESwab, COPAN
Abstrich mit ESwab: Entnahmetechnik
1. Probe mit dem Applikator entnehmen.
2. Den Applikator in das Röhrchen einführen und den
Applikatorstiel an der farbig markierten Stelle abbrechen.
3. Den abgebrochenen Stiehl entsorgen und den Deckel auf
das Röhrchen schrauben.
Schnell-PCR für Gruppe-B-
Streptokokken
4. Probe bis zum Versand bei Raum- oder
Kühlschranktemperatur aufbewahren.