Untersuchungen zur bakteriellen Erkrankung Acidovorax ...

Aus dem Institut für Phytomedizin 

Universität Hohenheim 

Fachgebiet Phytomedizin 

Privatdozent Dr. Jan Hinrichs-Berger 

In Zusammenarbeit mit dem 

Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum – Rheinpfalz 

Abteilung Gartenbau 

Neustadt an der Weinstraße 

Untersuchungen zur bakteriellen Erkrankung 

Acidovorax valerianellae an Feldsalat 

Dissertation 

zur Erlangung des Grades eines Doktors 

„Doktor der Agrarwissenschaften“ 

(Dr.sc.agr./ Ph.D. in Agricultural Sciences) 

vorgelegt 

der Fakultät Agrarwissenschaften 

von 

Inga Braje 

aus Wilhelmshaven 

2012

Die vorliegende Arbeit wurde am 16.03.2012 von der Fakultät Agrarwissenschaften 

der Universität Hohenheim als „Dissertation zur Erlangung des Grades eines Doktors 

der Agrarwissenschaften“ angenommen. 

Tag der mündlichen Prüfung: 16.04.2012 

1. Prodekan: Prof. Dr. A. Fangmeier 

1. Prüfer: Dr. J. Hinrichs-Berger 

2. Prüfer: Prof. Dr. W. Claupein 

Prüfer: Prof. Dr. M. Kruse 

2

Die Arbeit wurde unter dem Titel „Untersuchungen zur Biologie und Entwicklung 

praxis-relevanter Nachweismethoden für bakterielle Erkrankungen an Feldsalat 

[Valerianella locusta (L.)] als Grundlage für die Selektion von Resistenzquellen 

gegen den Erreger von Blattflecken (Acidovorax valerianellae sp. nov.)“ vom 

Bundesministerium für Wirtschaft und Technologie über die AiF als 

Forschungsvorhaben AiF-Nr. 15235 BG/2 der Forschungsvereinigung Gemeinschaft 

zur Förderung der privaten deutschen Pflanzenzüchtung e.V. (GFP) im Programm 

zur Förderung der „Industriellen Gemeinschaftsforschung (IGF)“ finanziell 

gefördert. 

3

DANKSAGUNG 

DANKSAGUNG 

Herrn Prof. Dr. H. Buchenauer, Herrn Prof. Dr. R. Blaich und Herrn Dr. J. Hinrichs- 

Berger möchte ich an dieser Stelle für die Überlassung des Themas, für die 

zahlreichen Diskussionen und die hilfreiche Kritik bei der Abfassung der Arbeit 

sowie für die Unterstützung als Betreuungsteam im Promotionsstudiengang 

Agrarwissenschaften herzlich danken. 

Herrn Dr. J. Hinrichs-Berger, Herrn Prof. Dr. W. Claupein und Herrn Prof. Dr. 

M. Kruse danke ich neben Herrn Prof. Dr. A. Fangmeier für die Übernahme der 

Gutachten dieser Dissertation und die Begleitung im Promotionsverfahren. 

Ganz besonders möchte ich mich beim Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum – 

Rheinpfalz für die Bereitstellung der Arbeitsplätze, die Hilfsbereitschaft bei der 

Versuchsgestaltung, -durchführung und -auswertung und für das stets freundliche 

Arbeitsklima bedanken. Insbesondere gilt mein Dank Herrn Dr. N. Laun und allen 

„Queckis“ des Lehr- und Versuchsbetriebes Gemüsebau Queckbrunnerhof und Herrn 

Dr. H.-J. Krauthausen und den „Phytos“ der Abteilung Phytomedizin sowie Herrn 

M. Jutzi. 

Ein bedeutender Teil der Arbeiten erfolgte in Zusammenarbeit mit dem Julius Kühn- 

Institut in Quedlinburg. Herrn Dr. F. Rabenstein und Frau K. Thiele danke ich für die 

stete Bereitschaft zur kollegialen und fairen Zusammenarbeit sowie für ein stets 

offenes Ohr für meine Fragen und die Unterstützung beim Erlernen der TAS-ELISA- 

gestützten Untersuchungsmethode. 

Danken möchte ich auch Frau A. Schieder, Frau U. Miersch, Frau J. Oosterhof, 

Herrn G. Hiddink stellvertretend für die Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan für die 

Bereitstellung von Saatgut und für die vielfältige Unterstützung der Arbeit. Ebenso 

gilt den Firmen Clause Tézier und Nunhems/Hild mein aufrichtiger Dank. 

4

DANKSAGUNG 

Ein Dankeschön gehört auch Frau Dr. E. Moltmann, Landwirtschaftliches 

Technologiezentrum Augustenberg, sowie der Deutschen Sammlung für 

Mikroorganismen und Zellkulturen in Braunschweig für die freundliche Überlassung 

von A. valerianellae-Isolaten. 

Schließlich möchte ich mich bei Herrn P. Krämer für die aktive Mitarbeit bedanken, 

die er im Rahmen seines Berufpraktischen Projektes geleistet hat. 

Ein herzliches Dankeschön für die Korrekturarbeiten und die vielfach fachliche, 

moralische und private Unterstützung an Jan, Dr. Crus, Dr. Arnold, Dr. Örschel, 

Dr. Börger und Dr. E sowie an Gabi, Usanne, Elke, Ewald, Pit, Stephan, inKa, 

Adelinde, Christof, Lothar, Angela, Tino, Isabelle, Janine, Matthias, Jörg, Suse, NO, 

Frank, Sabine, Saschi-Spatz, Marco, Patte, Basti und Mama Ki. - Ihr seid die Besten. 

Die Anfertigung der vorliegenden Arbeit wäre nicht ohne finanzielle Unterstützung 

der Universität Hohenheim, der Gemeinschaft zur Förderung der privaten deutschen 

Pflanzenzüchtung e.V. (GFP), der Arbeitsgemeinschaft industrieller 

Forschungsvereinigungen e.V. (AiF) und den Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan 

möglich gewesen. Ihnen gilt deshalb mein besonderer Dank! 

Nicht zuletzt möchte ich mich an dieser Stelle bei meinen Eltern bedanken, die mir 

die gewünschte Ausbildung ermöglichten und mich während meiner Zeit als 

Doktorandin unterstützten. 

5

INHALTSVERZEICHNIS 


ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS .......................................................... I 

ABBILDUNGSVERZEICHNIS ..........................................................IV 

TABELLENVERZEICHNIS...............................................................IX 

1 Einleitung..................................................................................................... 1 

2 Material und Methoden.............................................................................. 7 

2.1 Chemikalien ............................................................................................ 7 

2.1.1 Nährmedien..................................................................................... 7 

2.1.1.1 Kings medium B (King-Agar B)................................................. 7 

2.1.1.2 Tryptic Soy Agar (TSA-Agar) .................................................... 7 

2.1.2 Natriumchlorid-Lösung................................................................... 8 

2.1.3 Pflanzenschutzmittel ....................................................................... 8 

2.2 Versuchssteuerung .................................................................................. 8 

2.2.1 Gewächshaus................................................................................... 8 

2.2.2 Klimaschränke und Klimakammern ............................................... 9 

2.3 Isolierung und Charakterisierung von Acidovorax valerianellae- 

Bakterien .................................................................................................. 9 

2.3.1 Fluoreszenz ................................................................................... 10 

2.3.2 Gramreaktions-Test (nach SUSLOW et al., 1982) ......................... 10 

2.3.3 Mikrobiologie Bactident® Oxidase-Test (nach KOVACS, 1956).. 10 

2.3.4 Hypersensitivitätsreaktion (nach GARDAN et al., 2003)............... 11 

2.3.5 Indirekter ELISA (TAS Triple antibody sandwich)...................... 12 

2.4 Verwendete Acidovorax valerianellae-Stämme ................................... 15 

2.5 Verwendetes Valerianella locusta (L.) – Saatgut ................................. 16 

2.6 Keimfähigkeit........................................................................................ 19 

2.7 Aussaat von Feldsalatpflanzen.............................................................. 19 

2.8 Herstellung von A. valerianellae - Inokulum........................................ 20 

2.9 Inokulation der Feldsalatpflanzen......................................................... 21 

2.10 Bonitur von Feldsalatpflanzen .......................................................... 23 

2.11 Statistische Auswertung der Daten ................................................... 23 

2.12 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen von Acidovorax 

valerianellae....................................................................................... 24 

2.12.1 Einfluss der Temperatur auf die Infektion in vivo.................... 24 

2.12.2 Einfluss des Blattalters und der Blattnässedauer auf die 

Infektion………………………………… …………………….24 

2.12.3 Einfluss der Blattnässedauer auf die Infektion 

beziehungsweise die Symptomentwicklung .............................. 25 

2.12.3.1 Einfluss der Blattnässedauer auf die Symptomentwicklung..... 25 

2.12.3.2 Einfluss der Blattnässedauer unmittelbar nach der Inokulation 27 

2.12.4 Einfluss der Inokulumdichte auf die Infektion.......................... 28 

2.13 Untersuchungen zur Sortenanfälligkeit............................................. 29 

2.13.1 Einfluss der Sorte auf die Infektion .......................................... 29 

2.13.2 Einfluss der Sorte und des Isolates auf die Infektion................ 29 

6


2.13.3 Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion... 30 

2.14 Versuche zum Übertragungsweg von Acidovorax valerianellae...... 31 

2.14.1 Boden ........................................................................................ 31 

2.14.2 Alternative Wirtspflanzen ......................................................... 33 

2.14.2.1 Alternative Wirtspflanzen I....................................................... 34 

2.14.2.2 Alternative Wirtspflanzen II ..................................................... 37 

2.14.2.3 Alternative Wirtspflanzen III .................................................... 39 

2.14.3 Saatgut....................................................................................... 40 

2.15 Saatgutuntersuchungen ..................................................................... 47 

2.15.1 Nachweismethoden von Acidovorax valerianellae am Saatgut 47 

2.15.1.1 Sweatbox-Test in der Klimakammer ........................................ 47 

2.15.1.2 Aufwuchstest im Gewächshaus................................................ 48 

2.15.1.3 Ankeimmethode auf Papier...................................................... 49 

2.15.1.4 Bestimmungen durch Fremdfirmen ......................................... 49 

2.15.2 Dekontaminationsmaßnahmen (Warmwasserbehandlung und 

Dampfdesinfektion).................................................................... 50 

3 Ergebnisse.................................................................................................. 52 

3.1 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen.......................................... 52 

3.1.1 Einfluss der Temperatur auf die Infektion (in vivo) ..................... 52 

3.1.2 Einfluss des Blattalters und der Blattnässedauer auf die Infektion59 

3.1.3 Einfluss der Blattnässedauer auf die Infektion beziehungsweise 

die Symptomausprägung.............................................................. 63 

3.1.3.1 Einfluss der Blattnässedauer auf die Symptomentwicklung..... 63 

3.1.3.2 Einfluss der Blattnässedauer unmittelbar nach der Inokulation 67 

3.1.4 Einfluss der Inokulumdichte auf die Infektion.............................. 72 

3.2 Untersuchungen zur Sortenanfälligkeit................................................. 75 

3.2.1 Einfluss der Sorte auf die Infektion .............................................. 75 

3.2.2 Einfluss der Sorte und des Isolates auf die Infektion.................... 77 

3.2.3 Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion....... 84 

3.3 Infektionsversuche von Acidovorax valerianellae zu 

Übertragungswegen................................................................................ 87 

3.3.1 Boden ............................................................................................ 87 

3.3.2 Alternative Wirtspflanzen ............................................................. 92 

3.3.2.1 Alternative Wirtspflanzen I....................................................... 92 

3.3.2.2 Alternative Wirtspflanzen II ..................................................... 95 

3.3.2.3 Alternative Wirtspflanzen III .................................................... 97 

3.3.3 Saatgut......................................................................................... 102 

3.4 Saatgutuntersuchungen ....................................................................... 105 

3.4.1 Nachweismethoden von Acidovorax valerianellae am Saatgut.. 105 

3.4.1.1 Sweatbox-Test in der Klimakammer und Aufwuchstest im 

Gewächshaus............................................................................ 105 

3.4.1.2 Ankeimmethode auf Papier..................................................... 109 

3.4.1.3 Bestimmungen durch Fremdfirmen ........................................ 112 

3.4.2 Dekontaminationsmaßnahmen.................................................... 115 

3.4.2.1 Überprüfungen einer Warmwasserbehandlung....................... 115 

3.4.2.2 Überprüfungen einer Dampfdesinfektion ............................... 122 

3.4.2.3 Überprüfungen einer weiteren Dekontaminationsmaßnahme. 128 

7


4 Diskussion ................................................................................................ 131 

4.1 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen........................................ 131 

4.2 Sortenanfälligkeit ................................................................................ 139 

4.3 Übertragungswege............................................................................... 140 

4.3.1 Boden .......................................................................................... 140 

4.3.2 Alternative Wirtspflanzen ........................................................... 142 

4.3.3 Saatgut......................................................................................... 145 

4.4 Dekontamination von Saatgut............................................................. 152 

5 Zusammenfassung................................................................................... 158 

6 Summary.................................................................................................. 160 

7 Literaturverzeichnis ............................................................................... 162 

8 Anhang..................................................................................................... 167 

8.1 Publikationen ...................................................................................... 167 

8.2 Lebenslauf........................................................................................... 168 

8.3 Versicherung ....................................................................................... 169 

8.4 Erklärung............................................................................................. 169 

8

ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS 


% Prozent 

® registered trademark (gesetzlich geschützte Marke) 

°C Grad Celsius 

µl Mikroliter 

Abb. Abbildung 

ad. auffüllen auf 

Aqua dest. / dest. aqua destillata (lateinisch), Destilliertes Wasser 

ca. circa (lateinisch), in etwa 

cfu colony forming unit (Koloniebildende Einheit) 

dpi days past inoculation (Tage nach Inokulation) 

ELISA Enzyme Linked Immunosorbent Assay 

et al. et alia (lateinisch), und andere 

g Gramm 

GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung 

GmbH & Co. KG Gesellschaft mit beschränkter Haftung & Compagnie 

Kommanditgesellschaft 

H2O Chemische Summenformel für Wasser 

ha Hektar 

HCl Chemische Summenformel für Salzsäure 

IgG Immunglobulin G 

k.A. keine Angabe 

KB King-Agar B (Kings medium B) 

I


KCl Kaliumchlorid 

KH2HPO4 * 2 H2O Chemische Summenformel für Kaliumdihydrogenphosphat 

Dihydrat 

KOH Chemische Summenformel für Kaliumhydroxid 

mAK Monoklonaler Antikörper 

mg Milligramm 

min. Minute 

ml Milliliter 

mm Millimeter 

n Pflanzenanzahl 

Na2CO3 

Chemische Summenformel für Dinatriumcarbonat 

NaCl Chemische Summenformel für Natriumchlorid 

NaHCO3 

Chemische Summenformel für Natriumhydrogencarbonat 

NaOH Chemische Summenformel für Natronlauge 

nm Nanometer 

OD-Wert Wert der optischen Dichte am ELISA-Meßgerät 

PCR Polymerase Chain-Reaction (Polymerase Kettenreaktion) 

pH-Wert pondus Hydrogenii (lateinisch), Maß für eine saure oder 

alkalische Reaktion einer wässrigen Lösung 

pv. Pathovar von patho (griechisch) und varia (griechisch), 

Krankheitserreger 

RLF (rel. Luftf.) Relative Luftfeuchte 

rpm rounds per minute (Umdrehung pro Minute) 

sp. nov. species nova (latein), neue Art 

subsp. subspecies (latein), Unterart 

ssp. weitere Bezeichnung für die Abkürzung subsp. 

II


Tab. Tabelle 

TAS-ELISA triple antibody sandwich ELISA 

var. varia (latein), Variation 

well Vertiefung auf der ELISA-Mikrotiter-Platte 

III

ABBILDUNGSVERZEICHNIS 


Abbildung 1.1: Bildung schwarzer Blattflecken nach Inokulation von Feldsalat mit 

A. valerianellae. ........................................................................................................... 4 

Abbildung 1.2: A. valerianellae-Symptome in einem Feldsalatbestand .................... 4 

Abbildung 2.1: Mikrobiologie Bactident® Oxidase-Test zum Nachweis Oxidasepositiver 

A. valerianellae-Bakterien anhand eines Farbumschlages auf dem 

Teststäbchen............................................................................................................... 11 

Abbildung 2.2: Schwache Hypersensitivitätsreaktion an Tabak im Bereich der 

Infiltrationsstellen (innerhalb der Kreise) am Beispiel des A. valerianellae-Isolates 

6.1.a (Infiltration mit einer Konzentration von 10 8 cfu/ml)....................................... 12 

Abbildung 2.3: Gekeimte und nicht gekeimte Feldsalatsamen auf angefeuchtetem 

Filterpapier zur Überprüfung der Keimfähigkeit. ...................................................... 19 

Abbildung 2.4: Inokulation von Feldsalatpflanzen mit A. valerianellae. (A): 

Verwendung eines Feinzerstäubers. (B): Sprühfilm zerstäubter A. valerianellae- 

Suspension auf der Oberseite von Feldsalatblättern. ................................................. 22 

Abbildung 2.5: Container mit kontaminiertem und nicht kontaminiertem Boden 

(durch Einarbeitung von nicht-infiziertem und infiziertem Blattmaterial) für 

sukzessive Probenentnahme (einmal pro Monat) über einen Zeitraum von bis zu 

einem Jahr (Standort Schifferstadt, Deutschland)...................................................... 32 

Abbildung 2.6: Aussaat von gesundem Saatgut (Sorte Favor) in mit A. valerianellae 

kontaminierten und nicht-kontaminierten Boden (durch Einarbeitung von nichtinfiziertem 

und infiziertem Blattmaterial) zur Überprüfung der Überdauerung von 

A. valerianellae-Bakterien im Boden. Die Abdeckung der Samen erfolgte mit 

Perlitte. ....................................................................................................................... 33 

Abbildung 2.7: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus gesundem (rechts) 

und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut (links) mit Aussaat im Jahr 2007 im 

Folienhaus in Deutschland. Abgrenzung durch einen Folienzaun. Beregnung über 

Kopf. .......................................................................................................................... 43 

Abbildung 2.8: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus gesundem (links) 

und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut (rechts) mit Aussaat im Jahr 2007 im 

Freiland in Frankreich................................................................................................ 44 

IV


Abbildung 2.9: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus gesundem (links) 

und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut (rechts) mit Aussaat im Jahr 2008 im 

Folienhaus in Deutschland. Abgrenzung durch einen Folienzaun. Beregnung über 

Kopf. .......................................................................................................................... 44 

Abbildung 2.10: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus gesundem und mit 

A. valerianellae-infiziertem Saatgut mit Aussaat im Jahr 2009 im gleichen Schiff 

eines Gewächshauses, Abgrenzung durch Folienzäune. (A): Wasserversorgung 

mittels Kreisregner, gesundes Saatgut rechts, kontaminiertes Saatgut links. (B): 

Wasserversorgung mittels Tropfbewässerung, gesundes Saatgut links, kontaminiertes 

Saatgut rechts. ............................................................................................................ 45 

Abbildung 2.11: Benennung der gewonnenen Saatgutpartien aus der gesunden 

Feldsalat-Saatgutpartie (AV-60, Ausgangssaatgut) und einer kontaminierten 

Feldsalat-Saatgutpartie (AV-75, Ausgangssaatgut) mit Aussaaten in verschiedenen 

Jahren (2007 bis 2009). Die Vermehrung des Ausgangssaatguts fand mit Aussaat im 

Jahr 2007 in Deutschland und Frankreich statt, mit Aussaat im Jahr 2008 in 

Deutschland. Mit der Aussaat im Jahr 2009 wurde das Ausgangssaatgut gebeizt 

verwendet, die Bewässerung erfolgte über das Tröpfchenverfahren und über Kopf 

mit Kreisregnern......................................................................................................... 46 

Abbildung 2.12: Sweatbox zum Nachweismethode von A. valerianellae am 

Saatgut........................................................................................................................ 48 

Abbildung 2.13: Aufwuchstest im Gewächshaus zum Nachweis von 

A. valerianellae am Saatgut. ...................................................................................... 49 

Abbildung 3.1: Einfluss der Inkubationstemperatur auf die Symptombildung von 

A. valerianellae (A: Befallstärke in %, B: Befallshäufigkeit in %) an 

Feldsalatpflanzen 4, 6, 10 und 12 Tage nach Inokulation (dpi) mit A. valerianellae 

(Isolatemix, Konzentration 10 9 cfu/ml). .................................................................... 55 



Feldsalatpflanzen nach 10, 14, 19 und 25 Tage Inokulation (dpi) mit A. valerianellae 




Feldsalatpflanzen 4, 8, 10 und 14 Tage nach Inokulation (dpi) mit A. valerianellae 




Feldsalatpflanzen 4, 6, 10, 12 und 17 Tage nach Inokulation (dpi) mit 

A. valerianellae (Isolatemix, Konzentration 10 9 cfu/ml)........................................... 58 

V


Abbildung 3.5: Anteil an befallenen Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) zwischen 

5 und 35 dpi (A) beziehungsweise zwischen 4 und 32 dpi (B) mit A. valerianellae 

(Isolat 709/2, 10 6 cfu/ml) im Keimblattstadium (A) beziehungsweise 

Laubblattstadium (B) in Abhängigkeit der Blattnässedauer (einmalig, wöchentlich, 

dauerhaft). .................................................................................................................. 60 

Abbildung 3.6: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) sowie 

der Anteil befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) zwischen 7 und 

34 dpi mit einem A. valerianellae-Gemisch (10 5 cfu/ml) von Pflanzen im 

Laubblattstadium bei dauerhafter Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte........... 62 

Abbildung 3.7: Auswirkungen auf die Befallsstärke (in %) unterschiedlicher 

Kultivierungsphasen unter trockenen und feuchten Bedingungen nach Inokulation 

mit A. valerianellae.................................................................................................... 64 

Abbildung 3.8: Befallsstärke (%) zwischen Tag 9 und Tag 27 nach der Inokulation 

(dpi) mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 10 8 cfu/ml) unter 

dauerhafter Kultivierung bei gesättigten Luftfeuchten. Die Pflanzen wurden entweder 

sofort Wechseltemperaturen (15 °C Nacht, 20 °C Tag) ausgesetzt beziehungsweise 

für die ersten 96 Stunden nach der Inokulation bei konstant 20 °C kultiviert. .......... 69 

Abbildung 3.9: Auswirkungen unterschiedlich langer Kultivierungsphasen bei 

gesättigter Luftfeuchte nach Sprühinokulation mit A. valerianellae (zwischen null 

und 72 Stunden plus 5 Stunden Antrocknungsdauer) auf die Befallsentwicklung bei 

Feldsalat. Versuch A. ................................................................................................. 70 

Abbildung 3.10: Auswirkungen unterschiedlich langer Kultivierungsphasen bei 

gesättigter Luftfeuchte nach Sprühinokulation mit A. valerianellae (zwischen null 

und 72 Stunden plus 5 Stunden Antrocknungsdauer) auf die Befallsentwicklung bei 

Feldsalat. Versuch B. ................................................................................................. 71 

Abbildung 3.11: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) 

zwischen Tag fünf und Tag 19 nach der Inokulation (dpi) mit sechs verschiedenen 

Konzentrationen zwischen 10 2 cfu/ml und 10 7 cfu/ml des A. valerianellae-Isolates 

6.1.a (A), 16619 (B), 552 (C)..................................................................................... 74 

Abbildung 3.12: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche je Pflanze) von 

unterschiedlichen Feldsalatsorten 18 Tage nach Inokulation eines A. valerianellae- 

Gemisches (Konzentration 10 6 cfu/ml). Der Versuch wurde bei 13 °C – 24 °C 

(1. Versuch) und bei 20 °C – 29 °C (2. Versuch) durchgeführt................................. 76 

Abbildung 3.13: Anteil an befallenen Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) bei 



(1. Versuch) und bei 20 °C – 29 °C (2. Versuch) durchgeführt................................. 77 

VI


Abbildung 3.14: Anteil an befallenen Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) von drei 

Feldsalatsorten (AV-1, AV-5, AV-3) und der Wildart AV-13 16 Tage nach 

Inokulation zweier A. valerianellae-Isolate (16619, IV2) mit einer Konzentration von 

10 4 cfu/ml bei Kultur unter gesättigter Luftfeuchte. .................................................. 80 


Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier 

A. valerianellae-Isolate (6.1.a, 553) mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml und 

Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte................................................................. 82 

Abbildung 3.16: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) von 

drei Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation von vier 

A. valerianellae-Isolaten (6.1.a, 553, 16619, IV2) mit einer Konzentration von 

10 5 cfu/ml und Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte. ....................................... 83 


Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation von vier 

A. valerianellae-Isolaten (6.1.a, 553, 16619, IV2) mit einer Konzentration von 

10 5 cfu/ml und Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte. ....................................... 84 

Abbildung 3.18: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) von 

zwei verschiedenen Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 neun Tage nach 

Inokulation eines A. valerianellae-Isolategemisches mit fünf verschiedenen 

Konzentrationen zwischen 10 2 cfu/ml und 10 6 cfu/ml............................................... 85 

Abbildung 3.19: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) von 

zwei verschiedenen Feldsalatsorten (AV-1 und AV-5) und der Wildart AV-13 

zwischen Tag sieben und Tag 20 nach Inokulation (dpi) eines A. valerianellae- 

Isolategemisches mit einer Konzentrationen von 10 6 cfu/ml..................................... 86 

Abbildung 3.20: Verteilung von A. valerianellae-Symptome tragende Pflanzen (mit 

x gekennzeichnet) aus A. valerianellae-infiziertem Saatgut, 40 Tage nach der 

Aussaat im Jahr 2007 in Deutschland, in drei jeweils 1 m² großen abgesteckten 

Parzellen, die aus je neun Aussaatreihen bestanden, in denen zwischen 18 und 26 

Pflanzen wuchsen (grau hinterlegte Fläche). ......................................................... 1170 103 

Abbildung 3.21: Feldsalatpflanzen aus infiziertem Saatgut 69 Tage (A) und 

135 Tage (B) nach der Aussaat im Jahr 2008 in einem Folienhaus......................... 104 

Abbildung 3.22: Sichtbare typische A. valerianellae-Symptome 25 Tage nach der 

Aussaat in Vermiculit (Sweatbox-Test) bei Kultivierung unter gesättigter 

Luftfeuchte .............................................................................................................. 106 

Abbildung 3.23: Keimfähigkeit von warmwasserbehandelten Samen aus dem 

Jahr 2009. . ............................................................................................................... 120 119 

Abbildung 3.24: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) nach 0, 4, 9 und 

14 Tagen Inkubation in der Ankeimmethode auf Papier von warmwasserbehandelten 

Samen der A. valerianellae-kontaminierten Sorten AV-17 (A) und AV-219 (B). .. 121 

VII


VIII 

Abbildung 3.25: Keimfähigkeit (in % bei 4 °C unter Lichtausschluß) drei 

verschiedener Feldsalatsorten nach Behandlung mit Dampf bei (A) 66 °C für 90 

beziehungsweise 105 Sekunden und bei (B) 64 °C für 120 beziehungsweise 150 

Sekunden im Vergleich zur unbehandelten Kontrolle. ............................................ 126 

Abbildung 3.26: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) nach 

Homogenisierung von dampfbehandelten Samen der A. valerianellae-kontaminierten 

Sorten AV-17 (A) und AV-219 (B) (Ankeimmethode auf Papier).......................... 127 

Abbildung 3.27: Keimfähigkeit (in % 4 °C unter Lichtausschluß) drei verschiedener 

Feldsalatsorten nach Behandlung durch einen Dienstleister im Vergleich zur 

unbehandelten Kontrolle. ......................................................................................... 129 

Abbildung 3.28: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) der mit 

A. valerianellae-kontaminierten Sorten AV-17 (A) und AV-219 (B) zwischen Tag 

null und Tag 14 nach Aussaat auf angefeuchtetem Filterpapier und Inkubation bei 

Raumtemperatur (Ankeimmethode auf Papier). Die Samen waren unbehandelt 

beziehungsweise durch einen Dienstleister behandelt worden. ............................... 130

TABELLENVERZEICHNIS 


Tabelle 2.1: Verwendetes Saatgut für die Versuche zur Sortenanfälligkeit. ............ 18 

Tabelle 2.2: Verwendete Pflanzen aus elf Familien zur Überprüfung ihrer Eignung 

als alternative Wirtspflanzen von A. valerianellae nach Infiltration und 

Sprühinokulation........................................................................................................ 35 

Tabelle 2.3: Verwendete Pflanzen aus sieben Familien zur Überprüfung der 

Eignung als Wirtspflanzen von A. valerianellae nach Sprühinokulation. ................. 38 

Tabelle 2.4: Verwendete Pflanzen aus sechs Familien zur Überprüfung ihrer 

Eignung als alternative Wirtspflanzen von A. valerianellae nach Stichinokulation.. 40 

Tabelle 2.5: Verwendete Temperaturen (°C) und Inkubationszeiten (Minuten) bei 

einer Warmwasserbehandlung von Feldsalatsaatgut. ................................................ 51 

Tabelle 3.1: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche) 9, 16, 23, 30 und 37 Tage 

nach Inokulation (dpi) mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 

10 8 cfu/ml). Bis 9 dpi erfolgte die Kultur bei gesättigter Luftfeuchte, anschließend 

ohne erhöhte Luftfeuchtigkeit.................................................................................... 66 

Tabelle 3.2: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche) 38, 43 und 51 Tage nach 

Inokulation (dpi) mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 10 8 cfu/ml). 

Einer zu Beginn neuntägigen Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte folgten 

Phasen unterschiedlicher Dauer unter normal vorherrschenden Luftfeuchten 

(zwischen 7 und 28 Tagen), bevor sich eine erneute Kultur unter gesättigter 

Luftfeuchte anschloss................................................................................................. 67 

Tabelle 3.3: Auftreten erster Symptome (in Tagen) nach Inokulation einzelner 

A. valerianellae-Isolate in Abhängigkeit von der Konzentration. ............................. 73 

Tabelle 3.4: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) von drei 

Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier 

A. valerianellae-Isolate (16619, IV2) mit einer Konzentration von 10 4 cfu/ml bei 

Kultur unter gesättigter Luftfeuchte........................................................................... 79 

Tabelle 3.5: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke (BS) in %) von 

drei Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier 

A. valerianellae-Isolate (6.1.a, 553) mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml und 

Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte................................................................. 81 

Tabelle 3.6: Anteil symptomtragender Pflanzen (%) und TAS-ELISA-Nachweis von 

A. valerianellae in Symptom tragenden Pflanzen. Die Pflanzen wurden zu 

verschiedenen Zeiten (über ein Jahr) in zuvor durch Einarbeitung von befallenem 

A. valerianellae-Pflanzenmaterial kontaminierten Boden gesät (Standort 

Schifferstadt).............................................................................................................. 89 

IX



A. valerianellae in Symptom tragenden Pflanzen. Die Pflanzen wurden zu 

verschiedenen Zeiten (über acht Monate) in zuvor durch Einarbeitung von 

befallenem A. valerianellae-Pflanzenmaterial kontaminierten Boden gesät (Standort 

Quedlinburg). ............................................................................................................. 90 

Tabelle 3.8: Temperaturwerte (in 2 Meter Höhe) und Niederschlagswerte im 

Monatsmittel im Zeitraum von September 2009 bis September 2010 in Schifferstadt 

und von März 2010 bis November 2010 in Quedlinburg. ......................................... 91 

Tabelle 3.9: Krankheitssymptome nach Infiltration und Sprühinokulation mit 

A. valerianellae (Konzentration 10 8 cfu/ml) 7, 13 und 20 dpi bei verschiedenen 

Pflanzenarten.............................................................................................................. 93 

Tabelle 3.10: Krankheitssymptome nach Sprühinokulation mit A. valerianellae 

(Konzentration 10 8 cfu/ml) 10, 25 und 30 dpi bei verschiedenen Pflanzenarten....... 96 

Tabelle 3.11: Veränderungen in der Blattstruktur um die Einstichstelle bei 

verschiedenen Pflanzenarten nach Stichinokulation mit A. valerianellae 

(Konzentration 10 8 cfu/ml) an unterschiedlichen Tagen nach der Inokulation (dpi). 

.................................................................................................................................. 100 

Tabelle 3.12: Nachweis von lebensfähigen A. valerianellae-Bakterien in injizierten 

und nicht-injizierten Blatthälften verschiedener Pflanzenarten 12, 19, 26 und 33 dpi. 

.................................................................................................................................. 101 

Tabelle 3.13: Nachweis von A. valerianellae in zwölf Saatgutpartien im Sweatbox- 

Test und im Aufwuchstest. Der Nachweis erfolgte durch klassisches Isolieren und 

mittels TAS-ELISA in Pflanzen mit verdächtigen A. valerianellae-Symptomen.. . 107 

Tabelle 3.14: OD-Wert von Proben verschiedener Saatgutpartien im TAS-ELISA 

bei der Ankeimmethode auf Papier.......................................................................... 110 

Tabelle 3.15: Nachweis von A. valerianellae in zwölf Saatgutpartien im Sweatbox- 

Test in Kombination mit einer PCR bei den Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan... 

.................................................................................................................................. 113 

Tabelle 3.16: Keimfähigkeit (in % bei 20 °C und 12 Stunden Licht pro Tag) drei 

verschiedener Feldsalatsorten nach Behandlung mit Dampf bei 66 °C für 90 

beziehungsweise 105 Sekunden und bei 64 °C für 120 beziehungsweise 150 

Sekunden im Vergleich zur nicht-behandelten Kontrolle........................................ 125 

X

EINLEITUNG 

1 EINLEITUNG 

Die Ursprünge des heutigen Feldsalates [Valerianella locusta (L.)] - Gemeiner 

Feldsalat - gehen auf eine in Mitteleuropa wildwachsende Form zurück. Mit dem 

aufkommenden Ackerbau siedelte sich der Feldsalat als Unkraut in Wintergetreide 

und in Weinbergen an und wurde als Wildpflanze geerntet. Er wurde erstmals im 

Mittelalter in Kultur genommen und eine erste Eignung als Blattgemüse wird 

beschrieben. Seit Anfang des 19. Jahrhunderts mit der Einführung der mineralischen 

Düngung wird Feldsalat erwerbsmäßig angebaut (MEYER-REBENTISCH, 2011). Seit 

Ende der 1990er Jahre hat Feldsalat einen starken Anbauzuwachs erfahren, wobei 

vor allem vorverpackter und gewaschener Feldsalat hoch im Kurs liegt, da er den 

Konsumentenwunsch nach einfacher Zubereitung und langer Haltbarkeit, verbunden 

mit gutem Geschmack und hohem Gesundheitswert erfüllt (persönliche Mitteilung 

N. Laun, Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum - Rheinpfalz). Wilden Feldsalat 

findet man heutzutage kaum noch. 

Der Beginn des kommerziellen Feldsalatanbaus lag in Frankreich, wo auch heute 

noch die Hauptanbaugebiete liegen. Von Frankreich aus kam der Feldsalat über die 

Schweiz nach Deutschland. Der Anbau konzentriert sich in Deutschland im 

Wesentlichen auf zwei Bundesländer: Rheinland-Pfalz und hier schwerpunktmäßig 

die Pfalz, die als größtes zusammenhängendes Anbaugebiet Deutschlands gilt, sowie 

Baden-Württemberg mit Schwerpunkten im Stuttgarter Raum und in Südbaden. 

Aus der Literatur sind unterschiedliche Angaben zu den Anbauflächen und dem 

Produktionswert, auf denen Feldsalat kultiviert wird, zu entnehmen. So beschreiben 

SCHLAGHECKEN (2010) und BEHR (2009), dass in der franzözischen Region um 

Nantes (Loire Atlantique und Vendée) auf einer Fläche von 6000 ha rund 75 % der 

Weltproduktion und 85 % der französischen Erzeugung an Feldsalat angebaut 

werden. Nach RAMPOLD (2004) betrug die Anbaufläche in Deutschland im Jahr 

2003 rund 1590 ha und 270 ha in Unterglasanlagen (davon 705 ha in Rheinland-Pfalz 

und 660 ha in Baden-Württemberg). Der Produktionswert der europäischen 

Feldsalaterzeugung betrug ca. 118 Millionen Euro auf einer 6750 ha großen 

Anbaufläche (Stand: Oktober 2004). Im Jahr 2008 lag der deutsche Produktionswert 

1

EINLEITUNG 

bei knapp 24.000 Tonnen, wovon circa 10 % aus Unterglasanbau stammen. Die 

französische Produktion lag bei 32.300 Tonnen (BEHR, 2009). 

Feldsalat gehört zu der Familie der Valerianaceae und ist eine winterannuelle 

Pflanze, die Temperaturen von bis zu -15 °C bis -20 °C aushält. Er ist eine klassische 

Winterkultur und wird vorwiegend im Herbst ausgesät beziehungsweise gepflanzt. 

Gut 85 % des Feldsalatkonsums im Jahr konzentrieren sich in Deutschland und 

Frankreich auf die Monate Oktober bis April (BEHR, 2009). Ein ganzjähriger Anbau 

ist jedoch möglich, unter anderem durch die Verwendung von Schattierungsnetzen 

(in den Sommermonaten), die ein Schießen der Pflanzen verhindern. In der 

französischen Region um Nantes begann die Sommerproduktion im Jahr 1985 

(PÉRON und REES, 1998). 

Je nach Jahreszeit steht für den Anbau die Direktsaat mittels Saatgut oder das 

Pflanzen von Jungpflanzen im Vordergrund. Feldsalat-Direktsaat erfolgt ab Mitte 

August bis Anfang Oktober, während von März bis Juli in der Regel gepflanzt wird. 

Die Anzuchtdauer für die Jungpflanzen beträgt zwischen vier und sechs Wochen. 

Der Vorzug einer Pflanzung ist, dass Jungpflanzen in Einzeltöpfen bereits größer und 

weniger anfällig sind und so eine sicherere Produktion ermöglichen, des Weiteren 

kann die Ernte besser terminiert werden. Zudem wird ein deutlicher Unterschied 

zwischen den verwendeten Sorten für die Direktsaat und für die Pflanzung gemacht. 

Das wichtigste Kriterium ist für den Sommeranbau die Produktion „kurzstieliger“ 

Sorten, die zudem langsam wachsen sollten. 

In der Produktionstechnik von Feldsalat wurden in den letzten Jahren offene Fragen 

bezüglich der Unkrautkontrolle und der Pflanzenernährung geklärt. Ungelöst ist 

bisher dagegen die Frage, wie Schäden durch Acidovorax valerianellae sp. nov., den 

Erreger bakterieller Blattflecken bei Feldsalat, vermieden werden können. 

Das Bakterium Acidovorax valerianellae an Feldsalat wurde in Frankreich 

(Feldsalatanbaugebiet um Nantes) zum ersten Mal 1990 diagnostiziert und zunächst 

als nicht-fluoreszierende Pseudomonas-Art beschrieben (RAT und GARDAN, 1993). 

WILLEMS et al. (1992) transferierten einige Pseudomonas-Arten in die Gattung 

Acidovorax. Die neue Artbezeichnung Acidovorax valerianellae sp. nov. erfolgte 

2

EINLEITUNG 

durch GARDAN et al. (2003). 1998 wurde A. valerianellae in Belgien identifiziert 

(GRONDEAU et al., 2001), ein Nachweis für Deutschland erfolgte erstmals 1999 an 

Feldsalatproben aus der Pfalz (BARCHEND, 2003, MOLTMANN et al., 2000). 

A. valerianellae gehört zu der Gruppe der Gram- und Arginin-negativen, Oxidase-, 

Catalase- und Urease-positiven, aeroben Pseudomonaden. Die Bakterien besitzen 

eine Geißel, fluoreszieren nicht und bilden kein Levan auf saccharosehaltigen 

Nährmedien. Die Bakterien wachsen auf Nährböden langsam und erreichen nach vier 

Tagen einen Durchmesser von zwei Millimeter. Unter 4 °C und über 41 °C findet 

kein Wachstum der Zellen statt. Das Wachstumsoptimum liegt bei einer Temperatur 

von 28 °C. Aufgrund ihres langsamen Wachstums in vitro werden sie leicht von 

saprophytischen Bakterien überwachsen (BRAJE, 2005, JASU, 2004). 

Die Symptome einer A. valerianellae-Infektion von Feldsalat äußern sich zunächst 

als sehr kleine Punkte von dunkelgrüner Färbung, die im Gegenlicht wässrig bis ölig 

durchscheinen (Abb. 1.1). Bei Fortschreiten des Befalls werden die Flecken größer 

und können einen Durchmesser von bis zu 4 mm erreichen, sie färben sich dabei 

schwarz und sind etwa drei bis vier Tage nach der Infektion gut sichtbar. Zunächst 

weisen die Flecken keinen Hof auf. Im Verlauf der Krankheit kann sich aber ein 

chlorotischer Hof um die dunklen Flecken bilden. Die über die Blattspreite verteilten 

oder am Blattrand lokalisierten Flecken sind unregelmäßig geformt bis rund und 

scharf zum gesunden Gewebe abgegrenzt. Es können Blätter jeglichen Alters 

infiziert werden, das heißt sowohl die Keimblätter als auch Blätter erntereifer 

Pflanzen. Werden die Blätter sehr früh in der Blattentfaltung infiziert, so 

verkrümmen sie sich oft bei fortschreitendem Wachstum (BRAJE, 2005, MOLTMANN, 

1999). 

Eine Infektion mit A. valerianellae führt nicht zum Absterben der Feldsalatpflanzen, 

tritt aber insbesondere bei feuchter Witterung vor allem an den unteren Blättern auf 

und führt zu massiven qualitativen Schäden (Abb. 1.2). Der Umbruch ganzer 

Feldsalatanbauflächen kann die Folge sein (GRONDEAU et al., 2007). Auch schwach 

befallene Ware ist für eine Vermarktung ungeeignet, da der Befall sich in den oft 

folienumhüllten Verkaufsgebinden weiterentwickelt und im fortgeschrittenen 

Stadium in Fäulnis übergehen kann. 

3

EINLEITUNG 

Abbildung 1.1: Bildung schwarzer Blattflecken nach Inokulation 

von Feldsalat mit A. valerianellae. 

Abbildung 1.2: A. valerianellae-Symptome in einem 

Feldsalatbestand 

Als Infektionsquellen werden der Boden und das Saatgut diskutiert. So überdauert 

A. valerianellae, laut HINRICHS-BERGER et al. (2005), eine gewisse Zeit im Boden. 

Untersuchungen, bei denen Feldsalat in kontaminiertem Boden ausgesät wurde, 

führen mit jeder Kultur zu einem Anstieg an Symptom tragenden Pflanzen. Die 

Ausbreitung erfolgt dabei zunächst in der Reihe, sobald sich die Blätter benachbarter 

4

EINLEITUNG 

Pflanzen berühren. Eine Ausbreitung über Saatreihen hinweg ist nach 

Bestandesschluss festzustellen. Blattkontakt und Wasserspritzer sind vermutlich für 

diese Übertragung verantwortlich. GRONDEAU et al. (2007) berichten, dass 

A. valerianellae-Bakterien bis zu 39 Tage nach der Ernte von infizierten Pflanzen an 

deren Pflanzenresten im Boden nachweisbar sind und der Boden somit eine 

Inokulumquelle für weitere Aussaaten darstellt. 

Feldsalatsaatgut ist zunächst, laut RAT und GARDAN (1993), keine Inokulumquelle 

von A. valerianellae. Die Isolierung des Bakteriums aus kommerziellem Saatgut 

gelingt nicht, während der Nachweis nach künstlicher Saatgutinfektion funktioniert 

(BARCHEND, 2003 und 2004). Im Jahr 2006 wird, nach Untersuchungen von sechs 

Saatgutpartien, eine Saatgutbelastung mit A. valerianellae nachgewiesen 

(GRONDEAU und SAMSON, 2009) und die Saatgutübertragung erscheint möglich. 

Verstärkt tritt die Krankheit in den französischen beziehungsweise süddeutschen 

Anbaugebieten auf (MOLTMANN et al., 2000, PERON und REES, 1998), wo die 

Hauptanbaugebiete von Feldsalat liegen. Die Krankheit stellt zurzeit die wichtigste 

und gefährlichste Erkrankung an Feldsalat in Frankreich dar (GRONDEAU et al., 

2007) und Bekämpfungsmöglichkeiten sind rar. Die französischen Feldsalatanbauer 

verhindern derzeit eine Bodenübertragung durch eine Desinfektion des Bodens mit 

Metam-Natrium. Diese Entseuchungsmaßnahme erfordert einen hohen Aufwand in 

Form von Spezialgeräten und garantiert lediglich eine Befallsminderung aber keine 

Befallsfreiheit (persönliche Mitteilung, T. Weinheimer, BOLAP GmbH). Gegen 

diese Krankheit sind in Deutschland bisher keine chemischen Pflanzenschutzmittel 

zugelassen, noch kann damit gerechnet werden, dass Antibiotika zur Bekämpfung 

zugelassen werden. 

Erste Hinweise auf eine mögliche Saatgutübertragung liegen vor (HINRICHS-BERGER 

et al., 2005, GRIMAULT et al., 2006, GRONDEAU und SAMSON, 2009) und eine 

weitere Ausdehnung der Befallsfläche auf diesem Weg wird befürchtet. Dieser 

Ausbreitungsweg bedroht eine wirtschaftliche Saatgutproduktion und die 

Feldsalatzüchtung. 

Eine sinnvolle Bekämpfungsstrategie von A. valerianellae beruht auf Kenntnis der 

Epidemiologie des Bakteriums (HINRICHS-BERGER et al., 2005). Als 

Regulierungsmöglichkeiten bieten sich vor allem pflanzenbauliche Maßnahmen an. 

5

EINLEITUNG 

So sollte nach FRANKENBERG (2005) zunächst gesundes Saatgut verwendet werden. 

Auf einen Anbau in der wärmeren Jahreszeit sollte bei Bakterienbefall weitestgehend 

verzichtet werden, ebenso wie auf Beregnungen in den Abendstunden. Treten 

infizierte Feldsalatpflanzen auf, sollte eine Anbaupause von zwei Jahren für Feldsalat 

angestrebt werden. Nach GRONDEAU et al. (2003, 2006) überdauert das Bakterium 

nämlich im Boden und kann erneute Aussaaten schädigen. 

. 

TOMIHAMA et al. (2006) beschreiben braune Flecken an Teeblättern in Japan, die 

von A. valerianellae verursacht werden. Ebenfalls durch A. valerianellae verursachte 

Blattflecken kommen an der Gartenhortensie (Hydrangea macrophylla) vor (IKEDA 

et al., 2009). 

Neben A. valerianellae an Feldsalat, Teeblättern und Gartenhortsensie gibt es noch 

weitere phytopathogene Acidovorax-Arten, die an verschiedenen Wirtspflanzen 

vorkommen. Nach WILLEMS et al. (1992) kommen Acidovorax avenae subsp. 

cattleyae-Bakterien an Orchideen vor, wo sie braune Flecken hervorrufen, während 

Acidovorax konjaci-Bakterien an der Konjakknolle vorkommen. Acidovorax avenae 

subsp. avenae und Acidovorax avenae subsp. citrulli verursachen an Cucurbitaceae 

bakteriellen Flecken an Blättern und Früchten. 

Das Ziel der vorliegenden Arbeit bestand in der Aufklärung biologischer und 

epidemiologischer Grundlagen von A. valerianellae an Feldsalat. Vor allem die 

Erregeransprüche an Temperatur, Blattalter, Inokulumdichte, Feldsalatsorte und 

Blattnässedauer sollten geklärt werden, um dabei kritische Infektionsbedingungen 

charakterisieren zu können und darauf aufbauend geeignete Maßnahmen zur 

Vermeidung von Schäden zu entwickeln. Die einzelnen Übertragungswege waren zu 

bewerten, insbesondere die Bedeutung und das Ausmaß der Saatgutübertragung in 

Abgrenzung zu befallenen Boden oder alternativen Wirtspflanzen. Verschiedene 

Saatgutbehandlungen wurden in ihrer Dekontaminationswirkung geprüft. Die 

gewonnenen Erkenntnisse dienen der Erarbeitung praxisorientierter Lösungsansätze 

zur Vermeidung und Bekämpfung der Blattfleckenkrankheit an Feldsalat. 

6

MATERIAL UND METHODEN 

2 MATERIAL UND METHODEN 

2.1 Chemikalien 

2.1.1 Nährmedien 

2.1.1.1 Kings medium B (King-Agar B) 

Zum Herstellen von King-Agar B (KB)-Platten wurden 16,5 g Fertig-Agar der Firma 

Sigma-Aldrich Chemie GmbH laut Anweisung mit 500 ml destilliertem Wasser 

gemischt und zunächst in der Mikrowelle vorgewärmt. Nachdem das Pulver 

vollständig gelöst war, wurden 6,5 g Glycerin der Firma neoLab Migge Laborbedarf- 

Vertriebs GmbH zugesetzt. Das Medium wurde anschließend bei 121 °C für 

20 Minuten autoklaviert. Sobald es auf ca. 60 °C abgekühlt war, wurde es unter 

sterilen Bedingungen in Petrischalen gegossen (etwa 10 ml je Schale). 

Bei KB-Agar-Schalen mit fungiziden Antibiotikum, wurde dem 60 °C warmen 

Medium (500 ml) 1 ml Cycloheximid (1 g Cycloheximid gelöst in 10 ml 75 %-igem 

Methanol, steril filtriert) zugesetzt und unter sterilen Bedingungen in Petrischalen 

gegossen (etwa 10 ml je Schale). Die fertigen Schalen wurden bei 4 °C bis zur 

Verwendung gelagert. 

2.1.1.2 Tryptic Soy Agar (TSA-Agar) 

Zum Herstellen von TSA-Agar-Platten wurden 20 g Fertig-Agar der Firma BD 

Diagnostic Systems laut Anweisung mit 500 ml destilliertem Wasser gemischt und 

zunächst in der Mikrowelle vorgewärmt. Das Medium wurde anschließend bei 

121 °C für 20 Minuten autoklaviert. Sobald es auf ca. 60 °C abgekühlt war, wurde es 

unter sterilen Bedingungen in Petrischalen gegossen (etwa 10 ml je Schale). 

7


2.1.2 Natriumchlorid-Lösung 

Zur Herstellung der A. valerianellae-Suspension wurde in allen Versuchen eine 

0,85 %-ige Natriumchlorid (NaCl)-Lösung verwendet. 

2.1.3 Pflanzenschutzmittel 

Auftretender Mehltau der Gattung Erysiphe wurde mit den Mitteln „Euparen M WG“ 

(Wirkstoff Tolylfluanid) der Firma Bayer oder „Bayfidan“ (Wirkstoff Triadimenol) 

der Firma Bayer behandelt. Als Breitbandfungizide gegen Botrytis cinerea und 

Rhizoctonia solani wurden die Mittel „Signum WG“ (Wirkstoffe F 500 

(Pyraclostrobin) und Boscalid) und „Rovral WP“ (Wirkstoff Iprodion) der Firma 

BASF im Wechsel verwendet. Auftretender Befall mit freifressenden 

Schmetterlingsraupen wurde mit dem Mittel „Steward WG“ (Wirkstoff Indoxacarb) 

der Firma DuPont behandelt. Der Einsatz der Pflanzenschutzmittel erfolgte jeweils 

nach den Anwendungshinweisen des Herstellers. 

2.2 Versuchssteuerung 

2.2.1 Gewächshaus 

Die Feldsalatpflanzen wurden für die Dauer der Anzucht, das heißt nach dem 

Ankeimen bis zur Verwendung für Versuche, im Gewächshaus kultiviert. Eine 

Bewässerung wurde manuell bei Bedarf durchgeführt, ebenso wie die Verwendung 

eines Energieschirmes und die Ausbringung von Pflanzenschutzmitteln. In den 

Wintermonaten wurde zusätzlich ein Kunstlicht eingesetzt. 

Versuche zu Untersuchungen der Sortenanfälligkeit (Kapitel 2.13) wurden im 

Gewächshaus durchgeführt. 

8


2.2.2 Klimaschränke und Klimakammern 

Soweit nicht anders erwähnt, wurden alle Versuche in Klimaschränken 

beziehungsweise Klimakammern durchgeführt, wobei die Temperatur- sowie 

Lichteinstellung je nach Versuch variierten. Die Bewässerung erfolgte manuell bei 

Bedarf. Verwendet wurden dabei eine geräumige, begehbare Klimakammer des Typs 

VEKZ 05/440 der Firma Vötsch Industrietechnik GmbH, Balingen, Deutschland, ein 

Pflanzenwachstumsschrank des Typs KBWF 720 der Firma Binder GmbH, 

Tuttlingen, Deutschland und Klimaschränke der Firma Rubarth Apparate GmbH, 

Laatzen, Deutschland. Des Weiteren wurde ein Kühlbrutschrank der Marke Friocell 

von der Firma IUL Instruments GmbH, Königswinter, Deutschland verwendet. 

2.3 Isolierung und Charakterisierung von Acidovorax 

valerianellae-Bakterien 

Bei Auftreten von Blattsymptomen, die durch das Bakterium A. valerianellae 

verursacht sein könnten, wurde versucht, die Bakterien aus diesen Blattbereichen zu 

isolieren. Dafür wurden die Symptom tragenden Blätter zunächst mit 70 %-igem 

Alkohol und danach mit destilliertem Wasser abgespült und so von anhaftenden 

Schmutzpartikeln und möglicherweise vorkommenden Epiphyten befreit und 

oberflächendesinfiziert. Die Blätter wurden anschließend mit Zellstoff getrocknet 

und dann in einem Mörser mit 1 ml 0,85 %-iger NaCl-Lösung homogenisiert. Das 

Homogenat wurde 1:100 und 1:1000 verdünnt. Jeweils 20 µl des unverdünnten 

Homogenats sowie der beiden Verdünnungen wurden auf eine KB-Agar-Schale mit 

Cycloheximid in dreifacher Wiederholung aufgetragen und mittels Drigalskispatel 

gleichmäßig verteilt. Nach ein- bis dreitägigem Wachstum bei 20 °C wurden 

Verdünnungsausstriche mit Hilfe einer sterilen Impföse angefertigt, um reine 

Bakterienkulturen auf KB-Agar-Schalen zu erzeugen. Dieser Schritt wurde bei 

Bedarf mehrmals wiederholt. Anschließend wurden die Bakterienkolonien näher 

charakterisiert (Fluoreszenz, Gramreaktions-Test, Mikrobiologie Bactident® 

Oxidase-Test, Hypersensitivitätsreaktion, indirekter ELISA). 

A. valerianellae besitzt einen typischen Geruch, der darüber hinaus die 

Identifizierung unterstützte. 

9


2.3.1 Fluoreszenz 

Zur Prüfung der Fluoreszenz wurden die auf KB-Agar-Platten wachsenden Kolonien 

unter eine Schwarzlichtlampe gehalten. Handelt es sich bei den zu testenden 

Kolonien um A. valerianellae-Bakterien, so fluoreszieren sie nicht. Sie sind daher 

deutlich von den fluoreszierenden Pseudomonaden zu unterscheiden. 

2.3.2 Gramreaktions-Test (nach SUSLOW et al., 1982) 

Zum Test der Gramreaktion wurden zu testende Einzelkolonien beziehungsweise 

Reinkulturen auf einer Impföse in einen Tropfen 1 %-iger Kaliumhydroxid (KOH)- 

Lösung auf einem Objektträger verrieben. Handelt es sich um A. valerianellae- 

Bakterien, so bildet sich aufgrund der Zellwandzusammensetzung des Gram- 

negativen Bakteriums ein Faden, wenn man die Impföse langsam aus dem Tropfen 

hebt. 

2.3.3 Mikrobiologie Bactident® Oxidase-Test (nach KOVACS, 

1956) 

Zum Test der Oxidase-Tätigkeit, wobei es sich um einen Nachweis der 

Cytochromoxidase in Mikroorganismen handelt, werden Einzelkolonien 

beziehungsweise Reinkulturen auf einer Impföse auf die Reaktionszone eines 

Teststäbchens aufgetragen und verrieben. Die Teststäbchen stammen von der Firma 

Merck KGaA aus Darmstadt. Nach 20 bis 60 Sekunden wird die Reaktion mit einer 

Farbskala verglichen (Abb. 2.1). In Anwesenheit molekularen Sauerstoffs kann das 

Cytochromoxidase/Cytochrom c-System eine ganze Reihe von organischen 

Substanzen reduzieren, unter anderem das sogenannte NaDi-Reagenz (1-Naphthol + 

Dimethyl-paraphenylendiamin) unter Bildung des Kondensationsmoleküls 

Indophenolblau. Diese Reaktion wird zur Klassifizierung und Identifizierung von 

Bakterien verwendet. Handelt es sich bei der zu testenden Kultur um 

A. valerianellae-Bakterien, so färbt sich die Reaktionszone blau bis blauviolett und 

die Kultur gilt als Oxidase-positiv. 

10


Abbildung 2.1: Mikrobiologie Bactident® Oxidase-Test zum 

Nachweis Oxidase-positiver A. valerianellae-Bakterien 

anhand eines Farbumschlages auf dem Teststäbchen. 

2.3.4 Hypersensitivitätsreaktion (nach GARDAN et al., 2003) 

Bei Prüfung der Hypersensitivitätsreaktion wird die zu testende Bakteriensuspension 

mit einer Konzentration von 10 8 cfu/ml (Herstellung in Kapitel 2.8 beschrieben) in 

Tabakblätter (Nicotiana tabacum) der Sorte Samsun infiltriert. Handelt es sich bei 

der zu testenden Bakterienlösung um eine Suspension von A. valerianellae, so ist 

nach zwei bis drei Tagen eine sehr schwache bis schwache 

Hypersensitivitätsreaktion im Bereich der Infiltrationsstelle zu beobachten 

(Abb. 2.2). 

11


Abbildung 2.2: Schwache Hypersensitivitätsreaktion an Tabak 

im Bereich der Infiltrationsstellen (innerhalb der Kreise) am 

Beispiel des A. valerianellae-Isolates 6.1.a (Infiltration mit einer 

Konzentration von 10 8 cfu/ml). 

2.3.5 Indirekter ELISA (TAS Triple antibody sandwich) 

Der TAS-ELISA wurde 2009 von Frau K. Thiele, Institut für Epidemiologie und 

Pathogendiagnostik des Julius Kühn-Instituts, Quedlinburg, entwickelt und 

freundlicherweise für diese Arbeit zur Verfügung gestellt. Hierzu gehörte das 

polyklonale Immuglobulin G (IgG) 44 und der monoklonale Antikörper 7C10ESB10 

aus dem Hybridomüberstand. Das Serum (IgG 44) und der monoklonale Antikörper 

wurden gegen das A. valerianellae-Isolat 16619 der Deutschen Sammlung von 

Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Braunschweig entwickelt. 

Die zu beschichtenden Maxisorpplatten mit 96 Vertiefungen (442404, F96 Maxisorp, 

Nunc-Immuno-Plate, Lot. 111276) stammen von der Firma Thermo Fisher Scientific, 

Dänemark. Das verwendete Ziege-Anti-Maus-Anti-Körper (ZAMAK) - Konjugat 

wurde unter dem Namen Alkaline Phosphatase-conjugated AffiniPure Goat Anti- 

Mouse IgG + IgM (H+L) (Code: 115-055-044, Lot: 81251) von der Firma Jackson 

ImmunoResearch Europe Ltd, Suffolk CB8 1JX bezogen. Als Substrat diente 

4-Nitrophenyl phosphate-disodium salt (p-NPP) (No. 00130/025, 

C 180506) der Firma LOEWE Biochemica GmbH, Deutschland. 

12


Die für den TAS-ELISA verwendeten Puffer wurden wie folgt selbst hergestellt: 

Coatingpuffer: 

1,59 g Na2CO3 

2,93 g NaHCO3 

ad. 1000 ml H2O dest. 

pH-Wert 9,6 wurde eingestellt mit NaOH/HCl 

Waschpuffer (PBS): 

8 g NaCl 

0,2 g KH2PO4 

1,46 g Na2HPO4 * 2 H2O 

0,2 g KCl 

0,5 ml Tween 20 

ad. 1000 ml H2O dest. 

pH-Wert 7,4 wurde eingestellt mit NaOH/HCl 

Extraktionspuffer: 

20 g Polyvinylpyrrolidinone 25 

2 g Trockenmilch 

ad. 1000 ml Waschpuffer 

Der für den letzten Schritt verwendete Substratpuffer (Substrate Buffer 5 *, 

No. 07602/025) stammte von der Firma LOEWE Biochemica GmbH, Deutschland 

und wurde vor Verwendung 5-fach mit Aqua dest. verdünnt. 

Der TAS-ELISA wurde folgendermaßen durchgeführt: 

1. Coating: 

Polyklonales Immunglobulin G (IgG) 44 wurde 1:100 in Coatingpuffer 

verdünnt und 100 µl wurden in je eine Vertiefung aufgetragen. Die folgende 

Inkubation wurde für zwei Stunden bei 37 °C durchgeführt. Vor dem 

nächsten Schritt wurden die Platten dreimal mit Waschpuffer (PBS) 

gewaschen. 

13


2. Blockierung: 

200 µl Waschpuffer (PBS) mit 1 % Trockenmilch (TM) wurden in jede 

Vertiefung pipettiert. Die Platten wurden anschließend für eine Stunde bei 

37 °C inkubiert. Für den folgenden Schritt wurden die Platten nicht 

gewaschen, sondern nur Blockierungspuffer entfernt. 

3. Pflanzensaft beziehungsweise Probe: 

Die zu untersuchenden Pflanzenblätter oder gewachsenen Bakterienkolonien 

wurden 1:10 oder 1:20 (je nach Materialmenge) in Extraktionspuffer 

homogenisiert und entweder direkt verwendet oder eingefroren. 100 µl der 

Probe (frisch oder aufgetaut) wurde in je eine Vertiefung gefüllt, wobei jede 

Probe als Doppelbestimmung aufgetragen worden ist. Die Inkubation 

erfolgte bei 4 °C über Nacht. Am darauf folgenden Tag wurden die Platten 

viermal mit Waschpuffer (PBS) gewaschen. 

4. monoklonaler Antikörper: 

100 µl des 1:2000 in Waschpuffer mit 1 % Trockenmilch verdünnten 

monoklonalen Antikörpers 7C10ESB10 wurde in jede Vertiefung pipettiert. 

Die Platten wurden anschließend bei 37 °C inkubiert. Nach zwei Stunden 

wurden die Platten viermal mit Waschpuffer (PBS) gewaschen. 

5. Konjugat (Ziege Anti Maus-Anti-Körper (ZAMAK): 

Für diesen Schritt wurde das verwendete Konjugat im Verhältnis von 1:2000 

in Waschpuffer mit 1 % Trockenmilch verdünnt. Die Inkubation von 100 µl 

pro Vertiefung wurde für eine Stunde bei 37 °C durchgeführt. Danach wurden 

die Platten viermal mit Waschpuffer gewaschen. 

6. Substrat: 

200 µl 1 mg p-Nitrophenyldihydrogenphosphat je 1 ml Substratpuffer wurde 

pro Vertiefung aufgetragen. Die Inkubation erfolgte für eine Stunde bei 

Raumtemperatur unter Lichtausschluss. Am ELISA-Reader wurden 

Messungen bei 405 nm und 490 nm Wellenlänge durchgeführt. 

Nicht-inokulierte, symptomlose Blätter wurden als Negativkontrolle und inokulierte, 

Symptom tragende Blätter als Positivkontrolle 1:50 in Extraktionspuffer verdünnt 

und in die erste Spalte (gesund) und in die letzte verwendete Spalte (infiziert) auf der 

Platte aufgetragen, um ein Verschleppen während des Auftragens beziehungsweise 

14


Waschens zu verhindern. Jeweils die Hälfte der aufgetragenen Kontroll-Spalten 

(Vierfachbestimmung) wurde mit monoklonalem Antikörper befüllt (Negativ- 

beziehungsweise Positivkontrolle), die andere Hälfte nur mit Waschpuffer plus 1 % 

Trockenmilch (sogenannte Blindwerte, Schritt 4). Der Mittelwert der Blindwerte 

wurde von allen Messwerten abgezogen. Der Mittelwert der Negativkontrollen 

zuzüglich des zweifachen Wertes der Standardabweichung dieser Messwerte 

(mean + 2 * s) wurde für jede ELISA-Platte als Schwellenwert festgelegt. 

Mehrfachbestimmungen derselben Probe wurden gemittelt und mit dem 

Schwellenwert verglichen. 

Als A. valerianellae-positive Proben galten alle, deren gemittelte Messwerte 

abzüglich des Blindwertes oberhalb des Schwellenwertes einer Maxisorpplatte lagen. 

2.4 Verwendete Acidovorax valerianellae-Stämme 

Für die Versuche wurde, wenn nicht anders benannt, ein Isolategemisch aus den 

Isolaten 6.1.a, 16619, 709/2, 552 und IV2 verwendet. Das Isolat 6.1.a stammt aus der 

Gegend um Karlsruhe, Deutschland. Dieses wurde freundlicherweise von Frau Dr. 

Esther Moltmann von dem Landwirtschaftlichen Technologiezentrum Augustenberg, 

Außenstelle Stuttgart, Deutschland zur Verfügung gestellt. Das Isolat 16619 stammt 

aus der Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, 

Braunschweig, Deutschland und wurde dort unter der DSM-Nummer 16619 

beziehungsweise CFBP 4730, NCPPB 4283 bestellt. Das Isolat 709/2 stammt aus 

dem Raum Neustadt an der Weinstraße, Deutschland und wurde dankenswerterweise 

von Herrn Dr. Hermann-Josef Krauthausen von dem Dienstleistungszentrum 

Ländlicher Raum Rheinpfalz, Neustadt an der Weinstraße, Deutschland zur 

Verfügung gestellt. Die Firma Enza Zaden, Enkhuizen, Niederlande war so 

freundlich die Isolate 552 und 553 zur Verfügung zu stellen, während das Isolat IV2 

von der Firma Rijk Zwaan, Frasem, Frankreich freundlicherweise bereit gestellt 

wurde. 

Die Isolate wurden bei -75 °C in einer Cryobank TM , einem Stammhaltungssystem zur 

Langzeitlagerung für Mikroorganismen der Firma Mast Diagnostica Laboratoriums- 

15


Präparate GmbH, Reinfeld, Deutschland aufbewahrt und je nach Bedarf auf KB- 

Agar-Schalen rekultiviert. 

2.5 Verwendetes Valerianella locusta (L.) – Saatgut 

Für alle Feldsalatversuche mit Ausnahme der Sortenversuche, den Versuchen zur 

Saatgutübertragung, den Versuchen von Nachweismethoden von A. valerianellae am 

Saatgut und den Dekontaminationsmaßnahmen wurde die Sorte AV-1 

(Kalibergröße 2,00-2,25, 2006) der Firma Enza Zaden Deutschland GmbH & Co. 

KG, Dannstadt-Schauernheim, verwendet. 

Das Saatgut der Sorten und der Wildart V. rimosa (AV-13) für die Versuche zur 

Sortenanfälligkeit (Tab. 2.1) wurde sowohl von der Firma Enza Zaden, der Firma 

Clause (Nickerson Zwaan), Edemissen, Deutschland, der Firma Nunhems/Hild, 

Marbach/Neckar, Deutschland als auch von der Firma Rijk Zwaan De Lier, 

Niederlande zur Verfügung gestellt. Das Saatgut für diese Versuche wurde vor der 

Aussaat einer Warmwasserbeize unterzogen. Hierbei wurde das Saatgut für 

20 Minuten in ein 42 °C bis 45 °C warmes Wasserbad gelegt (persönliche 

Mitteilung, A. Schieder, Enza Zaden). Anschließend wurde das Saatgut auf 

Filterpapier bei einer Temperatur von 27 °C für 24 bis 48 Stunden zurückgetrocknet. 

Für die Versuche zur Saatgutübertragung mit Aussaat in den Jahren 2007 und 2008 

wurden die nicht-infizierte, gesunde Sorte AV-60 (2006, Kalibergröße 2,00-2,25) 

und die infizierte Sorte AV-75 (2005, Kalibergröße 2,00-2,25) von der Firma Enza 

Zaden, Enkhuizen, Niederlande zur Verfügung gestellt. Für den Folgeversuch zur 

Saatgutübertragung mit Aussaat im Jahr 2009 wurden die gleichen Sorten eingesetzt, 

allerdings waren beide Sorten mit Thiram, Metalaxyl und Iprodion gebeizt. 

Für die Versuche von Nachweismethoden von Acidovorax valerianellae am Saatgut 

(Kapitel 2.15.1) wurden sowohl die Ausgangssaatgutpartien als auch die 

selbstproduzierten Partien aus den Versuchen zur Saatgutübertragung herangezogen. 

Für die Dekontaminationsmaßnahmen (Kapitel 2.15.2) wurden zwei Sorten 

verschiedener Züchterhäuser benutzt. Als Vergleichssorte wurde die Sorte AV-220 

(2009, Kalibergröße 2,00-2,25) von der Firma Enza Zaden, Enkhuizen, Niederlande 

16


verwendet. Als kontaminierte Sorten wurden die Sorten AV-219 (2009, Kalibergröße 

2,00-2,25) von der Firma Enza Zaden, Enkhuizen, Niederlande und die Sorte AV-17 

(2009, Kalibergröße 2,00-2,25) von der Firma Rijk Zwaan De Lier, Niederlande 

verwendet. 

17


Tabelle 2.1: Verwendetes Saatgut für die Versuche zur Sortenanfälligkeit. 

k.A.: keine Angabe 

Sorte Züchter Kalibrierung Beizung 

AV-2 2,25-2,5 

AV-3 

Rijk Zwaan 

Thiram, Carbendazim, 

Metalaxyl-M 

2,00-2,25 - 

AV-4 2,25-2,5 - 

AV-5 Clause 1,75-2,00 - 

AV-6 

2,50-2,75 - 

AV-7 2,25-2,50 - 

AV-8 

Nunhems/Hild 

1,75-2,00 - 

AV-9 2,00-2,25 - 

AV-10 2,00-2,25 

Thiram, Iprodion, 

Metalaxyl-M 

AV-11 2,00-2,25 - 

AV-12 Enza Zaden 2,00-2,25 

AV-13 

V. rimosa 

Thiram, Iprodion+, 

Metalaxyl-M 

k.A. - 

AV-14 k.A. - 

AV-15 

k.A. - 

18


2.6 Keimfähigkeit 

Zur Überprüfung der Keimfähigkeit wurden 4 * 100 Samen je Saatgutpartie auf 

gefaltetem, mit Leitungswasser angefeuchtetem Filterpapier ausgelegt und unter 

kühlen, dunklen Bedingungen (4 °C, Kühlschrank) inkubiert (Abb. 2.3). Die Samen 

wurden mehrmals auf ihre Keimung hin überprüft (innerhalb von vier Wochen), 

wobei jeweils die Anzahl an gekeimten Samen festgestellt wurde. Der Endwert der 

Keimfähigkeit (nach 28 Tagen) je Partie wurde aus vier Wiederholungen gemittelt. 

Abbildung 2.3: Gekeimte und nicht gekeimte Feldsalatsamen auf 

angefeuchtetem Filterpapier zur Überprüfung der Keimfähigkeit. 

(Foto: P. Krämer) 

2.7 Aussaat von Feldsalatpflanzen 

Die Aussaat des Feldsalates für die Gewächshaus- und Klimakammerversuche 

erfolgte, wenn nicht anders erwähnt, in 4-er beziehungsweise 5-er Erdpresstöpfe, die 

aus einem Anzuchtsubstrat mit organischer Aufdüngung für Gemüsejungpflanzen 

(KKS Bio Potgrond) der Firma Klasmann-Deilmann GmbH, Geeste, Deutschland 

hergestellt wurden. Die Erdpresstöpfe wurden mittels einer Erdpresstopfmaschine 

19


der Firma Unger, Landmaschinen, Heidelberg-Dossenheim, Deutschland hergestellt 

und in Aussaatkisten abgelegt. Bis zur weiteren Verwendung wurden fertige Kisten 

im Kühlhaus gelagert. Die Aussaat des Feldsalates erfolgte entweder von Hand um 

eine definierte Kornablage zu gewährleisten (für die Versuche zur Sortenanfälligkeit) 

beziehungsweise über ein Handsähgerät, mit dem bei jeder Betätigung drei bis fünf 

Körner in den Topf abgelegt wurden. Um ein Austrocknen der Töpfe zu verhindern 

und eine gleichmäßige Befeuchtung zu gewährleisten wurden die Töpfe abschließend 

mit Sand abgestreut. Fertig ausgesäte Kisten wurden für die ersten fünf bis sechs 

Tage zum Ankeimen bei konstanten Temperaturen von 15 °C gelagert. Nach dem 

Ankeimen wurden die Feldsalatpflanzen im Gewächshaus weiterkultiviert. Eine 

Bewässerung erfolgte, wenn nicht anders erwähnt, über Kopf nach Bedarf. Vor einer 

weiteren Verwendung der Feldsalatpflanzen wurde jeder Erdpresstopf auf eine gut 

entwickelte Pflanze vereinzelt. 

2.8 Herstellung von A. valerianellae - Inokulum 

Zur Herstellung einer A. valerianellae-Suspension wurden Bakterienzellen von zwei 

bis drei Tage alten Kulturen von KB-Agar-Platten abgenommen und in eine 

Natriumchloridlösung (0,85 %) suspendiert. Die optische Dichte wurde dabei anhand 

des Standards für Gram-negative Bakterien des BIOLOG-Verfahrens (GN-NENT) 

mittels Turbidimeter auf eine Bakterienkonzentration von ungefähr 3*10 8 cfu/ml 

eingestellt. Da die Konzentrationseinstellung über diesen Weg nicht genauer 

bestimmt werden konnte, war ein zusätzliches Ausplattieren der Bakteriensuspension 

unerlässlich. Zunächst wurde die Konzentration auf einen Wert von in etwa 

10 3 cfu/ml verdünnt und anschließend auf acht bis zehn KB-Agar-Platten zu je 20 µl 

ausplattiert. Die Schalen wurden für drei bis vier Tage bei 20 °C beziehungsweise für 

zwei bis drei Tage bei 25 °C inkubiert und abschließend fand ein Auszählen der 

Kolonien statt und die Umrechnung auf Bakterienanzahl pro Milliliter in der 

Ausgangssuspension. 

Ausgehend von einer A. valerianellae-Konzentration von ungefähr 10 8 cfu/ml 

(Einstellung über das Turbidimeter des BIOLOG-Verfahrens) wurden die 

Konzentrationen 10 2 cfu/ml, 10 3 cfu/ml, 10 4 cfu/ml, 10 5 cfu/ml, 10 6 cfu/ml, 

10 7 cfu/ml für die Verdünnungsreihe mit 0,85 %-iger NaCl-Lösung eingestellt. Die 

20


Suspension mit der höchsten Konzentration von 10 8 cfu/ml wurde dabei zunächst in 

einem Verhältnis von 1:10 verdünnt. Das so entstandene Inokulum mit der 

Konzentration von 10 7 cfu/ml wiederum als Ausgangssuspension zur Herstellung der 

Konzentration von 10 6 cfu/ml verwendet, wobei die Suspension im Verhältnis von 

1:10 verdünnt wurde. Die Bakteriensuspensionen für die anderen Konzentrationen 

wurden nach dem gleichen Verfahren hergestellt. 

2.9 Inokulation der Feldsalatpflanzen 

Das Bakterium A. valerianellae wurde, wenn nicht anders erwähnt, in allen 

Versuchen als Suspension eines Isolategemisches (aus den Isolaten 6.1.a, 16619, 

IV2, 552 und 709/2) und mit einer Konzentration von 10 8 cfu/ml verwendet. Die 

Inokulation erfolgte, wenn nicht anders erwähnt, durch Sprühinokulation auf die 

nicht verletzte, trockene Pflanzenoberfläche mittels Feinzerstäuber. Die 

Bakteriensuspension wurde bis zum Ablaufen des Sprühfilms auf die Pflanzen 

ausgebracht (Abb. 2.4). 

Nach der Inokulation wurden die Pflanzen unter einer Haube beziehungsweise Folie 

bei annähernd gesättigter Luftfeuchtigkeit weiterkultiviert. Die Dauer der Abdeckung 

war je nach Versuchsfrage unterschiedlich. 

21


A 

B 

Abbildung 2.4: Inokulation von Feldsalatpflanzen mit A. valerianellae. 

(A): Verwendung eines Feinzerstäubers. (B): Sprühfilm zerstäubter 

A. valerianellae-Suspension auf der Oberseite von Feldsalatblättern. 

(Foto (A): G. Hörner, Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum - 

Rheinpfalz) 

22


2.10 Bonitur von Feldsalatpflanzen 

Die Bonitur von Feldsalatpflanzen wurde, wenn nicht anders erwähnt, mehrmals zu 

verschiedenen Zeitpunkten nach der Inokulation bis Versuchende vorgenommen. Es 

wurden sowohl die Anzahl von Symptom tragenden Pflanzen (Befallshäufigkeit 

in %) ermittelt als auch der Anteil nekrotischer Blattfläche je Einzelpflanze 

(Befallsstärke in %) geschätzt. 

Bei der Bonitur der Pflanzen im Bodenüberdauerungsversuch wurden sowohl die 

Gesamtanzahl der aufgelaufenen Feldsalatpflanzen als auch die Zahl der Symptom 

tragenden Pflanzen beurteilt und in Prozent angegeben (Befallshäufigkeit in %). 

Bei der Bonitur der Pflanzen des Ausgangssaatgutes bei der Saatgutproduktion (mit 

Aussaat in den Jahren 2007 bis 2009) wurden zunächst Symptom tragende Pflanzen 

mit einem Holzstab markiert und anschließend wurde die Gesamtanzahl an Symptom 

tragenden Pflanzen geschätzt. 

2.11 Statistische Auswertung der Daten 

Die Daten wurden mit dem Statistikpaket XLSTAT von MS Excel, Version 6, 

ausgewertet. Mit allen Daten wurde eine Varianzanalyse durchgeführt, vorausgehend 

wurden die Residuen mit dem Shapiro Wilk Test auf Normalverteilung geprüft. Die 

Unterschiede zwischen normalverteilten Behandlungen wurden mit dem Tukey`s 

HSD-Test auf Signifikanz bei p < 0,05 geprüft (und sind nachfolgend in den 

Abbildungen nochmals gesondert beschriftet). Nicht normalverteilte Stichproben 

wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verglichen und auf 

Signifikanz bei p < 0,05 nachgerechnet. Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind 

nicht signifikant voneinander verschieden. 

23


2.12 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen von 

Acidovorax valerianellae 

2.12.1 Einfluss der Temperatur auf die Infektion in vivo 

Die Versuche wurden in Klimaschränken bei konstanten Temperaturen von 10 °C, 

15 °C, 20 °C, 25 °C und 30 °C im 12 Stunden Tag- (mit Beleuchtung) und 

12 Stunden Nachtrhythmus (ohne Beleuchtung) durchgeführt. Feldsalatpflanzen im 

2- bis 4-Blattstadium wurden direkt nach der Inokulation mit einem A. valerianellae- 

Gemisch (siehe Kapitel 2.4) in einer Konzentration von 10 9 cfu/ml bei genannten 

Temperaturen unter gesättigter Luftfeuchte aufgestellt und bis Versuchende 

mehrmals bonitiert. Die Bewässerung der Pflanzen erfolgte über das 

Anstauverfahren, um eine Ausbreitung des Erregers über Spritzwasser zu vermeiden. 

Bonitiert wurde der Anteil an befallener Blattfläche (Befallsstärke in %) und die 

Anzahl an Symptom tragenden Pflanzen (Befallshäufigkeit in %). 


Infektion 

Für diesen Versuch wurden Feldsalatpflanzen (n=20) in verschiedenen Stadien 

(Keim- und Laubblattstadium) mit dem Isolat 709/2 mit einer Konzentration von 

10 6 cfu/ml inokuliert und anschließend unter gesättigter Luftfeuchte kultiviert. Die 

Dauer der Abdeckung zur Erhöhung der Luftfeuchtigkeit wurde variiert. In der ersten 

Variante wurden die Pflanzen unmittelbar nach der Inokulation einmalig für 

48 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert (einmalige Abdeckung). In der 

zweiten Variante wurden die Pflanzen direkt nach der Inokulation für 48 Stunden bei 

gesättigter Luftfeuchte und nach einer jeweils fünftägigen Phase ohne Abdeckung 

erneut für 48 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert. Das erfolgte im 

wöchentlichen Abstand, so dass über 35 Tage jeweils an zwei von sieben Tagen 

gesättigte Luftfeuchtigkeiten herrschten. In Variante drei wurden die Pflanzen bis 

Versuchende, 35 Tage nach der Inokulation, dauerhaft bei gesättigter Luftfeuchte 

24


gehalten (dauerhafte Abdeckung). Die Klimakammerführung wurde auf 20 °C und 

18 °C im 12-Stundenwechsel mit 16 Stunden Licht eingestellt. 

An verschiedenen Tagen nach der Inokulation wurden Bonituren vorgenommen, bei 

denen ermittelt wurde, wie viele Pflanzen von den 20 inokulierten Pflanzen 

Symptome zeigten. Begonnen wurde am vierten Tag nach der Inokulation, während 

die letzte Bonitur nach 35 Tagen stattfand. 

In einer Versuchswiederholung wurden Pflanzen im Laubblattstadium mit einem 

Isolategemisch (Konzentration 10 5 cfu/ml) inokuliert und anschließend, wie oben 

beschrieben kultiviert. 


beziehungsweise die Symptomentwicklung 

Um zu testen, ob die Dauer der Blattnässe beziehungsweise die Dauer des 

Vorhandenseins einer hohen (gesättigten) Luftfeuchte einen Einfluss auf eine 

Infektion von A. valerianellae besitzt, wurden mehrere Versuche angelegt. Bei allen 

Versuchen zum Einfluss der Blattnässedauer auf die Infektion erfolgte die 

Inokulation von Pflanzen im 2- bis 4-Blattstadium mit einer A. valerianellae- 

Suspension aus einem Isolategemisch mit einer Konzentration von 10 8 cfu/ml, wenn 

nicht anders erwähnt. Die Bewässerung erfolgte über das Anstauverfahren, um eine 

Erregerausbreitung durch Spritzwasser zu vermeiden. Erfasst wurden Befallsstärke 

und Befallshäufigkeit an verschiedenen Tagen nach der Inokulation bis Versuchende. 

2.12.3.1 Einfluss der Blattnässedauer auf die Symptomentwicklung 

In einem ersten Versuchsansatz unter Klimakammerbedingungen bei Temperaturen 

von 25 °C für 12 Stunden und 18 °C für 12 Stunden bei 16 Stunden Licht wurde der 

Einfluss einer zwischengeschalteten Trockenphase von sieben beziehungsweise acht 

Tagen auf die Symptomausprägung bereits befallener Feldsalatpflanzen untersucht. 

Nach der Inokulation wurden alle Versuchspflanzen bei gesättigter Luftfeuchte 

kultiviert, um zunächst einen 100 %-igen Befall zu erreichen. Dies geschah an Tag 

sieben nach der Inokulation. Diese erste Phase unter gesättigten Luftfeuchten wurde, 

den Versuchsgliedern entsprechend, bis zum Tag 18 nach Inokulation ausgeweitet. 

25


Nach einer jeweils zwischengeschalteten Trockenphase von sieben beziehungsweise 

acht Tagen bei normal vorherrschenden Luftfeuchten von 88 % relativer Luftfeuchte, 

wurde die Pflanzenanzahl je Versuchsglied halbiert. Eine Hälfte der Pflanzen wurde 

weiterhin „trocken“ (bei normal vorherrschender Luftfeuchte) und die andere Hälfte 

erneut „feucht“ (bei gesättigter Luftfeuchte) kultiviert. 

Pflanzen des Versuchsgliedes 08/15 wurden demnach wie folgt behandelt: die ersten 

acht Tage nach der Inokulation wurden die Pflanzen unter gesättigter Luftfeuchte 

kultiviert, dann folgte eine siebentägige Kultivierung bis Tag 15 nach Inokulation 

unter normal vorherrschender Luftfeuchte und ab Tag 15 erfolgte eine Zweiteilung 

der Versuchspflanzen. Das heißt, die Versuchspflanzen wurden bis Versuchende 

(32 Tage nach der Inokulation) entweder weiterhin bei normal vorherrschender 

Luftfeuchte „trocken“ beziehungsweise unter gesättigter Luftfeuchte „feucht“ 

kultiviert. 

Pflanzen des Versuchsgliedes 10/18 wurden für die ersten zehn Tage unter 

gesättigten Bedingungen kultiviert. Es folgte eine Kultivierung unter normal 

vorherrschender Luftfeuchte (Trockenphase) von acht Tagen Dauer, mit 

anschließender Weiterkultivierung (ab Tag 18) entweder unter trockenen 

beziehungsweise gesättigten Luftfeuchten, bis zum 32. Tag nach der Inokulation. 

Entsprechendes gilt für die anderen Versuchglieder (12/19, 14/22 und 18/25). Die 

erste Zahl steht für die erste Phase der Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte, die 

zweite Zahl benennt den Tag nach Inokulation, ab dem die Versuchspflanzen 

zweigeteilt wurden und entweder weiterhin „trocken“ beziehungsweise erneut 

„feucht“ kultiviert wurden. 

In einem weiteren Versuch unter Klimakammerbedingungen (20 °C für 14 Stunden 

und 15 °C für zehn Stunden bei 16 Stunden Licht) wurden inokulierte 

Feldsalatpflanzen bis zum sichtbaren Befall an allen Pflanzen (neun Tage nach 

Inokulation) bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert. In der daran anschließenden 

Trockenphase wurden alle Pflanzen der Versuchsglieder bei 88 % relativer 

Luftfeuchte kultiviert und die darauffolgende, erneute Kultivierung der Pflanzen 

unter gesättigter beziehungsweise normal vorherrschender Luftfeuchte (bei jeweils 

der Hälfte der Pflanzen) wurde im wöchentlichen Abstand bis Tag 37 nach der 

Inokulation ausgeweitet. Das heißt befallene, Symptom tragende Pflanzen wurden 

26


bis 16, 23, 30 und 37 Tage nach Inokulation bei trockenen Bedingungen kultiviert. 

Daran anschließend wurden die Hälfte der Pflanzen weiterhin trocken und die andere 

Hälfte erneut unter gesättigten Luftfeuchten kultiviert (wie oben bereits beschrieben) 

und zu verschiedenen Tagen nach der Inokulation bonitiert. 

2.12.3.2 Einfluss der Blattnässedauer unmittelbar nach der Inokulation 

In einem zweiten Versuchsansatz wurde die Dauer der vorherrschenden Luftfeuchte 

in der Klimakammer nach der Inokulation variiert. Die Klimakammer wurde dabei 

auf Temperaturen von 20 °C für 14 Stunden und 15 °C für 10 Stunden bei 

16 Stunden Licht eingestellt. Die Pflanzen wurden 0, 6, 9, 12, 24, 48 und 72 Stunden 

nach der Inokulation unter gesättigter Luftfeuchte kultiviert. Nach jeweils sieben 

Tagen „Trockenheit“ bei 85 % relativer Luftfeuchte wurde die Hälfte der Pflanzen 

der jeweiligen Versuchsglieder bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert. 

Die Pflanzen wurden ab dem neunten Tag nach der Inokulation bonitiert. Bonitiert 

wurden dabei sowohl die Pflanzen, die nach einer Trockenphase erneut bei 

gesättigter Luftfeuchte kultiviert wurden, als auch die Pflanzen, die bis Versuchende 

bei normal vorherrschender Luftfeuchte wuchsen. Die Bonitur von Pflanzen, die 

zunächst für 48 und 72 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert wurden, wurde 

am neunten Tag nach der Inokulation lediglich an Pflanzen innerhalb der 

Trockenperiode vorgenommen. Ab der zweiten Bonitur (13 dpi) wurden die Pflanzen 

aus allen Varianten entweder als trocken oder feucht weiterkultiviert und bonitiert. 

Dieser Versuch wurde ebenfalls bei einer konstanten Temperatur von 20 °C mit 

12 Stunden Licht am Tag für die ersten 96 Stunden nach der Inokulation und danach 

mit einem Tag/Nacht-Rhythmus von 20 °C Tag und 15 °C Nacht durchgeführt. 

Als Vergleich zu beiden Temperaturvarianten wurden inokulierte Pflanzen, die über 

die gesamte Zeit des Versuches dauerhaft bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert 

wurden, ebenfalls hinsichtlich der Befallsstärke bonitiert. 

27


2.12.4 Einfluss der Inokulumdichte auf die Infektion 

Es wurden Feldsalatpflanzen im Laubblattstadium mit einzelnen 

A. valerianellae-Isolaten (6.1.a, 16619, 552) in verschiedenen Konzentrationen 

inokuliert und in der Klimakammer unter gesättigter Luftfeuchte aufgestellt. Die 

Konzentration der Isolate lag dabei zwischen 10 2 cfu/ml und 10 7 cfu/ml. Zwischen 

dem 5. und dem 19. Tag nach der Inokulation wurde die Anzahl an Symptom 

tragenden Pflanzen ermittelt. Die Bewässerung erfolgte über das Anstauverfahren. 

28


2.13 Untersuchungen zur Sortenanfälligkeit 

2.13.1 Einfluss der Sorte auf die Infektion 

Es wurden für diesen Versuch die Sorten AV-2, AV-3, AV-4, AV-5, AV-6, AV-7, 

AV-8, AV-9, AV-10, AV-11, AV-12, AV-14 und AV-15 der Züchterhäuser Clause 

Tézier, Enza Zaden, Rijk Zwaan und Nunhems untersucht. Des Weiteren war die 

Wildform V. rimosa (AV-13) Gegenstand der Untersuchungen zum Einfluss der 

Sorte auf die Infektion. Die Aussaat fand am 16.11.2007 (erste Wiederholung) und 

am 14.01.2008 (zweite Wiederholung) statt. Am 31. (1. Wiederholung) 

beziehungsweise 35. (2. Wiederholung) Tag nach der Aussaat wurden die Pflanzen 

im Laubblattstadium inokuliert. Für die Sprühinokulation wurde ein Isolategemisch 

mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml verwendet. Die Pflanzen wurden für 18 Tage 

bei gesättigter Luftfeuchte im Gewächshaus randomisiert kultiviert (zwischen 13 °C 

und 24 °C bei 12 Stunden Kunstlicht im ersten Versuch, höhere Temperaturen 

zwischen 20 °C bis 29 °C bei 12 Stunden Kunstlicht im zweiten Versuch) und 

abschließend bezüglich Befallstärke und Befallshäufigkeit ausgewertet. 

2.13.2 Einfluss der Sorte und des Isolates auf die Infektion 

Um zu testen, ob einzelne Isolate unterschiedlicher Herkunft bei verschiedenen 

Feldsalatsorten zu unterschiedlichen Symptomausprägungen führen, wurden drei 

Sorten (AV-1, AV-5, AV-3) und eine Wildart V. rimosa (AV-13) im 

Laubblattstadium mit jeweils vier Isolaten (6.1.a, 553, 16619, IV2) inokuliert. Nach 

der Sprühinokulation (am 10.03.2009 in der ersten Wiederholung und am 30.03.2009 

in der zweiten Wiederholung) wurden die Pflanzen in einer randomisierten 

Blockanlage unter Gewächshausbedingungen (zwischen 9 °C und 34 °C in der ersten 

Wiederholung beziehungsweise zwischen 2 °C und 45 °C in der zweiten 

Wiederholung) bis Versuchende dauerhaft unter gesättigter Luftfeuchte kultiviert. 

Die Konzentration der am 10.03.2009 verwendeten Isolate belief sich auf 10 4 cfu/ml 

(Isolate 16619, IV2) und 10 6 cfu/ml (Isolate: 6.1.a, 553). Bei der Inokulation 20 Tage 

später wurde eine Konzentration von 10 5 cfu/ml für alle Isolate verwendet. Die 

29


Endbonitur von Befallsstärke und Befallshäufigkeit fand für beide Wiederholungen 

16 Tage nach der Inokulation statt. 

2.13.3 Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion 

In einem Versuch zum Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion 

wurden Feldsalatpflanzen zweier unterschiedlicher Sorten (AV-9 und AV-5) und die 

Wildart V. rimosa (AV-13) im Laubblattstadium mit einem Isolategemisch (aus 

6.1.a, 16619, IV2, 553) inokuliert und anschließend unter gesättigter Luftfeuchte im 

Gewächshaus aufgestellt. Die Konzentrationen der Inokula lagen dabei zwischen 

10 2 cfu/ml und 10 6 cfu/ml. Es wurde an drei Boniturterminen (zwischen Tag sieben 

und Tag 20) die Anzahl an Symptom tragenden Pflanzen ermittelt. Die Pflanzen 

wurden über das Anstauverfahren bewässert. 

30


2.14 Versuche zum Übertragungsweg von Acidovorax 

2.14.1 Boden 

valerianellae 

Bei der Überprüfung, wie lange das Bakterium im Boden überdauern kann, wurden 

am 09.09.2009 nicht-infiziertes und infiziertes Blattmaterial mit A. valerianellae 

jeweils in Boden (Schifferstadt, Pfalz, Deutschland) eingemischt. Die Böden wurden 

anschließend in Containern im Erdreich eingesenkt (Abb. 2.5). Damit sollten die 

natürlichen Bodenverhältnisse in Abhängigkeit der bodenbiologischen Aktivität und 

Umsetzung mit der gegebenen Witterung nachgeahmt werden. Der Nachweis 

erfolgte im monatlichen Abstand durch die Aussaat von gesundem Saatgut (Sorte 

AV-1) in Proben dieser Böden (Abb. 2.6), die jeweils in Einheiten von ca. 800 g 

Boden entnommen wurden. In vier Reihen wurden jeweils 15 Samen abgelegt und 

mit Perlitte abgedeckt. Die sich entwickelnden Pflanzen wurden in der Klimakammer 

bei 20 °C Tag- und 15 °C Nachttemperatur bei 16 Stunden Licht unter gesättigten 

Luftfeuchten bis Versuchende (etwa 12 Wochen nach der jeweiligen Aussaat) 

inkubiert. Die Pflanzen wurden bei Bedarf gegossen, so dass es teilweise zum 

Hochspritzen von Bewässerungstropfen und Bodenpartikeln kommen konnte. 

Blattbereiche mit für A. valerianellae typischen Symptomen wurden mittels TAS- 

ELISA auf einen A. valerianellae-Befall untersucht. 

Dieser Versuchsansatz wurde mit Boden vom Julius Kühn-Institut, Quedlinburg, 

Deutschland freundlicherweise von Frau Katja Thiele im März 2010 für die Dauer 

von acht Monaten wiederholt. 

31


Abbildung 2.5: Container mit kontaminiertem und nicht 

kontaminiertem Boden (durch Einarbeitung von nicht- 

infiziertem und infiziertem Blattmaterial) für sukzessive 

Probenentnahme (einmal pro Monat) über einen Zeitraum von 

bis zu einem Jahr (Standort Schifferstadt, Deutschland). 

32


Abbildung 2.6: Aussaat von gesundem Saatgut (Sorte Favor) in mit 

A. valerianellae kontaminierten und nicht-kontaminierten Boden (durch 

Einarbeitung von nicht-infiziertem und infiziertem Blattmaterial) zur 

Überprüfung der Überdauerung von A. valerianellae-Bakterien im Boden. Die 

Abdeckung der Samen erfolgte mit Perlitte. 

2.14.2 Alternative Wirtspflanzen 

Um den Wirtspflanzenkreis von A. valerianellae einzugrenzen, wurden 

Infektionsversuche mit verschiedenen Pflanzenarten durchgeführt. Als mögliche 

Wirtspflanzen von A. valerianellae wurden Gemüse- und Ackerbaukulturen, die in 

einem unter Praxisbedingungen vorkommenden Fruchtwechsel mit Feldsalat 

angebaut werden, sowie verschiedene Unkräuter geprüft. Der Befall potentieller 

alternativer Wirtspflanzen wurde zunächst visuell und später mittels TAS-ELISA 

geprüft. 

33


2.14.2.1 Alternative Wirtspflanzen I 

In einem ersten Versuch wurde bei einem breiten Artenspektrum (Tab. 2.2) und 

Feldsalat als anfälligem Standard in einzelne Blätter die A. valerianellae-Suspension 

eines Isolategemisches mit einer Konzentration von 10 8 cfu/ml infiltriert und auf die 

gesamte Pflanze gesprüht. Anschießend erfolgte die Kultivierung der Pflanzen bei 

gesättigter Luftfeuchte in der Klimakammer (20 °C Tag-, 15 °C Nachttemperatur bei 

16 Stunden Licht). Zwischen dem 1. Tag und 20. Tag nach Infiltration 

beziehungsweise Sprühinokulation wurden die Pflanzen auf eine Veränderung der 

Blattstrukturen im Vergleich zur Kontrolle (Infiltration und Sprühinokulation mit 

0,85 %-iger Natriumchloridlösung) visuell überprüft. Die Überprüfung erfolgte dabei 

sowohl an infiltrierten Blattbereichen als auch an Blattbereichen, die durch Sprühen 

inokuliert wurden. 

34


Tab 2.2: Verwendete Pflanzen aus elf Familien zur Überprüfung ihrer Eignung als alternative 

Wirtspflanzen von A. valerianellae nach Infiltration und Sprühinokulation. 

1 diese Pflanzen konnten aufgrund der kleinen Blattfläche nicht in einzelne Blätter infiltriert 

werden. 

Familie Art 

Valerianaceae 

(Baldriangewächse) 

Amaranthaceae 

(Fuchsschwanzgewächse) 

Asteraceae 

(Korbblütler) 

Brassicaceae 

Valerianella locusta (L.) 

(Feldsalat) 

Amaranthus retroflexus (L.) 

(Zurückgekrümmter Fuchsschwanz) 

Chenopodium hybridum (L.) 

(Bastard-Gänsefuß) 

Chenopodium album (L.) 

(Weißer Gänsefuß) 

Lactuca sativa (L.) 

(Batavia-Salat) 


(Eissalat) 

Matricaria chamomilla (L.) 1 

(Kamille) 

Senecio vulgaris (L.) 

(Gemeines Kreuzkraut) 

Brassica rapa ssp. pekinensis (Lour.) Hanelt 

(Chinakohl) 

(Kreuzblütengewächse) Capsella bursa-pastoris (L.) Medik. 

Caryophyllaceae 

(Nelkengewächse) 

Fabaceae 

(Hirtentäschel) 

Stellaria media (L.) Vill. 

(Vogelmiere) 

Phaseolus vulgaris (L.) 

(Buschbohne) 

(Hülsenfrüchtler) Pisum sativum (L.) 

(Markerbse) 

35


Tab 2.2 – Fortsetzung: 

Familie Art 

Hydrophylloideae 

(Wasserblattgewächse) 

Lamiaceae 

(Lippenblütler) 

Plantaginaceae 

Phacelia tanacetifolia (Juss.) 1 

(Rainfarn-Phacelie) 

Lamium album (L.) 

(weiße Taubnessel) 

Plantago major (L.) 

(Breitwegerich) 

(Wegerichgewächse) Veronica persica (Poir.) 

Poaceae 

(Süßgräser) 

Portulaceae 

(Portulakgewächse) 

(Persischer Ehrenpreis) 

Eleusine coracana (L.) Gaertn. 

(Fingerhirse) 

Portulaca oleracea (L.) 

(Portulak) 

36


2.14.2.2 Alternative Wirtspflanzen II 

In einem zweiten Versuch wurden Pflanzen aus sechs Familien (Tab. 2.3) und 

Feldsalat als anfälligem Standard mittels Sprühinokulation mit einer 

A. valerianellae-Suspension eines Isolategemisches mit einer Konzentration von 

10 8 cfu/ml inokuliert. Für die ersten 48 Stunden sowie 28 bis 30 Tage nach 

Inokulation wurden die Pflanzen bei gesättigter Luftfeuchte im Gewächshaus 

kultiviert. Am 10. Tag nach der Inokulation sowie am 25. und 30. Tag nach der 

Inokulation wurden die Pflanzen visuell auf eine Veränderung in der Blattstruktur 

bonitiert. Als Vergleich wurden entsprechende mit 0,85 %-iger 

Natriumchloridlösung inokulierte Kontrollpflanzen herangezogen. 

37


Tab 2.3: Verwendete Pflanzen aus sieben Familien zur Überprüfung der Eignung als 

Wirtspflanzen von A. valerianellae (Alternative Wirtspflanzen II) nach Sprühinokulation. 

Familie Art 

Valerianaceae 



(Feldsalat) 

Beta vulgaris subsp. vulgaris var. conditiva (L.) 

Amaranthaceae 

(Rote Bete) 

(Fuchsschwanzgewächse) Spinacia oleracea (L.) 

Apiaceae 

(Doldenblütler) 

Brassicaceae 

(Kreuzblütengewächse) 

(Spinat) 

Foeniculum vulgare (L.) Mill. 

(Fenchel) 

Daucus carota subsp. sativus (Hoffm.) Schübl. et G. 

Martens (Möhre) 

Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A.W. Hill 

(Petersilie, glatt und kraus) 

Raphanus sativus subsp. oleiformes (L.) 

(Ölrettich) 

Raphanus sativus subsp. sativus (L.) 

(Radies) 

Raphanus sativus (L.) 

(Rettich) 

Eruca sativa (L.) 

(Rucola) 


Fabaceae 

(Buschbohne) 


Poaceae 

(Süßgräser) 

Solanaceae 

(Nachtschattengewächse) 

(Markerbse) 

Zea mays (L.) 

(Mais) 

Capsicum annuum (L.) 

(Paprika) 

38


2.14.2.3 Alternative Wirtspflanzen III 

In einem dritten Versuchsansatz wurde geprüft, wie lange das Bakterium in sieben 

Pflanzenarten aus fünf Familien (Tab. 2.4) lebensfähig ist und ob diese Pflanzen als 

potentielle Wirte für das Bakterium geeignet sind. Dazu wurde in jeweils acht Blätter 

jeder Versuchspflanze sowie Feldsalat als anfälligem Standard eine A. valerianellae- 

Suspension aus einem Isolategemisch mit der Konzentration von 10 8 cfu/ml injiziert. 

Die Injektion erfolgte über Nadelstiche nur auf einer Blatthälfte. Als Kontrolle wurde 

0,85 %-ige Natriumchloridlösung in Blatthälften weiterer Versuchspflanzen infiziert. 

Die Pflanzen wurden insgesamt fünf Wochen auf Veränderungen im Vergleich zur 

Kontrolle untersucht. Die ersten 12 Tage nach der Inokulation wurden die Pflanzen 

bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert, um den Bakterien eine optimale Umgebung zu 

bieten. Danach erfolgte die Kultur bei der im Gewächshaus vorherrschenden 

Luftfeuchtigkeit. Nach 12 Tagen unter gesättigten Bedingungen erfolgte eine erste 

Untersuchung der inokulierten Blätter. Der Nachweis lebensfähiger Bakterien 

erfolgte über Ausplattieren von Pflanzensaftproben von den mit 70 %-igem Alkohol 

oberflächendesinfizierten, injizierten und den nicht-injizierten Blatthälften auf KB- 

Agarschalen (plus Cycloheximid). Gewachsene Bakterienkolonien wurden 

anschließend näher charakterisiert (Fluoreszenz, Gramreaktions-Test, Mikrobiologie 

Bactident® Oxidase-Test, Hypersensitivitätsreaktion, indirekter TAS-ELISA). 

Die Pflanzen wurden über die Dauer des Versuches so gegossen, dass die injizierten 

Blattbereiche weder berührt noch feucht wurden. 

39


Tab. 2.4: Verwendete Pflanzen aus sechs Familien zur Überprüfung ihrer Eignung als 

alternative Wirtspflanzen von A. valerianellae nach Stichinokulation. 

Familie Art 

Valerianaceae 


Amaranthaceae 


(Feldsalat) 

Beta vulgaris subsp. vulgaris var. conditiva (L.) 

(Rote Bete) 

(Fuchsschwanzgewächse) Spinacia oleracea (L.) 

Apiaceae 

(Doldenblütler) 

Asteraceae 

(Korbblütler) 

Brassicaceae 

(Kreuzblütengewächse) 

Fabaceae 

(Spinat) 

Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A.W. Hill 

(Petersilie, kraus) 


(Eissalat) 

Raphanus sativus subsp. oleiformes (L.) 

(Ölrettich) 

Raphanus sativus subsp. sativus (L.) 

(Radies) 

Raphanus sativus (L.) 

(Rettich) 


(Buschbohne) 


2.14.3 Saatgut 

(Markerbse) 

Um zu überprüfen, ob es bei der Saatgutproduktion von mit A. valerianellae- 

infiziertem Saatgut der Sorte AV-75 zu einer Übertragung des Bakteriums auf die 

Tochtergeneration kommt, wurde je ein Versuch in den Jahren 2007, 2008 und 2009 

angelegt. Im Vergleich dazu wurde jedes Mal eine nicht-infizierte Saatgutpartie der 

Sorte AV-60 ausgesät und ebenfalls bis zur Saatgutproduktion kultiviert. 

40


Die Aussaat des Feldsalates erfolgte sowohl im Jahr 2007 als auch im Jahr 2008 im 

Monat Mai in einem Folienhaus mittels Feldsaatmaschine Type Miniair S der Firma 

Accord-Landmaschinen H. Weiste & Co. GmbH, Soest, Deutschland. Jede 

Saatgutpartie wurde in einem Abstand von 4,2 cm in der Reihe und 12,5 cm 

zwischen den Reihen ausgesät (10 Reihen je Saatgutpartie), wobei zuerst die nicht- 

infizierte Partie in die Erde abgelegt wurde, um ein Verschleppen bei der Aussaat zu 

verhindern. Um eine Übertragung von A. valerianellae mittels Spritzwasser bei der 

Beregnung (Gießwagen) zu vermeiden wurden zwischen den infizierten und nicht- 

infizierten Saatgutpartien Folienzäune in Höhe von einem Meter aufgebaut 

(Abb. 2.7, Abb. 2.9). 

Der Versuch zur Saatgutproduktion mit Aussaat im Jahr 2007 wurde zusätzlich in 

Frankreich im Freiland durchgeführt. Die Fläche wurde von der Firma Enza Zaden, 

Allonnes, Frankreich zur Verfügung gestellt. Die Versuchsdurchführung (Aussaat, 

Beregnung, Bonitur, Ernte) wurde freundlicherweise von den dort ansässigen 

Mitarbeitern durchgeführt. Die Beregnung erfolgte zusätzlich zu natürlichem Regen 

über Kreisregner. Ein Folienzaun wurde nicht aufgebaut (Abb. 2.8). 

Die Aussaat für die Saatgutproduktion 2009 erfolgte im November 2009 mittels einer 

Handsämaschine HS der Firma Sembdner Maschinenbau GmbH, Germering, 

Deutschland in einem Gewächshaus, wobei die Kornablage wie in den Aussaatjahren 

zuvor erfolgte (4,2 cm in der Reihe, 12,5 cm zwischen den Reihen). Begonnen wurde 

auch hier mit der Aussaat der nicht-infizierten Saatgutpartie. Beide Saatgutpartien 

wurden gebeizt verwendet (Beize aus Thiram, Metalaxyl und Iprodion). Die 

Wasserversorgung der Pflanzen erfolgte zum einen über Kopf mit Kreisregnern 

(das heißt plus Spritzwasser) zum anderen über Tropfbewässerung (das heißt ohne 

Spritzwasser). Um eine Übertragung von A. valerianellae mittels Spritzwasser zu 

vermeiden, wurde sowohl zwischen der infizierten und nicht-infizierten 

Saatgutpartie, die über Kopf beregnet wurde, ein ein Meter hoher Folienzaun 

aufgebaut als auch zwischen den Varianten Kopfberegnung und 

Tropfschlauchbewässerung (die Zaunhöhe entsprach hier der Gewächshaushöhe, 

Abb. 2.10). 

41


Die Feldsalatpflanzen wurden für die Dauer der Saatgutproduktion auf einen 

A. valerianellae-Befall hin visuell überprüft und die Befallshäufigkeit (%) gezählt 

(Aussaat im Jahr 2007, Deutschland und Frankreich) beziehungsweise geschätzt 

(Aussaat in den Jahren 2008 und 2009, Deutschland). 

Die Ernte der Samen fand in den Jahren nach der Aussaat im Mai beziehungsweise 

Juni statt. Das Saatgut wurde nach der Trocknung zunächst für vier bis acht Wochen 

bei 4 °C gelagert, anschließend gereinigt und bis zur weiteren Verwendung bei 

Raumtemperatur aufbewahrt. Die Saatgutpartien (Abb. 2.11) wurden mit 

verschiedenen Verfahren (siehe 2.15.1) auf Kontamination beziehungsweise 

Befallsfreiheit geprüft. Parallel wurden bei den Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan 

die dort etablierten Routineprüfungen (Sweatbox-Test, anschließend Nachweis mit 

PCR) auf A. valerianellae-Befall durchgeführt (siehe 2.15.1.4). 

Die Bodenart in den Häusern war ein sandiger Lehm. 

42


Abbildung 2.7: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus 

gesundem (rechts) und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut 

(links) mit Aussaat im Jahr 2007 im Folienhaus in Deutschland. 

Abgrenzung durch einen Folienzaun. Beregnung über Kopf. 

43


Abbildung 2.8: Versuchsanordnung der Saatgutproduktion aus gesundem 

(links) und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut (rechts) mit Aussaat im Jahr 

2007 im Freiland in Frankreich. (Foto: A. Schieder, Enza Zaden) 


(links) und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut (rechts) mit Aussaat im 

Jahr 2008 im Folienhaus in Deutschland. Abgrenzung durch einen 

Folienzaun. Beregnung über Kopf. 

44


A 

B 


und mit A. valerianellae-infiziertem Saatgut mit Aussaat im Jahr 2009 im 

gleichen Schiff eines Gewächshauses, Abgrenzung durch Folienzäune. (A): 

Wasserversorgung mittels Kreisregner, gesundes Saatgut rechts, 

kontaminiertes Saatgut links. (B): Wasserversorgung mittels 

Tropfbewässerung, gesundes Saatgut links, kontaminiertes Saatgut rechts. 

45


Aussaatjahr 

2007 

Aussaatjahr 

2008 

Aussaatjahr 

2009 

(Verwendung 

von gebeiztem 

Saatgut) 

Ausgangssaatgut 

AV-60 (gesund) 

AV-61 

(Deutschland) 

aus AV-60 

AV-64 

(Tröpfchen) 

aus AV-60 

(gebeizt) 

AV-62 

aus AV-60 

AV-63 

(Frankreich) 

aus AV-60 

AV-65 

(Regner) 

aus AV-60 

(gebeizt) 


AV-75 (kontaminiert) 

AV-76 

(Deutschland) 

aus AV-75 

AV-79 

(Tröpfchen) 

aus AV-75 

(gebeizt) 

AV-77 

aus AV-75 

AV-78 

(Frankreich) 

aus AV-75 

AV-80 

(Regner) 

aus AV-75 

(gebeizt) 

Abbildung 2.11: Benennung der gewonnenen Saatgutpartien aus der gesunden Feldsalat- 

Saatgutpartie (AV-60, Ausgangssaatgut) und einer kontaminierten Feldsalat-Saatgutpartie 

(AV-75, Ausgangssaatgut) mit Aussaaten in verschiedenen Jahren (2007 bis 2009). Die 

Vermehrung des Ausgangssaatguts fand mit Aussaat im Jahr 2007 in Deutschland und 

Frankreich statt, mit Aussaat im Jahr 2008 in Deutschland. Mit der Aussaat im Jahr 2009 

wurde das Ausgangssaatgut gebeizt verwendet, die Bewässerung erfolgte über das 

Tröpfchenverfahren und über Kopf mit Kreisregnern. 

46


2.15 Saatgutuntersuchungen 

2.15.1 Nachweismethoden von Acidovorax valerianellae am Saatgut 

Alle verwendeten Saatgutpartien sowie die neu gewonnenen Partien aus der 

Saatgutproduktion (siehe 2.14.3) wurden mittels verschiedener Methoden auf eine 

A. valerianellae-Kontamination hin untersucht. 

2.15.1.1 Sweatbox-Test in der Klimakammer 

Für den Sweatbox-Test wurden in geschlossenen Kunststoff-Schalen zwei Liter 

Vermiculit ausgebracht und mit 1000 ml Wasser befeuchtet (Abb. 2.12). 5000 Samen 

je Saatgutpartie und Schale wurden großflächig ausgebreitet und abschließend mit 

einer Vermiculit-Schicht von einem Liter bedeckt. Die Schalen wurden bei nahezu 

100 % rel. Luftfeuchte bei 18 °C Nacht- (12 Stunden) und 25 °C Tagtemperaturen 

(12 Stunden, mit Licht) für bis zu 28 Tage aufgestellt. Nach dem Auflaufen wurde 

eine erste Befallshäufigkeit je Schale geschätzt. Bis Versuchende (28 Tage) nach 

Aussaat erfolgten weitere Bonituren der Befallshäufigkeit. Pflanzen mit verdächtigen 

Symptomen wurden im indirekten TAS-ELISA geprüft. 

47


Abbildung 2.12: Sweatbox zum Nachweis von A. valerianellae am Saatgut. 

(Foto: P. Krämer) 

2.15.1.2 Aufwuchstest im Gewächshaus 

Das auf einen A. valerianellae Befall zu überprüfende Saatgut wurde in 

Erdpresstöpfe ausgesät. Mit Beginn des sich entwickelnden Laubblatts (ca. drei bis 

vier Wochen nach der Aussaat) wurden die Pflanzen für bis zu 55 Tage bei 

gesättigter Luftfeuchte im Gewächshaus kultiviert. Die Pflanzen wurden visuell auf 

einen Befall mit A. valerianellae-Symptomen hin begutachtet (Abb. 2.13). Die 

Beobachtung der Befallshäufigkeit wurde bis zum Versuchende fortgeführt. 

Auffällige Pflanzen wurden mittels indirekten TAS-ELISA untersucht. 

48


Abbildung 2.13: Aufwuchstest im Gewächshaus zum Nachweis von 

A. valerianellae am Saatgut. 

2.15.1.3 Ankeimmethode auf Papier 

0,2 g der auf A. valerianellae-Befall zu untersuchenden Saatgutpartien wurden mit 

0,3 ml Probenpuffer homogenisiert (Tag null) und eingefroren. Am gleichen Tag 

wurden die Samen (zu je 0,2 g) in jeweils drei Petrischalen, die zuvor mit 

Leitungswasser angefeuchtetem Filterpapier auslegt worden waren, ausgesät und bei 

Raumtemperatur (zwischen 20 °C und 22 °C) inkubiert. Nach vier, neun und 

14 Tagen nach der Aussaat wurden diese Samen beziehungsweise Keimlinge mit 

jeweils 0,3 ml Probenpuffer homogenisiert und ebenfalls eingefroren. Eine 

Untersuchung der gewonnenen Proben wurde zum gleichen Zeitpunkt mittels 

indirektem TAS-ELISA durchgeführt, indem Proben als Zweifachbestimmung 

aufgetragen, gemessen und gemittelt wurden (siehe Kapitel 2.3.5). 

2.15.1.4 Bestimmungen durch Fremdfirmen 

Die Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan untersuchten dankenswerterweise das 

Saatgut aus der Saatgutproduktion mittels dort etablierter Routineprüfungen auf 

einen A. valerianellae-Befall (Sweatbox-Test mit anschließender PCR verdächtiger 

49


Pflanzen mit A. valerianellae-Symptomen). Über genauere Informationen zur 

Methode geben die Firmen Auskunft. 

2.15.2 Dekontaminationsmaßnahmen (Warmwasserbehandlung 

und Dampfdesinfektion) 

Zur Prüfung von Dekontaminationsmaßnahmen am Saatgut wurden die Samen der 

Sorten AV-220 (gesund), AV-17 (kontaminiert) und AV-219 (kontaminiert) bei einer 

Warmwasserbehandlung in einen Teebeutel verpackt und in einem Wasserbad für 

eine bestimmte Zeit mit einer definierten Temperatur eingetaucht (Tab. 2.5). Nach 

dem Tauchen wurden die Samen zunächst zwischen eine Lage Handtücher gelegt, 

um überschüssiges Wasser zu entfernen. Anschließend wurden die Samen bei 27 °C 

und ca. 30 % rel. Luftfeuchte für 24 bis 48 Stunden zurückgetrocknet. 

Alle Samen wurden nach erfolgter Behandlung auf ihre Keimfähigkeit hin überprüft 

sowie mit der Ankeimmethode auf Papier und anschließendem TAS-ELISA auf eine 

Reduktion beziehungsweise Eliminierung der A. valerianellae-Kontamination 

untersucht (siehe Kapitel 2.15.1.3). 

Die Interpretation der OD-ELISA-Werte wurde wie folgt durchgeführt: die 

Mittelwerte der Tage null der jeweiligen Behandlung wurden als Schwellenwerte für 

die nachfolgenden Mittelwerte der Tage vier, neun und vierzehn jeder Behandlung 

herangezogen. Einzelne Probenwerte (unabhängig vom Aussaattermins), die deutlich 

über diesem Schwellenwert lagen, galten als weiterhin A. valerianellae-positive 

Werte und die Probe war noch immer mit A. valerianellae belastet und nicht 

dekontaminiert. 

Des Weiteren konnte dankenswerterweise auf zwei andere Arbeitsweisen 

zurückgegriffen werden. Bei der ersten Methode handelte es sich um eine 

Dampfdesinfektionsmaßnahme des Eidgenössischen Volkswirtschaftsdepartement 

EVD, Forschungsanstalt Agroscope Changins-Wädenswil ACW, bei der die Samen 

der Sorten AV-220, AV-17 und AV-219 einer Applikationstemperatur von 66 °C für 

90 beziehungsweise 105 Sekunden oder bei 64 °C für 120 beziehungsweise 

150 Sekunden ausgesetzt waren. Anschließend wurden die Samen bei 25 - 28 °C für 

36 Stunden rückgetrocknet. 

50


Die zweite Methode wurde von einer für Saatgut spezialisierten Firma durchgeführt. 

Zu der Methode können allerdings keine weiteren Angaben gemacht werden, da sie 

ein Betriebsgeheimnis der Firma ist. 

Abschließend fanden auch hier eine Überprüfung der Keimfähigkeit sowie die 

dekontaminierende Wirkung der Methode mittels Ankeimmethode auf Papier und 

TAS-ELISA statt. 

Tabelle 2.5: Verwendete Temperaturen (°C) und Inkubationszeiten (Minuten) bei einer 

Warmwasserbehandlung von Feldsalatsaatgut. 

Warmwasserbehandlung 

Temperatur (°C) Zeit (Minuten) 

43 20 

47 45 

50 10 

50 20 

55 10 

55 20 

60 5 

51

ERGEBNISSE 

3 ERGEBNISSE 

3.1 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen 

3.1.1 Einfluss der Temperatur auf die Infektion (in vivo) 

Bei den Untersuchungen wurden Feldsalatpflanzen am vierten, sechsten, zehnten und 

zwölften Tag nach Inokulation (dpi) bonitiert, um den Einfluss der Temperatur auf 

die Infektion zu erfassen (Kapitel 2.12.1). Sowohl Befallsstärke als auch 

Befallshäufigkeit stiegen im zeitlichen Verlauf in allen drei Temperaturvarianten an. 

Dabei stiegen die Befallsstärke sowie Befallshäufigkeit mit der 

Inkubationstemperatur an. Pflanzen, die bei 10 °C kultiviert wurden, erreichten zwölf 

Tage nach der Inokulation eine maximale Befallstärke von 3,3 % und eine 

Befallshäufigkeit von 60 %, während Pflanzen, die bei 20 °C kultiviert wurden, eine 

Befallstärke von 13,8 % und eine Befallshäufigkeit von 98,3 % erreichten. Zwölf 

Tage nach der Inokulation konnten Pflanzen, die bei 30 °C wuchsen, nicht mehr 

ausgewertet werden, da diese den hohen Temperaturen bei gesättigter Luftfeuchte 

nicht standhielten. Zehn Tage nach der Inokulation fand bei der 30 °C-Variante die 

letzte Bonitur statt, bei der die Pflanzen eine maximale Befallsstärke von 18,2 % und 

Befallshäufigkeit von 96,7 % erreichten (Abb. 3.1). 

In einer zweiten Wiederholung wurden lediglich die Pflanzen, die bei Temperaturen 

von 10 °C und 20 °C wuchsen, bonitiert. Die Pflanzen, die bei 30 °C kultiviert 

wurden, brachen bereits vor der ersten Bonitur zusammen und konnten somit nicht 

zur Auswertung herangezogen werden. Die Bonituren fanden nach zehn, 14, 19 und 

25 Tagen statt. 25 dpi war bei Pflanzen, die bei 20 °C kultiviert wurden, eine 

Schätzung der Befallsstärke nicht mehr möglich, da sie stark mit Echtem Mehltau 

befallen waren. Die Befallsstärke stieg bei Pflanzen, die bei 10 °C inkubiert wurden, 

von 0,3 % am zehnten Tag nach der Inokulation auf 5,5 % am 25. Tag nach der 

Inokulation konstant an. Ebenso stieg der Wert der Symptom tragenden Blattfläche 

bei Pflanzen, die bei 20 °C inkubiert wurden, an. Der Anteil an Symptom tragenden 

Pflanzen betrug am zehnten Tag nach der Inokulation 18,3 % und stieg über die 

Dauer des Versuches an, wobei die Pflanzen aus dieser Gruppe an einzelnen 

Boniturtagen eine etwas höhere Anzahl an infizierten Pflanzen aufwiesen als die 

52

ERGEBNISSE 

Pflanzen aus der Gruppe, die bei 10 °C inkubiert wurden (Abb. 3.2). Tendenziell 

verhielten sich die Ergebnisse aus der ersten und der zweiten Wiederholung gleich: 

Bei höheren Temperaturen waren sowohl Befallsstärken als auch Befallshäufigkeiten 

höher, allerdings war der Befall in der zweiten Wiederholung zeitlich deutlich 

verzögert gegenüber der ersten Wiederholung. Erste Symptome waren hier nicht wie 

bei der ersten Wiederholung bereits nach vier Tagen nach der Inokulation sichtbar, 

sondern erst 10 dpi. Des Weiteren war der Befall in der zweiten Wiederholung 

deutlich vermindert. 

Um zu überprüfen, wie der Einfluss von Temperaturen von 15 °C und 25 °C 

hinsichtlich Befallsstärke und Befallshäufigkeit auf die Infektion war, wurden 

Feldsalatpflanzen mit einem Isolategemisch (Konzentration 10 9 cfu/ml) inokuliert 

und bei den genannten Temperaturen unter gesättigter Luftfeuchte kultiviert. In der 

ersten Wiederholung wurden die Pflanzen zwischen Tag vier und Tag 14 nach der 

Inokulation bonitiert. Die Befallsstärke und die Befallshäufigkeit stiegen bei beiden 

Inkubationstemperaturen mit zunehmender Dauer unter gesättigter Luftfeuchte an, 

wobei erste Symptome bei Pflanzen, die bei 25 °C kultiviert wurden, vier Tage 

früher sichtbar waren als bei Pflanzen, die bei 15 °C kultiviert wurden. Zudem 

erreichten sowohl Befallsstärke als auch Befallshäufigkeit von inokulierten Pflanzen, 

die bei höheren Temperaturen kultiviert wurden, höhere Werte. So wurden bereits 

10 dpi eine Befallsstärke von 19,7 % und eine Befallshäufigkeit von 96,7 % erreicht, 

im Vergleich zu 5,6 % beziehungsweise 70 % bei der niedrigeren 

Inkubationstemperatur von 15 °C. 14 Tage nach der Inokulation wurden lediglich die 

Pflanzen, die bei einer niedrigeren Temperatur kultiviert wurden, zur Auswertung 

herangezogen. Pflanzen, die bei 25 °C kultiviert wurden, waren 14 dpi zu stark mit 

Echtem Mehltau befallen und konnten nicht bonitiert werden (Abb. 3.3). 

In der zweiten Wiederholung wurden diese Ergebnisse weitestgehend bestätigt: 

Pflanzen, die bei höheren Inkubationstemperaturen kultiviert wurden, zeigten höhere 

Befallsstärken und Befallshäufigkeiten als Pflanzen, die bei 15 °C inkubiert wurden. 

Zudem lagen die Werte in dieser zweiten Wiederholung insgesamt über denen, die 

bei der ersten Wiederholung erreicht wurden. 

53

ERGEBNISSE 

Vier Tage nach der Inokulation waren bei 25 °C Inkubationstemperatur auch hier die 

ersten Symptome sichtbar und somit zwei Tage früher als bei Pflanzen, die einer 

Temperatur von 15 °C ausgesetzt waren. 17 Tage nach der Inokulation waren alle 

Pflanzen bei einer Inkubationstemperatur von 25 °C infiziert und zeigten knapp 30 % 

Symptome auf der Blattfläche, während Pflanzen, die bei 15 °C kultiviert wurden, 

lediglich eine Befallsstärke von 15 % und eine Befallshäufigkeit von 95 % zeigten 

(Abb. 3.4). 

Die Temperatur besaß einen Einfluss auf die Infektion. Je höher die Temperatur war, 

bei der inokulierte Pflanzen kultiviert wurden, desto höher waren auch Befallsstärken 

und Befallshäufigkeiten. Beide Parameter nahmen innerhalb jeder gewählten 

Temperaturstufe, mit fortschreitender Dauer nach der Inokulation, zu. 

Es waren bei allen Temperaturstufen zwischen 10 °C und 30 °C nach der Inokulation 

Symptome an Feldsalatpflanzen sichtbar, eine Infektion demnach möglich. 

54

ERGEBNISSE 

A 

B 

Befallsstärke in % 

Befallshäufigkeit in % 

24 

22 

20 

18 

16 

14 

12 

10 

8 

6 

4 

2 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

b 

ab 

a 

ab 

ab 

a a 

a 

10 °C 20 °C 30 °C 

ab 

ab 

b 

b 

b 

Inkubationstemperatur 

4 dpi 6 dpi 10 dpi 12 dpi 

a 

ab 

10 °C 20 °C 30 °C 

b 

b 




A. valerianellae (A: Befallstärke in %, B: Befallshäufigkeit in %) an Feldsalatpflanzen 4, 6, 10 

und 12 Tage nach Inokulation (dpi) mit A. valerianellae (Isolatemix, Konzentration 10 9 cfu/ml). 

Bei 30 °C konnte keine Bonitur nach zwölf Tagen vorgenommen werden, da die Pflanzen 

abgestorben waren. Behandlungen mit gleichen Buchstaben (Boniturtage) sind nicht 

signifikant voneinander verschieden. Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns 

Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

a 

ab 

ab 

b 

b 

55

ERGEBNISSE 

A 

B 



24 

22 

20 

18 

16 

14 

12 

10 

8 

6 

4 

2 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

ab 

bc 

c 

10 °C 20 °C 

a 

b 


a 

ab 


c 

10 °C 20 °C 




A. valerianellae (A: Befallstärke in %, B: Befallshäufigkeit in %) an Feldsalatpflanzen 10, 

14, 19 und 25 Tage nach Inokulation (dpi) mit A. valerianellae (Isolatemix, Konzentration 

10 9 cfu/ml). 

Bei 20 °C konnte keine Bonitur nach 25 Tagen vorgenommen werden, da die Pflanzen 

abgestorben waren. Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind nicht signifikant 

voneinander verschieden. Die Daten der Inkubationstemperatur von 20 °C wurden mit dem 

Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet (p < 0,05). Die Daten der 

Inkubationstemperatur von 10 °C wurden mit dem Tukey`s HSD-Test verrechnet (p < 0,05). 

a 

a 

b 

a 

56

ERGEBNISSE 

A 

B 



35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

ab 

ab 

b 

b 

15 °C 25 °C 

b 



b 

a 

a 

ab 

ab 

15 °C 25 °C 




A. valerianellae (A: Befallstärke in %, B: Befallshäufigkeit in %) an Feldsalatpflanzen 4, 


10 9 cfu/ml). 

Bei 25 °C konnte keine Bonitur nach 14 Tagen vorgenommen werden, da die Pflanzen 

abgestorben waren. Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind nicht signifikant 

voneinander verschieden. Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns 

Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

b 

b 

57

ERGEBNISSE 

A 

B 



35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

ab 

ab 

abc 

bc 

c 

a 

ab 

15 °C 25 °C 


ab 

4 dpi 6 dpi 10 dpi 12 dpi 17 dpi 

b b b 

a a a a a 

15 °C 25 °C 


4 dpi 6 dpi 10 dpi 12 dpi 17 dpi 


A. valerianellae (A: Befallstärke in %, B: Befallshäufigkeit in %) an Feldsalatpflanzen 4, 6, 


10 9 cfu/ml). 

Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind nicht signifikant voneinander verschieden. Die 

Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

ab 

b 

58

ERGEBNISSE 


Infektion 

Der Einfluss des Balttalters sowie der Blattnässedauer auf die Ausprägung von 

Symptomen nach Inokulation von Feldsalatpflanzen mit A. valerianellae wurde in 

den hier vorgestellten Untersuchungen geprüft (Kapitel 2.12.2). 

Bei der einmaligen Kultur für 48 Stunden nach Inokulation unter gesättigter 

Luftfeuchte waren weder an den Keimblättern noch an den Laubblättern 

A. valerianellae typische Symptome erkennbar (Abb. 3.5). 

Bei einer wöchentlich wiederkehrenden Kultur unter gesättigter Luftfeuchte von 

48 Stunden zeigten viele der inokulierten Pflanzen im Laubblattstadium Symptome. 

Bereits neun Tage nach der Inokulation waren 16 Pflanzen befallen und zeigten 

Symptome (Abb. 3.5 B). Bei Pflanzen, die im Keimblattstadium inokuliert wurden, 

zeigten sich 16 Tage nach der Inokulation die ersten Symptome (an zwei Pflanzen). 

Ein Wert von maximal vier Symptom tragenden Pflanzen wurde aber über die Dauer 

von 35 Tagen nicht überschritten (Abb. 3.5 A). Die Befallshäufigkeit nahm sowohl 

bei Pflanzen im Keimblattstadium als auch bei Pflanzen im Laubblattstadium nach 

21 dpi ab und stieg bei Pflanzen im Laubblattstadium bis zu Versuchende leicht 

wieder an. 

Eine dauerhafte Abdeckung unter gesättigter Luftfeuchte hatte den größten Einfluss 

auf die Symptomausprägung. Pflanzen, die im Keimblattstadium inokuliert wurden, 

zeigten bereits nach fünf Tagen erste Symptome, wobei der Anteil an Symptom 

tragenden Pflanzen 12 dpi stark anstieg, 23 dpi waren alle Pflanzen befallen und 

zeigten Symptome (Abb. 3.5 A). Bei Pflanzen, die im Laubblattstadium inokuliert 

wurden, zeigten sich erste Symptome bereits nach vier Tagen und alle Pflanzen 

wiesen 11 dpi typische Krankheitssymptome auf (Abb. 3.5 B). 

59

ERGEBNISSE 

A 


B 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

ab 

b 

bb 

a 

ab 

b 

b 

a 

b 

a 

b 

b 

a 

b 

b 

a 

b 

b 

a 

b 

b b b b b b 

5 8 12 14 16 19 21 23 26 28 30 33 35 

ab 

b 

b 

a 

b 

a 

b 

b 

a 

Tage nach Inokulation 

einmalig wöchentlich dauerhaft 

a 

a 

a 

a 

a 

b b b b b b b b b b bb 

b b b b 

b 

b 

4 6 9 11 14 16 18 21 23 25 28 32 


einmalig wöchentlich dauerhaft 

Abbildung 3.5: Anteil an befallenen Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) zwischen 5 und 

35 dpi (A) beziehungsweise zwischen 4 und 32 dpi (B) mit A. valerianellae (Isolat 

709/2, 10 6 cfu/ml) im Keimblattstadium (A) beziehungsweise Laubblattstadium (B) in 

Abhängigkeit der Blattnässedauer (einmalig, wöchentlich, dauerhaft). 

Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind nicht signifikant voneinander 

verschieden. Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) 

verrechnet (p < 0,05). 

b 

a 

a 

b 

a 

a 

b 

a 

a 

b 

a 

a 

b 

60

ERGEBNISSE 

Auch das Ergebnis aus der Versuchswiederholung zeigte bei dauerhafter Inkubation 

unter gesättigter Luftfeuchte einen charakteristischen Verlauf von Befallsstärke und 

Befallshäufigkeit. So waren nach zehn Tagen bereits 70 % der Pflanzen befallen und 

zeigten Symptome, 2,7 % der Blattfläche einzelner Pflanzen waren dabei mit 

Symptomen bedeckt. Nach 19 Tagen unter dauerhaft feuchter Kultivierung waren 

bereits 95 % der Pflanzen Symptom tragend, während sich die Befallsstärke 

vervierfacht (10,6 %) hatte. Zu Versuchende (34 dpi) waren 100 % der Pflanzen 

infiziert und zeigte auf 1/5 der Blattfläche (20,4 %) Symptome (Abb. 3.6). 

Pflanzen, die nach der Inokulation im wöchentlichen Abstand unter gesättigter 

Luftfeuchte kultiviert wurden, zeigten über die Dauer des Versuches (bis Tag 34 

nach Inokulation) keine Symptome (Daten nicht gezeigt). 

Die Versuche zeigten, dass sowohl das Blattalter als auch die Dauer der Blattnässe 

einen Einfluss auf die Infektion haben. Pflanzen im Keim- und im Laubblattstadium 

wiesen nach erfolgter Inokulation keine Symptome auf, wenn die Blätter lediglich 

einmalig 48 Stunden nass waren. Waren die Blätter hingegen in wöchentlichem 

Abstand für 48 Stunden nass, so waren Symptome an Pflanzen sichtbar. Bei im 

Keimblattstadium inokulierten Pflanzen war dies zu einem späteren Zeitpunkt nach 

der Inokulation der Fall als bei Pflanzen, die im Laubblattstadium inokuliert worden 

waren. Die Befallshäufigkeit lag bei im Keimblattstadium inokulierten Pflanzen über 

die Dauer des Versuches auf einem niedrigeren Niveau als bei Pflanzen, die im 

Laubblattstadium inokuliert worden waren. Eine dauerhafte Kultivierung bei 

gesättigten Luftfeuchten führte bei allen inokulierten Pflanzen, unabhängig vom 

Blattalter, zu Symptomen. Der Zeitpunkt, zu dem alle Pflanzen Symptome zeigten, 

war jedoch bei Pflanzen im Laubblattstadium früher erreicht. 

61

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

A 

ab 

AB 

ab 

AB 

ab 

AB 

ab 

AB 

7 10 13 19 21 26 34 


ab 

Befallshäufigkeit in % Befallsstärke in % 

Abbildung 3.6: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) sowie der 

Anteil befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) zwischen 7 und 34 dpi mit 

einem A. valerianellae-Gemisch (10 5 cfu/ml) von Pflanzen im Laubblattstadium bei 

dauerhafter Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte. 

Behandlungen mit gleichen Buchstaben sind nicht signifikant voneinander verschieden. 

Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

B 

b 

AB 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 


62

ERGEBNISSE 


beziehungsweise die Symptomentwicklung 

3.1.3.1 Einfluss der Blattnässedauer auf die Symptomentwicklung 

Die Prüfung des Einflusses der Blattnässedauer auf die Infektion wurde mit 

inokulierten Feldsalatpflanzen durchgeführt (Kapitel 2.12.3.1). Je länger die erste 

Phase unter gesättigten Luftfeuchten dauerte, desto höher war die Befallsstärke zu 

Beginn der trockenen Phase von sieben Tagen (Abb. 3.7). So lag nach acht Tagen 

unter gesättigten Luftfeuchten die Befallsstärke bei 12,4 % (Versuchsglied 08/15; 

Abb. 3.7 A), während dieser Wert innerhalb von vier Tagen auf bis zu 25,1 % anstieg 

(nach zwölf Tagen, Versuchsglied 12/19; Abb. 3.7 C). Nach weiteren sechs Tagen 

(Tag 18, Versuchsglied 18/25, Abb. 3.7 E) fiel die Befallsstärke wieder auf 16,3 % 

zurück, war aber immer noch deutlich höher als zu Beginn nach acht Tagen nach der 

Inokulation. Die Werte waren zu diesen Zeitpunkten signifikant voneinander 

verschieden. 

Innerhalb der siebentägigen Phase unter trockenen Luftfeuchten blieb der Wert der 

Befallsstärke entweder annähernd konstant (Versuchsglied 08/15; Abb. 3.7 A) oder 

fiel immer schneller ab, je länger die erste Phase der Kultivierung unter gesättigter 

Luftfeuchte war (Abb. 3.7 B-E). Bei einer anschließenden Kultivierung unter 

gesättigten Luftfeuchten stiegen die Werte der Befallsstärke deutlich an, bei 

Versuchsglied 08/15 sogar dreimal so hoch wie zum Ende der Trockenphase. Der 

Anfangswert der Befallstärke wurde in den drei Versuchsgliedern 12/19, 14/22 und 

18/25 trotz erneuter Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte nicht erneut erreicht 

(Abb. 3.7). 

Auch hier waren die Werte zu diesen Zeitpunkten signifikant voneinander 

verschieden, ebenso wie die Werte des Versuchsglieds 10/18 (ohne Tabelle). 

63

ERGEBNISSE 

Versuchsglied 08/15 

A B 


40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

8 10 12 14 15 18 22 25 28 32 


trocken feucht 

C Versuchsglied 12/19 

D 


40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

12 14 18 19 22 25 28 32 




40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 



40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 


18 22 25 28 32 


5 

0 



10 12 14 18 22 25 28 32 




14 18 22 25 28 32 



Abbildung 3.7: Auswirkungen auf die Befallsstärke (in %) unterschiedlicher 

Kultivierungsphasen unter trockenen und feuchten Bedingungen nach Inokulation mit 

A. valerianellae. 

E 

Die Pflanzen wurden bis 8 (A), 10 (B), 12 (C), 14 (D), und 18 (E) dpi feucht kultiviert, ab 

15 (A), 18 (B), 19 (C), 22 (D), und 25 (E) dpi wurde die Hälfte der Pflanzen trocken, die 

andere Hälfte feucht weiterkultiviert. 

64

ERGEBNISSE 

In dem zweiten Versuchsansatz waren 9 dpi an allen Pflanzen Symptome sichtbar. 

Die Anfangsbefallstärke lag dabei bei 1,6 %. Über die Dauer von 37 Tagen nach der 

Inokulation (davon neun Tage unter gesättigter Luftfeuchte) nahm die Befallsstärke 

lediglich um 1 % auf 2,6 % zu (Tab. 3.1). Wurde eine Hälfte der Pflanzen erneut bei 

gesättigter Luftfeuchte kultiviert, so stieg die Befallsstärke wieder an. Der Anstieg 

war umso höher, je länger die zweite Phase der Kultur bei gesättigter Luftfeuchte 

dauerte, mit Ausnahme der Pflanzen, bei denen eine kurze trockene Phase von sieben 

Tagen Dauer, dazwischen geschalten wurde. Auffallend war, dass selbst nach einer 

28-tägigen Kultivierung unter trockenen Bedingungen die Befallsstärke anstieg. So 

wurde am 38. Tag nach der Inokulation eine Befallsstärke von 3,5 % beobachtet, die 

innerhalb von 13 Tagen (51 dpi) auf einen Wert von 4,7 % zunahm (Tab. 3.2). 

Eine, nach erfolgter Inokulation von Feldsalatpflanzen, erste Kultivierungsphase 

unter gesättigten Luftfeuchten führte mit zunehmender Dauer zu höheren 

Befallsstärken und bestätigte vorangegangene Ergebnisse. In einer sich daran 

anschließenden Phase, bei der die Pflanzen bei normal vorherrschender Luftfeuchte 

kultiviert wurden, blieb der Wert der Befallsstärke entweder auf dem Niveau 

bestehen oder fiel ab, das heißt die Schwere der Symptome war rückläufig. Bei einer 

sich an diese Trockenperiode anschließenden erneuten Kultivierung unter gesättigten 

Luftfeuchten stiegen die Werte der Befallsstärke erneut an. 

Deutlich sichtbare und typische A. valerianellae-Symptome an Feldsalatpflanzen 

wurden durch für Bakterien ungünstige, kurzfristige Bedingungen (normal 

vorherrschende Luftfeuchte) nicht vollständig eliminiert. Traten anschließend erneut 

günstige Bedingungen (gesättigte Luftfeuchte) für A. valerianellae auf, so führte dies 

zu einem sich fortsetzenden Krankheitsverlauf und die Befallsstärke nahm zu. 

Trockenperioden von bis zu 28 Tagen überlebte das Bakterium somit in 

Feldsalatpflanzen. 

65

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.1: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche) 9, 16, 23, 30 und 37 Tage nach 

Inokulation (dpi) mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 10 8 cfu/ml). Bis 9 dpi 

erfolgte die Kultur bei gesättigter Luftfeuchte, anschließend ohne erhöhte Luftfeuchtigkeit. 




(dpi) 

Befallsstärke in % Signifikanz (p < 0,05) 

9 1,6 a 

16 2,1 a 

23 1,9 a 

30 2,5 a 

37 2,6 a 

66

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.2: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche) 38, 43 und 51 Tage nach Inokulation (dpi) 

mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 10 8 cfu/ml). Einer zu Beginn neuntägigen 

Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte folgten Phasen unterschiedlicher Dauer unter 

normal vorherrschenden Luftfeuchten (zwischen 7 und 28 Tagen), bevor sich eine erneute 

Kultur unter gesättigter Luftfeuchte anschloss. 


Daten wurden mit dem Tukey`s HSD-Test verrechnet (p < 0,05). 

Tage nach 

Inokulation 

(dpi), davon 9 

Tage unter 

gesättigter 

Luftfeuchte 

38 

43 

51 

Davon Tage 

unter 

normaler 

Luftfeuchte 

Davon Tage 

unter 

erneuter 

gesättigter 

Luftfeuchte 

Befallsstärke 

in % 

Signifikanz 

(p < 0,05) 

7 22 9,2 ab 

14 15 10,8 b 

21 8 4,1 a 

28 1 3,5 a 

7 27 8,3 ab 

14 20 11,3 b 

21 13 5,9 a 

28 6 4,5 a 

7 35 9,2 ab 

14 28 12,1 b 

21 21 8,6 ab 

28 14 4,7 a 

3.1.3.2 Einfluss der Blattnässedauer unmittelbar nach der Inokulation 

Inokulierte Feldsalatpflanzen wurden mit einer Blattnässedauer von bis zu 72 

Stunden kultiviert (Kapitel 2.12.3.2). 

Die Antrocknungsdauer des Bakteriensprühnebels nach der Inokulation betrug in 

etwa fünf Stunden. 

67

ERGEBNISSE 

Bei Pflanzen, die nach der Inokulation dauerhaft unter gesättigter Luftfeuchte 

kultiviert wurden, zeigte sich eine kontinuierlich ansteigende Befallsstärke zwischen 

dem neunten und 27. Tag nach der Inokulation (Abb. 3.8). So stieg diese von einem 

Anfangsbefall von 0,4 % (konstante Temperaturen für die ersten 96 Stunden) 

beziehungsweise 1,4 % (Wechseltemperaturen) auf 21 % beziehungsweise 29,9 % 

an. Pflanzen, die sofort nach der Inokulation unter gesättigter Luftfeuchte bei 

Wechseltemperaturen kultiviert wurden, zeigten eine höhere Befallsstärke, wobei der 

Wert sogar drei bis vier Tage früher erreicht wurde als bei Pflanzen, die zunächst bei 

einer konstanten Temperatur von 20 °C kultiviert wurden. So wurde beispielsweise 

eine Befallsstärke von 5,3 % (unter Wechseltemperaturen) am 13. Tag nach der 

Inokulation erreicht, während sie bei zunächst unter konstanten Temperaturen 

kultivierten Pflanzen erst nach 16 Tagen (5,2 %) erreicht wurde. 

Bei Pflanzen, die nach der Inokulation für bis zu 72 Stunden bei gesättigter 

Luftfeuchte kultiviert wurden und anschließend unter trockenen Bedingungen 

wuchsen, zeigten sich in keinem Fall Symptome (Abb. 3.9 und 3.10). Pflanzen, die 

nach einer jeweils wöchentlichen Trockenperiode erneut dauerhaft bei gesättigter 

Luftfeuchte kultiviert wurden, zeigten, unabhängig von der ersten 

Temperaturführung während der ersten 96 Stunden, ein einheitliches Bild: alle 

Pflanzen zeigten zwischen dem 20. und 27. Tag nach der Inokulation Symptome. 

Die Ergebnisse zeigten, dass die Temperaturführung einen gewissen Einfluss auf den 

zeitlichen Krankheitsverlauf inokulierter Pflanzen besaß. So wurde eine 

Befallshäufigkeit von 100 % unter Wechseltemperaturen schneller erreicht als bei 

Pflanzen, die erst nach 96 Stunden bei konstanten Temperaturen den 

Wechseltemperaturen ausgesetzt waren. Dies deckt sich mit den Ergebnissen von 

Pflanzen, die dauerhaft bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert wurden. Die Variante 

ohne zusätzliche feuchte Abdeckung bei konstant 20 °C bildete hier allerdings eine 

Ausnahme, hier waren am Tag 20 nach der Inokulation lediglich knapp 85 % der 

Pflanzen Symptom tragend. Dieser Wert ging innerhalb von weiteren sieben Tagen 

unter gesättigter Luftfeuchte sogar auf 82 % zurück (Abb. 3.10). 

Aus den Ergebnissen wurde deutlich, dass eine Blattnässedauer unter gesättigter 

Luftfeuchte einen großen Einfluss auf inokulierte Pflanzen und deren 

Befallsausprägung besitzt, wobei bereits eine Dauer von ca. 5 Stunden für das 

68

ERGEBNISSE 

Antrocknen des Sprühfilms nach Inokulation für eine Infektion ausreichend war und 

die Infektion nicht durch eine siebentägige Trockenperiode gestoppt wurde. 


27 dpi 

23 dpi 

20 dpi 

16 dpi 

13 dpi 

9 dpi 

a 

ab 

a 

abc 

ab 

abc 

abc 

bc 

abc 

0 10 20 30 40 


Wechseltemperaturen konstante Temperaturen für die ersten 96 Stunden 

Abbildung 3.8: Befallsstärke (%) zwischen Tag 9 und Tag 27 nach der Inokulation (dpi) 

mit einem A. valerianellae-Gemisch (Konzentration 10 8 cfu/ml) unter dauerhafter 

Kultivierung bei gesättigten Luftfeuchten. Die Pflanzen wurden entweder sofort 

Wechseltemperaturen (15 °C Nacht, 20 °C Tag) ausgesetzt beziehungsweise für die 

ersten 96 Stunden nach der Inokulation bei konstant 20 °C kultiviert. 


Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet 

(p < 0,05). 

c 

bc 

c 

69

ERGEBNISSE 




100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

6 Stunden feuchte Inkubation nach Inokulation 

a 

a a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 


a 



a 

a a a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a 

a a 

9 13 16 20 23 27 



ohne zusätzliche feuchte Inkubation nach Inokulation 

a 

a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 

a 

a 






100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

a 


a a a a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a a 

a 

9 13 16 20 23 27 



Abbildung 3.9: Auswirkungen unterschiedlich langer Kultivierungsphasen bei gesättigter 

Luftfeuchte nach Sprühinokulation mit A. valerianellae (zwischen null und 72 Stunden plus 5 

Stunden Antrocknungsdauer) auf die Befallsentwicklung bei Feldsalat. Versuch A. 

Nach einer sich an die Inokulation jeweils anschließenden Trockenphase von 7 Tagen wurde die 

Befallshäufigkeit (in %) ab dem neunten Tag bis zum 27. Tag nach der Inokulation unter 

gesättigten Luftfeuchte-Bedingungen („feucht“) und normalen Luftfeuchte-Bedingungen 

(„trocken“) erhoben. Die Kultivierung der Pflanzen erfolgte in der Klimakammer bei 

Wechseltemperaturen (20 °C Tag, 15 °C Nacht) mit 16 Stunden Licht. Behandlungen mit 

gleichen Buchstaben sind nicht signifikant voneinander verschieden. Die Daten wurden mit dem 

Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

a 

a 

a 

70

ERGEBNISSE 




100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 


a a 

a a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a 

a a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a 

a 

a 

9 13 16 20 23 27 



a 

ohne zusätzliche feuchte Inkubation nach Inokulation 

a 

a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 

a 

a 






100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

a 


a a 

a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a a a 

a 

9 13 16 20 23 27 

a 




a 

a a 

a 

9 13 16 20 23 27 



Abbildung 3.10: Auswirkungen unterschiedlich langer Kultivierungsphasen bei gesättigter 

Luftfeuchte nach Sprühinokulation mit A. valerianellae (zwischen null und 72 Stunden plus 5 

Stunden Antrocknungsdauer) auf die Befallsentwicklung bei Feldsalat. Versuch B. 

Nach einer sich daran jeweils anschließenden Trockenphase von 7 Tagen wurde die 

Befallshäufigkeit (in %) ab dem neunten Tag bis zum 27. Tag nach der Inokulation unter 

gesättigten Luftfeuchte-Bedingungen („feucht“) und normalen Luftfeuchte-Bedingungen 

(„trocken“) erhoben. Die Kultivierung der Pflanzen erfolgte in der Klimakammer bei 

Wechseltemperaturen (20 °C Tag, 15 °C Nacht) mit 16 Stunden Licht, wobei die erste 

Kultivierungsphase (96 Stunden nach der Inokulation) bei konstant 20 °C erfolgte. 


Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet 

(p < 0,05). 

a 

a 

a 

71

ERGEBNISSE 

3.1.4 Einfluss der Inokulumdichte auf die Infektion 

Die Versuche zum Einfluss der Inokulumdichte auf die Infektion sollten zeigen, ob 

eine Infektion auch bei schwachen Inokulumkonzentrationen möglich ist und wann 

erste Symptome auftreten (Kapitel 2.12.4). 

Das Auftreten erster Symptome war sowohl vom verwendeten Isolat als auch von der 

Konzentration der Isolate abhängig (Tab. 3.3). Mit kleinen Abweichungen waren 

generell bei höheren Konzentrationen Symptome eher sichtbar als bei niedrigeren 

Konzentrationen. Das Isolat 16619 zeigte bei einer Konzentration von 10 7 cfu/ml 

eine schwächere Aggressivität als die Isolate 6.1.a und 552, da hier nicht bereits nach 

fünf Tagen Symptome sichtbar waren, sondern erst nach sieben Tagen. Sichtbare 

Symptome waren allerdings bei einer Konzentration von 10 4 cfu/ml bereits nach fünf 

Tagen vorhanden. Bei niedrigeren Konzentration von 10 2 cfu/ml war das Isolat 552 

aggressiver (12 Tage nach Inokulation erste Symptome) als die Isolate 6.1.a und 

16619 (19 Tage nach Inokulation erste Symptome). 

Das Ergebnis des Einflusses der Inokulumdichte auf die Infektion zeigte einen für 

Inokulumdichten typischen Gradienten in Hinblick auf den Anteil an befallenen 

Pflanzen. Dies gilt für alle drei verwendeten Isolate (Abb. 3.11). Die Häufigkeit der 

Symptomausprägung war, mit kleinen Abweichungen, umso höher, je höher die 

Konzentration des A. valerianellae-Inokulms war. So zeigten bei der geringen 

Inokulumkonzentration von 10 2 cfu/ml zwischen 15 % und 35 % der Pflanzen 

Symptome (19 Tage nach der Inokulation), während bei der hohen 

Inokulumkonzentration von 10 7 cfu/ml zum gleichen Zeitpunkt 85 % bis 100 % der 

Pflanzen Symptome aufwiesen. 

Mit zunehmender Zeit nach der Inokulation waren mehr Symptom tragende Pflanzen 

auch bei kleineren Konzentrationen vorhanden, was sich durch die Vermehrung von 

A. valerianellae in der Pflanze beziehungsweise der Ausbreitung zwischen den 

Pflanzen eines Versuchsglieds erklären lässt. 

72

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.3: Auftreten erster Symptome (in Tagen) nach Inokulation einzelner A. valerianellae- 

Isolate in Abhängigkeit von der Konzentration. 

Erste sichtbare Symptome (in Tagen) nach Inokulation in Abhängigkeit der 

Isolat 

10 2 

cfu/ml 

verwendeten Konzentration 

10 3 

cfu/ml 

10 4 

cfu/ml 

10 5 

cfu/ml 

10 6 

cfu/ml 

10 7 

cfu/ml 

6.1.a 19 7 7 7 12 5 

16619 19 12 5 7 7 7 

552 12 12 7 7 5 5 

73

ERGEBNISSE 

100 

A B 


90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

ab 

b b 

b 

b 

a 

ab 

ab 

ab 

ab 

a a a a a a a a 

10 

Verdünnungsstufe in cfu/ml 

2 10 3 10 4 10 5 10 6 10 7 


C 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

ab 

b 

a 

ab 

a 

b 

b 

b 

ab 

b a 

ab 

ab 

a 

a 

a a a a a a 

a 


100 

a 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

ab 

a a a 

a 

a a 

ab 

b 

a 

ab 

b 

ab 

ab 

a 

ab b 

a 

ab 

b b 

a 

a 

10 


2 10 3 10 4 10 5 10 6 10 7 

b b b b 

10 


2 10 3 10 4 10 5 10 6 10 7 


a 

ab 


Abbildung 3.11: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) zwischen Tag fünf und Tag 19 nach der Inokulation (dpi) mit sechs 

verschiedenen Konzentrationen zwischen 10 2 cfu/ml und 10 7 cfu/ml des A. valerianellae-Isolates 6.1.a (A), 16619 (B), 552 (C). Behandlungen mit gleichen 

Buchstaben sind nicht signifikant voneinander verschieden. Die Daten wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test (Dunns Prozedur) verrechnet (p < 0,05). 

ab 

b 

74 

ERGEBNISSE 

74

ERGEBNISSE 

3.2 Untersuchungen zur Sortenanfälligkeit 

3.2.1 Einfluss der Sorte auf die Infektion 

In den Untersuchungen zum Einfluss der Sorte auf die Infektion wurden elf Sorten 

unterschiedlicher Züchter sowie zwei Hobbyanbausorten und die resistente Wildart 

V. rimosa (AV-13) auf ihre Anfälligkeit gegenüber A. valerianellae untersucht 

(Kapitel 2.13.1). 

Alle Sorten zeigten in der ersten Wiederholung bei Temperaturen zwischen 13 °C 

und 24 °C einen deutlichen Befall und wiesen charakteristische Symptome mit 3 % 

bis 10 % befallener Blattfläche auf (Abb. 3.12). Die Befallshäufigkeiten lagen 

zwischen 70 % und 98 % (Abb. 3.13). Sowohl die Befallsstärken als auch die 

Befallshäufigkeiten wiesen dabei signifikante Sortenunterschiede auf. So waren die 

Sorten AV-3, AV-5, AV-6, AV-14, AV-4, AV-2, AV-7, AV-9 und AV-8 bezüglich 

der Befallsstärke deutlich von den stärker befallenen Sorten AV-12, AV-11, AV-10 

und AV-15 zu unterscheiden. Die Sorten AV-3 und AV-5 waren bezüglich der 

Befallshäufigkeit signifikant zu den übrigen Sorten unterschiedlich. Alle Sorten 

waren jedoch anfällig für A. valerianellae. Lediglich die Wildform AV-13 zeigte 

keine Symptome. 

Die Ergebnisse aus der ersten Wiederholung wurden in einem zweiten Versuch bei 

etwas höheren Temperaturen von 20 °C bis 29 °C bestätigt. Die Befallsstärken 

(zwischen 2 % und 9 %) und Befallshäufigkeiten (zwischen 38 % und 91 %) lagen 

etwas niedriger als im ersten Versuchsansatz. Sortenunterschiede waren wiederum 

sichtbar und die Wildform AV-13 zeigte auch hier wieder keine sichtbaren 

Symptome. Deutlich signifikante Unterschiede in der Befallsstärke und der 

Befallshäufigkeit zeigten, wie bereits in der ersten Wiederholung, die Sorten AV-3, 

AV-5, AV-14 und AV-4 im Gegensatz zu der anfälligen Sorte AV-15 (Abb. 3.12 und 

Abb. 3.13). 

75

ERGEBNISSE 


20 

18 

16 

14 

12 

10 

8 

6 

4 

2 

0 

d d 

cd 

c 

bc 

abc 

bc bc 

bc 

bc 

bc 

bc 

bc 

ab 

bc bc 

abc 

abc 

abc bc 

ab 

ab 

abc 

abc 

ab 

abc 

a a 

AV-13 

AV-3 

AV-5 

AV-6 

AV-14 

AV-4 

AV-2 

AV-7 

AV-9 

AV-8 

AV-12 

AV-11 

AV-10 

AV-15 

Sorte 

1. Versuch, 13 °C - 24 °C 2. Versuch, 20 °C - 29 °C 

Abbildung 3.12: Befallsstärke (% nekrotische Blattfläche je Pflanze) von 



(1. Versuch) und bei 20 °C – 29 °C (2. Versuch) durchgeführt. 




76

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

AV-13 

d d 

c 

AV-3 

c 

bc 

AV-5 

bc 

abc abc 

abc 

abc abc abc 

AV-6 

AV-14 

bc 

AV-4 

bc 

AV-2 

AV-7 

Sorte 

abc 

ab ababc 

ab 

ab 

AV-9 

AV-8 

ab 

AV-12 

abc 

AV-11 

1. Versuch, 13 °C - 24 °C 2. Versuch, 20 °C - 29 °C 

ab 

abc 

AV-10 

ababc 

a a 

Abbildung 3.13: Anteil an befallenen Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) bei 


Gemisches (Konzentration 10 6 cfu/ml). Der Versuch wurde bei 13 °C – 24 °C (1. Versuch) 

und bei 20 °C – 29 °C (2. Versuch) durchgeführt. 



3.2.2 Einfluss der Sorte und des Isolates auf die Infektion 

Es wurden die Interaktionen zwischen A. valerianellae-Isolaten verschiedener 

Herkünfte einerseits und andererseits zwischen zweier Sorten und einer Wildart 

(V. rimosa) bezüglich der Symptomausprägung geprüft (Kapitel 2.13.2). 

V. rimosa konnte wie in den Versuchen zum Einfluss der Inokulumdichte auf die 

Infektion (Kapitel 3.1.4) und zum Einfluss der Sorte auf die Infektion (Kapitel 3.2.1) 

nicht infiziert werden (Tab. 3.4, Abb. 3.14, Tab. 3.5, Abb. 3.15, Abb. 3.16, 

Abb. 3.17), so dass sie als resistent gelten kann. 

Die Isolate 16619 und IV2 wurden dabei mit einer niedrigen Konzentration von 

10 4 cfu/ml aufgesprüht und führten insgesamt zu sehr geringen Befallsstärken 

zwischen 0,1 % (Isolat IV2) und 0,3 % (Isolat 16619) an den drei Feldsalatsorten 

AV-1, AV-5 und AV-3 (Tab. 3.4). Bei der Sorte AV-3 waren nach Inokulation mit 

AV-15 

77

ERGEBNISSE 

dem Isolat IV2 zudem keine sichtbaren Symptome vorhanden (Tab. 3.5). Die 

Befallshäufigkeiten lagen zwischen 2 % und 22 % (Abb. 3.14). Aufgrund eines 

starken Befalls mit Echtem Mehltau konnte nur eine sehr kleine Pflanzenmenge 

bonitiert werden. Dies erklärt das Fehlen der statistischen Auswertung für die Isolate 

16619 und IV2 mit der geringeren Konzentration von 10 4 cfu/ml. 

Nach Inokulation mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml (Isolate: 6.1.a, 553) lag der 

Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze zwischen 0,8 % und 4 % (Tab. 3.5), die 

Befallshäufigkeiten lagen zwischen 50 % und 92 % (Abb. 3.15). 

Mit steigender Konzentration der Bakterienisolate 6.1.a und 553 war die Sorte AV-3 

weniger anfällig in Bezug auf Befallsstärke und Befallshäufigkeit als die Sorten 

AV-1 und AV-5. 

Die Ergebnisse wurden in einem zweiten Versuch bei einer weiter auseinander 

liegenden Temperaturspanne zwischen 2 °C bis 45 °C weitestgehend bestätigt, 

obwohl die Isolate mit einer höheren (Isolate 16619 und IV2) beziehungsweise 

niedrigeren Konzentration (Isolate 6.1.a und 553) von 10 5 cfu/ml inokuliert wurden. 

Auch hier zeigte sich die Sorte AV-3 als etwas weniger anfällig gegenüber 

A. valerianellae und eine maximale Befallsstärke von 9 % (Isolat IV2) wurde nicht 

überschritten (Abb. 3.16). Die Befallsstärken der Sorten AV-1 und AV-5 lagen 

zwischen knapp 3 % und 19 %, während die Befallshäufigkeiten zwischen 79 % und 

100 % lagen (Abb. 3.17). Vermutlich aufgrund der höheren Temperaturen im 

zweiten Versuch lagen auch die Befallsstärke und Befallshäufigkeit deutlich höher 

als im ersten Versuchsansatz. 

Die Isolate variierten in der Virulenz. Nach Inokulation geringerer 

Bakterienkonzentrationen (10 4 cfu/ml) war das Isolat 16619 aggressiver als das Isolat 

IV2, während sich die Aggressivität bei höheren Bakterienkonzentrationen 

(10 5 cfu/ml) umkehrte. Die höhere Aggressivität des Isolates 553 bestätigte sich 

sowohl nach Inokulation mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml als auch bei etwas 

geringeren Konzentrationen (10 5 cfu/ml). Die Versuche zeigten, dass eine Infektion 

mit sichtbaren Symptomen an Feldsalatpflanzen nicht ausschließlich von der 

verwendeten Isolatkonzentration abhängig war, sondern auch vom verwendeten 

78

ERGEBNISSE 

Isolat selber, so dass die Verwendung eine Isolategemisches zur Inokulation zur 

Vermeidung von Isolat-Sorten-Interaktionen von Vorteil ist. 

Tabelle 3.4: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) von drei 

Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier A. valerianellae-Isolate 

(16619, IV2) mit einer Konzentration von 10 4 cfu/ml bei Kultur unter gesättigter Luftfeuchte. 

Sorte 

Befallsstärke (in %) 

Isolat 16619 Isolat IV2 

AV-1 0,34 0,08 

AV-5 0,31 0,02 

AV-3 0,28 0 

AV-13 0 0 

79

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

16619 AV IV2 

2 

Isolat 

AV-1 AV-5 AV-3 AV-13 


Feldsalatsorten (AV-1, AV-5, AV-3) und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation 

zweier A. valerianellae-Isolate (16619, IV2) mit einer Konzentration von 10 4 cfu/ml bei 

Kultur unter gesättigter Luftfeuchte. 

80

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.5: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke (BS) in %) von drei 

Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier A. valerianellae-Isolate 

(6.1.a, 553) mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml und Kultivierung unter gesättigter 

Luftfeuchte. 



Sorte 

BS (%) 

Isolat 6.1.a Isolat 553 

Signifikanz 

(p < 0,05) 

BS (%) 

Signifikanz 

(p < 0,05) 

AV-1 1,35 b 3,95 c 

AV-5 1,51 b 2,52 bc 

AV-3 0,79 a 1,74 b 

AV-13 0 a 0 a 

81

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

b 

b b 

b 

a 

6.1.a 553 

Isolat 

AV-1 AV-5 AV-3 AV-13 


Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation zweier A. valerianellae- 

Isolate (6.1.a, 553) mit einer Konzentration von 10 6 cfu/ml und Kultivierung unter 

gesättigter Luftfeuchte. 



(p < 0,05). 

b 

b 

a 

82

ERGEBNISSE 


24 

22 

20 

18 

16 

14 

12 

10 

8 

6 

4 

2 

0 

c 

b 

b 

a 

c 

bc 

b 

a 

6.1.a 553 16619 IV2 

AV2 

Isolat 

AV-1 AV-5 AV-3 AV-13 

Abbildung 3.16: Anteil an befallener Blattfläche je Pflanze (Befallsstärke in %) von drei 

Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation von vier 

A. valerianellae-Isolaten (6.1.a, 553, 16619, IV2) mit einer Konzentration von 10 5 cfu/ml 

und Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchte. 



(p < 0,05). 

b 

a 

a 

a 

c 

b 

b 

a 

83

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

c b b b b 

b b 

bc 

b 

b 

a 

a 

6.1.a 553 16619 AV2 IV2 

Isolat 

AV-1 AV-5 AV-3 AV-13 


Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 16 Tage nach Inokulation von vier A. valerianellae- 

Isolaten (6.1.a, 553, 16619, IV2) mit einer Konzentration von 10 5 cfu/ml und Kultivierung 

unter gesättigter Luftfeuchte. 



3.2.3 Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion 

In Versuchen zum Einfluss der Inokulumdichte und der Sorte auf die Infektion 

(Kapitel 2.13.3) konnte aufgrund eines starken Befalls mit Echtem Mehltau nur eine 

sehr kleine Pflanzenmenge bonitiert werden. Dies erklärt das Fehlen der statistischen 

Auswertung. 

Das Ergebnis zeigte 9 dpi einen für Inokulumdichten typischen Gradienten in 

Hinblick auf die Befallshäufigkeit. Die Häufigkeit der Symptomausprägung war, mit 

kleinen Abweichungen, umso höher, je höher die verwendete Konzentration des 

A. valerianellae-Inokulums war. Die Wildart AV-13 zeigte, auch nach Inokulation 

mit einer hohen Bakterienkonzentration, keine Symptome (Abb. 3.18). 

Nach Inokulation mit der höchsten Konzentration von 10 6 cfu/ml zeigten sich 

lediglich am ersten und am zweiten Boniturtermin (7 dpi und 9 dpi) Unterschiede in 

b 

a 

b 

a 

84

ERGEBNISSE 

der Befallshäufigkeit. 13 und 20 Tagen nach der Inokulation zeigten alle Pflanzen 

der Sorten Symptome. Zwischen den Feldsalatsorten AV-1 und AV-5 waren keine 

großen Sortenunterschiede zu erkennen (Abb. 3.19). 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 


AV-13 AV-1 AV-5 

Abbildung 3.18: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) von zwei 

verschiedenen Feldsalatsorten und der Wildart AV-13 neun Tage nach Inokulation eines 

A. valerianellae-Isolategemisches mit fünf verschiedenen Konzentrationen zwischen 

10 2 cfu/ml und 10 6 cfu/ml. 

10 2 10 3 10 4 10 5 10 6 

85

ERGEBNISSE 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

AV-13 AV-1 AV-5 

Sorte 


Abbildung 3.19: Anteil Symptom tragender Pflanzen (Befallshäufigkeit in %) von zwei 

verschiedenen Feldsalatsorten (AV-1 und AV-5) und der Wildart AV-13 zwischen Tag 

sieben und Tag 20 nach Inokulation (dpi) eines A. valerianellae-Isolategemisches mit einer 

Konzentrationen von 10 6 cfu/ml. 

86

ERGEBNISSE 

3.3 Infektionsversuche von Acidovorax valerianellae zu 

3.3.1 Boden 

Übertragungswegen 

Ziel des Versuches war es herauszufinden, ob das Bakterium A. valerianellae im 

Boden überdauern kann und wie lange es infektiös ist. Durch die Einarbeitung 

gesunder und mit A. valerianellae-infizierter Feldsalatblätter in den Boden und die 

anschließende Einsenkung ins Erdreich (Freiland) erfolgte unter annähernd 

natürlichen Bodenverhältnissen die Umsetzung beziehungsweise der Abbau von 

Pflanzenmaterial (siehe Kapitel 2.14.1). 

Nach Aussaat von gesundem Saatgut in Proben von Böden, in die zuvor gesundes 

Feldsalat-Blattmaterial eingearbeitet wurde, zeigten sich über die Dauer des 

einjährigen (Schifferstadt) beziehungsweise achtmonatigen (Quedlinburg) Versuches 

keine A. valerianellae-Symptome an Feldsalatpflanzen (nicht dargestellt). 

In der ersten Zeit nach Beginn der monatlichen Probennahme von mit 

A. valerianellae-infizierten Feldsalat-Blattmaterial durchmischten Böden und 

anschließender Aussaat von gesundem Saatgut in diese Böden wurde ein 

A. valerianellae-Befall sowohl in Schifferstadt als auch in Quedlinburg festgestellt. 

Die Symptome zu Beginn der Untersuchungen waren in beiden Fällen mit 28,3 % an 

Symptom tragenden Pflanzen im Monat September 2009 (Tab. 3.6) und 100 % im 

Monat März 2010 (Tab. 3.7) am höchsten und nahmen innerhalb von drei Monaten 

nahezu konstant ab. 

So zeigten sich am Standort Schifferstadt einen Monat nach Versuchsbeginn mit 

28,3 % genauso viele Symptom tragende Pflanzen wie direkt nach der Einarbeitung 

von infiziertem Blattmaterial in den Boden (September 2009) mit anschließender 

Aussaat. Bei Pflanzen, die zwei Monate nach Versuchbeginn ausgesät wurden, zeigte 

sich ein Befall an einem Fünftel aller Pflanzen (20,2 % Symptom tragende Pflanzen), 

während einen Monat später (3. Monat nach Kontamination) nur noch 8,4 % der 

Pflanzen A. valerianellae-Symptome aufwiesen. Aussaaten nach vier 

beziehungsweise fünf Monaten zeigten zunächst bei 1,6 % der Pflanzen 

A. valerianellae-verdächtige Symptome, ein A. valerianellae-Befall konnte 

87

ERGEBNISSE 

allerdings im anschließenden TAS-ELISA nicht bestätigt werden (Tab. 3.6). Ebenso 

verhielt es sich bei Pflanzen mit verdächtigen Symptomen (11,1 %), die im 9. Monat 

nach Kontamination ausgesät worden waren. Auch hier wurde A. valerianellae an 

den verdächtigen Pflanzen nicht nachgewiesen. Pflanzen aus dem 10. Monat zeigten 

keine Symptome, während im 11. Monat an 4,5 % der gewachsenen Pflanzen 

untypische A. valerianellae-Symptome vorhanden waren, die sich nach TAS-ELISA- 

Untersuchung als positiv erwiesen. Zu Versuchende (September 2010) waren keine 

Symptome an Pflanzen sichtbar. 

Am Standort Quedlinburg konnte zu Beginn der Untersuchungen im März 2010 

lediglich eine Pflanze beobachtet und näher untersucht werden. A. valerianellae 

wurde an dieser Pflanze visuell ermittelt und im TAS-ELISA bestätigt. Pflanzen, die 

ein, zwei und drei Monate nach Kontamination des Bodens ausgesät wurden, zeigten 

einen Befall von 60 % (1. Monat), 41,6 % (2. Monat) und 50 % (3. Monat), der im 

TAS-ELISA bestätigt wurde. Pflanzen, die in den Bodenproben sechs 

beziehungsweise sieben Monate nach Kontamination ausgesät worden waren, zeigten 

untypische A. valerianellae-Symptome und ein A. valerianellae-Befall wurde nicht 

nachgewiesen (Tab. 3.7). Zu Versuchende (November 2010) waren hier keine 

Symptome an Pflanzen sichtbar. 

An beiden Standorten herrschten zum Zeitpunkt der Versuche unterschiedliche 

Klimabedingungen. In Schifferstadt wurde der Versuch im September 2009 

begonnen, in Quedlinburg im März 2010, so dass unterschiedliche Temperatur- und 

Niederschlagswerte vorlagen (Tab. 3.8). 

A. valerianellae konnte in diesen Versuchen bis zu elf Monate im Boden überdauern 

und eine neue Feldsalatkultur befallen. 

88

ERGEBNISSE 


A. valerianellae in Symptom tragenden Pflanzen. Die Pflanzen wurden zu verschiedenen Zeiten 

(über ein Jahr) in zuvor durch Einarbeitung von befallenem A. valerianellae-Pflanzenmaterial 

kontaminierten Boden gesät (Standort Schifferstadt). 

Zeit nach Einarbeitung 

Symptom tragende 

Pflanzen in % 

TAS-ELISA-Nachweis 

von A. valerianellae 

Start (September 2009) 28,3 positiv 

1. Monat 28,3 positiv 



4. Monat 1,6 (untypisch) negativ 


6. Monat 0 negativ 





11. Monat 4,5 (untypisch) positiv 

Ende (September 2010) 0 negativ 

89

ERGEBNISSE 


A. valerianellae in Symptom tragenden Pflanzen. Die Pflanzen wurden zu verschiedenen Zeiten 

(über acht Monate) in zuvor durch Einarbeitung von befallenem A. valerianellae- 

Pflanzenmaterial kontaminierten Boden gesät (Standort Quedlinburg). 

Zeit nach Einarbeitung 

Start (März 2010) 

Symptom tragende 

Pflanzen in % 

100 

(eine gewachsene Pflanze) 

TAS-ELISA-Nachweis 

von A. valerianellae 

positiv 

1. Monat 60 positiv 


3. Monat 50 positiv 




7. Monat 4 (untypisch) negativ 

Ende (November 2010) 0 negativ 

90

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.8: Temperaturwerte (in 2 Meter Höhe) und Niederschlagswerte im Monatsmittel im 

Zeitraum von September 2009 bis September 2010 in Schifferstadt und von März 2010 bis 

November 2010 in Quedlinburg. 

Quelle Schifferstadt: Dienstleistungszentren Ländlicher Raum Rheinland Pfalz, 

Agrarmeteorologie 

Quelle Quedlinburg: Julius Kühn-Institut 

Jahr 

2009 

2010 

Monat Temperatur 

Standort Schifferstadt 

(°C) 

Niederschlag 

(mm) 

September 17 30,3 

Oktober 10,8 42,7 

November 9,2 56,2 

Dezember 2,9 84,8 

Januar -0,8 21,7 

Februar 2,6 28,5 

Standort Quedlinburg 

Temperatur 

(°C) 

Niederschlag 

(mm) 

März 6,9 25,1 4,9 26,4 

April 11,9 30,1 8,6 24,2 

Mai 13,1 123,1 10,3 142,2 

Juni 19,4 68,2 16,2 35,6 

Juli 22,5 48,3 20,6 60,8 

August 18,7 125,3 17,5 104 

September 14,1 54 13,1 127,8 

Oktober 9 25,8 

November 5 93,1 

91

ERGEBNISSE 


3.3.2.1 Alternative Wirtspflanzen I 

Die Untersuchungen wurden mit Pflanzen aus zehn Familien (Amaranthaceae, 

Asteraceae, Brassicaceae, Caryophyllaceae, Fabaceae, Hydrophylloideae, 

Lamiaceae, Plantaginaceae, Poaceae und Potulaceae) und Feldsalat als anfälligem 

Standard durchgeführt. Zur Inokulation dieser Pflanzen wurden verschiedene 

Verfahren (Infiltration und Sprühinokulation) eingesetzt (siehe Kapitel 2.14.2). 

Bei den Kontrollpflanzen waren über die Dauer des Versuches keinerlei 

Veränderungen an den Pflanzen durch die Inokulation zu erkennen (nicht 

dargestellt). 

Nach Infiltration mit einer A. valerianellae-Suspension in einzelne Blätter zeigten 

mehrere Blattbereiche 20 Tage nach Inokulation (dpi) unterschiedliche Reaktionen 

im Vergleich zur Kontrolle in Form von feuchten, aufgehellten oder nekrotischen 

Blattveränderungen. Feldsalatpflanzen zeigten dabei die für A. valerianellae 

typischen Symptome. Diese Veränderungen waren bei Amaranthus retroflexus (L.), 

Chenopodium album (L.), Lactuca sativa (L.) (Batavia-Salat und Eissalat), Senecio 

vulgaris (L.), Brassica rapa ssp. pekinensis (Lour.) Hanelt, Capsella bursa-pastoris 

(L.) Medik., Stellaria media (L.) Vill., Lamium album (L.), Plantago major (L.) und 

Veronica persica (Poir.) sichtbar. Keine sichtbaren Veränderungen an infiltrierten 

Blattbereichen waren zum gleichen Zeitpunkt (20 dpi) bei Chenopodium hybridum 

(L.), Phaseolus vulgaris (L.), Pisum sativum (L.), Eleusine coracana (L.) Gaertn. 

und Portulaca oleracea (L.) vorhanden. 

Auch nach Sprühinokulation kam es zu Veränderungen im Blattgewebe. Behandelte 

Pflanzen zeigten an besprühten Blattbereichen nach sieben Tagen bereits 

Auffälligkeiten durch diese Inokulation. Bei Chenopodium album (L.) und Lactuca 

sativa (L.) (Batavia-Salat und Eissalat) waren dunkle Verfärbungen auf der 

Blattspreite zu erkennen, die teilweise mit schwarzen Rändern zum gesunden 

Gewebe abgegrenzt waren. Außerdem waren bei Matricaria chamomilla (L.) und 

Senecio vulgaris (L.) aufgehellte Blattbereiche 13 dpi sichtbar. Die Pflanzen mit 

auffälligen Blattbereichen waren vor allem nach Sprühinokulation zu finden und 

besonders bei Arten aus der Familie der Asteraceae (Tab. 3.9). 

92

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.9: Krankheitssymptome nach Infiltration und Sprühinokulation mit A. valerianellae 

(Konzentration 10 8 cfu/ml) sieben, 13 und 20 dpi bei verschiedenen Pflanzenarten. 

+ = feuchte, aufgehellte oder nekrotische Blattveränderungen 

- = keine Krankheitssymptome erkennbar 

Inokulierte Pflanze 

Familie Art 

Valerianaceae 

Amaranthaceae 

Asteraceae 

Brassicaceae 

Caryophylloideae 

Valerianella 

locusta (L.) 

Amaranthus 

retroflexus (L.) 

Chenopodium 

hybridum (L.) 

Chenopodium 

album (L.) 


(Batavia-Salat) 


(Eissalat) 

Matricaria 

chamomilla (L.) 

Senecio 

vulgaris (L.) 

Brassica rapa ssp. 

pekinensis (Lour.) 

Hanelt 

Capsella bursa- 

pastoris (L.) Medik. 

Stellaria media (L.) 

Vill. 

Krankheitssymptome nach 

Inokulation an Blättern 

Infiltration 

(20 dpi) 

93 

Sprühinokulation 

(7 und 13 dpi) 

+ + 

+ - 

- - 

+ + 

+ + 

+ + 

nicht infiltriert + 

+ + 

+ - 

+ - 

+ -

ERGEBNISSE 

Fortsetzung Tab. 3.9 


Familie Art 

Fabaceae 

Hydrophylloideae 

Lamiaceae 

Plantaginaceae 

Poaceae 

Portulaceae 

Phaseolus 

vulgaris (L.) 

Krankheitssymptome nach 

Inokulation an Blättern 

Infiltration 

(20 dpi) 

94 

Sprühinokulation 

(7 und 13 dpi) 

- - 

Pisum sativum (L.) - - 

Phacelia 

tanacetifolia 

(Juss.) 

Lamium album 

(L.) 

Plantago major 

(L.) 

Veronica persica 

(Poir.) 

Eleusine coracana 

(L.) Gaertn. 

Portulaca 

oleracea (L.) 

nicht infiltriert - 

+ - 

+ - 

+ - 

- - 

- -

ERGEBNISSE 

3.3.2.2 Alternative Wirtspflanzen II 

Pflanzen aus sieben verschiedenen Pflanzenfamilien wurden inokuliert 

(Sprühinokulation) und für die ersten 48 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte und 

danach bis Versuchende bei normal vorherrschenden Luftfeuchten im Gewächshaus 

kultiviert. Eine visuelle Bonitur auf eine Veränderung an den Blättern erfolgte 10, 25 

und 30 dpi. Zu keinen auffälligen Veränderungen im Blattgewebe kam es nach 

Inokulation mit 0,85 %-iger Natriumchloridlösung. Ebenso waren keinerlei 

Veränderungen nach Inokulation von A. valerianellae bei Beta vulgaris subsp. 

vulgaris var. conditiva (L.), Spinacia oleracea (L.), Foeniculum vulgare (L.) Mill., 

Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A.W. Hill (kraus), Eruca sativa (L.), Pisum 

sativum (L.) und Capsicum annuum (L.) zu beobachten (nicht dargestellt). 

Pflanzen aus den Familien Apiaceae (Möhre), Brassicaceae (Radies), Fabaceae 

(Buschbohne) und Poaceae (Mais) zeigten am zehnten Tag nach der Inokulation mit 

A. valerianellae Auffälligkeiten gegenüber mit Kochsalzlösung inokulierten 

Pflanzen, die allerdings an späteren Terminen (25 und 30 dpi) nicht mehr sichtbar 

waren. Ebenso wurden auffällige Blattbereiche an Ölrettich (Brassicaceae) 25 dpi 

beobachtet. Durch eine erneute Kultur bei gesättigter Luftfeuchte, die für das 

Bakterium A. valerianellae eine optimale Bedingung für eine Infektion darstellt, 

veränderten sich die Symptome. 

An Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A.W. Hill (glatt) wurden zu allen drei 

Beobachtungsterminen Blätter mit gelblichen Aufhellungen beobachtet, bei 

Raphanus sativus (L.) wurden Blattränder mit schwarzen Punkten sichtbar 

(Tab. 3.10). Feldsalatpflanzen zeigten über die Dauer des Versuches die für 

A. valerianellae typischen Symptome. 

95

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.10: Krankheitssymptome nach Sprühinokulation mit A. valerianellae (Konzentration 

10 8 cfu/ml) 10, 25 und 30 dpi bei verschiedenen Pflanzenarten. 

- = keine sichtbaren Krankheitssymptome erkennbar 

Inokulierte 

Pflanze 

Valerianella 

locusta (L.) 

Daucus carota 

subsp. sativus 

(Hoffm.) Schübl. 

et G. Martens 

Petroselium 

crispum (Mill.) 

Nyman & A.W. 

Hill (glatt) 

Raphanus sativus 

subsp. oleiformes 

(L.) 

Krankheitssymptome nach Sprühinokulation an Blättern 

Nach 10 Tagen Nach 25 Tagen Nach 30 Tagen 

typische 

A. valerianellae- 

Symptome 

ein Blatt mit einem 

schwarzen Punkt; 

mehrere 

pergamentartige 

Stellen mit 

dunklen Punkten 

Blätter mit 

gelblichen 

Aufhellungen 

- 

typische 


Symptome 

typische 


Symptome 

- - 

Blätter mit 

gelblichen 

Aufhellungen 

Blattrand eines 

Blattes mit 

schwarzen 

Punkten 

Blätter mit 

gelblichen 

Aufhellungen 

- 

96

ERGEBNISSE 


Inokulierte 

Pflanze 


subsp. sativus 

(L.) 


(L.) 

Phaseolus 

vulgaris (L.) 

Zea mays (L.) 

Krankheitssymptome nach Sprühinokulation an Blättern 

Nach 10 Tagen Nach 25 Tagen Nach 30 Tagen 

2 Blätter mit 

schwarzen Rändern 

- 

pergamentartige 

Flecken 

Ränder an Blattenden 

teilweise gelb 

- - 

Blattränder mit 

schwarzen 

Punkten 

Blattränder mit 

schwarzen 

Punkten 

- - 

- - 

97

ERGEBNISSE 

3.3.2.3 Alternative Wirtspflanzen III 

Der Versuch wurde mit Pflanzenarten aus fünf Familien und Feldsalat durchgeführt. 

Es sollte nach Stichinokulation auf einer Blatthälfte der Pflanzen überprüft werden, 

ob und wie lange das Bakterium A. valerianellae lebensfähig war (siehe Kapitel 

2.14.2.3). 

Pflanzen, die lediglich mit einer 0,85 %-igen Natriumchloridlösung inokuliert 

wurden, zeigten über die Dauer des gesamten Versuches, außer einer Verletzung 

durch die Nadel, keine visuellen Veränderungen im Aussehen der Blätter um die 

Einstichstelle. Zudem wurde die Befallsfreiheit von diesen Pflanzensaftproben 

mittels Ausplattierung auf KB-Agar und Untersuchung im TAS-ELISA bestätigt 

(nicht dargestellt). 

Ab dem 12. Tag nach der Stichinokulation mit A. valerianellae wurden erste 

Veränderungen in der Blattstruktur um die Einstichstelle beobachtet (Tab. 3.11). An 

Feldsalatpflanzen waren über die fünfwöchige Dauer des Versuches (bis Tag 33 nach 

der Inokulation, 33 dpi) typische A. valerianellae-Symptome in Form von schwarzen 

Flecken sichtbar. Bei Beta vulgaris subsp. vulgaris var. conditiva (L.) und 

Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A.W. Hill (kraus) waren lediglich 

Verletzungen zu erkennen, während bei Raphanus sativus subsp. sativus (L.), 

Raphanus sativus subsp. oleiformes (L.), Phaseolus vulgaris (L.), Pisum sativum (L.) 

und Raphanus sativus (L.) der Bereich um die Einstichstelle schwarz verfärbt war. 

Lediglich anfänglich sichtbare Verletzungen entwickelten sich bei Spinatpflanzen ab 

dem 19. Tag nach der Inokulation zu wässrigen dunklen Läsionen. Bei 

Eissalatpflanzen waren wässrige dunkle Läsionen bereits zu Anfang der 

Untersuchungen (12 dpi) erkennbar. 

Lebensfähige Bakterien aus injizierten Blattbereichen wurden am 12. Tag nach der 

Stichinokulation in Radies-, Ölrettich-, Buschbohne-, Rettich- und 

Eissalatsaftproben nach Ausplattierung auf KB-Agarschalen nachgewiesen und 

mittels TAS-ELISA als A. valerianellae identifiziert. In Feldsalatproben wurden 

lebensfähige Bakterien sowohl nach 12, 26 und 33 Tage nach der Stichinokulation 

98

ERGEBNISSE 

auf KB-Agarschalen detektiert und mittels TAS-ELISA als A. valerianellae 

diagnostiziert. 

Lebensfähige Bakterien aus nicht-injizierten, aber den injizierten Blatthälften 

benachbarten Blattbereichen, wuchsen 12 Tage nach Stichinokulation auf 

KB-Agarschalen sowohl bei Feldsalat als auch bei Petersilie. Nach 19 Tagen 

wuchsen Bakterien aus Proben von Markerbse und Petersilie, nach 26 Tagen bei 

Feldsalat, Buschbohne und Markerbse und nach 33 Tagen lediglich bei Markerbse 

(Tab. 3.12). Alle Bakterienkolonien wurden abschließend mittels TAS-ELISA als 

A. valerianellae-Bakterien identifiziert. 

Das Bakterium A. valerianellae war über die Dauer von bis zu 33 Tagen in 

inokulierten Pflanzen lebensfähig und nachweisbar. Diese befallenen Pflanzen 

wiesen auch Krankheitssymptome auf. 

99

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.11: Veränderungen in der Blattstruktur um die Einstichstelle bei verschiedenen 

Pflanzenarten nach Stichinokulation mit A. valerianellae (Konzentration 10 8 cfu/ml) an 

unterschiedlichen Tagen nach der Inokulation (dpi). 


Veränderungen nach Stichinokulation an Blättern 

12 dpi 19 dpi, 26 dpi, 33 dpi 

Valerianella locusta (L.) typische A. valerianellae-Symptome 

Beta vulgaris subsp. 

vulgaris var. conditiva 

(L.) 

Verletzung sichtbar 

Spinacia oleracea (L.) Verletzung sichtbar wässrige dunkle Läsionen 

Petroselium crispum 

(Mill.) Nyman & A.W. 

Hill (kraus) 

Verletzung sichtbar 

Lactuca sativa (L.) wässrige dunkle Läsionen 

Raphanus sativus subsp. 

oleiformes (L.) 


sativus (L.) 

Bereich um Einstichstellen schwarz 

Bereich um Einstichstellen schwarz 

Raphanus sativus (L.) Bereich um Einstichstellen schwarz 

Phaseolus vulgaris (L.) Bereich um Einstichstellen schwarz 

Pisum sativum (L.) Bereich um Einstichstellen schwarz 

100

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.12: Nachweis von lebensfähigen A. valerianellae-Bakterien in injizierten und nicht- 

injizierten Blatthälften verschiedener Pflanzenarten 12, 19, 26 und 33 dpi. 

Nachweis von A. valerianellae (+) beziehungsweise kein Nachweis von A. valerianellae (-) in 

inokulierten und nicht-inokulierten Blatthälften. 

dpi Potentieller Wirt 

12 

19 

26 

33 

Injizierte 

Blatthälfte 

Nicht-injizierte 

Blatthälfte 

Valerianella locusta (L.) + + 

Petroselium crispum (Mill.) 

Nyman & A.W. Hill 

+ - 

Lactuca sativa (L.) + - 


oleiformes (L.) 


sativus (L.) 

+ - 

+ - 

Raphanus sativus (L.) + - 

Phaseolus vulgaris (L.) + - 

Petroselium crispum (Mill.) 

Nyman & A.W. Hill 

+ - 

Pisum sativum (L.) + - 

Valerianella locusta (L.) + + 

Phaseolus vulgaris (L.) + - 


Valerianella locusta (L.) + - 


101

ERGEBNISSE 

3.3.3 Saatgut 

Die Versuche zum Übertragungsweg Saatgut wurden mit einer gesunden und einer 

mit A. valerianellae-kontaminierten Saatgutpartie und deren Tochtergenerationen in 

verschiedenen Jahren durchgeführt. Es sollte gezeigt werden, ob eine Übertragung 

von A. valerianellae über das Saatgut auf die Tochtergeneration möglich ist. 

Weiterhin wurde geprüft, ob die verwendete Bewässerungsstrategie einen Einfluss 

auf die Kontamination der Samen hat. Die Pflanzen wurden in allen Aussaatjahren 

visuell bis zur Samenernte auf einen A. valerianellae-Befall untersucht. 

Abschließend erfolgte, nach Samenreifung und dem Bruch der Dormanz, die 

Untersuchung der Saatgutpartien auf Befall mit A. valerianellae (siehe Kapitel 

3.4.1). 

A. valerianellae-Schadsymptome traten im Jahr 2007 nur sporadisch zu Kulturbeginn 

und ausschließlich an den Pflanzen aus infiziertem Saatgut auf. Der Anteil Symptom 

tragender Pflanzen lag bei den in Deutschland kultivierten Pflanzen 40 Tage nach der 

Aussaat bei 4,7 % und war gleichmäßig im Bestand verteilt (Abb. 3.20). In 

Frankreich waren lediglich an 1,1 % der Pflanzen sichtbare Symptome nach sechs 

Monaten nach der Aussaat vorhanden (nicht dargestellt). 

Pflanzen, die im Oktober 2008 ausgesät wurden, zeigten 69 Tage nach der Aussaat 

von infiziertem Saatgut einen geschätzten Befallswert von 10 % (Abb. 3.21 A). 

Dieser Schätzwert erhöhte sich innerhalb von einem Monat auf 15 % (103 Tage nach 

der Aussaat). 135 Tagen nach der Aussaat lag der Befallswert bei 30 % bis 35 % 

(Abb. 3.21 B). 

An Pflanzen, die im Jahr 2009 ausgesät wurden, war zu keiner Zeit der 

Kulturführung beziehungsweise Saatgutproduktion ein Befall sichtbar. 

Die Befallswerte schwankten zwischen den einzelnen Jahren stark, obwohl immer 

die gleiche kontaminierte Saatgutpartie ausgesät wurde. Allerdings erfolgte die 

Aussaat an verschiedenen Standorten unter verschiedenen Kulturbedingungen 

(Gewächshaus, Folienhaus, Freiland) und zu verschiedenen Jahreszeiten. 

102

ERGEBNISSE 

Pflanze 

Parzelle 1 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 

1 x 

2 x 

3 x 

4 x 

5 x 

6 x x x x 

7 x 

8 x x x 

9 x 

Parzelle 2 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 

1 

2 

x x x 

3 x 

4 x x x 

5 

6 

7 

x x x 

8 x 

9 x 

Parzelle 3 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 

1 

2 

3 

x 

4 x 

5 x 

6 

7 

8 

9 

x 

Reihe 

Reihe 

Reihe 

Abbildung 3.20: Verteilung von A. valerianellae-Symptome tragende Pflanzen (mit x gekennzeichnet) aus A. valerianellae-infiziertem 

Saatgut, 40 Tage nach der Aussaat im Jahr 2007 in Deutschland, in drei jeweils 1 m² großen abgesteckten Parzellen, die aus je neun 

Aussaatreihen bestanden, in denen zwischen 18 und 26 Pflanzen wuchsen (grau hinterlegte Fläche). 

ERGEBNISSE 

103

ERGEBNISSE 

B 

A 

Abbildung 3.21: Feldsalatpflanzen aus infiziertem Saatgut 

69 Tage (A) und 135 Tage (B) nach Aussaat im Jahr 2008 in 

einem Folienhaus. Pflanzen mit A. valerianellae-Symptomen 

wurden mit einem Stab gekennzeichnet. 

104

ERGEBNISSE 

3.4 Saatgutuntersuchungen 

3.4.1 Nachweismethoden von Acidovorax valerianellae am Saatgut 

Die Saatgutpartien stammten aus den Versuchen zum Übertragungsweg Saatgut 

(Kapitel 2.13.3). Sowohl das gesunde und infizierte Ausgangssaatgut sowie die 

daraus gewonnenen zehn Partien aus verschiedenen Jahren wurden auf einen Befall 

mit A. valerianellae überprüft. 

3.4.1.1 Sweatbox-Test in der Klimakammer und Aufwuchstest im 

Gewächshaus 

Samen aus verschiedenen Versuchsvarianten zur Saatgutübertragung von 

A. valerianellae wurden für den Sweatbox-Test in Vermiculit (5000 Samen pro zwei 

Liter Vermiculit) und für den Aufwuchstest in Erde ausgesät. Die Kultur erfolgte für 

den Sweatbox-Test ab Aussaat und für den Aufwuchstest mit Beginn des sich 

entwickelnden Laubblattstadiums der Pflanzen unter gesättigter Luftfeuchte. 

Aufgelaufene Pflanzen wurden auf einen Befall von A. valerianellae an 

verschiedenen Terminen visuell bonitiert (Abb. 3.22). Die Befallshäufigkeit wurde 

an mehreren Tagen erfasst. Die Endbonitur fand bei Pflanzen im Sweatbox-Test 

28 Tage nach der Aussaat statt und für die Pflanzen im Aufwuchstest nach 28 Tagen 

unter gesättigter Luftfeuchte. Von Pflanzen mit verdächtigen oder typischen 

Symptomen wurden Bakterien isoliert und mittels TAS-ELISA näher bestimmt. 

Die gesunde Ausgangspartie (AV-60) war sowohl nach dem Sweatbox-Test als auch 

nach dem Aufwuchstest im Gewächshaus als frei von Acidovorax anzusehen. Das 

wurde auch durch die Überprüfung mittels TAS-ELISA bestätigt. In der infizierten 

Ausgangspartie (AV-75) wurden sowohl im Sweatbox-Test als auch im 

Aufwuchstest Pflanzen mit typischen A. valerianellae-Symptomen bonitiert. 

A. valerianellae-Bakterien wurden in diesen Symptom zeigenden Pflanzen 

nachgewiesen. 

Die in den Folgejahren aus der gesunden Ausgangspartie produzierten Saatgutpartien 

(mit Aussaaten in den Jahren 2007 bis 2009) zeigten weder im Sweatbox-Test noch 

105

ERGEBNISSE 

im Aufwuchstest Symptome und ein Befall mit A. valerianellae wurde nicht 

nachgewiesen. 

Die Saatgutpartien aus der infizierten Ausgangspartie zeigten hingegen nach Aussaat 

im Jahr 2007 in Deutschland (AV-76) und nach Aussaat im Jahr 2008 (AV-77) 

typische Symptome. Ein eindeutiger Nachweis von A. valerianellae-Bakterien 

erfolgte mittels TAS-ELISA. Pflanzen aus Saatgutpartien, die in Frankreich und in 

Deutschland produziert wurden (AV-78 (Frankreich), AV-79 (Tröpfchen), AV-80 

(Regner)), zeigten keinen nachweisbaren Befall (Tab. 3.13). 

Demnach lieferte eine infizierte Ausgangspartie, die Symptome sowohl im 

Sweatbox-Test als im Aufwuchstest zeigt, nicht zwangsläufig A. valerianellae 

kontaminiertes Saatgut. Aus einer gesunden symptomlosen Ausgangspartie entstand 

wiederum gesundes Saatgut. 

Abbildung 3.22: Sichtbare typische A. valerianellae-Symptome 25 Tage nach der 

Aussaat in Vermiculit (Sweatbox-Test) bei Kultivierung unter gesättigter 

Luftfeuchte. 

106

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.13: Nachweis von A. valerianellae in zwölf Saatgutpartien im Sweatbox-Test und im 

Aufwuchstest. Der Nachweis erfolgte durch klassisches Isolieren und mittels TAS-ELISA in 

Pflanzen mit verdächtigen Symptomen. 


Saatgutpartie 

AV-60 

(gesund) 

(ungebeizt) AV-75 


(kontaminiert) 

AV-60 

(gesund) 

(gebeizt) AV-75 

Aussaat 2007 


AV-61, 

Deutschland 

(gesund) 

AV-76, 

Deutschland 


AV-63, 

Frankreich 

(gesund) 

AV-78, 

Frankreich 


Nachweis von A. valerianellae 

Sweatbox-Test Aufwuchstest 

- - 

+ + 

- - 

- - 

- - 

+ + 

- - 

- - 

107

ERGEBNISSE 


Aussaat 2008 

Aussaat 2009 

Saatgutpartie 

AV-62 

(gesund) 

AV-77 


AV-64, 

Tröpfchen 

(gesund) 

AV-65, 

Regner 

(gesund) 

AV-79, 

Tröpfchen 


AV-80, 

Regner 



Sweatbox-Test Aufwuchstest 

- - 

+ + 

- - 

- - 

- - 

- - 

108

ERGEBNISSE 

3.4.1.2 Ankeimmethode auf Papier 

Mit der Ankeimmethode auf Papier wurden Saatgutpartien auf eine Belastung mit 

A. valerianellae untersucht. 

Die Nachweisgrenzen lagen bei diesen Untersuchungen bei einem OD-Wert von 

0,076 für die Beurteilung des Ausgangssaatgutes sowie für die Saatgutpartien mit 

Aussaat 2007 beziehungsweise bei einem OD-Wert von 0,098 für die Saatgutpartien, 

die im Jahr 2008 und 2009 ausgesät wurden. 

Die OD-Werte der gesunden Ausgangspartie (AV-60) lagen zu allen Zeitpunkten 

nach der Aussaat unterhalb der Nachweisgrenze von 0,076. Die infizierte, ungebeizte 

Ausgangspartie (AV-75) erreichte am Tag null der Untersuchung einen OD-Wert 

von 0,15 und war somit mit A. valerianellae belastet. Beide Saatgutpartien keimten 

jedoch nicht, so dass eine Befallsfreiheit beziehungsweise Kontamination mit 

A. valerianellae nicht im Keimverlauf nachgewiesen wurde. 

Bei der Untersuchung aller anderen Saatgutpartien wurden ab dem vierten Tag 

Keimlinge zur Untersuchung herangezogen. So lagen, mit Ausnahme der 

Saatgutpartie „AV-76 (Deutschland, kontaminiert)“ und „AV-64 (Tröpfchen, 

gesund)“ alle Saatgutpartien zu allen vier Zeitpunkten unterhalb der 

Nachweisgrenzen. Die beiden Saatgutpartien “AV-76 (Deutschland)“ und „AV-64 

(Tröpfchen)“ lagen am vierzehnten Tag nach der Aussaat mit OD-Werten von 1,765 

beziehungsweise 2,094 deutlich über den Nachweisgrenzen von 0,076 

beziehungsweise 0,098 (Tab. 3.14). 

109

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.14: OD-Wert von Proben verschiedener Saatgutpartien im TAS-ELISA bei der 

Ankeimmethode auf Papier. 

OD-Werte über einer Nachweisgrenze von 0,076 (Ausgangssaatgut, Aussaat 2007) 

beziehungsweise 0,098 (Aussaat 2008, Aussaat 2009) galten als A. valerianellae-positiv 

(gekennzeichnet durch ein +). 



Aussaat 2007 

Saatgutpartie 

OD-Wert (TAS-ELISA) nach 

110 

feuchter Inkubation der Samen für 

verschiedene Tage nach Aussaat 

Tag 0 Tag 4 Tag 9 Tag 14 

AV-60 (gesund, ungebeizt) 0 0 0 0 

AV-60 (gesund, gebeizt) 0,01 0 0 0 

AV-60 (gesund, entbeizt) 0 0 0 0 

AV-75 (kontaminiert, ungebeizt) 0,15 + 0 0 0 

AV-75 (kontaminiert, gebeizt) 0,03 0 0 0,03 

AV-75 (kontaminiert, entbeizt) 0,04 0,01 0,01 0,04 

AV-61, Deutschland (gesund) 0 0 0 0,02 

AV-76, Deutschland 


0,03 0 0,03 1,76 + 

AV-63, Frankreich (gesund) 0 0 0 0,01 

AV-78, Frankreich 


0 0 0 0,01

ERGEBNISSE 


Aussaat 2008 

Aussaat 2009 

Saatgutpartie 

OD-Wert (TAS-ELISA) nach 

feuchter Inkubation der Samen für 

verschiedene Tage nach Aussaat 

111 


AV-62 (gesund) 0 0 0 0 

AV-77 (kontaminiert) 0 0,03 0 0 

AV-64, Tröpfchen 

(gesund) 

AV-79, Tröpfchen 


AV-65, Regner 

(gesund) 

AV-80, Regner 


0 0 0 2,09 + 

0 0 0 0 

0 0 0 0 

0 0 0 0

ERGEBNISSE 

3.4.1.3 Bestimmungen durch Fremdfirmen 

Freundlicherweise wurden Saatgutpartien aus dem Versuch zum Übertragungsweg 

Saatgut von zwei Fremdfirmen auf ihre Kontamination mit A. valerianellae 

untersucht. 

So wurde das Saatgut bei den Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan im Sweatbox-Test 

in Kombination mit einer PCR-Methode auf eine A. valerianellae-Belastung 

untersucht. Beide Firmen bonitierten das nicht-infizierte Ausgangssaatgut (AV-60) 

als nicht-symptomzeigend und entnommene Pflanzenproben waren PCR-negativ. 

Pflanzen aus der kontaminierten Partie (AV-75) zeigten Symptome und im PCR- 

Verfahren war A. valerianellae nachweisbar. 

Bei den nach Aussaat im Jahr 2007 produzierten und 2008 geernteten Partien in 

Deutschland und Frankreich war bei Enza Zaden keine Untersuchung der Samen 

möglich. Zum einen keimte das Saatgut aus Deutschland (AV-61 (gesund) und 

AV-76 (kontaminiert)) nicht, zum anderen wurde das gekeimte Saatgut aus 

Frankreich (AV-63 (gesund) und AV-78 (kontaminiert)) zu schnell von Pilzen 

überwachsen. Bei Rijk Zwaan war ebenfalls keine Untersuchung der Saatgutpartien, 

die in Deutschland produziert wurden, möglich. Die Saatgutpartien, die in Frankreich 

produziert wurden, wurden von Rijk Zwaan als nicht befallen (AV-63 (gesund)) 

beziehungsweis als befallen (AV-78 (kontaminiert)) identifiziert. 

Die nach Aussaat im Jahr 2008 im Folgejahr geernteten Saatgutpartien (AV-62 

(gesund) und AV-77 (kontaminiert)) waren nach Untersuchung von Enza Zaden mit 

A. valerianellae belastet, während die Saatgutpartie, die aus gesundem 

Ausgangssaatgut produziert wurde, laut Rijk Zwaan gesund und die, die aus 

infiziertem Saatgut produziert wurde, infiziert war. 

Die im Jahr 2010 geernteten vier Saatgutpartien (Aussaat 2009) waren laut 

Untersuchung von Enza Zaden alle negativ. Die Untersuchung derselben 

Saatgutpartien bei Rijk Zwaan erbrachte keine Ergebnisse, da die Proben zu stark mit 

Pilzen kontaminiert waren (Tab. 3.15). 

112

ERGEBNISSE 

Tabelle 3.15: Nachweis von A. valerianellae in zwölf Saatgutpartien im Sweatbox-Test in 

Kombination mit einer PCR bei den Firmen Enza Zaden und Rijk Zwaan. 

1 keine Keimung des Saatgutes, daher keine visuelle Bonitur und Probenahme möglich 

2 gekeimtes Saatgut stark von Pilzen überwachsen, keine Auswertung möglich 


Saatgutpartie 

AV-60 

(gesund) 

(ungebeizt) AV-75 

Aussaat 2007 

Aussaat 2008 


AV-61, 

Deutschland 

(gesund) 

AV-76, 

Deutschland 


AV-63, 

Frankreich 

(gesund) 

AV-78, 

Frankreich 


AV-62 

(gesund) 

AV-77 



Enza Zaden Rijk Zwaan 

- - 

+ + 

1 1 

2 

- 

+ 

+ - 

+ + 

113

ERGEBNISSE 

Fortsetzung Tab 3.15 

Aussaat 2009 

Saatgutpartie 

AV-64, 

Tröpfchen 

(gesund) 

AV-65, 

Regner 

(gesund) 

AV-79, 

Tröpfchen 


AV-80, 

Regner 



Enza Zaden Rijk Zwaan 

- 

- 

- 

- 

2 

114

ERGEBNISSE 

3.4.2 Dekontaminationsmaßnahmen 

3.4.2.1 Überprüfungen einer Warmwasserbehandlung 

In den Jahren von 2006 bis 2009 wurden zunächst an gesundem Saatgut der Sorte 

AV-1 (Kalibrierung 2,00-2,25) Behandlungen mittels Warmwasserbeize und deren 

Wirkungen auf die Keimfähigkeit überprüft, um Grenzwerte zu ermitteln, ab denen 

ein nicht tolerierbarer Keimfähigkeitsverlust auftrat. So wurden Behandlungen bei 

30 °C für 120 Minuten, 35 °C für 90 Minuten, 40 °C für 60 Minuten, 50 °C für 

40 Minuten, 55 °C für 30 und 40 Minuten und bei 60 °C für 10 und 20 Minuten 

durchgeführt, die sich aufgrund hoher Verluste in der Keimfähigkeit als ungeeignet 

erwiesen (Ergebnisse nicht dargestellt). Außerdem war der mit den Jahren natürliche 

Verlust an Keimfähigkeit durch die Lagerung der Samen zu erkennen. Erstaunlich 

war, dass ein und dieselbe Behandlung (gleiche Temperatur und Einwirkzeit) in 

verschiedenen Jahren einen unterschiedlichen Einfluss auf die Keimfähigkeit hatte 

(Ergebnisse nicht dargestellt). Grundsätzlich nahm die Keimfähigkeit mit steigenden 

Temperaturen und steigenden Einwirkzeiten tendenziell ab. 

Behandlungen bei 43 °C für 20 Minuten, 47 °C für 45 Minuten, 50 °C und 55 °C für 

jeweils 10 und 20 Minuten und bei 60 °C für 5 Minuten erwiesen sich hingegen als 

tolerierbar in Bezug auf die Keimfähigkeit. So kam es bei der Warmwasserbeizung 

bei 55 °C für 20 Minuten zu einer Abnahme der Keimfähigkeit von 20 %, die 

Keimfähigkeiten der Samen der anderen Warmwasserbehandlungen reduzierten sich 

lediglich um 3,2 % (Abb. 3.23 A). 

Dieses Ergebnis wurde mit den Saatgutsorten AV-220 (Kalibergröße 2,00-2,25), 

AV-17 (Kalibergröße 2,00-2,25) und AV-219 (Kalibergröße 2,00-2,25) überprüft. So 

war die Keimfähigkeit der Samen der Sorte AV-220 nach Behandlung bei 55 °C für 

20 Minuten lediglich um 2,5 % in ihrer Keimfähigkeit (89,8 %) in Bezug auf die 

unbehandelte Variante (Kontrolle, Keimfähigkeit 92,3 %) reduziert, während die 

Keimfähigkeit durch die anderen sechs Behandlungen teilweise auf 98,3 % 

(Behandlung für 20 Minuten bei 43 °C) gesteigert wurde (Abb. 3.23 B). Das gleiche 

Bild zeigte sich nach entsprechender Behandlung der Samen bei der Sorte AV-17. 

Eine deutliche Reduzierung der Keimfähigkeit zeigte sich auch hier nur bei den 

115

ERGEBNISSE 

Samen, die bei 55 °C für 20 Minuten warmwasserbehandelt wurden. So keimten 

78 % dieser Samen gegenüber gekeimten Samen in der Kontrolle (93 %). Andere 

warmwasserbehandelte Samen zeigten eine Steigerung der Keimfähigkeit. Bei den 

Behandlungen bei 50 °C für 20 Minuten und bei 60 °C für 5 Minuten steigerte sich 

die Keimfähigkeit auf 98 % (Abb. 3.23 C). Die Keimfähigkeit der Samen der Sorte 

AV-219 wurde nach 20-minütiger Behandlung bei 43 °C minimal gesteigert (von 

97,3 % in der Kontrolle auf 98,8 %). Die Behandlungen bei höheren Temperaturen 

führten insgesamt zur Reduzierung der Keimfähigkeit. Nach einer Behandlung bei 

47 °C für 45 Minuten keimten 49,5 % der Samen. Eine Behandlung bei 50 °C für 

20 Minuten (62,3 %) sowie bei 55 °C für 10 (58 %) und 20 Minuten Behandlungszeit 

(33 %) und bei 60 °C für 5 Minuten (69,5 %) führte zu Keimfähigkeitsreduzierungen 

(Abb. 3.23 D). 

Ebenso wurden diese Warmwasserbehandlungen auf ihre Eignung als 

Dekontaminationsmaßnahme an den infizierten Sorten AV-17 (2009, Kalibergröße 

2,00-2,25) und AV-219 (2009, Kalibergröße 2,00-2,25) überprüft. Die 

Dekontaminationswirkung wurde mittels Ankeimmethode auf Papier und TAS- 

ELISA geprüft. Die Samen beziehungsweise Keimlinge wurden an den Tagen null, 

vier, neun und 14 nach der Aussaat mit Extraktionspuffer homogenisiert (je 0,2 g 

Samen plus 3 ml Puffer) und im ELISA analysiert. Als kontaminiert galten die 

Saatgutproben von Keimlingen, die nach vier, neun oder 14 Tagen höhere OD-Werte 

als zum Zeitpunkt null erreichten, da steigende OD-Werte auf eine Vermehrung von 

A. valerianellae deuten. 

Unbehandelte Samen der Sorte AV-17 erreichten einen OD-Wert von 0,132 am Tag 

null, vier Tage nach der Aussaat wurde ein OD-Wert von 0,091 gemessen, während 

die Werte für den neunten (OD-Wert 0,807) und 14. Tag (OD-Wert 2,88) nach 

Aussaat deutlich oberhalb des ursprünglichen Wertes von 0,132 lagen. Samen, die 

für 20 Minuten bei 43 °C warmwasserbehandelt wurden, zeigten einen Anfangs-OD- 

Wert von 0,224. Am Tag vier reduzierte sich der OD-Wert auf 0,068, um am neunten 

Tag deutlich anzusteigen (OD-Wert 1,498) und erneut auf einen OD-Wert von 0,193 

am Tag 14 zurückzufallen. Ebenso reagierten die Samen, die für 45 Minuten bei 

47 °C behandelt wurden. Auch hier fiel der OD-Wert von zunächst 0,046 (Tag null) 

116

ERGEBNISSE 

auf 0,032 (Tag vier) ab, stieg auf einen OD-Wert von 0,213 (Tag neun) an und fiel 

erneut ab (OD-Wert 0,099, Tag 14). Nach einer Behandlung bei 50 °C für 

10 Minuten lagen die OD-Werte bei 0,153 (Tag null), 0,11 (Tag vier), 0,735 (Tag 

neun) und 0,324 (Tag 14). Nach 20-minütiger Behandlung bei 50 °C stiegen die OD- 

Werte kontinuierlich von 0,132 (Tag null) auf 0,363 (Tag 14) an. Eine 10-minütige 

Behandlung bei 55 °C lieferte ebenfalls eine Zunahme der OD-Werte von Beginn 

0,068 (Tag null) auf 0,257 am 14. Tag. OD-Werte von Samen, die für 20 Minuten in 

55 °C warmem Wasser behandelt wurden, lagen anfangs bei 0,353, fielen auf über 

die Hälfte auf 0,148 (Tag vier) ab, stiegen deutlich auf 0,392 (Tag neun) an und 

fielen erneut auf 0,184 (Tag 14). Bei 60 °C für 5 Minuten behandelte Samen lieferten 

einen kontinuierlichen Anstieg der OD-Werte von Tag null zu Tag 14 von 0,073 auf 

0,932 (Abb. 3.24 A). 

Alle OD-Werte behandelter Samen, mit Ausnahme der für 20 Minuten bei 55 °C 

durchgeführten Behandlung, waren an mindestens einem Termin zwischen Tag vier 

und 14 im Vergleich zu Tag null eindeutig angestiegen und galten somit als 

A. valerianellae belastet. 

OD-Werte unbehandelter Samenproben der Sorte AV-219 zeigten einen 

kontinuierlichen und eindeutigen Anstieg von Tag null (OD-Wert 0,118) auf Tag 14 

(OD-Wert 1,585). Samen, die für 20 Minuten bei 43 °C warmwasserbehandelt 

wurden, wiesen einen kurzfristigen Anstieg der OD-Werte von 0,013 (Tag null) auf 

0,092 (Tag vier) und 0,079 am neunten Tag auf, während der OD-Wert am vierten 

Auswertungstag auf 0,013 abfiel (Tag 14). Innerhalb der vierzehntägigen 

Untersuchungsdauer stiegen die OD-Werte von Samen, die für 45 Minuten bei 47 °C 

behandelt wurden, von 0,063 (Tag null) über 0,068 (Tag neun) auf 0,394 (Tag 14) 

an. Nach Behandlung bei 50 °C für eine 10-minütige Dauer lag der OD-Wert zu 

Beginn bei 0,044, fiel etwas innerhalb von vier Tagen auf 0,033 (Tag vier) ab und 

stieg am neunten und 14. Tag auf OD-Werte von 0,964 und 1,785 an. Nach einer 20- 

minütigen Behandlungszeit bei 50 °C stieg der OD-Wert ebenfalls an, von anfänglich 

0,108 (Tag null) auf 1,356 (Tag 14). Nach einer Behandlung bei 55 °C für 10 und 20 

Minuten stiegen die OD-Werte ebenso innerhalb der vierzehntägigen 

Untersuchungsdauer an. Anfängliche OD-Werte von 0,013 (55 °C, 10 Minuten) 

beziehungsweise 0,094 (55 °C, 20 Minuten) stiegen auf 1,469 (Tag 14 nach 

117

ERGEBNISSE 

10-minütiger Behandlung) beziehungsweise 0,833 (Tag neun nach 20-minütiger 

Behandlung) an. Die 5-minütige Samenbehandlung bei 60 °C führte zu geringen OD- 

Werten. Am ersten Untersuchungstag (Tag null) wurde ein OD-Wert von 0,03 

gemessen, am Tag vier ein OD-Wert von 0,015, am Tag neun ein OD-Wert von 

0,004 und 14 Tage nach Untersuchungsbeginn ein OD-Wert von 0,056. Alle OD- 

Werte behandelter Samen, mit Ausnahme der für 20 Minuten bei 43 °C und für 

5 Minuten bei 60 °C durchgeführten Behandlungen, waren an mindestens einem der 

drei Untersuchungstage zwischen Tag vier und 14 im Vergleich zu Tag null 

eindeutig angestiegen. Die entsprechenden Saatgutpartien waren demzufolge 

weiterhin als mit A. valerianellae anzusehen (Abb. 3.24 B). 

Warmwasserbehandlungen haben somit einen Einfluss auf gesundes und mit 

A. valerianellae kontaminiertes Saatgut in Bezug auf die Keimfähigkeit und den 

A. valerianellae-Befall. Die Keimfähigkeiten nahmen mit steigenden Temperaturen 

und Einwirkzeiten grundsätzlich ab, dennoch reagierten die behandelten 

Saatgutpartien der Sorten unterschiedlich. Die Untersuchungen im TAS-ELISA 

lieferten in der Regel geringere OD-Werte als die unbehandelte Kontrolle. Das deutet 

auf Befallsreduzierungen durch die Warmwasserbehandlungen hin. Der 

befallsreduzierende Effekt war sortenabhängig. 

118

ERGEBNISSE 

A 

B 

Keimfähigkeit in % 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

a 

a 

a 

a 

20 Min. 45 Min. 10 Min. 20 Min. 10 Min. 20 Min. 5 Min. 

Kontrolle 43 °C 47 °C 50 °C 50 °C 55 °C 55 °C 60 °C 

ab 

b 

ab 

Behandlung 

ab 

ab 



Behandlung 

Abbildung 3.23: Keimfähigkeit von warmwasserbehandelten Samen aus dem Jahr 

2009. (A): Sorte AV-1, gesund, 2006, Kalibrierung 2,00 – 2,25. (B): Sorte AV-220, 

gesund, 2009, Kalibrierung 2,00 – 2,25. (C): Sorte AV-17, kontaminiert mit 

A. valerianellae, 2009, Kalibrierung 2,00 – 2,25. (D): Sorte AV-219, kontaminiert 

mit A. valerianellae, 2009, Kalibrierung 2,00 – 2,25. 




a 

ab 

a 

a 

a 

b 

119

ERGEBNISSE 

C 

D 



100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

ab 

ab 

ab 

ab 

b 



bc c 

Fortsetzung Abbildung 3.23: 

ab 

Behandlung 

abc 

abc 

ab 

abc 

a 

a 

b 

abc 



Behandlung 

120

ERGEBNISSE 

A 

B 

OD-Wert 

OD-Wert 

1,5 

1 

0,5 

0 

1,5 

1 

0,5 

0 

Tag 0 0 Tag 4 4 Tag 9 9 Tag 14 14 

feuchte Inkubation 

Inkubationsdauer (Tage) 

unbehandelt 43 °C 20 Min. 47 °C 45 Min. 50 °C 10 Min. 

50 °C 20 Min. 55 °C 10 Min. 55 °C 20 Min. 60 °C 5 Min. 

Tag 0 0 Tag 4 4 Tag 9 

9 Tag 14 14 

Inkubationsdauer feuchte Inkubation (Tage) 

unbehandelt 43 °C 20 Min. 47 °C 45 Min. 50 °C 10 Min. 

50 °C 20 Min. 55 °C 10 Min. 55 °C 20 Min. 60 °C 5 Min. 

Abbildung 3.24: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) nach 0, 4, 9 und 14 Tagen 

Inkubation in der Ankeimmethode auf Papier von warmwasserbehandelten Samen der 

A. valerianellae-kontaminierten Sorten AV-17 (A) und AV-219 (B). 

2,88 

1,785 1,585 

121

ERGEBNISSE 

3.4.2.2 Überprüfungen einer Dampfdesinfektion 

Dankenswerterweise wurde das gesunde Saatgut (AV-220, 2009) und das mit 

A. valerianellae kontaminierte Saatgut (AV-17, 2009 und AV-219, 2009) durch das 

Eidgenössische Volkswirtschaftsdepartement EVD, Forschungsanstalt Agroscope 

Changins-Wädenswil ACW mit der Dampfdesinfektion behandelt. Die 

Dampfdesinfektionsmaßnahme wurde sowohl bei 66 °C für 90 und für 105 Sekunden 

(am 13.07.2010) als auch bei 64 °C für 120 und 150 Sekunden (am 14.09.2010) 

durchgeführt. Nach der Rücktrocknung wurde die Keimfähigkeit (auf Wasseragar bei 

20 °C) und die A. valerianellae-Kontamination des Saatguts untersucht. 

Diese Dampfdesinfektionen beeinflussten die Keimfähigkeit der Samen 

weitestgehend positiv (Tab. 3.16 und Abb. 3.25). So betrug der Wert der 

Keimfähigkeit der gesunden Saatgutpartie (AV-220) vor der Dampfdesinfektion 

98 %, während er nach Desinfektion bei 66 °C leicht verringert (94 % nach 

90-sekündiger Behandlung) beziehungsweise erhöht (100 % nach 105-sekündiger 

Desinfektion) war. Die Keimfähigkeit der kontaminierten Sorte AV-219 wurde nicht 

(94 % vor und nach Behandlung bei 66 °C für 90 Sekunden) oder nur geringfügig 

abgeschwächt (88 % nach Behandlung bei 66 °C für 105 Sekunden), während die 

Keimfähigkeit der Sorte AV-17 nach jeder Behandlung erhöht war. So wurde die 

Ausgangskeimfähigkeit von 86 % auf 94 % (90-sekündige Behandlung) 

beziehungsweise 100 % (105-sekündige Behandlung) erhöht. 

Durch die Dampfdesinfektion bei 64 °C wurden Keimfähigkeiten reduziert. So 

wurde bei der Sorte AV-220 eine Ausgangskeimfähigkeit von 92 % ermittelt, bei der 

Sorte AV-219 keimten 84 % und bei der Sorte AV-17 88 %. Nach 120-sekündiger 

Behandlung mit 64 °C heißem Dampf keimten 96 % (nach 120-sekündiger 

Behandlung) der Samen der Sorte AV-220, während nach 150-sekündiger 

Behandlung 90 % der Samen keimten. Die Samen der Sorte AV-219 erreichten durch 

beide Dampfdesinfektionen nicht den Keimfähigkeitswert vor der Behandlung. Nach 

120 Sekunden keimten 80 %, nach 150 Sekunden 74 % der Samen. Die 

Keimfähigkeit der Samen der Sorte AV-17 wurde erhöht (auf 96 % nach 

120-sekündiger Behandlung und auf 98 % nach 150-sekündiger Desinfektion). 

Nach beiden Dampfdesinfektionen wurde beobachtet, dass der Befall mit 

anhaftenden Pilzen (Phoma, Cladosporium, Stemphylium, Rhizopus) rückläufig war. 

122

ERGEBNISSE 

Sie waren nach der Behandlung kaum beziehungsweise gar nicht mehr vorhanden 

(nicht dargestellt). 

Eine Überprüfung der Keimfähigkeit dampfbehandelter Samen auf Filterpapier und 

bei kühlen, dunklen Bedingungen (wie in Kapitel 2.6 beschrieben) lieferte ein 

ähnliches Ergebnis (Abb. 3.25). Die Keimfähigkeit der Sorte AV-220 betrug vor der 

Behandlung 92 %, die durch die Dampfdesinfektion bei 66 °C sowohl für 90 als auch 

für 105 Sekunden auf 96 % (90 Sekunden) beziehungsweise 93 % (105 Sekunden) 

gesteigert werden konnte. Eine Dampfdesinfektion bei 64 °C (bei 120- und 

150-sekündiger Behandlung) hatte eine Reduzierung der Keimfähigkeit auf 87 % zu 

Folge. Die Keimfähigkeit der Sorte AV-219 wurde sowohl nach Behandlung bei 

66 °C als auch nach Behandlung bei 64 °C reduziert. Bei beiden Temperaturen 

wurde jeweils eine geringere Keimfähigkeit bei länger einwirkender 

Desinfektionsphase erzielt. Stärkste Einbußen waren nach Behandlung bei 64 °C für 

150 Sekunden (auf 79 %) sichtbar. 

Die Keimfähigkeit der Sorte AV-17 wurde durch eine Dampfdesinfektion in allen 

Fällen gesteigert. Vor der Behandlung betrug die Keimfähigkeit 90 %, nach der 

Behandlung bei 66 °C hingegen 98 % beziehungsweise nach Behandlung bei 64 °C 

97 % (120 Sekunden) oder 93 % (nach 150 Sekunden). 

Die Dekontaminationswirkung der Dampfdesinfektion wurde ebenso wie die 

Warmwasserbehandlung an den Sorten AV-17 und AV-219 mittels Ankeimmethode 

auf Papier im Vergleich zu unbehandelten Samen kontrolliert. 

OD-Werte der Tage null bei jeder Dampfbehandlung wurden als Schwellenwerte für 

die jeweilig erzielten OD-Werte der Behandlungen für den vierzehntägigen 

Versuchszeitraum für die Ankeimmethode auf Papier herangezogen. Unbehandelte 

Samen der Sorte AV-17 erreichten am Tag null einen OD-Wert von 0,904. Dieser 

hohe Wert verringerte sich zunächst am vierten Tag auf einen OD-Wert von 0,362, 

steigerte sich jedoch auf einen OD-Wert von 3,279 (Tag neun) und auf 3,317 

(Tag 14). Dampfbehandelte Samen, die für 90 Sekunden bei 65 °C behandelt wurden 

zeigten zu Beginn einen OD-Wert von 0,468 (Tag null), vom vierten über den 

neunten bis zum 14. Tag verringerten sich jedoch die OD-Werte von 0,741 über 

0,315 auf 0,105. Die Behandlung, die ebenfalls bei 65 °C und für 105 Sekunden 

123

ERGEBNISSE 

durchgeführt wurde, zeigte einen kontinuierlichen Anstieg der OD-Werte von 

anfänglich 0,625 (Tag null) auf 2,566 (Tag 14). Nach einer Dampfbehandlung bei 

64 °C für 120 Sekunden wurde am Tag null ein OD-Wert von 0,361 erreicht, der 

dann auf 0,243 (Tag vier) abfiel, um nach neun beziehungsweise 14 Tagen auf einen 

OD-Wert von 0,72 und 2,851 anstieg. Nach einer Behandlung bei 64 °C für 

150 Sekunden ergab sich zu Beginn ein OD-Wert von 0,628. Nach vier Tagen fiel 

der OD-Wert auf 0,577, um nach neun Tagen auf 1,055 anzusteigen und nach 

14 Tagen erneut auf einen OD-Wert von 0,061 abzufallen (Abb. 3.26 A). 

Bei der Untersuchung von Keimlingen beziehungsweise Pflanzen aus unbehandelten 

Samen der Sorte AV-219 zeigte sich ein ähnliches Bild wie bei der Sorte AV-17. 

OD-Werte unbehandelter Samen der Sorte AV-219 stiegen über den vierzehntägigen 

Zeitraum der Untersuchung für die Ankeimmethode auf Papier nahezu kontinuierlich 

an. Zu Beginn wurde ein OD-Wert von 0,497 (Tag 0) gemessen, der sich auf einen 

hohen OD-Wert von 3,143 (Tag 14) steigerte. Samen, die nach einer 

Dampfbehandlung bei 66 °C für 90 Sekunden untersucht wurden, erreichten 

geringere OD-Werte. Zum Zeitpunkt null wurde dabei ein anfänglicher OD-Wert von 

0,117 gemessen, am vierten Tag nach Aussaat wurde ein OD-Wert von 0,069 

gemessen. Zum neunten Tag nach Aussaat wurde ein OD-Wert von 0,266 ermittelt 

während am Tag 14 lediglich ein OD-Wert von 0,007 erzielt wurde. Nach einer 

Dampfbehandlung für 105 Sekunden (bei 66 °C) wurde zunächst ein OD-Wert von 

0,191 (Tag 0) gemessen, nach vier Tagen von 0,077, nach neun Tagen von 0,031 und 

abschließend (Tag 14) von 0,175. OD-Werte nach einer 120-sekündigen Behandlung 

bei 64 °C lagen bei 0,188 (Tag 0), 0,437 (Tag 4), 0,027 (Tag 9) und bei 0,0003 (Tag 

14). Nach einer 150-sekündigen Behandlung bei 64 °C stiegen die OD-Werte von 

0,081 (Tag 0) kontinuierlich auf 2,658 (Tag 14) an (Abb. 3.26 B). 

Die Behandlung mit Dampf hatte bezüglich Keimfähigkeit und Dekontamination 

einen Einfluss auf die Samen. Die Keimfähigkeit war nach Dampfbehandlung 

lediglich bei der Sorte AV-219 signifikant von den unbehandelten Samen 

verschieden und führte zu verminderten Keimfähigkeiten. Nach Durchführung der 

Ankeimmethode auf Papier wurden bei der Sorte AV-17 keine durchgängigen 

Verringerungen der OD-Werte erzielt, während bei der Sorte AV-219 die 

124

ERGEBNISSE 

Behandlung bei 66 °C für 105 Sekunden einen positiven, dekontaminierenden 

Einfluss zu haben schien. 

Tabelle 3.16: Keimfähigkeit (in % bei 20 °C und 12 Stunden Licht pro Tag) drei verschiedener 

Feldsalatsorten nach Behandlung mit Dampf bei 66 °C für 90 beziehungsweise 105 Sekunden 

und bei 64 °C für 120 beziehungsweise 150 Sekunden im Vergleich zur nicht-behandelten 

Kontrolle. 

Dampfdesinfektion 

unbehandelt 

(vor Behandlung bei 66 °C) 

66 °C, 

90 Sekunden 

66 °C, 

105 Sekunden 

unbehandelt 

(vor Behandlung bei 64 °C) 

64 °C, 

120 Sekunden 

64 °C, 

150 Sekunden 

AV-17, 

kontaminiert 

Keimfähigkeit (%) 

AV-219, 

kontaminiert 

AV-220, 

gesund 

86 94 98 

94 94 94 

100 88 100 

88 84 92 

96 80 96 

98 74 90 

125

ERGEBNISSE 

A 


B 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

unbehandelt 

a a a b ab a a 

a 

unbehandelt 

66 °C, 90 

Sekunden 

66 °C, 105 

Sekunden 

unbehandelt 

66 °C, 90 

Sekunden 

66 °C, 105 

Sekunden 

unbehandelt 

a 

66 °C, 90 

Sekunden 

AV-17 AV-219 AV-220 

a 

64 °C, 120 

Sekunden 

a 

64 °C, 150 

Sekunden 

b 

unbehandelt 

Sorte 

ab 

64 °C, 120 

Sekunden 

a 

64 °C, 150 

Sekunden 

a 

unbehandelt 

a 

64 °C, 120 

Sekunden 

AV-17 AV-219 AV-220 

Sorte 

a 

66 °C, 105 

Sekunden 

a 

64 °C, 150 

Sekunden 

Abbildung 3.25: Keimfähigkeit (in % bei 4 °C unter Lichtausschluß) drei verschiedener 

Feldsalatsorten nach Behandlung mit Dampf bei (A) 66 °C für 90 beziehungsweise 

105 Sekunden und bei (B) 64 °C für 120 beziehungsweise 150 Sekunden im Vergleich 

zur unbehandelten Kontrolle. 



(p < 0,05). 

126

ERGEBNISSE 

OD-Wert 

B 

A 

OD-Wert 

2 

1,5 

1 

0,5 

0 

2 

1,5 

1 

0,5 

0 



unbehandelt 66 °C 90 Sek. 66 °C 105 Sek. 

64 °C 120 Sek. 64 °C 150 Sek. 



unbehandelt 66 °C 90 Sek. 66 °C 105 Sek. 

64 °C 120 Sek. 64 °C 150 Sek. 

Abbildung 3.26: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) nach Homogenisierung von 

dampfbehandelten Samen der A. valerianellae-kontaminierten Sorten AV-17 (A) und 

AV-219 (B) (Ankeimmethode auf Papier). 

3,317 2,851 

3,143 2,658 

2,566 

127

ERGEBNISSE 

3.4.2.3 Überprüfungen einer weiteren Dekontaminationsmaßnahme 

Das Saatgut der drei Sorten AV-220, AV-219 und AV-17 wurden von einer für 

Saatgutbehandlungen spezialisierten Firma behandelt. Zur Firma und zu der 

Methodik der Behandlung dürfen keine Angaben gemacht werden. 

Die Keimfähigkeiten der drei Sorten lagen vor der Behandlung über einem Wert von 

90 %, während die Keimfähigkeiten nach Behandlung etwas erhöht (Sorte AV-220 

und Sorte AV-17) beziehungsweise erniedrigt (Sorte AV-219) waren. So war bei der 

Sorte AV-220 ein um 2 Prozentpunkte erhöhter Wert in der Keimfähigkeit auf 94 % 

vorhanden, während bei der Sorte AV-17 die Keimfähigkeit von 90 % auf 97 % 

gesteigert wurde. Die Sorte AV-219 zeigte durch die Behandlung eine 

Keimfähigkeitsreduzierung von 98 % auf 95 %. Diese Behandlung führte jedoch bei 

allen drei Sorten zu keinen signifikanten Unterschieden in der Keimfähigkeit 

(Abb. 3.27). 

Eine Überprüfung der Dekontaminationswirkung durch diese Maßnahme erfolgte 

mittels Ankeimmethode auf Papier im Vergleich zur unbehandelten Variante. 

Vor einer Behandlung wurden bei der Sorte AV-17 hohe OD-Werte von 0,904 zum 

Zeitpunkt null und nach 14 Tagen von 3,317 gemessen. Nach einer Behandlung 

durch den Dienstleister stiegen die OD-Werte von 0,645 (Tag null) auf 2,898 

(Tag neun) und auf 3,075 am 14. Tag nach Aussaat (Abb. 3.28 A). 

Die mittels TAS-ELISA erzielten Ergebnisse lieferten über den vierzehntägigen 

Zeitraum bei den unbehandelten Samen der Sorte AV-219 einen Anfangs-OD-Wert 

von 0,497 (Tag null), der sich kontinuierlich auf 3,143 (Tag 14) steigerte. OD-Werte 

behandelter Samen lagen an Tag null bei 0,108, nach vier Tagen bei einem OD-Wert 

von 0,048 und stiegen dann ebenfalls kontinuierlich auf 3,016 (Tag 14) an 

(Abb. 3.28 B). 

Die Saatgutbehandlung durch den Dienstleister führte im Gegensatz zu 

Warmwasserbehandlungen und Dampfbehandlungen lediglich zu geringen Effekten. 

128

ERGEBNISSE 

So kam es zu einer zu vernachlässigbaren Veränderung in der Keimfähigkeit. Aber 

auch eine Dekontaminationswirkung war nicht festzustellen. 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

a 

unbehandelt 

a a 

a 

a 

a 

Behandlung 

Dienstleister 

unbehandelt 

Behandlung 

Dienstleister 

unbehandelt 

AV-17 AV-219 AV-220 

Sorte 

Behandlung 

Dienstleister 

Abbildung 3.27: Keimfähigkeit (in % bei 4 °C unter Lichtausschluß) drei verschiedener 

Feldsalatsorten nach Behandlung durch einen Dienstleister im Vergleich zur 

unbehandelten Kontrolle. 



129

ERGEBNISSE 

A 

OD-Wert 

B 

OD-Wert 

4 

3,5 

3 

2,5 

2 

1,5 

1 

0,5 

0 

4 

3,5 

3 

2,5 

2 

1,5 

1 

0,5 

0 



unbehandelt Behandlung Dienstleister 



unbehandelt Behandlung Dienstleister 

Abbildung 3.28: OD-Wert im TAS-ELISA (nach 60 Minuten) der mit A. valerianellae- 

kontaminierten Sorten AV-17 (A) und AV-219 (B) zwischen Tag null und Tag 14 nach 

Aussaat auf angefeuchtetem Filterpapier und Inkubation bei Raumtemperatur 

(Ankeimmethode auf Papier). 

Die Samen waren unbehandelt beziehungsweise durch einen Dienstleister behandelt 

worden. 

130

DISKUSSION 

4 DISKUSSION 

Mit den durchgeführten Untersuchungen zu Acidovorax valerianellae an Feldsalat 

wurden Erkenntnisse im Bereich der Erregerbiologie und Epidemiologie sowie des 

Einflusses von Infektionsbedingungen auf den Krankheitsverlauf gewonnen. Zudem 

wurden grundlegende Erkenntnisse zu Übertragungswegen und zu 

Bekämpfungsstrategien von A. valerianellae gewonnen. 

4.1 Untersuchungen zu Infektionsbedingungen 

In den Untersuchungen zu den Infektionsbedingungen des Bakteriums wurden die 

Einflüsse von Temperatur, Blattalter, Blattnässedauer und Inokulumdichte erforscht. 

Nach GARDAN et al. (2003) und HINRICHS-BERGER et al. (2004) kann das Bakterium 

A. valerianellae Pflanzen sowohl im Keimblattstadium als auch Pflanzen im 

Laubblattstadium infizieren und zu Symptomen führen. Dies bestätigte sich in den 

Versuchen, in denen Pflanzen unterschiedlichen Blattalters inokuliert wurden 

(Kapitel 3.1.2). Der Befall an Feldsalatpflanzen war zudem innerhalb der 

Infektionsversuche sehr von den vorherrschenden Luftfeuchtigkeiten 

beziehungsweise der Blattnässedauer abhängig. Die Versuchspflanzen wurden 

einmalig für 48 Stunden, wöchentlich wiederkehrend (jeweils von 48-stündiger 

Dauer) oder dauerhaft unter gesättigter Luftfeuchte kultiviert (Kapitel 2.12.2). 

Allgemein fiel ein starker Unterschied zwischen der Symptomatik inokulierter 

Pflanzen auf, sobald sie weitestgehend trocken kultiviert beziehungsweise bei nahezu 

100 % relativer Luftfeuchte mit lang andauernder Blattnässe kultiviert wurden. 

Gerade bei feuchter Witterung traten vermehrt Symptome auf. GRONDEAU und 

SAMSON (2009) fanden heraus, dass ein sichtbarer A. valerianellae-Befall stark von 

einem für 90 Stunden andauernden Wert von über 85 % relativer Luftfeuchtigkeit 

gefördert wird. Daher sollten Feldsalatbestände möglichst trocken gehalten werden, 

um einen Befall mit A. valerianellae zu vermeiden beziehungsweise zu vermindern 

(MOLTMANN et al., 2000). Alle Pflanzen, die bei eigenen Versuchen nach der 

Inokulation lediglich für die ersten 48 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte kultiviert 

131

DISKUSSION 

wurden, zeigten keine Symptome. Alle Pflanzen, die dauerhaft bei gesättigter 

Luftfeuchte kultiviert wurden, waren zu Versuchende Symptom tragend. Bei 

Pflanzen, die im wöchentlichen Abstand bei hoher Luftfeuchtigkeit (das heißt für die 

ersten 48 Stunden erfolgte die Kultivierung nach der Inokulation bei gesättigter 

Luftfeuchte, dann fünf Tage bei normal vorherrschender Luftfeuchte, danach erneut 

für 48 Stunden bei gesättigter Luftfeuchte und so fort) kultiviert wurden, zeigten sich 

ebenfalls Symptome. Eine 100 %-ige Befallshäufigkeit wurde dabei aber nicht 

erreicht. Es war ein deutlicher Unterschied zwischen den im Keimblatt und den im 

Laubblatt inokulierten Pflanzen sichtbar, was mit einer unterschiedlichen 

Blattoberfläche und -masse zusammenhing. Je weniger Blattmasse vorhanden war, 

desto schneller trockneten die Blätter ab. Die Feuchtigkeit ist für die Bakterien von 

enormer Wichtigkeit. So überstanden sie eine fünftägige Zeitspanne bei trockenen 

Bedingungen ohne Blattnässe (wöchentlicher Abstand), wohl aber nicht eine 

Trockenperiode von 30 Tagen beziehungsweise 33 Tagen bei einmaliger Kultur für 

48 Stunden unter gesättigten Luftfeuchten nach der Inokulation, da zu Versuchende 

keine Symptome sichtbar waren (Abb. 3.5). 

Aus den Versuchen, wie sie in Kapitel 3.1.3 beschrieben sind, wird diese 

Abhängigkeit zwischen Blattnässe beziehungsweise einer hohen relativen 

Luftfeuchte und Symptomatik an inokulierten Feldsalatpflanzen deutlich. Nach einer 

28-tägigen Kultivierung unter trockenen Bedingungen führte eine Weiterkultur bei 

gesättigter Luftfeuchte zwischen 38 dpi und 51 dpi zu einer leichten Zunahme der 

Befallsstärke von 3,5 % auf 4,7 % (Tab. 3.2). Ebenfalls wurde gezeigt, dass die 

Bakterien innerhalb von fünf Stunden in die Pflanze eindringen und mindestens 

sieben Tage unter ungünstigen, trockenen Bedingungen überleben, bevor sie bei 

gesättigter Luftfeuchte zu Symptomen führen (Abb. 3.9 und Abb 3.10). Die 

Bakterien lebten bei trockener Kultur der inokulierten Pflanzen nicht epiphytisch auf 

der Blattoberfläche, da Symptome bereits neun Tage nach Inokulation sichtbar 

waren. Wären die Bakterien erst innerhalb von zwei Tagen (ab 7 dpi) bei für sie 

günstigen, feuchten Bedingungen in das Blatt eingedrungen, so wären Symptome 

frühestens nach vier Tagen nach Wiederbefeuchtung beziehungsweise 11 dpi 

sichtbar gewesen. Die Ergebnisse in den Abbildungen 3.1, 3.3, 3.4 und 3.5 B 

belegen, dass sichtbare Symptome frühestens 4 dpi, bei Kultur unter gesättigter 

132

DISKUSSION 

Luftfeuchte, an Pflanzen vorhanden sind. MOLTMANN (1999) beschrieb hingegen, 

dass Xanthomonas campestris pv. vitians Kopf- und Eissalatpflanzen sowie viele 

Unkrautarten epiphytisch besiedelt. So kann sich diese bakterielle 

Blattfleckenkrankheit so lange ohne Symptome auf der Pflanzenoberfläche halten, 

wie die Witterungsbedingungen für sie zunächst ungünstig sind. Erst nach längeren 

Regenperioden oder häufiger, starker Taubildung kommt es zu einem 

Befallsausbruch. 

Zu erkennen waren zwei grundsätzliche Ergebnisse: Der sichtbare Befall an Pflanzen 

war stark von der Blattnässedauer beziehungsweise der relativen Luftfeuchte 

abhängig. Ist keine für Bakterien günstige, annähernd gesättigte Luftfeuchte 

vorhanden, so führt eine Inokulation nicht zu einem sichtbaren Befall an Pflanzen 

(Abb. 3.5, 3.9, 3.10). 

Die starke Abhängigkeit zwischen Feuchtigkeit in Form von Blattnässe und 

Krankheitssymptomen wurde bei vielen Pflanzenpathogenen beschrieben. So zeigt 

der Forschungsauftrag des BUNDESMINISTERIUM FÜR ERNÄHRUNG, 

LANDWIRTSCHAFT UND FORSTEN (2001), dass die Krankheitsentwicklung des Pilzes 

Septoria petroselini an Petersilieblättern stark von der relativen Luftfeuchtigkeit 

abhängig ist. Bei einer relativen Luftfeuchte von 65 % kommt es zu einer geringen 

Krankheitsentwicklung, während der Befall bei einer Erhöhung der Luftfeuchte auf 

85 % deutlich ansteigt. Förderlich für den Befall ist zudem eine zeitlich direkt auf die 

Inokulation folgende hohe Luftfeuchtigkeit. Aber auch nach einer längeren 

Trockenphase von bis zu 72 Stunden nach der Inokulation werden hohe 

Befallsstärken erzielt, wenn danach wieder feuchte Bedingungen herrschen. 

LEBEN (1988) berichtet, dass sich an inokulierten Gurkenknospen keine 

Pseudomonas syringae pv. lachrymans- und P. syringae pv. syringae-Bakterien 

isolieren lassen, sobald die Pflanzen nach der Inokulation bei relativen Luftfeuchten 

zwischen 30 % und 50 % kultiviert werden. Werden sie im Tag-/Nachtrhythmus bei 

unterschiedlichen Luftfeuchten zwischen 50 % bis 60 % und 90 % kultiviert, so ist 

der Nachweis intermediär. Nach Kultivierung zwischen 80 % und 90 % relativer 

Luftfeuchte lassen sich jedoch aus nahezu allen Knospen Bakterien isolieren. 

Eine starke Abhängigkeit zwischen dem Befall von Xanthomonas smithii ssp. citri an 

Zitrusgewächsen und der Blattnässedauer wird ebenfalls berichtet. So reichen vier 

133

DISKUSSION 

Stunden Blattnässe aus, um bei optimalen Temperaturen zwischen 25 °C und 35 °C, 

einen 100 %-igen Befall an Pflanzen hervorzurufen (PRIA et al., 2006) 

Diese Ergebnisse lassen sich auf die hier vorgestellten Ergebnisse übertragen. Die 

Feldsalatpflanzen zeigten, trotz zeitweiliger Verringerung der Luftfeuchtigkeit, eine 

teilweise starke Erhöhung der Krankheitsentwicklung bezüglich Befallsstärke und 

Befallshäufigkeit, sobald anschließend wieder feuchte Bedingungen herrschten 

(Abb. 3.5, 3.7, 3.9, 3.10, Tab. 3.2). Dieser Anstieg des Kranheitsverlaufs bei erneuter 

Kultivierung unter gesättigter Luftfeuchtigkeit war jedoch von der Dauer der ersten 

Phase unter gesättigter Luftfeuchtigkeit abhängig. Dies wird aus den Ergebnissen der 

Abbildung 3.7 deutlich. Je länger die erste Phase unter feuchten Bedingungen 

andauerte, desto geringer war der Anstieg der Befallsstärke nach Wiederbefeuchten 

der Feldsalatpflanzen. Inokulierte Pflanzen, die in der ersten Phase 14 Tage 

beziehungsweise 18 Tage feucht inkubiert wurden (Abb. 3.7, Versuchsglieder D und 

E), zeigten nach siebentägiger Kultivierung unter trockenen Bedingungen bei 

Wiederbefeuchtung nur eine sehr schwache oder keine Zunahme der Befallsstärke. 

Normalerweise sind geschwächte Pflanzen anfälliger gegenüber Pathogenen und 

zeigen mehr Symptome. Dies trifft in diesem Fall jedoch nicht zu. Auf welchen 

Grund dieses Ergebnis zurückzuführen war, konnte abschließend nicht geklärt 

werden. 

CAVALCANTI et al. (2005) beschreiben, dass Acidovorax avenae subsp. citrulli- 

Bakterien zwischen 1 °C und 42 °C wachsen, wobei ihr Optimum bei 32 °C liegt. 

A. valerianellae-Bakterien weisen hingegen auf Nährmedium ein 

Wachstumsoptimum bei 28 °C auf, während unter einer Minimumtemperatur von 

4 °C und über einer Maximumtemperatur von 41 °C kein Wachstum stattfindet 

(GARDAN et al., 2003, JASU, 2004). Aus vorherigen Versuchen war bekannt, dass 

Infektionsversuche im Bereich zwischen 10 °C bis 25 °C (GRONDEAU und SAMSON, 

2009), 15 ° C (BARCHEND, 2006) und 18 °C (BRAJE, 2005) erfolgreich waren. Um 

den Temperatureinfluss in vivo zu ermitteln, wurden inokulierte Feldsalatpflanzen 

bei Temperaturen zwischen 10 °C und 30 °C bei gesättigten Luftfeuchten kultiviert 

und hinsichtlich Befallsstärke und Befallshäufigkeit bonitiert (Kapitel 3.1.1). Da in 

den letzten Jahren die Züchtung von Sommersorten zugenommen hat und somit ein 

ganzjähriger Anbau möglich ist, waren diese Untersuchungen innerhalb dieser 

134

DISKUSSION 

Temperaturspanne sinnvoll. Im Feldsalatanbau werden durchaus tiefere (vor allem 

im Winter im Freiland) beziehungsweise höhere (vor allem im Sommer bei Anbau 

im Gewächshaus) Temperaturen erzielt. 

Unter den getesteten Temperaturen gab es keine, bei der die inokulierten Pflanzen 

keine A. valerianellae-Symptome zeigten. Eine Kultivierung der Pflanzen führte bei 

allen Temperaturen unter gesättigter Luftfeuchtigkeit zu einem sichtbaren Befall. Es 

waren jedoch in der Symptomausprägung und in der Symptomhäufigkeit 

Unterschiede zwischen den einzelnen Temperaturstufen während der Inkubation 

festzustellen. So nahmen beide Parameter mit zunehmender Temperatur während des 

Versuches zu. Innerhalb einer Inkubationstemperaturstufe nahmen die Werte mit 

zunehmender Dauer der Kultivierung ebenfalls zu. Eine Korrelation zwischen Befall 

und Temperatur war deutlich zu erkennen. Je höher die Temperatur desto höher war 

der sichtbare Befall an Feldsalatpflanzen (Abb. 3.1 und 3.2). Dies bestätigen auch 

GRONDEAU und SAMSON (2009), die zeigten, dass die Anzahl befallener 

Feldsalatpflanzen zunimmt, wenn die Temperatur steigt und die Phase mit 

Luftfeuchten über 85 % länger als 90 Stunden andauert. 

Weiterhin war in eigenen Versuchen zu erkennen, dass bei höheren Temperaturen 

und gesättigter Luftfeuchte das Pflanzenwachstum nicht optimal war. Die Pflanzen 

wuchsen zum einen bei höheren Temperaturen schneller, zum anderen waren sie 

durch den sich weiterentwickelnden Befall geschwächt und konnten daher zur 

Bonitur teilweise nicht herangezogen werden (Abb. 3.1, 30 °C, 12 dpi und Abb. 3.2, 

20 °C, 25 dpi). Eine Überprüfung des Einflusses von Temperaturen zwischen 15 °C 

und 25 °C auf die Infektion von Feldsalat mit A. valerianellae lieferte ein 

entsprechendes Ergebnis: Befallsstärken und Befallshäufigkeiten waren umso höher, 

je höher die Inkubationstemperatur lag (Abb. 3.3 und 3.4). Diese Beobachtung lässt 

sich auch in anderen Wirt-Parasit-Systemen machen. So beschreiben FUKUI et al. 

(1999) eine lineare Beziehung zwischen höherer Temperatur (zwischen 19 °C und 

35 °C) und der in Prozent befallenen Blattfläche an Anthurium andraeanum nach 

Inokulation mit Xanthomonas axonopodis pv. dieffenbachiae. LATORRE et al. 

(2002 b) berichten von einer signifikant positiven Beziehung zwischen der 

Temperatur (innerhalb von 5 °C und 20 °C) und dem Auftreten des Brand-Befalls an 

Birnenblüten durch Pseudomonas syringae pv. syringae. 

135

DISKUSSION 

Die Ergebnisse, die bei Versuchen zum Einfluss auf die Infektion mit 

A. valerianellae in Abhängigkeit der Temperatur, dem Blattalter von 

Feldsalatpflanzen, der Blattnässedauer und der Inokulumkonzentration (Kapitel 3.1.4 

und 3.2.3) erzielt wurden, waren wie erwartet. Generell waren bei höheren 

Konzentrationen der verwendeten Einzel-Isolate beziehungsweise des 

Isolategemisches mehr Pflanzen sichtbar erkrankt als bei geringeren Konzentrationen 

(Tab. 3.3 und Abb. 3.11). Das gilt auch für die Feldsalatsorten AV-1 und AV-5 

(Abb. 3.18). Die Symptome waren zudem nach Inokulation mit höheren 

Inokulumdichten schneller sichtbar als nach Inokulation mit niedrigen 

Konzentrationen (Tab. 3.3). Das Ergebnis zeigte einen für Inokulumdichten 

typischen Gradienten. Da die inokulierten Pflanzen dauerhaft bei gesättigten 

Luftfeuchten kultiviert wurden, scheint das Ergebnis nicht weiter verwunderlich. So 

wurden schon mit einer geringen Konzentration von 10 2 cfu/ml Feldsalatpflanzen 

inokuliert und zeigten sichtbare Symptome. Mit zunehmender Zeit nach der 

Inokulation gleicht sich der Befall, wie er nach Inokulation mit niedrigen 

Isolatkonzentrationen erreicht wurde, mehr und mehr dem Befall nach Inokulation 

mit höheren Isolatkonzentrationen an (Abb. 3.11). Durch das stetige Wachstum aller 

Versuchspflanzen während der Versuche kam es vermehrt zu Berührungen zwischen 

einzelnen Symptom tragenden Blättern mit zunächst symptomlosen Blättern 

benachbarter Pflanzen. Eine sekundäre Ausbreitung war vermutlich die Folge. 

LESSL et al. (2007) beschreiben ebenfalls einen positiven Zusammenhang zwischen 

einer höheren Inokulumkonzentration und der Besiedlung von Wassermelonenblüten 

durch Acidovorax avenae ssp. citrulli. Durch Bonitur des A. valerianellae-Befalls 

nach Inokulation mittels verschiedener Methoden (Infiltration, Sprühinokulation, 

Bodeninokulation und Stichinokulation) durch JASU (2004) wird auch ein für 

Inokulumdichten typischer Gradient beobachtet. BRAJE (2005) berichtet, dass höhere 

Konzentrationen nach Bodeninokulation vermehrt zu sichtbarem Befall an 

Feldsalatpflanzen führen: so wiesen 75 % der Pflanzen nach Inokulation mit einer 

Konzentration von 10 8 cfu/ml Symptome auf gegenüber 3 % befallene Pflanzen bei 

10 2 cfu/ml. 

Über den positiven Einfluss von Inokulumkonzentrationen in Abhängigkeit von der 

Temperatur auf einen Befall berichteten LATORRE et al. (2002 a). Es kommt 

vermehrt zu Frucht- und Zweiginfektionen an Süßkirsche durch Pseudomonas 

136

DISKUSSION 

syringae pv. syringae, sobald die Bakterienkonzentration einen Wert von mindestens 

10 3 cfu/ml übersteigt und gleichzeitig Temperaturen von mindestens 5 °C 

(Zweiginfektionen) beziehungsweise 10 °C (Fruchtinfektionen) herrschen. Weiterhin 

zeigen sie, dass der Befall an Früchten und Zweigen stark von der Dauer einer 

gesättigten Luftfeuchtigkeit abhängig ist. Je länger die Phase mit erhöhter 

Luftfeuchte andauert, desto mehr Frucht- und Zweigbefall ist bei geringeren 

Temperaturen von 5 °C und gleichzeitig erhöhten Inokulumkonzentrationen 

(10 7 cfu/ml) vorhanden. Temperatur und hohe Luftfeuchtigkeiten stellen die 

kritischen Faktoren für ein Überleben und die Krankheitsentwicklung dar, wobei die 

Temperatur bei P. syringae pv. syringae an Kirsche das größere Gewicht hat. Bei 

A. valerianellae stellte hingegen die Luftfeuchtigkeit den größten Einfluss auf die 

Infektion dar. 

Auch bei anderen Bakterienarten wie zum Beispiel Xanthomonas campestris pv. 

campestris an Brassica werden sowohl die Keimlinge als auch Pflanzen im Blüh- 

oder Fruchtstadium befallen. Zudem können hier Samen, Früchte, Blätter oder die 

Sprossachsen Symptome zeigen. Normalerweise zeigen infizierte Pflanzen erst ab 

einer Konzentration von mindestens 10 5 cfu/ml Symptome. Die optimale 

Wachstumstemperatur liegt bei 25 °C bis 30 °C, bei der nach sieben bis 14 Tagen 

Symptome sichtbar werden. Bei Temperaturen unter 18 °C bis 20 °C entwickeln sich 

keine sichtbaren Symptome an Kohlpflanzen (ANONYM, 2001). 

Die Ergebnisse tragen dazu bei, die Infektionsbiologie des Bakteriums 

A. valerianellae besser zu verstehen. Grundsätzlich entsprachen die 

Versuchsergebnisse den Erwartungen, insbesondere bei der Frage nach den 

Infektionstemperaturen, dem Blattalter und der Inokulumdichte. Die Ergebnisse des 

Einflusses der Blattnässedauer überraschten allerdings. Hier entsprachen die 

Ergebnisse der Erwartung, dass eine längere Blattnässedauer zu einem höheren 

Befall in Form von sichtbaren Symptomen führt, nur zum Teil. Aus den Ergebnissen 

wie sie in Kapitel 3.1.2 und 3.1.3 dargestellt wurden, ließ sich ein neues Phänomen 

in der Symptomatik erkennen. Es kam teilweise zu einem Rückgang in der 

Symptomausprägung an einzelnen Pflanzen und Blättern (siehe Abb. 3.5 und 

Abb. 3.7). Die Erklärung hierfür lieferte eine Betrachtung des Symptomverlaufs in 

Vorversuchen (zuvor nicht dargestellt). Es wurden Feldsalatpflanzen mit 

137

DISKUSSION 

A. valerianellae-Suspension inokuliert und bei wechselfeuchten (an zwei 

aufeinanderfolgenden von sieben Tagen in der Woche war die Luftfeuchtigkeit 

regelmäßig gesättigt) und dauerhaft bei feuchten (nahezu 100 % Luftfeuchtigkeit) 

Bedingungen kultiviert. Die entstandenen Symptome wurden für jede Blattetage (von 

den Keimblättern bis zum zweiten Laubblattpaar) über die Dauer des Versuches in 

ihrem Aussehen und ihrer Anzahl ausgewertet. Die Symptome waren zunächst als 

wässrige, ölige, dunkelgrüne Flecken zu erkennen und konnten lediglich in dieser 

Stufe wieder verschwinden (Stufe 1). Die Flecken verfärbten sich nach und nach 

dunkler bis sie eine schwarze Farbe annahmen (Stufe 2). Bei fortschreitendem Befall 

wurden die schwarzen Flecken in einem weiteren Entwicklungsschritt nekrotisch und 

es entstand eine bräunliche Verfärbung mit chlorotischen Höfen (Stufe 3). 

Dies beschrieben neben MOLTMANN et al. (2000) auch GRONDEAU et al. (2007) und 

FRANKENBERG (2005). Die Anzahl an Symptom tragenden Pflanzen nahm bei 

Kultur unter gesättigter Luftfeuchte bis zum Versuchende kontinuierlich zu. Die 

Anzahl der Symptom tragenden Pflanzen, die unter wechselfeuchten Bedingungen 

kultiviert wurden, nahm grundsätzlich ebenfalls zu, es wurde jedoch auch ein 

partieller Rückgang der Anzahl befallener Pflanzen beobachtet. Sobald die 

Luftfeuchtebedingungen nicht mehr den für das Bakterium optimalen 

Infektionsbedingungen entsprachen, konnten Symptome, die sich in der ersten 

Entwicklungsstufe (Stufe 1) befanden, wieder verschwinden. Bei Wiederauftreten 

von gesättigten Luftfeuchten entwickelten sich die Bakterien im Blattgewebe jedoch 

weiter und der Befall war in Form von Symptomen erneut sichtbar. Haben sich die 

Bakterien schon so weit entwickelt, dass die Symptome die erste Entwicklungsstufe 

überschritten haben, so ist ein Verschwinden der Symptome nicht mehr möglich, 

auch wenn ungünstige Bedingungen herrschen. Der Befall bleibt sichtbar. 

138

DISKUSSION 

4.2 Sortenanfälligkeit 

Bei einem Vergleich von verschiedenen Feldsalatsorten zeigte sich, dass alle 

getesteten Sorten nach Inokulation typische A. valerianellae-Symptome aufwiesen 

und keine Sorte eine vollständige Resistenz zeigte (Kapitel 3.2). Dies deckt sich mit 

Beobachtungen aus dem Feld (persönliche Mitteilung T. Brand, Nützlingseinsatz 

Baden e.V.). Signifikante Unterschiede gab es jedoch in der Befallsstärke und 

Befallshäufigkeit inokulierter Pflanzen verschiedener Sorten (Abb. 3.12 und 3.13). 

Die getestete Wildform V. rimosa (AV-13) war hingegen in allen Versuchen 

befallsfrei und damit hoch resistent gegen A. valerianellae (Abb. 3.12 und 3.13). Bei 

der Verwendung von einzelnen Isolaten und Inokulumdichten (Kapitel 3.2.2 und 

3.2.3) wurde ebenfalls kein Befall an diesen Pflanzen hervorgerufen (Abb. 3.14, 

3.15, 3.16, 3.17, 3.18 und 3.19, Tab. 3.4 und 3.5). Auch BRAJE (2005) berichtet, dass 

alle acht getesteten Sorten nach Bodeninokulation ohne signifikante Unterschiede 

anfällig für A. valerianellae waren. 

Die Ergebnisse der Resistenzprüfung von Feldsalat gegen A. valerianellae bestätigen 

ebenfalls eine Resistenz der Wildformen (BARCHEND 2006): V. rimosa und 

V. dentata erweisen sich als nicht infizierbar, während alle 15 getesteten Sorten aus 

dem Sortiment des Jahres 2002 anfällig waren. 

Für die zukünftige Züchtung von resistenten Sorten erscheint daher ein Rückgriff auf 

diese Wildarten zum Einkreuzen am vielversprechendsten. 

139

DISKUSSION 

4.3 Übertragungswege 

4.3.1 Boden 

GRONDEAU et al. (2003) berichten, dass das Bakterium A. valerianellae als 

bodenübertragbar gilt und den Wirt (Feldsalat) in einem frühen Wachstumsstadium 

infiziert. Weiterhin berichten sie von einer Befallszunahme bei erneuter 

Feldsalataussaat je mehr A. valerianellae-Inokulum anfangs im Boden vorhanden ist 

und dass Metam Sodium bei hoher Dosierung signifikant die Anzahl an Symptom 

tragenden Pflanzen im Vergleich zum unbehandelten Boden reduziert. In 

aufeinanderfolgenden Feldsalataussaaten nimmt mit jeder Aussaat die 

Befallshäufigkeit zu, wenn die infizierten Pflanzen in den Boden eingearbeitet 

werden. Ein direkter Nachweis des Inokulumanstiegs im Boden wurde durch 

Ausplattieren von Bodenproben auf semiselektivem Medium (nach GRONDEAU 

et al., 2007) geführt. Auch HINRICHS-BERGER et al. (2004) bestätigten eine Zunahme 

an infizierten, Symptom tragenden Pflanzen mit jeder Kultur, die unmittelbar 

nacheinander auf derselben zuvor kontaminierten Fläche erfolgte. 

Untersuchungen von BRAJE (2005) bestätigen die Überdauerung ebenfalls. Nach 

Einarbeitung von Ernterückständen befallener Feldsalatpflanzen und erneuter 

Aussaat von gesundem Feldsalatsaatgut zeigen dort gewachsene Pflanzen bereits im 

Keimblattstadium typische A. valerianellae-Symptome. Der gesamte Bestand zeigt 

acht Wochen nach der Aussaat an allen Pflanzen Symptome. Eine Kalkstickstoffgabe 

und eine Hitzeeinwirkung durch Abflammen des Oberbodens haben A. valerianellae 

nicht eliminiert. 

Die eigenen Versuche des Bodenüberdauerungsversuches über einen Zeitraum von 

acht beziehungsweise zwölf Monaten an zwei Standorten ergaben, dass die 

Befallshäufigkeiten in den ersten Monaten nach Einarbeitung von infiziertem 

Feldsalatblattmaterial in die Böden und nachfolgender Aussaat von gesundem 

Saatgut in diese Böden höher waren als mit längerem zeitlichem Abstand zur 

Einarbeitung (Tab. 3.6 und 3.7). Diese Beobachtung der Symptomatik wurde mittels 

TAS-ELISA-Ergebnisse bestätigt. Am Standort Quedlinburg wurden fünf Monate 

nach Kontamination an neuen Feldsalataussaaten sichtbare A. valerianellae- 

Symptome festgestellt und auch der Nachweis im TAS-ELISA an den Pflanzen war 

140

DISKUSSION 

positiv. Am Standort Schifferstadt wurden zunächst über einen Zeitraum von drei 

Monaten nach Kontamination positive Nachweise geführt. Nach elf Monaten wurden 

jedoch erneut an 4,5 % der Pflanzen untypische A. valerianellae-Symptome im TAS- 

ELISA als positiv detektiert. Eine Überdauerung über einen Zeitraum von 

mindestens elf Monaten scheint somit wahrscheinlich. Aufgrund unterschiedlicher 

Rottebedingungen kam es vermutlich zu einer ungleichmäßigen Verteilung des 

Inokulums im Boden und neue Aussaaten wurden befallen. 

Neben A. valerianellae sind noch andere Bakterienarten bodenübertragbar. So 

berichtet HSU (1991) davon, dass Pseudomonas solanacearum umso länger im 

Boden überdauert, je nasser dieser ist. Eine Infektion von Nachtschattengewächsen 

ist dabei umso höher, je höher die Inokulumdichte im Boden ist. Xanthomonas 

campestris pv. campestris überdauert ebenfalls im Boden. KOCKS et al. (1998) 

beschreiben eine dreijährig durchgeführte Studie, bei der Erntereste von infizierten 

Kohlbeständen in den Boden eingearbeitet wurden. Bakterien aus dem Boden 

wurden anschließend isoliert und in Kohlpflanzen infiltriert (Koch`sche Postulate). 

Die Wiederfindungsrate lag bei 58 %, wobei das Verschwinden der Bakterien aus 

dem Boden von dem Rottegrad abhängig ist und durch höhere Temperaturen 

(> 5 °C) gefördert wird. Ein kontinuierlicher Kohlanbau von Jahr zu Jahr wäre 

aufgrund der zeitlichen Abnahme des Bodeninokulums und dem völligen 

Verschwinden nach dem Winter möglich. Aus der Literatur sind unterschiedliche 

Angaben zu der Dauer des Überlebens von Xanthomonas campestris pv. campestris 

im Boden zu entnehmen. So wird von ANONYM (2001) berichtet, dass das Bakterium 

so lange im Boden überdauert wie unverrottete Pflanzenreste vorhanden sind, ohne 

Wirt bis zu 14 Tage im Sommer und bis zu 42 Tage im Winter. Nach SCHAAD und 

WHITE (1974) überdauert das Bakterium allerdings bis zu 244 Tage, während 

STRANDBERG (1973) sogar einen Zeitraum von zwei Jahren in kühlen Klimaten 

angibt. 

Die Infektionskette von Xanthomonas campestris pv. vitians an Salat kann durch 

eine möglichst schnelle und vollständige Verrottung der Pflanzenreste unterbrochen 

werden (MOLTMANN, 1999). WÖLK und SARKAR (1994) beschreiben, dass 

Xanthomonas campestris pv. pelargonii in Komposterde bis zu 26 Monate 

141

DISKUSSION 

überdauert und der Bakteriengehalt mit zunehmender Zersetzung der 

Pelargoniestücke abnimmt. 

Die Literatur zeigt, dass eine Überdauerung von Pathogenen oft nur so lange 

nachweisbar ist, wie sich Wirte oder befallene Pflanzenreste im Boden vorfinden. 

Die Umsetzung der Pflanzenreste ist stark von den klimatischen Gegebenheiten und 

somit vom Standort abhängig. Der Standort hat somit auch einen wesentlichen 

Einfluss auf die Überdauerung von A. valerianellae im Boden. 

Für Feldsalat ist aufgrund des kleineren Habitus und dem weicheren Gewebe eine 

kürzere Verrottungszeit anzunehmen als bei Kohl. Die Überdauerungszeit von 

A. valerianellae im Boden beträgt mindestens elf Monate, abhängig von Inokulum 

und Standort. Dass der Standort auf den Zersetzungsgrad einen großen Einfluss hat, 

zeigten die Nachweise, die über elf (Schifferstadt) beziehungsweise fünf Monate 

(Quedlinburg) durchgeführt wurden. Zudem wurden die Versuche zu 

unterschiedlichen Zeitpunkten im Jahr angelegt. In Schifferstadt erfolgte die 

Einarbeitung im Herbst (September), in Quedlinburg im Frühjahr (März). Aufgrund 

der klimatischen Unterschiede an den beiden Standorten (Tab. 3.8) und der 

Unterschiede in der biologischen Bodenaktivität, die vom Bodenleben abhängig ist, 

erscheint es nicht verwunderlich, dass Pflanzenreste schneller oder langsamer 

abgebaut wurden. Niederschlag, Temperatur und Bodenaktivität stellten die 

kritischen Faktoren für das Überleben der Bakterien beziehungsweise für den 

Fortschritt der Zersetzung dar, wobei der Niederschlag und die Bodenaktivität hier 

die größeren Einflussfaktoren waren. 


Als weitere potentielle Wirtspflanzen neben Feldsalat wurden insgesamt 

30 Pflanzenarten aus zwölf Familien geprüft (Kapitel 3.3.2). Alle Pflanzen wurden 

dazu durch Infiltrieren, Sprühen oder Stichverletzungen inokuliert. Die Auswertung 

erfolgte zum einen durch visuelle Bonituren (bei zwei Versuchsansätzen), zum 

anderen zusätzlich zu den visuellen Bonituren mittels Isolationen und anschließender 

Durchführung des TAS-ELISA (dritter Versuchansatz). Eine Schwierigkeit bei der 

Frage nach alternativen Wirtspflanzen war die methodische Umsetzung. 

142

DISKUSSION 

A. valerianellae blieb im TAS-ELISA nachweisbar, auch wenn die entsprechenden 

Blattabschnitte zuvor mit 70 %-igem Alkohol oberflächendesinfiziert wurden. Somit 

ließ sich zwar durch TAS-ELISA feststellen, dass die Inokulation erfolgt war und 

dass es sich um A. valerianellae-Bakterien handelte, nicht aber, ob eine Infektion 

oder sogar eine Vermehrung der Bakterien im alternativen Wirtspflanzengewebe 

stattfand und diese Pflanzen Wirtspflanzen von A. valerianellae sein könnten. 

Die Ergebnisse basierten daher bei zwei Versuchsansätzen ausschließlich auf 

visueller Bonitur (Kapitel 3.3.2.1 und 3.3.2.2). Dass es zu sichtbaren 

Blattveränderungen durch die Infiltration bei verschiedenen Pflanzenarten kam, 

erschien nicht weiter verwunderlich, da massiv in das Pflanzengewebe eingegriffen 

wurde. Die Bonitur sprühinokulierter intakter Blattbereiche erschien dagegen 

aufschlussreicher zu sein. So zeigten Pflanzen der Familien Amaranthaceae 

(Chenopodium album (L.)), Apiaceae (Daucus carota subsp. sativus (Hoffm.) Schübl 

et. G. Martens., Petroselium crispum (Mill.) Nyman & A. W. Hill), Fabaceae 

(Phaseolus vulgaris (L.)) und Poaceae (Zea mays (L.)) nach Sprühinokulation 

Krankheitssymptome wie auch Pflanzen, die aus den Familien Asteraceae (Lactuca 

sativa (L.), Matricaria chamomilla (L.), Senecio vulgaris (L.)) und Brassicaceae 

(Raphanus sativus subsp. oleiformes (L.), Raphanus sativus subsp. sativus (L.), 

Raphanus sativus (L.)) stammten. Da die bonitierten Krankheitssymptome den 

typischen A. valerianellae-Symptomen an Feldsalat aber nicht in Form und Farbe 

glichen, wurde die Frage nach einer potentiellen Wirtspflanzeneignung nicht 

abschließend beantwortet. Es wurde weder bestätigt noch entkräftet, dass die 

sichtbaren Veränderungen von A. valerianellae verursacht wurden und dass es zu 

einer Anreicherung des Pathogens im alternativen Pflanzengewebe kam. Es muss 

daher davon ausgegangen werden, dass die untersuchten Pflanzen als Wirtspflanzen 

deutlich weniger geeignet waren als der Feldsalat oder keine Wirtspflanzen von 

A. valerianellae waren. 

Da sich bei der methodischen Umsetzung und der Probenaufbereitung in den ersten 

beiden Versuchsansätzen Schwierigkeiten ergaben, wurde ein dritter Versuchsansatz 

durchgeführt (Kaitel 3.3.2.3). Hier wurden lediglich einzelne Blatthälften von 

Pflanzen aus fünf Familien und Feldsalat mit A. valerianellae-Suspension inokuliert 

(Stichinokulation). Nachweise wurden sowohl durch visuelle Veränderungen im 

143

DISKUSSION 

Blattgewebe als auch durch die Isolation von Bakterien aus diesen Bereichen geführt. 

Die Bakterienkolonien wurden anschließend im TAS-ELISA als A. valerianellae- 

positiv oder -negativ bestimmt. In den inokulierten Blatthälften von 

Feldsalatpflanzen waren lebensfähige Bakterien nach zwölf, 26 und 33 Tagen 

nachweisbar. Nach Isolationen aus den gegenüberliegenden nicht inokulierten 

Blatthälften von Feldsalat wurden ebenfalls nach zwölf und 26 Tagen lebensfähige 

A. valerianellae-Bakterien nachgewiesen. Das heißt, dass Bakterium hat sich in den 

nicht-inokulierten Blattbereich ausgebreitet. 

Zwölf bis 26 Tage nach der Stichinokulation waren an Pflanzenblättern der Familien 

Asteraceae (Lactuca sativa (L.)), Apiaceae (Petroselium crispum (Mill.) Nyman & 

A.W. Hill), Brassicaceae (Raphanus sativus subsp. oleiformes (L.), Raphanus 

sativus subsp. sativus (L.), Raphanus sativus (L.)) und Fabaceae (Phaseolus vulgaris 

(L.), Pisum sativum (L.)) Veränderungen sichtbar, aus denen zudem lebensfähige 

Bakterien isoliert wurden. Ein Nachweis lebensfähiger Bakterien war somit an allen 

untersuchten Pflanzen, mit Ausnahme der Pflanzen der Familie Amaranthaceae, 

möglich. Da sich das Bakterium bei diesen Pflanzen aber nicht in den nicht- 

inokulierten Blattbereich ausgebreitet hatte, wie es bei Feldsalatpflanzen der Fall 

war, muss davon ausgegangen werden, dass keine der untersuchten Pflanzen 

Wirtspflanzen von A. valerianellae waren. 

Bei den untersuchten Pflanzen handelte es sich sowohl um weitverbreitete Unkräuter 

als auch um Gemüsepflanzen. Im Pfälzer Anbaugebiet kommt es zu einer 

wechselnden Bewirtschaftung gleicher Flächen durch verschiedene Anbauer. Somit 

kann Feldsalat im Fruchtfolgewechsel eine Vor- oder Nachfrucht von Möhre-, 

Petersilie-, Erbse-, Zuckermais-, Eissalat-, Bataviasalat-, Radies-, Rettich- und 

anderen Beständen sein (persönliche Mitteilung J. Kreiselmaier, DLR Rheinpfalz). 

Ein Anbau von Feldsalat auf der gleichen Fläche wird von den Anbauern in der 

Regel in einem Abstand von zwei Jahren durchgeführt (persönliche Mitteilung 

J. Geil, Pfälzer Anbauer). Eine Eignung dieser Pflanzen als potentielle Wirte wäre 

somit theoretisch denkbar, wurde aber in diesen Versuchen nicht nachgewiesen. 

Als Bekämpfungsmaßnahme wären eine weite und abwechselnde Fruchtfolge zu 

nennen, wie sie auch MOLTMANN (1999) als Bekämpfungsmaßnahme von 

144

DISKUSSION 

Xanthomonas campestris pv. vitians an Salat rät. Weiterhin rät sie zu einer 

sorgfältigen Unkrautbekämpfung. Die Adernschwärze, verursacht durch 

Xanthomonas campestris pv. campestris, kann an vielen Arten der Brassica-Familie 

vorkommen, zu denen auch Unkräuter gehören. So können Symptome an 

Hirtentäschelkraut (Capsella bursa-pastoris), Acker-Rettich (Raphanus 

raphanistrum) und Acker-Schmalwand (Arabidopsis thaliana) vorkommen. Das 

Pathogen sitzt dabei an Früchten, Blättern, Wurzeln, Sprossachsen und Samen 

(ANONYM, 2001). 

Da A. valerianellae vermutlich in Feldsalatpflanzen und Rückständen von 

Feldsalatpflanzen überdauert, erscheint eine Unkrautbekämpfung zur Unterbindung 

der Ausbreitung von A. valerianellae nicht unbedingt erforderlich. Es sei denn, 

Feldsalatpflanzen kommen in der Fruchtfolge oder zusätzlich in bestehender 

Feldsalatkultur als Unkräuter und somit als Inokulumquelle vor. 

4.3.3 Saatgut 

Um Feldsalatsaatgut auf eine Kontamination mit A. valerianellae zu untersuchen und 

in diesem Zusammenhang die Frage nach einer möglichen Saatgutübertragung zu 

beantworten, standen verschiedene Methoden zur Verfügung. So wurden die zu 

untersuchenden Samen entweder in Vermiculit (Sweatbox-Test, Kapitel 2.15.1.1), in 

Erde (Aufwuchstest im Gewächshaus, Kapitel 2.15.1.2) oder auf Papier 

(Ankeimmethode auf Papier, Kapitel 2.15.1.3) ausgesät und an verschiedenen Tagen 

nach Aussaat bonitiert, wobei die Ankeimmethode auf Papier im November 2010 

von Frau K. Thiele (Julius Kühn-Institut) bereitgestellt wurde. 

Die drei verwendeten Nachweisverfahren besaßen zwei Gemeinsamkeiten: die 

Notwendigkeit einer hohen Luftfeuchtigkeit nach Aussaat der Samen und eine 

Untersuchung von Keimlingen beziehungsweise Pflanzen im TAS-ELISA. 

Unterschiedlich waren hingegen die für die Keimlinge verfügbaren Nährstoffe und 

somit auch ihre Entwicklung und Widerstandsfähigkeit gegenüber A. valerianellae 

und anderen Pathogenen wie beispielsweise Pilzen. 

Die Durchführung und Handhabung des Aufwuchstests im Gewächshaus war 

einfach. So wurde eine geringe, nicht abgezählte Samenanzahl in Erde ausgesät und 

nach Kultivierung bei gesättigter Luftfeuchte wurden die Symptome an den 

145

DISKUSSION 

aufgelaufenen Pflanzen bonitiert. Von Pflanzen mit sichtbaren Symptomen wurden 

Pflanzensaftproben im TAS-ELISA überprüft. Diese Methode wurde zu 

unterschiedlichen Jahreszeiten und bei unterschiedlichen Temperaturbedingungen im 

Gewächshaus durchgeführt und war nicht standardisierbar, so dass die Ergebnisse 

kaum reproduzierbar waren. Sie eignet sich daher nicht für eine im Routineverfahren 

eingesetzte Nachweismethode, zumal das gesamte Nachweisverfahren nahezu zwei 

Monate dauern würde. Zudem fehlte die Nachweissicherheit. Kontaminierte 

Saatgutpartien, die zuvor in verschiedenen Versuchen nach Aussaat A. valerianellae- 

Symptome an Pflanzen zeigten, wurden im Aufwuchstest im Gewächshaus als nicht- 

kontaminiert ausgewiesen. 

Besser geeignet erschien hingegen der Sweatbox-Test, der unter standardisierten 

Bedingungen in der Klimakammer durchgeführt wurde. Diese Nachweismethode 

wird derzeit als Routineverfahren bei Saatgutzüchtern eingesetzt. Die Pflanzen 

werden dabei visuell auf einen A. valerianellae-Befall untersucht und bei 

verdächtigen beziehungsweise typischen Symptomen werden diese mittels PCR- 

Untersuchung näher geprüft. Sobald eine Saatgutbelastung detektiert wird, wird diese 

Saatgutpartie nicht für den weiteren Vertrieb zugelassen (persönliche Mitteilung, 

A. Schieder, Enza Zaden). Die Kultivierung der Pflanzen wurde in eigenen 

Versuchen in Vermiculit durchgeführt. Nach Aussaat von 5000 Samen wurde der 

Test für maximal 28 Tage durchgeführt, was nur der Hälfte der Zeit gegenüber dem 

Aufwuchstest im Gewächshaus entspricht. Teilweise wurden die Pflanzen sehr stark 

von Pilzen überwachsen, so dass eine Bonitur nicht mehr durchzuführen war. 

Kontaminierte Saatgutpartien zeigten im Sweatbox-Test zudem nicht immer einen 

Befall an Pflanzen. 

Für die Ankeimmethode auf Papier mit anschließendem TAS-ELISA wurden zu 

untersuchende Samen als Einzelproben für bis zu 14 Tage auf feuchtem Filterpapier 

ausgelegt und zu vier verschiedenen Zeitpunkten für die ELISA-Untersuchung 

herangezogen. Dies entspricht der Hälfte der Zeit gegenüber dem Sweatbox-Test und 

dem Viertel der Zeit gegenüber dem Aufwuchstest im Gewächshaus. Ein leichter 

Rückgang der OD-Werte innerhalb des vierzehntägigen Untersuchungszeitraumes 

war aufgrund des Schwankungsbereichs der Probennahme (Einzelansätze) erklärbar. 

Nach Berechnung des Kontaminationsschwellenwertes (mean + 2 * s) jeder 

Maxisorpplatte gab der gemessene OD-Wert der zu untersuchenden Saatgutprobe 

146

DISKUSSION 

Aufschlüsse über die Kontamination beziehungsweise über eine Befallsfreiheit. Das 

Verfahren war schnell, einfach durchzuführen, nachweissicher und reproduzierbar. 

Zudem konnte auch bei hoher Pilzbelastung ein zufriedenstellendes Ergebnis erzielt 

werden. Diese Methode eignet sich daher für ein Routineverfahren. 

Eine Keimlingsentwicklung war für diese Untersuchung unerlässlich. Nach 

persönlicher Mitteilung von K. Thiele (Julius Kühn-Institut) erreicht eine schwach 

belastete Partie nach neun bis dreizehn Tagen ihren maximalen OD-Wert im TAS- 

ELISA, während der OD-Wert bei einer stark belasteten Partie nach fünf bis sieben 

Tagen am höchsten sei. Nach neuesten Untersuchungen am Julius Kühn-Institut ist 

für einen Saatgutnachweis eine Homogenisierung angekeimter Samen nach sieben 

Tagen ausreichend. Bei geringer Pathogenlast ergibt eine weitere Messung nach zehn 

Tagen weiterhin Aufschluss über die Befallsfreiheit beziehungsweise Kontamination 

des zu testenden Saatgutes. Die Untersuchung am Tag null ist für eine 

Routinetestung nicht nötig. 

Die Befallsfreiheit der gesunden Ausgangssaatgutpartie „AV-60“ und die 

Kontamination der infizierten Ausgangssaatgutpartie „AV-75“ wurden mit allen drei 

Methoden (Sweatbox-Test, Aufwuchstest im Gewächshaus, Ankeimmethode auf 

Papier) bestätigt. Da die Samen der beiden Ausgangspartien, egal ob ungebeizt, 

gebeizt oder mit entfernter Beize, mit der Ankeimmethode auf Papier zu einem 

späteren Zeitpunkt (ab November 2010) untersucht wurden, keimten diese kaum 

noch (> 5 %) oder gar nicht mehr. Im Fall der untersuchten Ausgangssaatgutpartien 

ähneln daher die Auswertungstage vier, neun und 14 dem Ergebnis der am Tag null 

durchgeführten Untersuchung und lassen keinen sicheren Nachweis zu, aber eine 

Tendenz erkennen (Tab 3.18 und 3.19). 

Da bei der Ankeimmethode auf Papier für jeden der vier Auswertungstage eine 

gesonderte Menge des zu untersuchenden Saatgutes untersucht wurde (vier 

Einzelansätze) und die Probenmenge von 0,2 g gering war, wurde schwach 

kontaminiertes Saatgut nicht immer sicher nachgewiesen. So konnten die durch Rijk 

Zwaan nachgewiesene Kontamination des Partie „AV-78 (Frankreich)“ und durch 

Enza Zaden nachgewiesene Kontamination der Partie „AV-62“ (Tab. 3.15) weder 

mit dem Aufwuchstest im Gewächshaus, dem Sweatbox-Test noch mit der 

Ankeimmethode auf Papier bestätigt werden. Die im Sweatbox-Test und im 

Aufwuchstest im Gewächshaus nachgewiesene Kontamination der Partie „AV-76 

147

DISKUSSION 

(Deutschland)“ wurde lediglich am vierten Untersuchungstag (Tag 14) durch die 

Ankeimmethode auf Papier und dem TAS-ELISA bestätigt (Tab. 3.14). 

Die Ergebnisse zeigen, dass eine Saatgutübertragung von A. valerianellae möglich 

war und auch mit verschiedenen Nachweismethoden diagnostiziert wurde. 

GRIMAULT et al. (2006) sowie GRONDEAU und SAMSON (2009) bestätigen ebenfalls 

eine Saatgutübertragung von A. valerianellae bei Feldsalatsaatgut. Zu untersuchende 

Saatgutpartien werden hier nach einem Nachweisverfahren, das von GRIMAULT 

et al. (2006) entwickelt wurde, entweder auf Papier (8 * 450 Samen) ausgelegt oder 

in Substrat (jeweils 4 * 250 Samen) ausgesät. Die Kulturführung der Substratvariante 

war unterschiedlich. Die Hälfte der Kisten wird bei normalen Bedingungen 

kultiviert, die übrigen bei gesättigter Luftfeuchte. Alle Methoden ergeben einen 

sichtbaren Befall mit A. valerianellae, wobei mehr Pflanzen sichtbar befallen sind, 

wenn sie auf Papier ausgelegt werden. Für Saatgutpartien mit hoher saprophytischer 

Belastung ist eine Aussaat in Substrat von Vorteil. GRONDEAU und SAMSON (2009) 

beschreiben eine qualitative Untersuchung von Feldsalatsaatgut. Dafür werden die zu 

untersuchenden Samen in Wasser geschüttelt (eine Stunde bei 4 °C). Der Überstand 

der Schüttelkultur wird auf Nährmedium ausplattiert. Die sich entwickelnden 

Bakterien werden danach näher bestimmt. 

Ob Feldsalatpflanzen, die sich aus kontaminiertem Saatgut entwickelt haben, das 

Bakterium an die Folgegeneration weitergeben, scheint von mehreren Faktoren 

abhängig zu sein. Zum einen trägt der entsprechende Standort, an dem die Pflanzen 

das Folgesaatgut produzieren, wesentlich zu einer Übertragung bei, da an jedem 

Standort unterschiedliche klimatische Bedingungen vorherrschen. So unterschieden 

sich die Standorte Deutschland und Frankreich deutlich voneinander. Zum anderen 

tragen das verwendete Saatgut und seine Kontamination wesentlich zu einer 

Saatgutübertragung bei. Es wurde in diesen Versuchen sowohl ungebeiztes als auch 

gebeiztes Saatgut einer Sorte eingesetzt. Im Allgemeinen wird eine Saatgutbeize 

gegen pilzliche samenübertragbare Krankheitserreger eingesetzt und kann 

Ertragsausfälle und Qualitätseinbußen minimieren. 

Weiterhin lässt sich ein Zusammenhang zwischen der A. valerianellae- 

Befallshäufigkeit im Saatgutproduktionsbestand und der Nachweishäufigkeit im 

148

DISKUSSION 

Saatgut erkennen. Sind an vielen Pflanzen des Produktionsbestandes 

A. valerianellae-Symptome sichtbar, dann weisen auch die Einzelergebnisse 

verschiedener Methoden auf eine höhere Belastung des produzierten Saatguts hin. 

So wurde die Saatgutpartie „AV-76 (Deutschland)“ mit allen drei Methoden 

(Sweatbox-Test, Aufwuchstest im Gewächshaus, Ankeimmethode auf Papier) als 

kontaminiert ausgewiesen (Tab. 3.13 und 3.14), im Produktionsbestand zeigten 

4,7 % der Pflanzen A. valerianellae-Symptome (Abb. 3.20). Die Saatgutpartie „AV- 

78 (Frankreich)“ wurde nur in der Untersuchung der Firma Rijk Zwaan als belastet 

eingestuft, im Produktionsbestand wiesen 1,1 % der Pflanzen Symptome auf. Eine 

sekundäre Ausbreitung als Ursache für die Befallsrate der beiden Saatgutpartien 

(„AV-76 (Deutschland)“ und „AV-78 (Frankreich)“) erscheint jedoch 

unwahrscheinlich, da die befallenen Pflanzen gleichmäßig im Bestand verteilt 

auftraten und keine Ausbreitungsherde zu beobachten waren. 

Nach Aussaat der kontaminierten Ausgangspartie im Jahr 2008 wurde ein 

zunehmender A. valerianellae-Befall (bis 35 %) innerhalb von 66 Tagen an Pflanzen 

bonitiert (Abb. 3.21). Eine sekundäre Ausbreitung war hierfür die Ursache und 

Ausbreitungsherde wurden beobachtet. Die produzierte Saatgutpartie „AV-77“ 

wurde lediglich mit dem Sweatbox-Test und dem Aufwuchstest im Gewächshaus als 

kontaminiert nachgewiesen (Tab. 3.13), mit der Ankeimmethode auf Papier war die 

Saatgutpartie befallsfrei (Tab. 3.14). 

Ob eine Saatgutpartie kontaminiert wird und ob die Kontamination schwach oder 

stark ist, hängt somit von der im Produktionsbestand vorkommenden 

Befallshäufigkeit ab. Ein hoher Befall scheint eine hohe Kontaminationsrate des 

Tochtersaatguts zur Folge zu haben. 

Ob es aber auch zu einer Übertragung kommt, wenn im Produktionsbestand kein 

Befall sichtbar war, ließ sich weder bestätigen noch ausschließen. Bei der 

samenübertragbaren Krankheit Xanthomonas campestris pv. campestris an Kohl 

können auch symptomlose Pflanzen infizierte Samen produzieren (ANONYM, 2001). 

WALCOTT et al. (2003) berichten ebenfalls, dass es ohne sichtbaren Befall zu einer 

Saatgutübertragung von Acidovorax avenae ssp. citrulli an Wassermelonen kommt. 

Nach WALKER (1952) findet die Saatgutkontamination vor allem bei hoher 

Luftfeuchtigkeit und Beregnung statt, weniger durch vaskulären Transport. 

149

DISKUSSION 

In elektronenmikroskopischen Untersuchungen mit Goldpartikelmarkierung, die am 

Julius Kühn-Institut von mit A. valerianellae-kontaminierten Feldsalatsamen 

durchgeführt wurden, waren vermehrt Bakterien am äußeren Rand eines 

Saatgutkornes zu finden und nur sehr vereinzelt im Inneren des Kornes lokalisiert 

(persönliche Mitteilung K. Thiele, Julius Kühn-Institut). Dies deutet darauf hin, dass 

die Saatgutkontamination durch A. valerianellae vermehrt durch äußere Einflüsse als 

durch vaskulären Transport geschieht. Durch die im Jahr 2009 durchgeführte Aussaat 

der gebeizten Ausgangssaatgutpartien sollte vor allem ein Einfluss der 

Bewässerungsstrategie auf die Saatgutübertragung von A. valerianellae ermittelt 

werden. Verwendet wurde hier gebeiztes Saatgut, da das ungebeizte Saatgut nicht 

mehr im ausreichenden Maße zur Verfügung stand. Die Bestände wurden zum einen 

mittels Tröpfchenbewässerung gewässert, zum anderen durch eine Beregnung über 

Kopf, wie sie auch in den Vorjahren stattfand. Die Vermutung, dass eine 

Saatgutübertragung nur dann zustande kommt, wenn es über die Bewässerung zu 

einem Hochspritzen von Bakterien aus Symptom tragenden Blättern in die Blüte und 

somit von außen an das Saatgut kommt, konnte jedoch auf Basis der Ergebnisse nicht 

bestätigt werden. 

Alle untersuchten Saatgutpartien waren gesund, mit Ausnahme der Saatgutpartie 

„AV-64 (Tröpfchen)“. Diese war nach Untersuchung mittels Sweatbox-Test und 

Aufwuchstest im Gewächshaus frei von A. valerianellae (Tab. 3.13), während sie 

nach Durchführung der Ankeimmethode auf Papier als kontaminiert ausgewiesen 

wurde (Tab. 3.14). Bewässerungsunabhängig traten im Produktionsbestand keine 

A. valerianellae-Symptome auf, weder bei Pflanzen der gesunden Ausgangspartie 

noch bei Pflanzen der kontaminierten Ausgangspartie, so dass das Ergebnis der 

Ankeimmethode auf Papier als falsch-positiv zu bewerten ist. 

Verantwortlich für dieses Ergebnis scheint dennoch weder das Aussaatjahr noch die 

Bewässerung zu sein, sondern die Beize des Saatguts. Eine chemische Saatgutbeize 

kann einen A. valerianellae-Befall mindern. So bestätigten Untersuchungen der 

gebeizten Ausgangssaatgutpartien im Sweatbox-Test eine Befallsfreiheit (Tab. 3.13). 

Nach persönlicher Mitteilung von G. Hiddink (Enza Zaden) kann eine Beizung mit 

Thiram, Metalaxyl und Iprodion einen bakteriellen A. valerianellae-Befall an 

Pflanzen überraschend abschwächen. Ergebnisse eigener Vorversuche (Ergebnisse 

nicht dargestellt) konnten dies ebenso bestätigen. Aus der Literatur ist bekannt, dass 

150

DISKUSSION 

eine Samenbehandlung mit Thiram die Vermehrung von schnell-wachsenden 

Bakterien verhindern und zum Tod von langsam-wachsenden Bakterien führen kann 

und so den Ertrag von Sojabohnen steigert (TIL’BA et al., 2011, Abstract). 

Um den Einfluss der Bewässerungstechnik auf eine Saatgutübertragung eindeutig zu 

untersuchen und damit auch die Frage nach der Lokalisierung von A. valerianellae 

am oder im Samen zu beantworten, müsste dieser Versuch mit ungebeiztem Saatgut 

einer stark kontaminierten Saatgutpartie wiederholt werden. 

151

DISKUSSION 

4.4 Dekontamination von Saatgut 

Die eigenen Ergebnisse und die Ergebnisse aus der Literatur zeigen, dass es sich bei 

A. valerianellae um eine saatgutübertragbare Krankheit an Feldsalat handelt. Eine 

Strategie für die Produktion gesunden Saatguts ist daher von enormer Wichtigkeit. 

Um eine solche Strategie für gesundes Saatgut zu realisieren, müssen laut ROBERTS 

(2009) folgende Maßnahmen beachtet werden: Die Saatgutproduktion muss zunächst 

in Gebieten stattfinden, die frei von bestimmten Pathogenen sind. Saatgutpartien 

sollen mittels Saatguttests auf ihre Pathogenbelastung untersucht werden. 

Möglicherweise müssen die Partien, bei positivem Befund, verworfen oder mittels 

Dekontaminationsmethode behandelt werden. Eine weitere Maßnahme wäre, 

unabhängig vom gesundheitlichen Status, eine generelle Saatgutbehandlung mit dem 

Ziel das Pathogen im Saatgut zu eliminieren beziehungsweise das Inokulum auf ein 

nicht schädliches Niveau zu reduzieren. Dabei sollte die Keimfähigkeit und 

Lebensfähigkeit der Samen nicht reduziert werden. Die Behandlung sollte darüber 

hinaus für Mensch und Tier sowie Umwelt unschädlich sein. 

Mit Blick auf diese Punkte wurden zwei kontaminierte Partien (AV-219 und AV-17) 

für die Untersuchungen herangezogen (Kapitel 3.4.2). Es sollte eine geeignete 

Dekontaminationsmaßnahme für mit A. valerianellae-kontaminiertes Saatgut 

ermittelt werden. 

Die Ausgangsbelastung des unbehandelten Saatguts wurde zunächst mit der 

Ankeimmethode auf Papier und anschließendem TAS-ELISA überprüft. Das 

kontaminierte Ausgangssaatgut wurde sicher nachgewiesen, wobei die 

Nachweisgrenze bei < 10 % infizierter Samen lag. Die Nachweisgrenze wurde nach 

Untersuchung von gesunden und kontaminierten Saatgutpartien unterschiedlicher 

Belastung in Form eines Ringtests durch verschiedene Labore bestätigt (Ergebnis 

nicht dargestellt). 

Über drei Strategien (Warmwasserbehandlungen, Dampfbehandlungen und eine 

unbekannte Behandlung durch einen Dienstleister) wurde versucht, diese Belastung 

zu verringern oder sogar zu eliminieren. Das Saatgut wurde vor und nach einer 

152

DISKUSSION 

Behandlung zudem auf seine Keimfähigkeit überprüft. Eine gute Keimfähigkeit ist 

mit über 90 % gegeben (persönliche Mitteilung A. Schieder, Enza Zaden). 

Aus den Ergebnissen der Dekontaminationswirkungen und mit Blick auf die 

erzielten Keimfähigkeiten war ersichtlich, dass die Behandlungen unterschiedliche 

Einflüsse auf das zu dekontaminierende Feldsalatsaatgut hatten. 

OD-Werte unbehandelter, kontaminierter Feldsalatsamen stiegen normalerweise über 

die Dauer der Kultivierung an und lagen spätestens ab dem dritten Auswertungstag 

(Tag neun nach Aussaat) deutlich oberhalb des errechneten ELISA-Grenzwertes 

(mean + 2 * s). Für den ersten Untersuchungstag (Tag null) wurde das Saatgut ohne 

vorheriges Ankeimen für den TAS-ELISA aufgearbeitet und gemessen. Für die 

Untersuchungstage vier, neun und 14 wurde das Saatgut entsprechend vier, neun und 

14 Tage lang auf feuchtem Filterpapier angekeimt, bevor es für den TAS-ELISA 

aufgearbeitet wurde. 

In dieser Arbeit wurde für die Ankeimmethode auf Papier eine Probenmenge von 

0,2 g je Auswertungstag eingesetzt, was sich als ausreichend erwies. Die Sorten 

AV-17 und AV-219 wiesen nämlich eine A. valerianellae-Ausgangskontaminationen 

von 17 % beziehungsweise 10 % auf. Bei einer zu untersuchenden schwächer 

kontaminierten Partie könnte sich diese Probenmenge als zu gering erweisen. Es 

sollten daher mindestens 0,5 g, was je nach Korngewicht 215 bis 430 Samen 

entspricht, ausgelegt werden. Die Gefahr, dass nur gesunde Samen ausgelegt und das 

Ergebnis verfälschen würden, wäre umso höher, je geringer die 

Ausgangskontamination und die eingesetzte Probenmenge ist. 

Für die Frage, ob es durch eine Behandlung (Warmwasser, Dampf und 

Dienstleisterbehandlung) zu einer Dekontamination der Samen kam, wurde eine 

andere Interpretation der Messergebnisse vorgenommen. Die Inanspruchnahme einer 

berechneten Nachweisgrenze (mean + 2 * s), ab welcher höhere OD-Werte eindeutig 

A. valerianellae-positiv und niedrigere OD-Werte eindeutig A. valerianellae-negativ 

waren, erfolgte hier nicht. Grund dafür waren die Schwankungen der Kontamination 

mit A. valerianellae bei einzelnen Saatgutkörnern. Ausschlaggebend für eine 

Interpretation der Ergebnisse waren daher OD-Werte, die am ersten 

153

DISKUSSION 

Untersuchungstag nach Dekontamination (Tag null, ohne Ankeimen der Samen) 

erzielt und als Schwellenwerte herangezogen wurden. Eine Dekontamination wurde 

angenommen, wenn die OD-Werte der Tage vier, neun und 14 nach dem Ankeimen 

alle unterhalb des Schwellenwertes beziehungsweise am Schwellenwert (um 0,01 

Messwerte verschieden) lagen. Die Dekontamination war unzureichend, wenn 

mindestens einer der OD-Werte der Tage vier, neun oder 14 deutlich oberhalb des 

Schwellenwertes (mindestens doppelter Messwert) lag. Aufgrund des getrennten 

Ankeimens der Samen für die Tage vier, neun und 14 kam es vor, dass lediglich ein 

Messergebnis angekeimter Samen über dem Schwellenwert lag und eine 

unzureichende Dekontamination auswies. 

Eine alleinige Betrachtung vor und nach Behandlung einer kontaminierten 

Saatgutpartie jeweils zum Zeitpunkt des ersten Untersuchungstages ohne Ankeimen 

(Tag null) reicht nicht aus, um einen Dekontaminationserfolg der Methode zu 

ermitteln, da der A. valerianellae-Befall möglicherweise unter der Nachweisgrenze 

liegt. Durch eine Aussaat und Kultur unter feuchten Bedingungen vermehrt sich das 

möglicherweise nicht abgetötete Bakterium und wird so nachweisbar. 

Die Behandlung durch einen Dienstleister führte an Samen zu keinen 

Keimfähigkeitsverlusten (AV-17: 97 %, AV-219: 95 %) und erfüllte damit eine 

positive Erwartung (Abb. 3.27). Im Hinblick auf die Dekontamination zeigte sich 

jedoch keine zufriedenstellende Wirkung. Proben beider Saatgutpartien erreichten 

hohe OD-Werte, die dem Verlauf der unbehandelten kontaminierten Samen nahezu 

identisch folgten (Abb. 3.28). Somit ergab sich eine mangelnde 

Dekontaminationswirkung der Behandlung und eine solche Behandlung ist eindeutig 

als nicht sinnvoll einzustufen. 

Nach Dampfbehandlung waren bei der Sorte AV-219 Keimfähigkeitsverluste auf bis 

zu 80 % (64 °C, 150 Sekunden) zu verzeichnen, während die Sorte AV-17 positiv in 

ihrer Keimfähigkeit beeinflusst wurde (Abb. 3.25 und Tab. 3.16). Nach 

Durchführung der Ankeimmethode auf Papier wurde ersichtlich, dass lediglich die 

Sorte AV-219 nach einer Behandlung bei 66 °C für 105 Sekunden tendenziell gute 

Erfolge erzielte, nicht jedoch nach einer Behandlung bei 64 °C für 150 Sekunden 

(Abb. 3.26 B). Die Sorte AV-17 wurde durch keine Dampfbehandlung ausreichend 

154

DISKUSSION 

dekontaminiert (Abb. 3.26 A). Die Erforschung und Weiterentwicklung einer 

Dampfbehandlung als Dekontaminationsmaßnahme verspricht im Allgemeinen 

dennoch gute Erfolge. So beschreiben KOCH et al. (2010), dass bei der Untersuchung 

von Karottensamen unterschiedlicher Sorte und Saatgutpartie, die mit Alternaria 

dauci und A. radicina befallen sind, eine Dampfbehandlung die besten 

Wirkungsergebnisse erzielt. Auch SCHMITT et al. (2009) beschreiben höchste 

Wirksamkeiten mit bis zu 90 % an Reduktion des Ausgangsbefalls von Phoma 

valerianellae an Feldsalat durch Behandlungen mit Heißluft. 

Nach Durchführung der Warmwasserbehandlungen bei verschiedenen Temperaturen 

und Einwirkzeiten wurde ersichtlich, dass einzelne Sorten auf gleiche Behandlungen 

deutlich unterschiedlich in ihrer Keimfähigkeit reagierten, wobei die Sorte AV-17 

weniger stark als die Sorte AV-219 reagierte (Abb. 3.23). Beide Sorten wurden 

jedoch von der Behandlung bei 55 °C für 20 Minuten deutlich in ihrer Keimfähigkeit 

geschwächt (AV-17: 78 %, AV-219: 33 %). Bei beiden Sorten wurde jedoch keine 

Warmwasserbehandlung mit komplettem Wirkungserfolg in Form einer 

Dekontamination erzielt. So beschreibt dies auch ROBERTS (2009) bei der 

Untersuchung von mit Xanthomonas campestris pv. campestris belastetem 

Kohlsaatgut. Eine Reduzierung durch Heißwasser wird erzielt, nicht aber eine 

vollständige Elimination. 

Bei der Sorte AV-17 stellte sich die Behandlung bei 55 °C für 20 Minuten als am 

vielversprechendsten heraus, während es bei der Sorte AV-219 die Behandlungen bei 

43 °C für 20 Minuten und bei 60 °C für 5 Minuten waren (Abb. 3.24). 

Bei der Untersuchung von Feldsalatsamen unterschiedlicher Sorte und Saatgutpartie, 

die mit Phoma valerianellae befallen sind, führt eine Behandlung mit Heißwasser bei 

50 °C für 20 Minuten und bei 53 °C für 10 Minuten zu den höchsten 

Wirkungsergebnissen zwischen 19 % und 40 % (SCHMITT et al., 2009). Die 

Erforschung und Weiterentwicklung einer Warmwasserbehandlung erscheint 

demnach auch hier sinnvoll. 

Aus den Keimfähigkeitsergebnissen nach Durchführung der drei Behandlungen war 

ersichtlich, dass jede Saatgutpartie anders reagierte. Die Sorte AV-17 reagierte mit 

geringeren Keimfähigkeitseinbußen als die Sorte AV-219. Am stärksten 

155

DISKUSSION 

beeinträchtigt war die Keimfähigkeit nach Durchführung der 

Warmwasserbehandlungen bei höheren Wassertemperaturen und längeren 

Einwirkzeiten (55 °C, 20 Minuten), weniger durch Dampfdesinfektion und durch die 

unbekannte Behandlung eines Dienstleisters. Dies deutet darauf hin, dass die 

Warmwasserbehandlung auch tiefere Samenschichten erfasste und den Keimling 

schädigte. Das Saatgut scheint bei der Dauer der Behandlung aufgequollener zu sein, 

je mehr Wasser es umgeben hat. Der Keimvorgang wurde dadurch vermutlich 

schneller eingeleitet als durch Dampfbehandlung und durch die Behandlung eines 

Dienstleisters. Die Wärmebelastung am Saatgut war dadurch höher, so dass das 

Saatgut empfindlicher reagierte und schlechter keimte. 

Dass eine Behandlung mit heißem Dampf beziehungsweise heißer Luft zu weniger 

Keimfähigkeitseinbußen führt als eine Warmwasserbehandlung, ist auch aus der 

Literatur bei anderen Samenarten bekannt. So beschreiben GRONDEAU et al. (1992) 

einen höheren Keimfähigkeitsverlust bei Erbsensamen durch eine Behandlung mit 

Heißwasser als mit Heißluft. Die Behandlungen für 72 Stunden bei 65 °C (Heißluft) 

beziehungsweise 15 Minuten bei 55 °C Wassertemperatur führen zu 5 % bis 20 % an 

Keimfähigkeitsverlusten im Gegensatz zu unbehandelten Erbsensamen. Eine 

Heißwasserbehandlung für 15 Minuten bei 60 °C führt sogar zu 20 % bis 45 % an 

Keimfähigkeitsverlusten. Eine Befallsminderung von Pseudomonas syringae pv. pisi 

wird durch beide Behandlungen erzielt, wobei die Behandlung mit Heißwasser die 

Bakterienwerte an Erbsensamen einer schwach kontaminierten Partie stärker 

reduziert, teilweise unterhalb der Nachweisgrenze. Bei einer stark kontaminierten 

Erbsenpartie führt die Heißwasserbehandlung nur zu einer Halbierung der 

Ausgangskontamination. 

Die bei GRONDEAU et al. (1992) beschriebene Befallsminderung durch eine 

Warmwasserbehandlung, im Gegensatz zu einer Heißluftbehandlung, scheint von der 

vermehrten Auswaschung des Pathogens abhängig zu sein. Pathogene an der äußeren 

Samenschale werden abgewaschen und im Inneren lokalisierte Pathogene werden 

vermutlich durch die Einwirkung des heißen Wassers geschädigt. Bei den durch 

heiße Luft behandelten Samen wurde eine geringere Befallsminderung festgestellt, 

was darauf schließen lässt, dass diese Behandlung zwar Pathogene an der 

Samenoberfläche mindert, die Pathogene im Inneren des Samens jedoch nicht 

156

DISKUSSION 

vollständig gehemmt wurden. Beim Quellprozess nach der Aussaat konnten sich 

diese Pathogene vermehren und zu einem stärkeren Befall führen. 

Die nachgewiesene Befallsminderung von A. valerianellae mittels 

Dampfdesinfektion und Warmwasserbehandlung waren erste Erfolge dieser 

Dekontaminationsmaßnahmen, eine vollständige Dekontamination wurde aber nicht 

erreicht. 

Aus der Literatur sind neben physikalischen Desinfektionsmethoden (Heißwasser, 

Dampf, Elektronenbehandlung) auch reine Oberflächensterilisationen 

(Natriumhypochlorit, verschiedene Öle und Säuren) bekannt, die gute Erfolge bei 

samenbürtigen Pathogenen besitzen. Da die Lokalisierung von A. valerianellae am 

oder im Saatgut unklar ist, sollten Kombinationen aus Behandlungen, die Pathogene 

innerhalb des Samens und Behandlungen, die vermehrt die Samenoberfläche 

angreifen, für zukünftige Untersuchungen ebenso berücksichtigt werden wie 

Einzelbehandlungen. 

Für den Feldsalatanbau sind keine Bakterizide zugelassen, daher sollte die 

Ausbreitung von A. valerianellae in Beständen mit pflanzenbaulichen Maßnahmen 

kontrolliert werden. Dazu gehört, dass zunächst gesundes Saatgut ausgesät wird. 

Resistente Feldsalatsorten sind derzeit nicht vorhanden. Des Weiteren soll darauf 

geachtet werden, dass Feldsalat in einer Fruchtfolge angebaut wird, bei der auf 

gleicher Fläche Feldsalat nicht direkt auf Feldsalat folgt, sondern mit mindestens 

einjährigem Abstand, um einer Bodenüberdauerung entgegenzuwirken. Die 

Feldsalatkultur soll zudem entsprechend der Erregeransprüche so trocken wie 

möglich geführt werden, um eine Infektion zu vermeiden. Das heißt, dass man auf 

ein rasches Abtrocknen der Blätter achten muss, indem der Bestand gut durchlüftet 

wird. Beregnungen in den Abendstunden sind nach Möglichkeit nicht durchzuführen. 

Da die Vermehrung von A. valerianellae bei höheren Temperaturen umso schneller 

erfolgt, kann ein Feldsalatanbau in der wärmeren Jahreszeit nicht befallsreduzierend 

wirken (HINRICHS-BERGER et al., 2005, MOLTMANN et al., 2000). 

157

ZUSAMMENFASSUNG 

5 ZUSAMMENFASSUNG 

Ziel der vorliegenden Arbeit war es, einen Beitrag zur Aufklärung der Epidemiologie 

des phytopathogenen Bakteriums Acidovorax valerianellae an Feldsalat 

[Valerianella locusta (L.)] zu leisten, indem Untersuchungen zu 

Infektionsbedingungen, zur Sortenanfälligkeit, zum Übertragungsweg und 

Saatgutuntersuchungen durchgeführt wurden. Darauf aufbauend sollten 

Bekämpfungsmöglichkeiten aufgezeigt werden. 

Die Ergebnisse der Untersuchungen zu den Infektionsbedingungen zeigten, dass die 

Infektion von A. valerianellae von der Temperatur, dem Blattalter, der 

Inokulumdichte und der Blattnässedauer abhängig war. Eine Inokulation war bei 

Temperaturen zwischen 10 °C und 30 °C erfolgreich. Infizierbar waren sowohl 

Keim- als auch Laubblätter. Zudem war die Infektion unabhängig von der 

Inokulumdichte zwischen 10 2 cfu/ml und 10 7 cfu/ml möglich. Die 

Infektionsgeschwindigkeit und Symptomausprägung nahmen dabei zu, je höher die 

Temperatur, je älter die Blätter und je konzentrierter das Inokulum waren. Die 

Blattnässedauer beziehungsweise die relative Luftfeuchtigkeit waren für die 

Infektion von enormer Wichtigkeit. Bei ausschließlich trockenen Bedingungen 

wurde kein Befall an inokulierten Feldsalatpflanzen hervorgerufen. Ein Auftreten 

beziehungsweise Wiederauftreten feuchter Bedingungen nach der Inokulation 

förderte hingegen den Befall maßgeblich. Für eine Infektion waren fünf Stunden 

Blattnässedauer ausreichend. Insgesamt konnte gezeigt werden, dass eine gezielte 

Kulturführung mit kurzen Blattnässezeiten eine Möglichkeit zur Kontrolle des 

Schaderregers A. valerianellae darstellt. 

Alle der 13 getesteten kommerziellen Feldsalatsorten waren anfällig, die Resistenz 

der Wildart V. rimosa wurde hingegen bestätigt. Ein Rückgriff auf diese Wildart zum 

Einkreuzen mit kommerziellen Sorten erscheint geboten. 

A. valerianellae überdauerte einen Zeitraum von bis zu elf Monaten im Boden. 

Feldsalatkulturen, die unmittelbar beziehungsweise ein bis elf Monate nach 

infiziertem Feldsalat angebaut wurden, waren teilweise in erheblichen Umfang 

158

ZUSAMMENFASSUNG 

befallen. Die Anzahl an Symptom tragenden Pflanzen war mit zunehmender 

Verrottung von infiziertem Feldsalatmaterial abnehmend. Eine Anbaupause von 

mindestens zwölf Monaten und ein Fruchtfolgewechsel stellen somit eine geeignete 

Methode zur Eliminierung von A. valerianellae aus dem Boden dar. 

Alternative Wirtspflanzen von A. valerianellae wurden neben Feldsalat in den 

vorgestellten Untersuchungen nicht gefunden und sind in der Literatur auch nicht 

beschrieben. 

A. valerianellae ist saatgutübertragbar. Um eine weitere Ausbreitung dieser 

gefährlichen Krankheit des Feldsalats auf neue Flächen zu unterbinden, ist ein 

besonderes Gewicht auf den Einsatz gesunden Saatgutes zu legen. 

Die Ergebnisse der Dekontaminationsmaßnahmen zeigten, dass die A. valerianellae- 

Belastung von Saatgut durch eine Warmwasser- (43 °C für 20 Minuten, 55 °C für 

20 Minuten, 60 °C für 5 Minuten) oder Dampfbehandlung (66 °C für 105 Sekunden) 

reduziert wurde. Eine vollständige Elimination des Bakteriums wurde allerdings 

nicht erreicht. 

Auf Grundlage der vorliegenden Arbeit ergeben sich folgende 

Bekämpfungsmöglichkeiten: Durch die Aussaat von gesundem Saatgut auf Flächen, 

auf denen mindestens zwölf Monate zuvor kein infizierter Feldsalat stand und durch 

eine trockene Kulturführung kann der A. valerianellae-Befall von Feldsalat reduziert 

werden. 

159

SUMMARY 

6 SUMMARY 

The aim of this study was to contribute to clarifying the epidemiology of the 

phytopathogenic bacterium Acidovorax valerianellae on corn salad [Valerianella 

locusta (L.)]. To this end, research was conducted on infection conditions, cultivar 

sensitivities, transmission paths and seeds. Based on these results, control strategies 

shall be demonstrated. 

The tests performed under infectious conditions revealed that the infection of 

A. valerianellae is dependent on temperature, leaf age, inoculum concentration and 

leaf moisture, as well as the relative humidity. Inoculation was possible at 

temperatures between 10 °C and 30 °C. It was possible for leaves of any age to be 

infected. Moreover, infection was independent of the inoculum concentration, and 

occurred between 10 2 and 10 7 cfu/ml. The speed of infection and the characteristics 

of the symptoms increased with increasing temperature, leaf age and inoculum 

concentration. Both the duration of leaf moisture and the relative humidity played a 

crucial role in the infection process. Under dry conditions, inoculated corn salad 

plants developed no symptoms. However, infestation increased significantly under 

humid conditions or during humid periods. Five hours of leaf moisture sufficed for 

an infection to occur. 

It was demonstrated that targeted dry growth conditions with short leaf moisture 

periods constitute an option for controlling A. valerianellae. 

All 13 tested commercial corn salad cultivars were prone to A. valerianellae. 

However, the resistance of the wild type V. rimosa was confirmed. 

For this reason, it seems advisable to cross the wild type with commercial cultivars. 

A. valerianellae endured for up to eleven months in the soil. Some of the corn salad 

cultivars cultivated immediately (and one up to eleven months, respectively) after 

infected plants were severely infected. The number of infected plants decreased in 

line with increased rotting of infected old plant material. 

A cultivation break of at least twelve months and the rotation of crops therefore 

appear to be appropriate ways to eliminate A. valerianellae from the soil. 

160

SUMMARY 

No alternative hosts were detected in the experiments or in the literature. 

In addition, this study revealed that A. valerianellae is transmitted via seeds. 

It is therefore important to focus on healthy seeds to prevent the further 

dissemination of this hazardous disease to uncontaminated crop land. 

Seeds with natural A. valerianellae contamination were tested using a variety of 

decontamination methods. Warm water treatment (43 °C for 20 minutes, 55 °C for 

20 minutes, 60 °C for 5 minutes) or hot steam treatment (66 °C for 105 seconds) 

managed to reduce the contamination rate. However, it was not possible to 

completely eliminate the bacterium. 

In summary, sowing healthy seeds after a cultivation break of at least twelve months 

and under dry growth conditions may reduce the infestation of corn salad with 

A. valerianellae. 

161

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166

ANHANG 

8 ANHANG 

8.1 Publikationen 

THIELE, K., BRAJE, I., RABENSTEIN, F., LAUN, N., SMALLA, K. (2011): 

Untersuchungen zur Biologie und Entwicklung praxis-relevanter 

Nachweismethoden für bakterielle Erkrankungen am Feldsalat [Valerianella 

locusta (L.)] als Grundlage für die Selektion von Resistenzquellen gegen den 

Erreger von Blattflecken (Acidovorax valerianellae sp. nov), 18. 

Innovationstag Mittelstand des Bundesministeriums für Wirtschaft und 

Technologie in Berlin, Posterbeitrag. 

THIELE, K., SMALLA, K., BRAJE, I., RABENSTEIN, F. (2010): Nachweis und 

molekulare Charakterisierung von Acidovorax valerianellae, dem Erreger von 

bakteriellen Blattflecken an Feldsalat (Valerianella locusta (L.) Laterr., 57. 

Deutsche Pflanzenschutztagung in Berlin, Posterbeitrag. 

BRAJE, I., ALBRECHT, A., LAUN, N., KRAUTHAUSEN, H.-J., BARCHEND, G., 

FELGENTREU, D., RABENSTEIN, F. (2008): Acidovorax valerianellae als Erreger 

bakterieller Blattflecken an Feldsalat, 56. Deutsche Pflanzenschutztagung in 

Kiel, Posterbeitrag. 

LEINHOS, G., BRAJE, I., HÖRENER, G., KRAUTHAUSEN, H.-J. (2006): Falscher 

Mehltau an Petersilie: Vorkommen, Biologie und Kontrollstrategien, 55. 

Deutsche Pflanzenschutztagung in Göttingen, Posterbeitrag. 

BRAJE, I. (2005): Untersuchungen zur Epidemiologie des phytopathogenen 

Bakteriums Acidovorax valerianellae an Feldsalat [Valerianella locusta (L.)], 

Diplomarbeit, Universität Hohenheim, Deutschland. 

HINRICHS-BERGER, J., BRAJE, I., BERGER, S., JASU, H., BUCHENAUER, H. (2005): 

Neues über diesen bakteriellen Schaderreger: Acidovorax – ernstes Problem bei 

Feldsalat, Gemüse, 3, 32-34. 

HINRICHS-BERGER, J., BERGER, S., BRAJE, I., JASU, H., BUCHENAUER, H. (2004): 

Zur Epidemiologie des phytopathogenen Bakteriums Acidovorax valerianellae 

an Feldsalat, 54. Deutsche Pflanzenschutztagung in Hamburg, 73-74. 

. 

167

ANHANG 

8.2 Lebenslauf 

Name Inga Braje 

Geburtsdatum 16.07.1979 

Geburtsort Wilhelmshaven 

Schulausbildung 

1986 – 1990 Grundschule Voslapp, Wilhelmshaven 

1990 - 1992 Orientierungsstufe Nogatstrasse, Wilhelmshaven 

1992 – 1999 Gymnasium Käthe-Kollwitz-Schule, Wilhelmshaven 

Universität 

Abschluß: Abitur 

10/2000 – 03/2005 Agrarbiologie, Universität Hohenheim 

Abschluß: Diplom (Dipl. Agr.-Biol.) 

seit 04/2006 Promotion, Universität Hohenheim, Fachgebiet Phytomedizin 

Berufstätigkeit 

(extern am Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum 

Rheinpfalz, Neustadt an der Weinstrasse) 

04/2005 – 12/2005 Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum Rheinpfalz, 

Queckbrunnerhof, Schifferstadt 

01/2006 – 03/2006 Enza Zaden Deutschland, Dannstadt-Schauernheim 

Praktika 

08/1999 – 08/2000 Freiwilliges Ökologisches Jahr, Verein Umwelterziehung 

Iffens e.V., Butjadingen 

08/2002 – 09/2002 Demeter-Hof Friedhard Bühler, Murr 

08/2003 – 09/2003 Nitratlabor Heidelberg und Betreuungsdienst Nützlingseinsatz 

___________________ 

Inga Braje 

Nordbaden e. V., Heidelberg 

168

ANHANG 

8.3 Versicherung 

Hiermit versichere ich, Inga Braje, dass ich nicht bereits früher oder gleichzeitig 

einen Antrag auf Eröffnung eines Promotionsverfahrens unter Vorlage der hier 

eingereichten Dissertation gestellt habe. 

Böhl-Iggelheim, 24.10.2011 

___________________ 

Inga Braje 

8.4 Erklärung 

Hiermit erkläre ich, Inga Braje, dass ich die vorliegende Dissertation selbständig 

angefertigt und nur die angegebenen Quellen als Hilfsmittel benutzt habe. Wörtlich 

und inhaltlich übernommene Stellen sind als solche in der Arbeit gekennzeichnet. 

Böhl-Iggelheim, 24.10.2011 

___________________ 

Inga Braje 

169

Untersuchungen zur bakteriellen Erkrankung Acidovorax ...

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