Bananes nutritives Flétrissement bactérien en Ouganda La surface ...

Résistance des hybrides FHIA aux Mycosphaerella spp.
O. I. Molina Tirado et J. Castaño Zapata
La maladie de Sigatoka (causée par
Mycosphaerella musicola Leach) et la
maladie des raies noires (causée par
Mycosphaerella fijiensis Morelet) sont les
maladies les plus importantes du bananier
et du bananier plantain. Il existe deux types
de résistance aux maladies : 1) la résistance
spécifique ou verticale où l’hôte empêche
l’installation du parasite en restreignant le
processus infectieux (Nelson 1977a). Ce type
de résistance peut être introduit relativement
facilement dans les cultivars et ses effets
sont évidents ; c’est l’une des raisons pour
lesquelles elle est utilisée en amélioration
génétique (Castaño-Zapata 2002). 2) la
résistance non spécifique ou horizontale où
l’hôte empêche la colonisation et la croissance
du parasite alors que l’infection a déjà eu lieu
(Nelson 1977a). Ce type de résistance est
relativement difficile à introduire en raison de
la complexité de sa transmission génétique et
de sa régulation par plusieurs gènes (Castaño-
Zapata 2002).
La Fundación Hondureña de Investigación
Agrícola (FHIA) a mis au point des hybrides
résistants aux principales maladies. Par exemple,
‘FHIA-21’ est un bananier plantain résistant à la
maladie des raies noires, et ‘FHIA-01’ et ‘FHIA-
17’ sont des bananiers respectivement résistant
et tolérant à la maladie des raies noires (FHIA
1993). Cette étude visait à obtenir de l’information
sur la résistance aux maladies causées par M.
fijiensis et M. musicola des hybrides ‘FHIA-01’,
‘FHIA-17’ et ‘FHIA-21’, et des cultivars ‘Gros
Michel’ et ‘Dominico hartón’.
Matériel et méthodes
La phase contrôlée s’est déroulée sur la ferme
de Montelindo, dans une pépinière équipée
d’un brumisateur à commande TC-1800 LX
II. La réponse aux maladies a été évaluée
après inoculation artificielle de Paracercospora
fijiensis et Pseudocercospora musae, les
anamorphes respectifs de M. fijiensis et M.
musicola.
Des feuilles nécrosées ont été maintenues
pendant 48 h dans des sacs en plastique afin de
favoriser la décharge des ascospores (Du Pont
1982). Après cette incubation, chaque feuille a
été découpée en 5 morceaux d’environ 4 cm 2 ,
numérotés de 1 à 5 et attachés à un papier filtre
de 9 cm de diamètre. Chaque papier filtre a été
immergé dans de l’eau pendant 5 min avant et
placé dans le couvercle d’une boîte de Pétri
contenant de l’agar à 3%, en veillant à ce que
la face inférieure des feuilles nécrosées soit
placée face à la gélose (Mateus et al. 1987).
Les ascospores se sont déchargés pendant
une heure et leur localisation a été observée
au microscope optique composé (Du Pont
1982). On a indiqué sur le milieu l’endroit où
se trouvaient les ascospores et chacun d’entre
eux a été transféré dans une boîte de Pétri sur
un milieu PDA (pomme de terre, dextrose et
agar 39 g/L d’eau). Les cultures monosporiques
ont été incubées pendant 20 jours, à 25ºC en
obscurité complète dans un incubateur DIES
modèle D 39, afin d’obtenir du mycélium.
Celui-ci a été transféré dans un tube à essais
contenant 1 ml d’eau distillée stérile et agité
pendant 1 minute pour le fragmenter. Ensuite,
0,5 ml de cette suspension a été prélevée et
étalée uniformément dans des boîtes de Pétri
contenant un milieu de culture gélosé V-8 (100
ml de jus de légumes V-8; 0,2 g de CaCO 3 ;
20 g d’agar/L d’eau, à pH 6) (Mourichon et
al. 1987, Beveraggi et al. 1992). Les cultures
ont été mises à incuber à 20ºC, pendant deux
semaines sous une lumière permanente, afin
de stimuler la production de conidies des deux
champignons (Romero et Sutton 1997).
Une fois que les deux champignons
identifiés, des suspensions conidiales
destinée aux inoculations ont été préparées
en ajoutant 5 ml d’eau distillée stérile aux
boîtes de Pétri contenant le milieu gélosé
V-8. Un balayage a été effectué à la surface
du milieu gélosé afin de dégager les conidies
et la suspension a été filtrée à travers un
morceau de gaze. Du Tween 80 (0,02 %) et de
la gélatine (Royal) (1%) ont été ajoutés à cette
suspension filtrée pour améliorer la distribution
et l’adhérence des conidies sur les surfaces
foliaires. La concentration de la suspension a
été déterminée par deux lectures à l’aide d’un
hémocytomètre de marque Nikon et ajustée
à la concentration de 5 x 10 3 conidies par ml
d’eau (Jacome et Schuh 1993).
L’inoculation a été réalisée deux mois après la
plantation sur la face inférieure de la plus jeune
feuille déroulée, lorsque les plantules avaient
développé trois à quatre feuilles (Mourichon et
al. 1987). Un asperseur DeVilbiss No 15, à une
pression constante de 2 kg/cm 2 , a été utilisé pour
appliquer une couche uniforme de gouttelettes
sur la surface foliaire. Les aspersions ont été
effectuées à 20-25 cm de la feuille (Jacome et
Schuh 1993). Les plantules ont été recouvertes
pendant 48 heures de sacs en plastique
transparent de 70 cm x 50 cm, formant de la
sorte une chambre humide destinée à favoriser
InfoMusa - Vol. 12 - N°2 25
Hybrides FHIA