institut für kernchemie universität mainz jahresbericht 2009

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Radiolabelling and evaluation of a gavestinel-based ligand for imaging the NMDA-receptor status using PET T. Betzel 1 , C. Edinger 2 , V. Bockhard 3 , M. Piel 1 , G. Dannhardt 2 , H. Lüddens 3 , F. Rösch 1 1 Institute of Nuclear Chemistry, Johannes Gutenberg-University, D-55128 Mainz, Germany; 2 Institute of Pharmacy, Johannes Gutenberg-University, D-55128 Mainz, Germany, 3 Institute of Psychology, Johannes Gutenberg-University, D-55128 Mainz, Germany Introduction: The NMDA-receptor is involved in a multiplicity of neurological functions in the central nervous system. Due to its role in neurodegenerative disorders such as cerebral ischemia, epileptical seizures, Parkinson’s and Alzheimer’s disease it is of major importance [1]. But also in terms of neuroexcitatory effects such as neuronal development, learning and neuronal plasticity, the NMDA-receptor is of high interest [2]. The aim of this work is to design a ligand for imaging the NMDA-receptor status via PET. Experimental: From biological studies of a series of fluoroethoxy substituted gavestinel derivatives the most promising candidate with low nanomolar affinity was chosen for 18 F-labelling. Two corresponding precursor molecules (precursor A, ethyl ester and precursor B, carboxylic acid) were synthesized in a seven or eight step reaction, respectively (Figure 1). 6 steps Cl Cl Cl Cl N H precursor B N H O COOEt O H 2N OH COOH N H H 2N OH OH TBDPSCl NaOH THF / H 2O OTBDPS Cl Cl Cl Cl N H N H precursor A Figure 1. Reaction scheme of the precursors O NH 4F EtOH COOEt O COOEt N H N H OTBDPS The 18 F-labelling was achieved by the use of 2- [ 18 F]fluoroethyltosylate via the reaction of [ 18 F]F - and ethylene ditosylate (Figure 2). Cl Cl N H O COOR N H OH TosO 5 N NaOH DMSO [ 18 F]F - , [K2.2.2], K 2CO3 18 F Cl TosO Cl N H OTos O COOR N H a) R = O OH b) R = H 18 F H 2 C CH3 Figure 2. Reaction scheme of the radiosyntheses a) [ 18 F]fluoroethylation of the ester, using 0.95 eq. 5 N NaOH b) [ 18 F]fluoroethylation of the carboxylic acid, using 1.9 eq. 5 N NaOH Radiochemistry: According to the optimized labelling process (Figure 3), precursor B (2 mg, 5,11 µmol) was dissolved in DMSO (300 µL), mixed with 5 N sodium hydroxide solution (1.94 µL, 1.9 eq.) and heated to 100 °C. 2-[ 18 F]fluoroethyltosylate in DMSO (700 µL) - B14 - was added and the mixture was stirred at 100 °C for 20 min. To quench the reaction, the mixture was diluted with water (1 mL). The isolation of the [ 18 F]-labelled product was performed on a semipreparative Dionex HPLC system equipped with a LiChrosphere column (250 mm � 10 mm) by means of an eluent system of a mixture of NaOAc buffer (0.25 M + 5 mL/L CH3COOH, pH 5.01) and acetonitrile at a flow of 4 mL/min. The HPLC product fraction (10 mL) was diluted with water (40 mL), passed through a strata-X cartridge and washed with water (10 mL). The product was eluted with EtOH (2 mL). The solvent was evaporated in vacuo and the product was formulated in isotonic NaClsolution. Quality control was performed on a Sykam HPLC system, using the above mentioned solvent system and a LiChrosphere column (250 mm � 4 mm) at a flow of 1 mL/min. Additionally, a quality control by radio TLC was performed (Rf = 0.48, petrol ether / ethyl acetate 1 / 2 + 3 % formic acid). The new radiotracer was applied to a small animal µ-PET study using a healthy rat. Figure 3. Results of the optimization of the 18 F-labelling of both precursor molecules Results: Two new precursors were successfully synthesized. Corresponding radiolabelling via 2- [ 18 F]fluoroethyltosylate resulted in radiochemical yields of 70 – 80 %. In a small animal µ-PET study the tracer, containing the carboxylic acid, showed no brain uptake. It is assumed that the new radiotracer is not able to sufficiently penetrate the blood-brain-barrier. In further studies, autoradiographic experiments and an alternative pro-drug design of the tracer are being planned. References [1] Cooke SF, Bliss TVP, Brain, 2006; 129: 1659 - 1673 [2] Gozlan H, Ben-Ari Y, Trends in TiPS, 1995; 11: 368 - 374 Acknowledgement This work was financially supported by DFG grant RO 985/20-1.
Mikrowellengestützte 18 F-Markierung von �-Carbolin-Alkaloiden zur Visualisierung der MAO-A H. Schieferstein, M. Piel, F. Rösch Institut <strong>für</strong> Kernchemie, Johannes Gutenberg-Universität, D-55128 Mainz, Germany Einleitung: Zum besseren Verständnis von neurologischen Krankheitsbildern wie Depressionen oder Schizophrenien stellt die Monoamin-Oxidase A (MAO-A) ein interessantes Target dar. Die Bestimmung von MAO-A Konzentrationen und Aktivitäten im Gehirn mittels bildgebender Verfahren ist hier von besonders großem Interesse. [1] Zur Visualisierung wurden bereits PET- Studien mit O-(Methyl-[ 11 C])harmin und N-(Methyl- [ 11 C]]methyl-harmin durchgeführt. [2] Aufgrund der kurzen Halbwertszeit von Kohlenstoff-11 und der Notwendigkeit eines Zyklotrons in unmittelbarer Nähe zum Patienten wurden zur Optimierung der Leitstruktur fluorierte Harminderivate mit verschiedenen Polyethylenglykol (PEG) Spacern synthetisiert und erste in vitro Evaluierungen durchgeführt. [3] Die Harminderivate Fluorethylharmol, Fluor-PEG2-harmol und Fluor-PEG3-harmol zeigten vielversprechende Eigenschaften, so dass diese und analoge Derivate in in vivo PET-Studien weiter untersucht werden sollen. Bisher konnten nur schlechte Ausbeuten erzielt werden, so dass Studien im Kleintier-PET nur schwer möglich waren. Experimentalteil: An die phenolische Hydroxygruppe des Harmols wurden PEG-Spacer verschiedener Längen gekoppelt, wodurch die Lipophilie und somit auch die unspezifische Bindung erniedrigt werden soll. Für die nukleophile Direktfluorierung wurde eine Tosylabgangsgruppe verwendet (Schema 1). Zur Optimierung der radiochemischen Ausbeute (RCA) wurde die Markierung unter konventionellem Heizen mit der mikrowellengestützten Markierung verglichen. [ 18 F]Fluorethylharmin wurde mittels 2-[ 18 F]Fluorethyltosylat ([ 18 F]FETos) markiert. Anschließend wurden in vivo Kleintier-PET- Studien an weiblichen Spraque-Dawley Ratten durchgeführt. R O N H N R 1 = R 2 = R 3 = H O O O O OTos O OTos Schema 1. Vorläufer <strong>für</strong> die Markierung mit [ 18 F]FETos (R1) und die direkte 18 F-Markierung (R2; R3). Ergebnisse: Im Rahmen der Optimierung der Markierungsbedingungen konnten die RCA des PEG3- Derivats in der Mikrowelle auf 45% (Ölbad 20%, 150 C) und des PEG4-Derivats auf 25% (Ölbad 0 %, 150 °C) gesteigert werden. Weiterhin konnten durch die Verwendung der Mikrowelle die eingesetzten Kryptofix ® 2.2.2 - und Basenzusätze deutlich erniedrigt werden, was eine vereinfachte chromatographische Aufreinigung der markierten Produkte ermöglichte. Die - B15 - Darstellung des [ 18 F]Fluorethylharmins mittels [ 18 F]FETos erlaubte eine RCA von 95 %. Des Weiteren wurden Kleintier-PET-Studien durchgeführt, die zeigen, dass sich lediglich das [ 18 F]Fluorethylharmin in MAO-A-reichen Regionen im Gehirn akkumuliert, wobei es aber auch zu einer hohen unspezifischen Bindung im Gehirn kommt, was quantitative Aussagen über die MAO-A Konzentration erschwert. Die mit Polyethylenglykol derivatisierten Harminderivate zeigten aufgrund einer unzureichenden Blut-Hirn-Schranken-Gängigkeit keine spezifische Anreicherung im Gehirn. Bei allen Harminderivaten konnte jedoch eine Affinität zu den im peripheren Gewebe vorhandenen Monoamin-A Oxidasen festgestellt werden. Dies ermöglichte die Visualisierung der MAO-A Konzentration im Herzen, in der Leber und im Gastrointestinaltrakt (Abb. 1). A) B) C) D) Abb 1. A) [ 18 F]Fluorethylharmin reichert sich an MAO-A reichen Regionen im Gehirn an, jedoch auch mit einer hohen unspezifischen Bindung. B) [ 18 F]Fluor-PEG3-harmol und C) [ 18 F]Fluor-PEG4-harmol können die Blut-Hirn-Schranke nicht ausreichend passieren. D) Anreicherungsmuster des [ 18 F]Fluorethylharmins in MAO-A-reichen Regionen im peripheren Gewebe. Ausblick: Mittels Blockade-Studien soll die unspezifische Bindung des [ 18 F]Fluorethylharmins ermittelt werden. Des Weiteren soll die Bindung aller Harmin-Derivate an Myocardzellen in vitro untersucht werden. References [1] J. Fowler et al., Methods, 2002, 27, 263. [2] M. Bergström et al., Nucl. Med. Biol., 1997, 24, 381. [3] E. Blom et al., J. Label. Compds. Radiopharm., 2008, 51, 277.
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