dissertacia-myrzabaeva.pdf

Л.Н. ГУМИЛЕВ АТЫНДАҒЫ ЕУРАЗИЯ ҰЛТТЫҚ УНИВЕРСИТЕТІ 

ӘОЖ 632:581.1 

Қолжазба құқығында 

МЫРЗАБАЕВА МАЛИКА ТӨЛЕНДІҚЫЗЫ 

«Өсімдіктердің абиотикалық және биотикалық стресс барысында 

биохимиялық қорғаныш механизмдерін зерттеу» 

6D060700- БИОЛОГИЯ 

Философия докторы (PhD) ғылыми дәрежесін алу үшін дайындалған 

диссертация 

Ғылыми кеңесшілері: 

Биология ғылымдарының 

кандидаты Омаров Р.Т. 

Бен-Гурион 

университетінің 

профессоры, доктор 

Моше Саги 

Қазақстан Республикасы 

Астана, 2013 

1

МАЗМҰНЫ 

ҚЫСҚАРТЫЛҒАН СӨЗДЕР......................................................... 4 

КІРІСПЕ............................................................................................. 6 

1 ӘДЕБИ ШОЛУ............................................................................. 11 

1.1 Абиотикалық стресс - тұзды стрестің ауыл шаруашылығына 11 

тигізетін зиянды зардаптары........................................................... 

1.2 Галофиттерді зерттеу барысындағы әлемдік тәжірибелер.......... 12 

1.3 Галофитті және гликофитті өсімдіктердің ауыл 14 

шаруашылығында перспективалық қолданылуы............................. 

1.4 Тұзды стрестің өсімдік дамуына әсері........................................ 16 

1.5 Тотығу стресін төмендететін антиоксиданттық жүйелер............ 23 

1.6 Тұзды стресс жағдайында галофиттердегі 28 

молибдоферменттердің биологиялық рөлі 

1.7 Биотикалық стресс – өсімдік вирустарының ауыл 32 

шаруашылығына тигізетін зияны.................................................... 

1.7.1 TBSV (Tomato bushy stunt virus) вирусы құрылымы және 34 

геномының жалпы сипаттамасы...................................................... 

1.7.2 Өсімдікті вирустан қорғау механизмі - РНҚ интерференция 35 

үрдісіне (RNAi) жалпы сипаттама және қолданылу перспективасы.. 

1.7.3 RNAi вирустық супрессорының (Tombusvirus P19) 38 

биохимиялық қасиеті...................................................................... 

2 ТӘЖІРИБЕЛІК БӨЛІМ................................................................ 41 

2.1 Тұқымның өнгіштігін анықтау тәжірибесі................................. 44 

2.2 Өсімдіктің биомассасы және тауарлық мөлшерін 44 

анықтау........................................................................................... 

2.3 Биохимиялық талдау................................................................. 44 

2.4 Өсімдіктерде биотикалық стрестің әсерін анықтауда 48 

пайдаланылған әдістер.................................................................... 

3 НӘТИЖЕЛЕР ЖӘНЕ ТАЛДАУ.............................................. 50 

3.1 Галофитті өсімдіктер тұқымдарының тұзды стресс жағдайында 50 

өнгіштігін анықтау...................................................... 

3.2 Тұзды стресс барысында галофиттер биомассасының жиналуы 53 

3.3 Тұзды стресс жағдайында галофитті өсімдіктердегі 58 

биохимиялық бейімделу механизмдеріндегі өзгерістерді анықтау... 

3.4 Тұзды стрестің антиоксиданттардың синтезіне әсерін анықтау 64 

3.4.1 Өсімдіктерді тұзды стресс жағдайында полифенолды 64 

синтездеу қабілеті........................................................................... 

3.4.2 Тұздану жағдайында өсімдіктердегі аскорбин қышқылының 67 

синтезі............................................................................................ 

3.4.3 Тұзды стресс жағдайында пролиннің синтезделу қабілетін 70 

зерттеу............................................................................................... 

2

3.4.4 Өсімдіктерде тұзды стресс жағдайындағы уреид метаболизмі 72 

3.5 Ксантиндегидрогеназа және альдегидоксидаза ферменттерінің 74 

тұзды стресс барысындағы биологиялық маңызы............................ 

3.6 Биотикалық стресс- өсімдіктердегі вирустық инфекцияның 81 

таралуы........................................................................................... 

3.6.1. TBSV вирусының Nicotiana benthamiana өсімдігінде ауру 81 

көрінісінің сипаты.......................................................................... 

3.6.2. Вирустық ақуыздарды бөліп алу және тазарту....................... 82 

3.6.3. GFP – ақуыздары арқылы вирустың өсімдіктерге ену және 84 

таралу қарқындылығын анықтау..................................................... 

ҚОРЫТЫНДЫ.............................................................................. 86 

ПАЙДАЛАНҒАН ӘДЕБИЕТТЕР ТІЗІМІ..................................... 89 

3

ҚЫСҚАРТЫЛҒАН СӨЗДЕР 

АSC 

APX 

AO 

AGO 

АСК 

АТФ 

АЛН 

АЛҚ 

CNGCs 

CP 

СОД 

СО 

CNV 

сгРНҚ 

ГЛТ 

ГТДС 

DHAR 

DASC 

DICER 

DCL-1-4 

dsRNA 

ДТТ 

ДГА 

ДГАР 

ДНҚ 

EC 

EDTA 

GPR 

GR 

HKT 

КДГ 

LCT1 

LB 

МТТ 

miRNA 

МПТ 

Мо 

МДА 

МДАР 

MTT 

MDA 

МDAR 

Аscorbate 

Ascorbate peroxidase 

Aldehyde oxidase 

Argonaute protein 

Aскорбат 

Aденозин трифосфат 

Aллантоин 

Aллантоин қышқылы 

Cyclic nucleotide-gated channels 

Capsid protein 

Cупероксиддисмутаза 

Cульфитоксидаза 

Cucumber necrosis virus 

Cубгеномдық РНҚ 

Глутатион 

Глутатион дисульфиді 

Dehydroascorbate reductase 

Dehydroascrobate 

RNAse III like enzyme 

Dicer like endonuclease-1-4 

Double stranded RNA 

Дитиотрейтол 

Дегидроаскорбат 

Дегидроаскорбат редуктаза 

Дезоксирибонуклеин қышқылы 

Electrical conductivity 

Ethylenediaminetetraacetic acid 

G Protein receptors 

Glutathion reductase 

High affinity potassium transporter 

Ксантиндегидрогеназа 

Low- affinity Cation Transporter 

Lаuria bertani medium 

3[4.5-диметилтиазол-2-]-2.5- дифенилтетразолиум- бромид 

Мicro RNA 

Молибдоптерин 

Молибден 

Монодегидро аскорбат 

Монодегидро аскорбатредуктаза 

3 [4.5-dimethylthiazol-2-]-2.5- diphenyltetrazolium-bromide 

Мonodehydroascorbate 

Monodehydroascorbate reductase 

4

NSCC Non selective cation channels 

NADРН Nicotinamide Adenine Dinucleotide Phosphate 

NAD Nicotinamide adenine dinucleotide 

НР Нитрат редуктаза 

PVX Potato virus X 

PTGS Post-transcriptional gene silencing 

PIWI P-element induced wimpy testis 

PMS Phenazine methosulfate 

PTGS post transcriptional gene silencing 

P19 Suppressor protein 

RLK Receptor Like Kinase 

RNAi RNA interference 

RISC RNA-induced silencing complex 

РНҚ Рибонуклеин қышқылы 

SOD Superoxide dismutase 

SO Sulfite oxidase 

siRNA Short interfering RNA 

Sma I Restriction enzyme 

TSWV Tomato spotted wilt virus 

TBSV Tomato bushy stunt virus 

TCA Trichloroacetic acid 

TBE Tris-Borate-EDTA buffer 

ТСҚ Tрихлор сірке қышқылы 

ТЕ буфері Трис ЕДТА буфері 

VSR Viral supressors of RNAi 

XDH Xanthine dehydrogenase 

ФМСФ Фенилметил сульфрнил флуорид 

ФМС Фенозинметасульфат 

5

КІРІСПЕ 

Диссертациялық зерттеудің жалпы сипаттамасы. Бұл зерттеу 

барысында төрт түрлі: Crithmum maritimum, Inula crithmoides, Atriplex 

hortensis және Salicornia herbacea өсімдіктерінің абиотикалық - тұзды стресс 

жағдайына бейімделу механизмдері және аталған өсімдіктердегі 

антиоксиданттардың синтезделу қарқындылығы (аскорбин қышқылы, 

полифенол, уреидтер, пролиндер) анықталып, стресті ферменттер – 

ксантиндегидрогеназа және альдегидоксидаза ферменттерінің биологиялық 

маңызы анықталды. Қосымша, биотикалық стресс (вирустық инфекция) 

жағдайында өсімдіктердің қорғаныш механизмі – РНК - интерференция 

механизмін тежейтін супрессорлы Р19 ақуыздарының биологиялық маңызы 

зерттелді. 

Тақырыптың өзектілігі. 

Абиотикалық және биотикалық стрестер ауыл шаруашылығында 

өсімдіктерге төнетін негізгі экологиялық қауіптердің бірі болып саналады 

және өсімдік өнімін шамамен 87% және 65% - ға төмендетеді [1]. 

Абиотикалық стрестер ішінде кең таралған стресс - тұзды стресс 

мәдени дақылдардың өнімін орташа шамамен 50% - ға азайтып [2], 

өсімдіктердің өну қарқындылығын, өсіп – дамуын айтарлықтай тежейді [3]. 

Топырақтың тұздануы әлемде құрлықтың 25%-дай көлемін алып 

жатыр. Шамамен 45 миллион гектардан аса суғармалы жерлер тұздану 

нәтижесінде бүлінсе, жыл сайын 1.5 миллион гектар жер тұздану 

нәтижесінде ауыл шаруашылығына жарамсыз болуда [3, 653 бет]. Сонымен 

бірге әлемнің көптеген аймақтарында ауыл шаруашылығына жарамды тұщы 

су қорының мөлшері азаюда. Бұл өз кезегінде тұздылығы төмен суларды 

өсімдік шаруашылығында кеңірек пайдалануға себеп болады. Әлемде 

шамамен суарылатын егістік аймақтарының үштен бір бөлігі суару жүйесінің 

тұрақсыз тәжірибесінен тұздануға ұшыраған. Ластанған тұзды топырақтың 

көп бөлігі ауыл шаруашылығында егістікте, ауыспалы жайылым және 

шабындық жерлерде пайдаланылады. Тұзбен ластанған топырақтардың 

тиімділігін көтеру үшін ең алдымен мелиорация жүйесіне зор көңіл аудару 

қажет. Дегенмен, жүргізіліген мелиорация шараларынан кейінде аймақтық 

топырақтарға қарағанда мелиорацияланған топырақ өнімділігінің төмендеуі 

ұзақ уақыт бойы сақталуда. Осыған орай, мелиорацияланған сор топырақтың 

өнімділігін арттыруда ғылыми негізделген әдістер арқылы жоғары 

өнімділікпен фитомелиорациялық қабілетке ие тұзға төзімді дақылдарды 

сәйкесінше таңдау біздің зерттеулеріміздің маңызды алғы шарттарының бірі 

болып табылады. 

Халық санының жылдам өсуі де ауыз су мақсатында пайдаланылатын 

су қорын төмендетіп, ауыл шаруашылығына қажетті тұщы су қорына деген 

сұранысты арттырады. Сондықтан ауыл шаруашылығында тұзды су және 

теңіз суын пайдалану осы мәселенің оңтайлы шешімдерінің бірі екендігі 

белгілі болды [5]. Тұзды су қоры ауыл шаруашылығында өнімділігі төмен 

6

топырақтарда тамақ, азық – түлік, өсімдік майын өндіруде негізгі су қоры 

болып табылады. 

Соңғы жылдардағы зерттеулер тұзға төзімді өсімдік (галофит) 

түрлерімен тұзданған жерлерді қайта өңдеу тиімділігі жоғары екендігі және 

қуаң, жартылай қуаң жерлерді қайта қалпына келтіруде пайдалануға 

болатындығы анықталы [6]. Өсімдіктің тұзға төзімділік механизмі – қазіргі 

заманғы өсімдік физиологиясы мен ауыл шаруашылық тәжірибесінде өзекті 

мәселелердің бірі болып табылады. Мәдени өсімдіктерді өсіруге арналған 

тұзды топырақ біздің еліміздің көптеген аймақтары алып жатыр. Топырақтың 

тұздануы жер өңдеуге қолайсыз жағдайлар тудыруда және бұл мәселе 

Қазақстанның шөлді - шөлейтті аймақтарындағы шөлдеу үрдісінің дамуына 

байланысты күн өткен сайын арта түсуде. Суқоймалар қатарындағы 

суармалы жерлерді игеру үшін қажетті тұщы сулы өзендердің ағысының 

азаюы апаттық жағдайларға алып келеді. Осы себептерге байланысты 

биотұзды ауыл шаруашылығында тұзға төзімділік механизімінің ерекше 

сипаты пайда болады және қуаң жерлерді игеруде және тұздану мәселесін 

шешуде галофиттердің потенциалы анықталып, кейбір галофит түрлері 

келешегі зор тауарлы дақылдар ретінде белгілі болды. Галофитті тауарлы 

дақылдарға деген сұраныс ауыл шаруашылығында, әсіресе әлемнің шөлді, 

жартылай шөлді аймақтарында ерекше артуда [7]. Сонымен қатар, тұзды 

сумен суғарылса да, өсімдіктің өну қарқындылығын сақтайтын, 

экономикалық потенциалы зор, азық - түліктік құнарлылығы жоғары, жаңа 

тауарлық өсімдіктерді дамытудың маңызы өте зор [8]. Сондықтан біз өз 

зерттеулерімізде осы күнге дейін келешегі толығымен анықталмаған 

галофитті өсімдік түрлерінің ауыл шаруашылығындағы маңызын талдап, 

антиоксиданттық қабілеттерін, тұзды стреске бейімделу механизмдерін 

зерттедік. 

Келесі мәселе - биотикалық стресс, яғни ауыл шаруашылық 

дақылдарына өсімдік патогендерінің (вирустар, бактериялар, 

саңырауқұлақтар ж.т.б.) тигізіп жатқан зиянды әсері. Соңғы ғылыми 

деректерге сүйенсек, өсімдіктердегі вирустардан ауыл шаруашылығындағы 

мәдени дақылдармен қоса астық тұқымдастарының өнімі айтарлықтай 

азайып, жылына 6 миллиард доллардан аса шығын келтіруде [9]. Қазір 

шамамен 4,000 вирус түрлері анықталған, оның 1,000 түрі өсімдік вирустары 

болып табылады [10]. Және бұл вирустардың әр бірінің ауыл шаруашылық 

дақылдарына келтіріп жатқан зияныда өте зор. Мысалы, дүние жүзі 

бойынша картоптың экономикалық шығыны 2008 жылы 3,77 миллиард 

доллар құрады (1,059,000 шаршы ярдқа) және жалпы егін шығынының 9 - 

22% тек вирустық инфекция әсерінен болады [10,45-бет]. Сондықтан біз 

зерттеулерімізде N. benthamina өсімдігіндегі TBSV вирусының таралу 

(жүйелік таралу) жолдарын зерттедік. Сонысен қатар осы вирустың Р19 

ақуызының РНК-интерференцияны тежеу барысындағы биологиялық 

маңызы да анықталды. 

7

Біздің бұл зерттеу жұмысымыз жоғары тұздануда және вирустық 

аурулармен зақымдану барысында өсімдіктерде бейімделу механизмінің 

қазірге дейін белгілі болған жүйелерінен басқа абиотикалық және 

биотикалық стресс барысында тауарлы ауыл шаруашылық дақылдарын өсіру 

және бейімделу механизмдерін зерттеу арқылы осы стрестермен күресуге 

ауқымды жол ашады. 

Зерттеудің мақсаты: Тұзды (абиотикалық) стресс кезінде 

галофиттердің әртүрлі ұлпаларында орын алатын тұзға бейімделуде шешуші 

рөл атқаратын физиологиялық, биохимиялық және антиоксиданттық 

жүйелердегі және вирустық инфекция (биотикалық) стресс кезіндегі 

антивирустық үрдістердегі өзгерістерді зерттеу. 

Зерттеудің міндеттері: 

1. Тұзды стрестің галофит тұқымдарының өнгіштігіне және биомасса 

өнімділігіне әсерін зерттеу. 

2. Тұзды стрестің биохимиялық көрсеткіштеріне (жалпы ерігіш қант 

құрамы, хлорофилл, ақуыз синтезі, иондардың жиналуы) әсерін 

анықтау. 

3. Тұзды стрестің антиоксиданттар синтезіне (аскорбин қышқылы, 

полифенол, пролин, уреид) әсерін анықтау. 

4. Молибдоферменттердің тұзды стресс жағдайында галофиттердегі 

биологиялық рөлін анықтау. 

5. Биотикалық стресс- TBSV вирусының N. benthamiana өсімдігінде 

таралу қарқындылығын анықтап, TBSV вирусының патогенезіндегі 

Р19 вирустық суппрессордың биологиялық маңызын зерттеу. 

Зерттеу объектілері: C. maritmum, I.crithmoides, A. hortensis, S. 

herbaceae галофиттері және N. benthamiana өсімдігі. 

Зерттеудің теориялық және практикалық маңызы. 

Жұмыстың практикалық маңызы, ең алдымен, ауыл шарушылығында 

азық-түлік құндылығы жоғары өсімдіктерді тауарлық дақылдар ретінде 

пайдалануға мүмкіндіктер берсе, екіншіден, биотикалық стресс барысында 

супрессорлы Р19 ақуызы механизмінің ашылуы қожайын және вирустар 

арасындағы қатынасты кеңінен түсініп, ауыл шаруашылығындағы 

өсімдіктердің вируспен зақымдану дәрежесін бақылауға жол ашады. 

Өсімдіктің абиотикалық және биотикалық стрестерге төзімділігі патогеннің 

түрлеріне және стресс сигналдарына қарай көптеген молекулалық, 

биохимиялық және физиологиялық механизмдерді қамтиды. Осы 

механизмдердің үлгісін біз ең алғаш рет абиотикалық стресс (тұзды стресс) 

барысында C.maritimum, I.crithmoides, A.hortensis, S.herabceae – 

өсімдіктерінен анықтадық. Аталған өсімдіктердің ауыл шаруашылық, 

тауарлық дақыл ретіндегі келешектері олардың антиоксиданттарды 

синтездеу қабілеттерімен байланысты зерттеліп отыр. Сонымен қатар, стресс 

ферменті - молибдоферменттердің тұзды стресс барысындағы қызметі де 

айқындалып отыр. Ал биотикалық стресс - өсімдіктердің вирустарға 

төзімділігінің молекулалық механизмдерін анықтау болашақта вирустық 

8

инфекциялармен күресудің эффективті стратегияларын жасауға мүмкіндік 

береді. 

Осы мақсаттарды қамти отыра алынған нәтижелердің практикалық 

маңызы ауыл шаруашылығында кең ауқымда қолданылатындығы белгілі. 

Өсімдіктердің стрестерге бейімделу механизмдерін түсіне отырып, 

толеранттылық деңгейін анықтап, ауыл шаруашылығында стреске төзімді 

мәдени дақылдардың дамуын және стресс барысында өсімдік өнімін тұрақты 

сақтау жолдарын дамытып, тауарлық дақылдар ретінде перспективаларын 

анықтауға мүмкіндіктер ашылады. 

Автордың жек басының үлесі зерттеудің барлық кезеңдерінде 

тәжірибелерді жүргізуге қатысып, алынған нәтижелерді талдап, талқылап, 

әдеби шолулармен салыстырып диссертация қорытындыларын жазу болып 

келеді. 

Зерттеудің әдістемелік базасы. Зерттеу барысында келесі әдістер 

қолданылды: спектрофотометрия, нативті полиакриламидті гел электрофорез 

әдісі, вестерн блоттинг әдісі, сапалық анализ, сонымен қатар алынған 

нәтижелерді салыстырмалы қорытындылау үшін математикалық өңдеудің 

ANOVA статистикалық әдісі қолданылды. 

Қорғауға ұсынылатын негізгі мәлімет: 

- Галофиттердің физиологиялық параметрлері – тұзды стресс 

жағдайында тұқымдардың өну қарқындылығы, биомасса өнімділігі 

туралы нәтижелер. 

- Тұзды стрестің антиоксиданттар синтезіне әсері, бейімделу механизмі 

ретінде өсімдік ұлпасында иондардың жиналу қабілеті, 

молибдоферменттердің стресс жағдайындағы биологиялық маңызы 

туралы мәліметтер жиналды. 

- Тұзды стрестің биохимиялық көрсеткіштеріне (жалпы ерігіш қант 

құрамы, хлорофилл, ақуыз синтезі) әсерін туралы нәтижелер алынды. 

- Биотикалық стресс барысында TBSV вирусының патогенезіндегі Р19 

вирустық суппрессордың биологиялық маңызы зерттеліп, алынған 

нәтижелер. Жарияланған жұмыстар туралы мәліметтер. 

Диссертациялық жұмыстың негізгі нәтижелері жинақтарда 

келтірілген: Диссертациялық жұмыстың негізгі нәтижелері «Роль 

Гумбольдтовских основополагающих познаний о глобальных взаимосвязах 

между человеком и природой в устойчивом развитии современного 

общества» III- Humbold kolleg – халықаралық конференция материалдарында 

(Астана 2010); «XXI ғасыр биотехнологиясы» жас ғалымдардың екінші 

ғылыми форумының материалдарында (Астана, 2011 ж); «Ғылым және білім 

- 2011» жас ғалымдардың VII халықаралық ғылыми конференциясының 

материалдарында (Астана 2011); Plant Biology 2012, The annual meeting of the 

American society of plant Biology (Austin, Texas. 2012); Materials of the 

international scientific forum «Biotechnology XXI century», (Astana 2013); 

Студенттер мен жас ғалымдардың «Ғылым және білім 2013» атты VIII 

Халықаралық ғылыми конференциясының баяндамалар жинағында, (Астана. 

9

2013); №4 Хабаршы журналының жаратылыстану-техникалық сериясында 

(Астана: ЕНУ, 2011); №6 Хабаршы журналының жаратылыстану-техникалық 

сериясында (Астана: ЕНУ, 2012); Scientia Horticulturae – (Vol. 128, 2012) 

импакт фактор – 1.53, және Functional Plant Biology – (Vol. 40 (9), (2013)), 

импакт факторы – 2.93 журналдарында баяндалды. 

Диссертацияның құрылымы және көлемі. Диссертациялық жұмыс 

кіріспе бөлімнен, әдебиетке шолу келтірілген негізгі бөлімнен, тәжірибелік 

нәтижелерді талқылау бөлімінен, қорытындыдан, пайдаланған әдебиеттердің 

тізімінен (261 әдебиет қолданылды) тұрады. Диссертация көлемі 105 бет 

терілген мәтін, диссертациялық жұмыста 46 сурет, 5 – кесте берілген. Жұмыс 

Л.Н. Гумилев атындағы Еуразия ұлттық университетінде және Бен-Гурион 

университетінде (Израиль) орындалды. 

10

1 ӘДЕБИ ШОЛУ 

1.1 Абиотикалық стресс - тұзды стрестің ауыл шаруашылығына 

тигізетін зиянды зардаптары. 

Экологиялық стрестердің ішіндегі ауыл шаруашылығына тигізетін зияны 

жөнінен ең қауіпті стресс - абиотикалық стрестер (тұзды стресс, 

құрғақшылық, қуаңшылық т.б жатады). Абиотикалық стресс нәтижесінде 

орташа шамамен жыл сайын негізгі егістік қоры төмендеп, ауыл 

шаруашылығына 12 миллиард АҚШ доллары көлемінде зиян келтіруде [11]. 

Абиотикалық стрестер арасында кең ауқымда ауыл шаруашылығына 

тигізетін зияны жөнінен тұзды стресті ерекше атап өтуге болады. Егістік 

жерлердің тұздануы XXI ғасырдағы ауыл шаруашылық жерлердің 45 млн 

гектарға жуық жерін қамтыса, жыл сайын топырақтың тұздануы әсерінен 1,5 

млн гектар жер егістікке жарамсыз болуда. Шөлді аймақтарды жасанды 

жолмен суару және кермек суларды ауыл шаруашылығында пайдалану да 

топырақтың тұздануын тудыруда [3, 653 бет]. 

Тұздану мәселесі әлемнің көптеген елдерінде кеңінен белгілі. Солардың 

ішінде айтарлықтай жоғары тұзданған аймақтар: Австралия, Қытай, Египет, 

Индия, Ирак, Мексика, Пакистан, Россия, Сирия, Түркия, АҚШ мемлекеттері 

[12]. Тек қана Африка және Оңтүстік Азия елдерінде сор және сортаң 

аймақтардың көлемі 183 млн га жуық жерді алып жатыр. Осы аймақтар 

келешекте құнды, ауыл шаруашылығына жарамды, егістік аймақтары ретінде 

пайдалануға болатыны әбден мүмкін деген болжамдар айтылуда [13]. Ал 

Солтүстік және Орталық Азиядағы тұзды топырақ көлемі 200 млн га жерді 

қамтиды, ал бұл әлемдегі осындай тұзды топырақтың жалпы мөлшерінің 

20%- ын құрайды [14]. Розановтың (1984) мәліметі бойынша Орталық 

Азиядағы 1 млн га жердің тұздануы әсерінен Қазақстандағы 60 - 70% ауыл 

шаруашылық жерлер жарамсыз болып, ол егістік өнімін 30 - 33% - ға дейін 

төмендететіндігі көрсетіледі [15]. Соңғы Қазақстан Республикасының жер 

ресурстары агенттігінің мәліметтері бойынша сор және сортаң жерлер 

шамамен 93.7 млн га - 42.1% алып жатыр. Демек, еліміздің егін 

аймақтарының 36%- ға жуығы тұзданған болып есептеледі [16]. 

Ауыл шаруашылығында топырақтың тұздану мәселесін ушықтандыратын 

тағы бір жәйт - халық санының артуы. Жер бетіндегі халық санының өсуі 

жыл сайын қарқынды өсіп, 2030 жылы 6,3 миллирадтан 8,3 миллиардқа, ал 

2050 жылы 9 миллиардқа жетеді деген болжам жасалуда [14, 6- бет]. Сол 

себепті өндіріске, муниципиалды қорларға, ауыл шаруашылық секторларына 

қажетті су қорлары шектеліп, таза ауыз су қорлары азайып, ауыл 

шаруашылық дақылдары, астық өнімдері күрт төмендеуде. Бұл құбылыс 

дамушы, халқы көп және қуаң жерлерде әлі күнге дейін жалғасып, қоршаған 

ортаның ластануына әкеліп соғуда. Осы жағдайларды ескере отырып, 

құрамында белгілі бір мөлшерде тұзы бар, жер асты суларды, дренажды және 

ағынды суларды ауыл шаруашылығында пайдалануға қазіргі таңда аса зор 

назар аударылуда. Сондықтан осы мәселенің түйінін шешуші фактор ретінде 

тұзданған орта жағдайындағы ауыл шаруашылық өсімдіктердің тұзға төзімді 

11

жаңа түрлерін алып, сор және сортаң жерлердің тұздарын айықтыру үшін, 

тұзданған суда және құрғақ жерлерде өсетін галофитті өсімдіктердің тұзға 

тұрақтылық механизмдерін білудің маңызы зор. 

Топырақтың екінші реттік тұздануы, яғни антропогендік факторлардың 

әсерінен пайда болған егістік жерлердің тұздануы, суармалы және шөлді 

аймақтарда жауын - шашынның аз түсуіне байланысты ауыл шаруашылық 

дақылдардың өсуін тежейтін және егістік мөлшерін төмендететін қауіпті 

факторлардың бірі [17]. Поннамперуманың анықтамасы бойынша, тұзды 

топырақ ол – ауыл шаруашылық дақылдарының өсімін азайтатын тамыр 

аймағында көп мөлшердегі тұздың кездесуі [18]. Дегенмен, топырақтың 

тұздану мөлшері өсімдіктің түріне, даму кезеңіне, қоршаған орта жағдайына 

және тұздың түріне қарай әр алуан болып келеді. Ауыл шаруашылық және 

өндірістік ұйымының белгілеуі бойынша өсімдік экстрактысындағы 

ерітіндінің электрлік өткізгіштігі 4 - 15 дСм м -1 болса, ол топырақ өте тұзды 

болып есептеледі. Тұзды стресс барысында топырақта өте жиі кездесетін 

катиондар тобы - Na 2+ , Ca 2+ және Mg 2+ болса, аниондар тобы – Cl - ,SO 2- 4 және 

HCO - 3 . Дегенмен, Na 2+ , Cl - иондары аса зиянды болып есептеледі, себебі, 

олар топырақтың физикалық құрылымын бұзып, өсімдіктер үшін өте улы 

болып табылады [19]. 

1.2 Галофиттерді зерттеу барысындағы әлемдік тәжірибелер 

Галофиттердің әлемдік ресурстары үлкен туыстық, түрлік, экотиптік 

және популяциялық әр алуандылықпен сипатталады. Әлемдік генофондта 

галофиттердің шамамен 2000-2500 түрлері бар болса [20], Орталық Азияда 

шамамен олардың 700-ге жуық түрлері белгілі [21]. Aronson-ның галофиттер 

туралы дерекқорын Flowers (2010) жуырда жаңа 350 түр және 256 

туыстарымен толықтырды [22]. 

Галофиттер экотиптері және түрлері мал азықтық генетикалық 

ресурстарға бай және азық-түліктік, майлы дақылдар ретінде, дәрілік 

өсімдіктер және сор және сортаң топырақтарды игеруде биомелиорант 

ретіндегі келешегі зор өсімдіктер тобы. Бұл мәліметтер галофитті өсімдіктер 

ресурстарының әлемдік деңгейде кең ауқымда оларды жерсіндіру және 

селекция барысында бастапқы база ретінде қолдануға болатындығын 

растайды [23]. 

Галофиттерді зерттеу және игерудің ірі орталықтары Аризона штатының 

Университеті (АҚШ), Сонора (Мексика) штатындағы ауыл шаруашылығы 

және су ресурстарын ұйымдастыру Орталығы, Негев Университеті (Израиль), 

В.Р. Вильямс атындағы Бүкілресейлік мал-азықтық ғылыми-зерттеу 

институты және А.Н. Костюков атындағы Бүкілресейлік гидротехника және 

мелиорация ғылыми - зерттеу институты болып табылады. Бұл зерттеу 

орталықтарының негізгі мақсаты - құрғақ, қуаң жерлердегі өсімдік 

жабындыларының өнімділігін арттырып, ауыл шаруашылығында тұзға 

төзімді өсімдіктерді алу және берілген галофиттер жайлы мәліметтері бар 

төлқұжатты базаларды ұйымдастыру. Сонымен қатар, тұзды стреске төзімді, 

12

дәстүрлі ауыл шаруашылық дақылдарын іріктеу әдістері де кең етек алды 

[23, 8- бет]. 

Әдебиеттерде сол уақытқа дейін галофиттердің мал-азықтық маңызы 

туралы мәліметтер болса да, осы зерттеулерден кейін құрғақ, тұзды жерлерді 

игерудегі олардың ауыл шаруашылық потенциалдарын кең ауқымда зерттеу 

ұсынылды. Кейінгі 10 жылда (1969-1980) галофиттердің селекциясы, 

олардың белгілі тұз мөлшеріне төзімділігі, агротехникалық және азықтүліктік 

бағасы және ауыл шаруашылығында тиімді қолданылуы жайлы 

мәліметтер жиналды. Галофиттер жәйлі зерттеулердің нәтижелері 1984 жылы 

Австралияда өткен халықаралық семинарда кеңінен қарастырылды. Осы 

уақыт аралығында Израильде галофиттерді селекциялы-генетикалық 

тұрғыдан зерттеулер де қарқынды жүзеге асырылып, мемлекетте 

галофиттерді дәнді - дақылды, техникалық, ағашты, мал - азықтық дақылдар 

ретінде пайдалану табысты жүргізілді. ХХ-ғасырдың 80 жылдары Израиль 

ғалымдары симондзия бұталарын минералды сулармен суғарып, оларды аса 

құнды май дақылдары ретінде өсірді. Қазіргі уақытта әлемде 20-ға жуық 

мемлекеттер биологиялық өнімді арттыру, мал-азықтарды жоғарылату және 

өсімдіктердің өнімділігін арттыру және агроландшафтарды оптимизациялау 

мақсатында егістікке жарамсыз жерлерде биотикалық мелиорациялау 

жүргізілуде. Бұл зерттеулерге Біріккен Ұлттар Ұйымы да зор назар аударуда 

[23, 8- бет]. 

Орталық Азиядағы сор және сортаң жерлерде өсімдіктер өсірудің ең 

алғашқы әрекеттері 1931-1935 жылдары басталды. Ол зерттеулер салмақты 

тәжірибелік маңыздылығы бар нәтижелер көрсетпеді, дегенмен, бұл 

зерттеулер жабайы өсімдіктерді өсіру барысында біраз мәліметтер жинауда 

айтарлықтай үлес қосты. Ал Қазақстандағы сор және сортаң жерлерде 

өсімдіктерді өсіру ең алғаш рет 1948-1950 жылдары басталды [23, 11- бет]. 

Орталық Азияда галофиттер ресурстарын бағалауда және индикациялық 

қасиеттерін анықтауда Н.И. Ақжігітованың жетекшілігімен көптеген 

зерттеулер жүргізілді. Осы зерттеулердің нәтижесінде Орталық Азияның 

тұзды топырақты жерлерінде галофиттердің 34 - туысқа жататын 700-ге 

жуық түрлері белгілі болды, оның 30% - ын эндемикті өсімдіктер құрады [23, 

11-бет]. 

Галофиттердің түрлік құрамы, ауыл шаруашылығындағы маңызын 

талдау және бағалау келесі ғалымдардың еңбектерінен де табылды: З.Ш. 

Шамсутдинов (1975 ж) [24]; З.Ш. Шамсутдинов, И.О. Ибрагимов (1975 ж) 

[25]; З.Ш. Шамсутдинов, И.В. Савченко (1996) [26]. Осы зерттеулер 

барысында Қызылқұмның орталық аймақтарындағы галофиттерді тұзды 

сумен суғару тәжірбиелері жүргізілгенін көрсетеді. Нәтижесінде Орталық 

Азиядағы Climacoptera crassa, Suaeda arcuata, Salsola turkestanica, Kochia 

scoparia, Bassia hyssopifolia галофиттердің өсуі, дамуы тұзды стреспен 

суғарылған өсімдіктердің өнімділігі туралы мәліметтер де алынды. 

Маңғышлақтың (Қазақстан) солтүстік бөлігіндегі Kochia scoparia өсімдігін 

13

теңіз суымен суғару нәтижесінде 6-13 т/га құрғақ зат биомассасы 

жиналғандығы анықталды [27]. 

Берілген әдебиеттерді талдау және бағалауда Орталық Азияда қуаң 

жерлерде өсетін, келешегі зор, ауыл шаруашылығында маңызды 

галофиттердің 50-ге жуық түрлері белгілі болды. Оларға Salsola L. туысының 

түрлері- сораңшөп, Climacoptera botsch. – климакоптера, Suaeda Forssk ex 

Scop. – сведа, Salicornia L. – солерос, Haloxylon Bunge – сексеуіл, Atriplex 

L. – алабота, Halimocnemis C.A.Mey – галимокнемис, Haloharis Mog – 

галохарис, Kochia Roth – кохия, Gamanthus Bunge – гамантус, Bassia All. – 

бассия , Glycyrrhiza L.– солодка және т.б жатады [23, 11-бет]. 

Осыған орай, әлемдегі зерттеулер азық - түліктік құндылығымен бірге 

галофиттер тұзды суларды утилизациялауда маңызды биологиялық 

тәсілдердің бірі екенін анықталды. Бұл тәсілдер егер С-3 өсімдіктерді С- 4 

немесе САМ фотосинтезді жағдайларға өзгерткенде құрғақ, тұзды 

аймақтарда тұзды сумен суарғанда өз өнімділігін тұрақты сақтап 

қалатындығы және тұзды ауыл шаруашылығында тиімді екенін тағы да 

көрсетті [24]. 

1.3 Галофитті және гликофитті өсімдіктердің ауыл 

шарушылығындағы перспективалық қолданылуы 

Табиғаттағы өсімдіктердің басым көпшілігін тұзға сезімтал – 

гликофиттер тобы құрайды. Дегенмен, көптеген өсімдік түрлерінде тұзды 

қоршаған ортада өсіп - өне алатын бейімделу тетігі дамыған. Соның ішінде 

галофиттер жоғары тұз концентрациясында өсіп - дами алатын, гүлдейтін, 

тұзды стреске бейімділігі жоғары, өзінің физиологиялық иілгіштігін 

экологиялық зардаппен, әсіресе, тұздылықтың артуымен күресу үшін 

дамытқан өсімдіктер тобы [28]. Сонымен қатар, галофиттер өз ұлпаларына 

көп мөлшерде тұз жинап, топырақтағы тұздың мөлшерін азайтатын 

мүмкіндіктер туғызады. 

Flowers-тің анықтамасы бойынша галофиттер өз тіршіліктерін 

табиғаттағы тұз концентрациясы 200мМ NаСl және одан да жоғары 

мөлшерден асқанда өсіп – дамуға қабілетті өсімдіктер тобы [29], ал 

гликофиттер 100мМ NаСl – да өсуге қабілетсіз болып табылады. 

Гликофиттер тұздың өсімдік бойымен жылжуын тежеп, арнайы осмолиттер 

(пролин, глицеин бетаин, қант) тобын синтездейді. Ал галофиттер тұздың 

артық мөлшерін орталық вакуолдың ішіне оқшаулап, цитозолда тұздың 

жиналуына жол бермей, жасушаларда жоғары цитозолдық К + /Nа + 

қатынасының тұрақтылығын сақтайды. Тұзды стресс барысында Nа + мен СI - 

басқа микроэлементтермен бәсекелес болуы нәтижесінде, жасуша үшін 

маңызды К + , Са 2+ - 

, NО 3 иондары қажетті мөлшерде сіңірілмей, өсімдіктің 

қалыпты дамуына керек қоректік заттардың жетіспеушілігін тудырады [30]. 

Бұл өсімдіктер табиғатта сор және сортаң, шөл және жартылай шөлді 

аймақтарда, батпақты жерлерде, теңіз жағаларында кездеседі. 

Галофиттерді зерттеудің негізгі мақсаты - топырақ тұздануы жиі 

кездесетін, сор және сортаң жерлерде өсетін галофиттерді ауыл 

14

шаруашылығында маңызды жем, азық - түлік, майлы, дәрілік ресурстар 

ретіндегі потенциалдарын бағалау болып табылады. 

Көптеген мәдени дақылдар тұзды стресс барысында өздерінің өсу, даму 

және көбеюінің генетикалық потенциалдарын толығымен көрсете алмайды, 

және тұзды стрестің қарқындылығы жоғарылаған сайын олар өздерінің 

экономикалық құндылықтарын да жоғалтады. Суармалы мәдени дақыл 

ретінде қолданылуы үшін галофиттер төрт негізгі көрсеткіштерге ие болуы 

қажет: 1) өнімділігі жоғары болуы тиіс; 2) суару тәртібі әдеттегі дақылдарға 

ұқсас, топырақты ластамауы тиіс; 3) галофиттердің өнімі әдеттегі астық 

өнімін алмастыра алуы қажет; 4) ауыл шаруашылық инфрақұрылымының 

ішінде алатын орны жоғары болуы қажет [31]. 

Галофиттердің басым көпшілігі адамдарға қажетті дәстүрлі азық, дәндідақылдар, 

май өнімі, мал азығы болып табылады [32]. Айта кетер тағы 

ұтымды жағы, оларда жалпы ақуыз мөлшерінің жоғары деңгейде кездесуі, 

мысалы, алабота (Atriplex hortensis) өсімдігі құрамындағы ақуыз мөлшері 

құрғақ массасының 12-22% - ын құрайды [33]. Дәні майға бай галофиттер, 

соның ішінде Kosteletzkya virginica өсімдігінің дәнін 32%- ақуыз, 22% - май 

құраса [34; 35], сораңшөп (Salicornia bigelovii) дәнінің 28% - ын май, 31% - 

ын ақуыздар құрайды, бұл өз кезегінде олардың құрамындағы майдың 

сояның құрамындағы майдың мөлшерімен шамалас болып табылатындығын 

дәлелдейді [36]. 

Азық-түліктік құндылығы жөнінен келешегі зор дақылдардың бірі - 

Cucurbita foitidessima, медицина мен өндірісте маңызы зор дақылдар - Aloe 

vera және Asclepias. Энергетикалық мақсатта биомасса өнімділігі үшін 

Atriplex canescens, Chrysothamnus nauseousus, Sfrcobatum vermiculatus, 

Artemisia tridentate кеңінен қолданылады [37]. Ал кейбір галофиттер Batus 

maritime, Portulaca oieracea, Suaeda torreyana адам азығы үшін қолданылады 

[38]. Тұзды топырақтарды игеру барысында және олардың азық-түліктік 

құндылықтарын жоғарылату барысында тұзға төзімді жеміс - жидекті 

өсімдіктерге деген қызығушылықтар да арту үстінде. Жабайы өсетін галофит 

- ақтікен (Nitraria schoberi) – бұталы өсімдік, жемістері аскорбин қышқылына 

өте бай болып келеді. Бұл өсімдіктің тұзға төзімділігі өте жоғары және құмды 

аймақтарда мықты құмды бекітуші өсімдік ретінде де белгілі [23, 11-бет]. 

Сонымен қатар галофиттердің және басқа да тұзға төзімді өсімдіктердің 

вегетативті өнімдерін мал азығы ретінде де әлеуеті жоғары өсімдіктер, 

мысалы: Kochia sp., Juncus sp., Leptochloa fusca, Acacia sp., Suaeda fruticosa, 

Nitraria retusa, Salsola sp., Atriplex sp., Paspalum distichum and Scirpus litoralis 

белгілі [39; 40]. 

Галофиттердің ауыл шаруашылық маңызының зор екенін ескере 

отырып, бұл өсімдіктерді тағы да тұзбен ластанған топырақты айықтыру, 

қалпына келтіру мүмкіндігі де жоғары екені дәлелденді [41]. Олардың алуан 

түрлігіне байланысты көкөніс, жем және майлы дақылды дәндерінен май алу 

және медициналық дәрі-дәрмек ретінде пайдалану оларды кең ауқымда 

зерттеудің қажеттілігін арттырады. Қорыта келе, мәдени дақылдардың тұзды 

15

стреске төзімділігін арттыру биотұзды ауыл шаруашылығындағы 

зерттеулердің ішіндегі ең маңызды бөлігі болып табылады [42]. 

1.4 Тұзды стрестің өсімдік дамуына әсері 

Тұзға төзімділік – қазіргі заманғы өсімдіктер физиологиясы мен ауыл 

шаруашылығы тәжірибесінің өзекті мәселесі болып табылады. Мәдени 

өсімдіктерді өсіруге арналған тұзды топырақ біздің еліміздің көп бөлігін 

алып жатыр. Топырақтың тұздануы жер өңдеуге қолайсыз жағдайлар 

тудыруда. Осы аталған себептер тұзға төзімділік механизімінің ерекшелігін 

зерттеудің маңыздылығын көрсетеді. 

Өсімдіктің тұзға төзімділігі – бұл топырақтағы тұз мөлшерінің 

болғанына қарамастан өсімдіктердің маңызды физиологиялық даму 

қарқындылығын жалғастыруы. Өсімдіктің тұзға төзімділігін зерттеудің 

практикалық маңызы зор, себебі, құрамында 3 - 4 % тұз кездесетін мұхиттар 

жер бетінің 75%- ын қамтыса, әлемдік топырақтың төрттен бір бөлігі 

тұзданып, үштен бір бөлігінде тұздану беталысы жоғары екендігі 

анықталды [49]. 

Сонымен бірге тұзды стресс жағдайында өсімдіктің суды сіңіру 

қабілеті төмендейді, бұл тікелей топырақтағы осмотикалық потенциалдың 

және арнайы иондардың артуымен, тургор қысымының төмендеуімен 

байланысты және өсімдік ұлпасында физиологиялық тәртіп бұзылып, 

соңында өсімдік өнімін айтарлықтай төмендетеді [50]. Тұзды стресс 

барысындағы негізгі иондар Nа + және СI - иондары өсімдіктің қоректік 

заттарды сіңіруін нашарлатып, жасушада иондық дисбаланс тудырады. 

Мысалы, Nа + ионының жоғары мөлшері үнемі иондар тапшылығын 

тудырғандықтан өсімдіктің қалыпты дамуы және стреске бейімделуі 

гомеостаз тұрақтылығын қайта қалпына келтіруімен байланысты [51]. Осы 

жағдайда жасушалық гомеостазды тұрақты ұстау арнайы иондар, 

осмолиттер, полиаминдер, антиоксиданттар және стресті ақуыздардың 

жиналуымен тікелей байланысты. Сәйкес заттар ерітіндісі көптеген 

өсімдіктерде синтезделеді, бірақ тұзды стреске төзімділік барысында 

олардың эффективтілігі әртүрлі болады. Бұл қосылыстар ферменттерді 

осмотикалық кебу үрдісі тудырған зақымданулардан қорғайды [52]. 

Соңында, тұзды стресс оттегінің активті формаларын түзіп, өсімдіктің 

фотосинтез қабілетін төмендетіп, ал ол өз кезегінде өсімдіктің өсуін 

толығымен тежейді [53]. 

Тұзды стресс өсімдікте төмендегідей зиянды әсерлер тудырады: 

1. Жоғары тұздану өсімдіктің өсуі және дамуын тежеп, физиологиялық 

құрғақшылыққа әкеліп, иондық токсинді әсер тудырады [53, 421-бет]. 

Нәтижесінде, тұзды стресте, құрғақшылықта гиперионды, гипер осмостық 

қауіп төндіріп, соңында өсімдіктер тіршілігін тоқтатады. 

2. Жоғары тұздың жиналуы топырақ айналасындағы су потенциалын 

төмендетеді. Бұл өз кезегінде өсімдіктің суды және қоректік заттарды 

сіңіруін баяулатады. 

16

3. Тұзды стресс иондық стресс тудырады. Нәтижесінде К + /Nа + 

қатынастары бұзылады. Сыртқы Nа + ионы жасуша ішілік К + ағымына теріс 

әсер етеді. 

4. Тұздану цитозолда Nа + және СI - иондарының жиналуына әкеліп, 

соңында ол жасуша тіршілігіне қауіп төндіреді. Nа + ионы мембрана 

потенциалын босатып, кейін СI + ионының сіңірілуіне жағдай туғызады. 

5. Жоғары концентрациялы тұз мөлшері жасуша метаболизміне зиянды 

әсер етіп, көптеген маңызды ферменттердің активтілігін, жасуша бөлінуін, 

созылуын шектеп, осмотикалық дисбаланс туғызып, соңында өсу процесі 

толығымен тежеледі. 

6. Жоғары концентрациялы натрий ионы фотосинтез процесін және 

тотығу стресінің синтезін жоғарылатады. 

7. Калий ионы өсімдіктің өсуіне қажетті маңызды элементтің бірі. 

Сондықтан калий ионының өзгеруі осмостық балансты, лептесіктер қызметін 

және маңызды ферменттердің жұмысын бұзады. 

8. Жоғары тұздылық транспирациялаушы жапырақ жасушаларын 

зақымдап, өсімдік өсуін тежейді. Тұздардың түрлері немесе арнайы 

иондардың артық мөлшерде жиналуы өсімдік ұлпасының ішкі 

органеллаларына улы әсер етеді. Ол өсімдіктің ескі жапырақтарында 

шоғырланып, өсімдік өліміне әкеледі [54]. 

Өсімдіктің абиотикалық стреске жауабы және стреске төзімділік 

механизмі. 

Өсімдік түрлі абиотикалық стрес жағдайына (тұзды стрес, 

құрғақшылық, температура т.б) ұшырап, ол су және қоректік заттардың 

топырақ арқылы сіңірілуін бұзып, лептесіктер жабылады, газ алмасу 

бұзылады, фотосинтез жүйесінің қызметі тежеліп, оттегінің активті 

формалары синтезделеді. Осы факторлардың бірлескен әсері құрылымдық 

және функционалдық молекулаларда (ДНК, ақуыз, липидтер) тотығу стресін 

тудырып, өсімдікте осмотикалық, иондық және энергетикалық гомеостазына 

кері әсерін тигізеді. Бұл стресті сигналдар сигналдық үрдістерді және 

транскрипциялық фактор арқылы жүзеге асқан ген активациясын тежейді. 

Активацияланған механизмдерде ферменттік және ферменттік емес 

антиоксиданттар синтезделіп, оттегінің активті формаларын 

бейтараптандырады. Ал осмолиттер (пролин, глицеин бетаин, қант полиол) 

синтезі осмотикалық балансты сақтауға қатысса, ион 

компартментализациялау арқылы иондық гомеостаз тұрақталды. Осы 

бірлескен әрекеттер жасуша гомеостазын қайта қалпына келтіріп, 

құрылымдық және қызметтік ақуыздарды және мембрананы қорғап, 

абиотикалық стреске төзімділік механизмі сақталады. (Сурет 1). 

17

Абиотикалық стрес 

(тұздану, құрғақшылық, температура ) 

Су және қоректік заттарды 

сіңірудің бұзылуы, лептесіктердің 

жабылуы, фотосинтез жүйесінің 

бұзылуы 

Оттегінің активті 

формаларының синтезі 

Осмотикалық, иондық және энергетикалық 

гомеостаздың бұзылуы ДНК, ақуыз және 

липидтердің қызметіне зиянды әсер етеді 

Стресті сигналдар сигналдық үрдістерді және 

транскрипциялық факторлар арқылы ген 

активациясын төмендетеді 

Жасуша гомеостазының қайта қалпына келуі 

Абиотикалық стреске төзімділік 

Сурет 1 - Өсімдіктің абиотикалық стреске жауабы және стреске 

төзімділік механизмі. 

Өсімдіктер стрестерге жеке жасуша деңгейінде және синергетикалық 

тұрғыдан тұтас организм ретінде жауап бере алады. Өсімдіктердің жалпы 

стресс сигналды трансдукциялық жолдары 2 суретте көрсетілген. Ең 

алдымен стресті сигнал мембрана деңгейінде рецепторлардың (Gрецепторлар, 

иондық каналдар, киназалы рецепторлар, гистидин киназалар) 

көмегімен қабылданады. Нәтижесінде көптеген екінші реттік сигналды 

молекулалар, Са 2+ , инозитол фосфатаза, оттегінің активті формалары және 

абсциз қышқылдары түзіледі. Келесі кезеңде стресті сигналдар ядроға 

тасымалданып, өсімдіктің стреске төзімділігін реттеуші стресті гендер 

қызметі активтенеді. Стресс тудыратын гендер ерте және кеш гендер деп 

18

Сигналдың берілуі 

екіге бөлінеді: Ерте гендер стресс қабылданғаннан кейін бірнеше минутта 

пайда болып, олардың өнімдері кеш гендердің қызметін активтендіреді. 

Сонымен бірге ген өнімі стреске қарсы жасушаларды тікелей (антиоксидант, 

шаперондар, детоксификациялаушы ферменттер) және тікелей емес 

(транскрипциялық факторлар) қорғайды. Стресс тудырған гендер өнімі 

реттеуші молекулаларды абсциз қышқылы, салицил қышқылы, этиленді 

синтездеп, екінші реттік сигналды молекулалар пайда болады (сурет 2). 

Абиотикалық 

стресс 

Тұзды стресс 

Рецептор/Сенсорлар 

? 

Стресс 

Стреске жауапты 

механизмдер 

трансдукциясыны 

ң 

активациясы 

р 

(GПР, иондық каналдар, 

РЛК) 

Екінші ретті сигналды 

молекулалар: Са2+, ИнФ, 

АБҚ,ОАФ 

Тікелей емес 

әсері 

Стрес ген өнімін 

синтездейді 

Стреске жауабы 

аажатөзімділік 

Сурет 2 - Өсімдіктерде стрестерге қайтаратын жауаптарының жалпы 

механизмі. Жасушадан тыс стресті сигналдар ең алдымен мембрана 

рецепторлары арқылы қабылданып, жасушаішілік сигналды каскадтардың 

комплексі нәтижесінде активтеніп, екінші реттік сигналды молекулалар 

синтездейді. Сигналды каскадтардың қызметі нәтижесінде көптеген стреске 

қарсы жауапты гендер активтеніп, олардың өнімдері осы процеске тікелей 

және тікелей емес түрде әсер ете алады. Сонымен бірге, стреске төзімділік 

бірнеше гендердің бірлескен қызметінің нәтижесінде және қосымша 

молекулалардың (G-ақуызды рецепторлар, RLК, рецепторлы киназалар, 

инозитол фосфатаза, абсциз қышқылы, оттегінің активті формалары) әсері 

арқылы реттеледі. 

19 

Тікелей 

әсері

Сонымен қатар, стресс сигналды трансдукциялар сигналды 

молекулалардың, ақуыз модификациясының (метилдену, убиквитинирлену, 

гликозирлену) нақты сәйкестігін талап етеді. Тоқталып кететін бір жәйт, 

өсімдіктерде стреске қарсы жауаптың нәтижесінде түзілген гендердің 

активтенуі немесе тежелуі өз кезегінде өсудің тежелуіне және жасуша 

өліміне әкеледі [55]. 

Өсімдіктің тұзға төзімділік механизмі күрделі құрылымды құбылыс. 

Шағын молекулалар кальций, глицеин бетаин, пролин, оттегінің активті 

формалары, абсциз қышқылы және әртүрлі ионды сорғыштарда осы процесс 

үшін маңызды қызметтер атқарады. Сонымен бірге кальций - байланысушы 

ақуыздар, транскрипциялық факторлар ақуызы, киназалар және хеликаза 

ферменттері де өсімдіктердің тұзды стреске төзімділігі барысында маңызды 

қызмет атқарады [56]. 

Иондық компартментализация 

Тұзды стреске цитозолдық ферменттердің сезімталдығы галофиттерде 

де гликофиттерде де бірдей, бірақ жоғары цитозолдық К + /Nа + қатынасының 

тұрақтылығын сақтау өсімдіктің тұзды стресс барысында қалыпты дамуында 

шешуші факторы болып табылады [57]. Натрий ионын жинаумен бірге 

жасуша құнарлы калий ионын да қабылдауы қажет. Натрий ионы 

галофиттерде кездестін негізгі бейорганикалық ион және абиотикалық стресс 

барысында осмотикалық балансты сақтаушы жеңіл осмотикалық нысаналар 

болып табылады. Қалыпты физиологиялық жағдайларда өсімдік жасушасы 

өзіне тән қызмет атқару үшін жоғары К + (100-200мМ) мөлшері, Nа + -дың аз 

мөлшері (1мМ) және осмотикалық тұрақтылықты сақтау үшін жоғары 

цитозолдық К + /Nа + арақатынасы болуы қажет [58]. Тұзды стресс барысында 

натрий және калий ионын тасымалдаушы мембраналы каналдардың ортақ 

болуы олардың арасында бәсекелестік тудырады. Нәтижесінде, жасушаішілік 

калий ионы сыртқа артық мөлшерде шығып, натрий ионы жасушада көп 

мөлшерде жиналады. Сонымен бірге өсімдік жасушасында жоғары 

цитозолдық К + /Nа + қатынасын сақтау үшін бірінші реттік активті транспорт 

жұмыс істейді. Олар артық мөлшердегі натрий ионын вакуольге 

компартментализациялап, ко-транспортерлер арқылы натрий иондарын 

жасушадан тыс шығарып отырады [59]. Галофитті өсімдіктер тұзды стреске 

ұшырағанда жасуша сыртындағы натрий ионының деңгейі артып, ол 

пассивті транспорт арқылы тасымалданып, жасушаның ішіне сырттан артық 

мөлшерде енеді. Жуық арада натрий ионын жасуша ішіне тасымалдайтын 

арнайы унипортер немесе тасымалдаушы иондық каналдар бар екендігі 

анықталды; олар - жоғары деңгейлі ұқсас калий транспортері (high-affinity 

potassium transporter (HKT)), төмен деңгейлі катион транспортері (low-affinity 

cation transporter (LCT1), арнайы өткізгіштігі жоқ катион каналы (non 

selective cation channels (NSCC)), тізбекті нуклеотидті канал (cyclic nucleotidegated 

channels (CNGCs)), және глутаматты - активті каналдар (glutamateactivated 

channels (GLRs). НКТ-транспортері Nа + /К + симпортері және Nа + 

арнайы өткізгіш унипортері ретінде қызмет атқарады [60]. Жасушадан тыс 

20

жағдайда натрий концентрациясы жоғары болғанда электрохимиялық 

градиент натрийді пассивті жағдайда сіңіреді. Дегенмен, жасушаның 

сыртындағы натрий ионының төмендеуі активті процесс және АТФ түрінде 

энергияны қажет етеді. Бұл үрдіс барысында плазма мембранасындағы 

Nа + /Н + антипортері Nа + ионының енуіне жәрдемдеседі. Натрий ионының 

сыртқа шығуынан басқа кейбір галофиттер натрий ионын вакуоль ішіне 

жекелеп жинап, бұл ионның токсинді әсерінен цитозолды қорғайтын 

механизмге ие болады. Nа + ионының вакуольге тасымалдануы вакуольды Н + 

тасымалдаушы – АТР-аза және Н + - Ррi-аза ферменттері тудырған 

протондардың электрохимиялық градиенті басқаратын катион/Н + 

антипортері арқылы жүзеге асады [61]. Бұл транспортерлар Nа + ионын 

вакуоль ішіне жинап, немесе жасуша сыртына тасымалдауда маңызды рөл 

атқарады. 

Өсімдіктердің осмотикалық реттелуі 

Абиотикалық стрестерге жауап ретінде өсімдіктердің осмотикалық 

реттелуі - жасуша ұлпасында үнемі кездесетін осмотикалық қысымды 

тұрақты сақтауды жүзеге асыратын процестер жиынтығы [62]. 

Бейорганикалық иондардың жиналуынан және вакуольде артық иондардың 

оқшаулануынан басқа вакуоль және цитозолдың арасындағы осмотикалық 

баланстың реттелуі органикалық ерітінділердің синтезімен жүзеге асады. 

Сонымен қатар осмотикалық заттардың синтезделуі қоршаған ортадағы су 

потенциалының төмендеуі барысында жасушаларда ақуыздардың 

тұрақтылығын сақтауға қатысады [33, 1066 - бет]. Өсімдік жасушасы алуан 

түрлі органикалық ерітінділерді: пролин, сахароза, полиол, трегалоза, 

глицин бетаин, пролин бетаиндерді синтездейді [63]. Олардың молекулалық 

салмағы төмен, ерігіштік қасиеті жоғары, мөлшері өте жоғары болса да, 

өсімдік үшін қауіпті емес [64]. Олар өсімдіктің жасуша ішілік биохимиясын 

және жасуша қызметін бұзбай [65], субжасушалық құрылымдарды қорғап, 

бос радикалдар тудырған тотығу стресінің әсерін азайтады [66]. 

Осмолиттердің жиналуы абиотикалық стресс барысында галофитті және 

гликофитті өсімдіктерде жиі кездесіп, олардың дамуына айтарлықтай әсер 

етеді; бірақ, осмолиттердің синтезі өте көп мөлшерде АТФ молекуласын 

жұмсайтын энергияға тәуелді процесс болып табылады [67]. Көптеген 

зерттеулерде абиотикалық стрестерге қарсы өсімдіктерде осмолиттердің 

синтезі артқаны байқалады бірақ, өсімдіктің барлық түрі аталған 

осмолиттерді синтездемейді, кейбір өсімдіктер өте аз мөлшерде жинаса, кей 

өсімдіктер осмолиттерді мүлде синтездемейді [64, 208- бет]. 

Өсімдіктің тұзды стресс жағдайына бейімделуі барысында пролиннің 

биологиялық маңызы 

Пролин маңызды бірінші реттік метаболизмге қатысатын және ерекше 

конформациялық қаттылығымен сипатталатын амин қышқылдарына жатады. 

Пролиннің жиналуы ең бірінші рет солған қара бидай (Loliumperenne) 

өсімдігінен табылды және көптеген зерттеулер пролин мөлшерінің 

өсімдіктерде әртүрлі экологиялық стресс жағдайында артатындығын 

21

дәлелденді [68]. Пролиннің жиналуы құрғақшылықта [69], жоғары 

тұздылықта [70], жоғары жарық деңгейінде және ультра күлгін сәулелену 

жағдайында [71], ауыр металда [72], тотығу стресінде және биотикалық 

стрестерге жауап [73] беру барысында анықталды [74]. Пролиннің 

осмоқорғау қызметі, жасушада жиналуы және тұзды стресс арасындағы 

себепті байланыс орнағаннан кейін ең алғаш рет бактерияларда ашылды 

[75]. Көптеген шолу мақалалардағы нәтижелер стресс жағдайында пролиннің 

жиналуы өсімдіктерде қорғаныш қызметін атқарады деген ортақ пікірге 

тоқтады [76]. 

Трансгенді өсімдіктер мен мутантты өсімдіктерге жүргізілген 

зерттеулерде пролин метаболизмі өсімдік дамуына және стрестік жауапқа 

әсер етіп, қоршаған ортаның қолайсыз жағдайларына өсімдіктің төзімділігін 

арттыруда маңызды қызмет атқаратынын анықтады [77]. Өсімдіктерде 

пролин негізінен глутаматтан екі маңызды ферменттің; пирролин-5- 

карбоксилат синтетаза және пирролин-5-карбоксилат-редуктазалар көмегімен 

синтезделеді [78]. Галофиттерде абиотикалық стреске жауап ретінде 

пролиннің жиналуы алуантүрлі қасиетті сипаттайды, мысалы Aizoaceae 

туысының өкілдерінде пролин стресс барысында жоғары мөлшерде 

жиналып, осмопротектанттық рөл атқарады [79]. Осмопротектанттық 

қасиеттен басқа пролиндер белсенді оттегі формаларының токсинді әсерін 

залалсыздандырып, антиоксидант ретінде ақуыз және ақуыз комплексінің 

тұрақтылығын сақтаушы синалдық – регуляторлық молекула болып 

табылады [80]. Сонымен бірге стресс барысында пролиннің бұзылуы 

митохондриядағы фосфорланудың тотығуын және АТФ энергиясын қажетті 

қалпына келтіруші агенттермен қамтамасыз етеді, ал ол жасушада пайда 

болған зиянды әсерлерді қайта қалпына келтіреді [81]. Галофитті 

өсімдіктерде абиотикалық стреске жауап ретінде цитозолда пролиннің 

мөлшері артады, ал ол цитоплазмада осмотикалық реттелуге қатысады. 

Мысалы, Lokhande тағы басқалары [82] Sesuvium portulacastrum өсімдігіне 

тұзды стреспен әсер еткенде пролин мөлшерінің өте жоғары мөлшерде 

артқаны байқалады. Өсімдіктердегі пролиннің стресс барысында 

осмотикалық реттеуге қатысуы басқа да өсімдіктерде байқалды: Plantago 

crassiflora, Salicornia europaea, Atriplex halimus, A. Halimus subsp. 

schweinfurthii, Avicennia marina, Hordeum maritimum, Ipomoea pes-caprae, 

Paspalum vaginatum, Phragmites australis, және Suaeda түрлері [83; 84; 85; 86; 

87; 88]. Абиотикалық стресс барысында пролиндердің синтезделуі және 

осмотикалық реттелу барысында пролиннің физиологиялық маңызы 

галофиттерді тұзды стресс барысында төзімділігін арттырып, қалыпты өсіпдамуын 

жеңілдетеді. 

Жалпы ерігіш қанттың тұзды стресс барысындағы биологиялық 

маңызы 

Абиотикалық стрестер барысында өсімдіктерде көміртегі 

метаболизмінің модуляциясы және көмірсулардың (қант) деңгейі ауысып, ол 

фотосинтез процесінде өзгерістер тудырады [89]. Еріген қант метаболикалық 

22

ресурс, жасушаның структуралық құрылымдық бөлігін реттеуші, және 

өсімдіктің өсіп - дамуымен бірлескен сигналдық реттеуші қызметін атқарады. 

Абиотикалық стреске қарсы синтезделген алуан түрлі қанттар: сахароза, 

глюкоза, манноза, мальтоза, трегалоза зерттелді. Еріген қанттардың стресс 

барысында өсімдіктерде синтезделуі олардың осмотикалық реттелуге 

қатысатындығын да көрсетті. Briens және Larher [90] галофитті өсімдіктердің 

16 түрінде, әртүрлі органдарының құрамындағы ерігіш көмірсулар мен 

осмолиттерді зерттеп, барлық галофит түрлері қанттың бірнеше түрін: 

сахароза, фруктоза және глюкозаны синтездеп, соның ішінде Plantago 

maritime, Juncus maritimus, Phrgamites communis және Scripus maritimus 

өсімдіктерінде еріген қанттың өте жоғары концентрацияда жиналғаны 

байқады. Atriplex halimus өсімдігінде тұзды стресс жағдайында көп 

мөлшердегі еріген қанттың болуы олардың осмотикалық реттелуге 

қатысатынын көрсетеді [91]. Мысалы, жалпы ерігіш қанттың синтезделуі 

Cakile maritime өсімдігінің екі түрлі генотипінде (Jerba және Tabarka) ерекше 

айырмашылықтарды көрсетті. Тұзды стресс барысында Jerba экотипінің 

жапырағында қант мөлшері ешқандай өзгеріске ұшырамады, бірақ Tabarka 

экотипінде жапырақ дамуы барысында еріген көмірсулардың мөлшерінің 

артқаны байқалды. 400мМ NаСl-да жалпы ерігіш қанттың жоғары мөлшері 

тұзға төзімді Jerba генотипінде кездессе, тұзға сезімтал Tabarka генотипінде 

аз мөлшерде анықталды [92]. Келесі өсімдік, Sesuvium portulacastrum бүршік 

асты өркендері 200мМ NаСl-мен өңдегенде олардың құрамында жалпы 

ерігіш қанттың, пролин және глицеин бетаиннің мөлшері бақылаумен 

салыстырғанда айтарлықтай артқаны байқалды [93]. Тұзды стреске жауап 

ретінде жиналған ерігіш қанттың синтезі тағы P. euphratica өсімдігінде де 

байқалды [94]. Ерігіш қанттың артық мөлшерде жиналуы құрғақшылықта, су 

тасқынында, тұзды стресте өсетін өсімдіктерден табылды [95]. 

Құрғақшылықта өскен Chenopodium quinoa өсімдігінің құрамында крахмал, 

сахароза, фруктозаның мөлшері өзгермей, глюкозаның және тұтас ерігіш 

қанттың мөлшері бақылау мен салыстырғанда артқаны байқалды [89, 146- 

бет]. Осы зерттеулерден шығатын қорытынды, галофиттердегі жалпы ерігіш 

қант мөлшерінің артуы абиотикалық стреске төзімділігі барысында олардың 

осмолит және осмотикалық реттеушілер ретінде маңызды қызмет 

атқаратындығын көрсетеді. 

1.5 Тотығу стресін төмендететін антиоксиданттық жүйелер 

Қоршаған ортаның қолайсыз факторлары өсімдіктерде физиологиялық 

өзгерістерді: су тапшылығы, абсциз қышқылының артуы, лептесіктердің 

жабылуы, СО 2 тапшылығы және оттегінің активті формаларын тудырады. 

Оттегінің активті формалары: супероксид (О 2 · ), сутегінің асқын тотығы 

(Н 2 О 2 ), гидроксил радикалдары (·ОН) [96], және синглетті оттегі (·О 2 ) [97]. 

Аталған цитотоксинді активті оттегі түрлері шын мәнінде липидтердің [98], 

ақуыз және нуклеин қышқылдардың [99] тотығуы арқылы қалыпты 

метаболизмдердің қызметін бұзады. Синглетті оттегі (О 2 

·) 

синтезделгеннен 

23

кейін ферменттік және ферменттік емес жолдармен олар оттегі және сутегіге 

ыдырайды. Сонымен қатар, сутегінің асқын тотығы (Н 2 О 2 ) арнайы металл 

иондарымен байланысып, металл хелаттары жоғары реакциялы гидроксил 

радикалдарды (·ОН) түзеді [100]. Қазіргі таңда өсімдіктерде белсенді 

оттегінің формаларынан қорғайтын әртүрлі деңгейде антиоксиданттар 

мөлшері дамыған. Сондай ферменттердің бірі - супероксиддисмутаза (СОД; 

ЕС 1.15.1.1), ол синглетті оттегіні сутегінің асқын тотығына айналдырады. 

Ал каталаза ферменті және пероксидазаның түрлері сутегінің асқын тотығын 

ары қарай оттегі және сутегіге ыдырауын катализдейді. Өсімдіктердегі тұзды 

стресс барысында антиоксидантты ферменттердің: каталаза, аскорбат 

пероксидаза, глутатион редуктаза және супероксиддисмутаза активтілігі 

жоғарылап, ферменттердің жоғары активтілігі мен тұзды стреске төзімділігі 

арасындағы арақатынастың жоғары деңгейін көруге болады [101; 102; 

103; 104 және 105]. Антиоксидант сыйымдылығы арақатынасының жоғары 

деңгейі және тұзды стреске төзімділік механизмі келесі өсімдіктерде 

анықталды: Crithmum maritimum, C. maritime, Plantago, Sesuvium 

portulacastrum, Mesembryanthemum crystallinum [106]. Зерттеулерді 

қорытындылай келе, галофитті өсімдіктерде тұзды стресс барысында алуан 

түрлі бейімделу әлеуеттері дамып, ол антиоксидантты ферменттердің 

активтілігін арттырып, өсімдіктердің стреске төзімділігі арттыратындығы 

анықталды. 

Тұзды стресс жағдайында аскорбин қышқылының синтезделу қабілеті 

Өсімдіктің өнімін төмендететін ауыл шаруашылық жүйесінде кең 

таралған стресс - тұзды стресс. Тұзды стресс басқа да абиотикалық стрестер 

сияқты оттегінің активті формасын (супероксид, сутегінің асқын тотығы, 

гидроксильды радикал) синтездеп, тотығу стресін арттырады. Нәтижесінде 

липидтерді, ақуыз, нуклеин қышқылдарының тотығуы арқылы жасушаның 

қызметі бұзылады [107]. Осылай өсімдіктер күрделі антиоксиданттық жүйеге 

ие болып, ол өсімдікті тотығу стресінің зақымдануынан сақтайтын аскорбин 

қышқылы, глутатион ферменттері және көптеген антиоксиданттық жүйелерге 

ие болады [108]. 

Аскорбин қышқылы фотосинтездеуші организмдерде кездесетін 

сутегінің асқын тотығын детоксификациялаушы, тез ерігіш 

антиоксиданттарға жатады. Сонымен қатар, аскорбин қышқылы жасушаны 

тотығу стресінің зақымдалуынан сақтап, супероксид және синглетті оттегінің 

синтезін тежеп, бейтараптандырады [109]. Глутатион-аскорбат циклінің 

бірінші кезеңінде сутегінің асқын тотығы (Н 2 О 2 ) аскорбат пероксидаза 

ферменті арқылы, аскорбатты электрон донор ретінде пайдаланып, суға дейін 

ыдырайды. Тотыққан аскорбат (монодегидро аскорбат, MДA) 

монодегидроаскорбат редуктаза (MДAР) арқылы пайда болды. Дегенмен, 

монодегидроаскорбат радикал және егер ол бірден ыдырамаса, ол аскорбат 

және дегидроаскорбатқа айналады. Дегидроаскорбат (ДГA) аскорбатқа 

дегидроаскорбат редуктазаның (ДГAР) көмегімен және глутатионның (ГЛТ) 

қатысуымен жүзеге асады. Оттегінің активті формасын қарқынды 

24

синтездейтін қоршаған ортаның қолайсыз факторларының әсеріне қарсы 

дегидроаскорбат редуктаза ферменті активтілігінің артуы, олардың стресс 

барысындағы қорғаныш ретіндегі маңызы зор екенін дәлелдейді. Соңында 

глутатион дисульфиді (ГТДС) глутатион редуктаза ферменті және НАДФ·Н 

арқылы глутатионға айналады. Осылай аскорбин қышқылы мен глутатион 

жоғалмайды, электрондар ағыны НАДФ·Н- тен H 2 О 2 жүреді (сурет 3). 

Өсімдіктерде глутатионды - аскорбат циклі цитозолда, пластидте және 

пероксисомада жүреді. Өсімдік жасушасында аскорбат және НАДФ·Н -тің 

жоғары мөлшерде синтезделуі сутегінің асқын тотығын 

детоксификациялауға қатысады және антиоксиданттардың жоғары 

мөлшерде кездесуі өсімдіктің тотығу стресіне қарсы төзімділігін арттырады 

[102]. Антиоксиданттар әлеуеті мен тұзды стреске төзімділік механизмінің 

арақатынасы Cackile maritime өсімдігінде зерттелді. Cackile maritime 

өсімдігін ұзақ уақыт бойына жоғары тұзды стреспен өңдегенде (200 және 

400мМ NаСl) тотықсызданған AСК жоғарылап, тотыққан АСК мөлшері 

артып, АСК/ДАСК арақатынасы төмендейді. 

Сурет 3 - Глутатионды-аскорбатты цикл. ГР - глутатион редуктаза, ДГАРдегидроаскорбат 

редуктаза, MДАР- монодегидроаскорбат редуктаза, АПКаскорбат 

пероксидаза, http://en.wikipedia.org/wiki/File:Glutathione- ng 

25

Дегенмен, 100мМ NаСl-да тотыққан-тотықсызданған АСК деңгейі 

өзгермейді, ол өз кезегінде АСК-тың өнімін арттырады. Расында, осы 

тәжірбиелер барысында өсімдіктерді тұзды стреспен өңдегенде МДАР және 

ДГАР мөлшерінің айтарлықтай артқаны байқалды. Ескеретін жәйт, тотыққан 

және тотықсызданған AСК арақатынасының өзгеруі тотығу стресінің 

алғашқы белгілері болып табылады [106, 897-бет]. 

Өсімдік полифенолының тұзды стресс жағдайында синтезделуі 

Өсімдіктердегі полифенолдық байланыстар адам және жануар 

денсаулығына пайдалы екінші реттік метаболит өнімдері. Бұл 

молекулалардың қолайлы әсерлері олардың антиоксиданттық активтілігімен, 

бос радикалдарды бейтараптандыру қабілетінің қарқындылығымен тікелей 

байланысты [110]. 

Қатаң климаттық жағдайларда өсімдіктерде жасушаның зақымдануын 

және жасуша ішілік тәртіптің бұзылуын тудыратын оттегінің активті 

формалары синтезделеді [111]. Стресс жағдайларына қарсы өсімдіктерде 

екінші реттік метаболизмдер синтезінің артуы жасуша құрылымын тотығу 

стресінен қорғайды [112]. Сонымен бірге өсімдік ұлпаларында қоршаған 

ортаның қатаң жағдайларында антиоксиданттар мен микробтарға қарсы 

құрамдас заттардың мөлшері артатындығы да дәлелденіп отыр [113]. 

Қоршаған орта стрестері (биотикалық және абиотикалық), мысалы тұздану 

стресі өсімдіктерде полифенолдың жиналуын тудырады [114]. Тұзды стресс 

барысында өсімдік ұлпасындағы полифенолды байланыстардың артуы 

біршама өсімдіктерде кездесті, мысалы, Cakile maritime өсімдігінде тұзды 

стресс барысында антиоксиданттар активтілігі және полифенол мөлшері 

артады. Ksouri тағы басқалары Cackile maritime галофитінің екі экотипіндегі 

полифенол мөлшерін (Jerba, Tabarka) зерттеді. Jerba экотипінде полифенол 

мөлшерінің орташа тұз концентрациясында артқаны, ал Tabarka экотипінде 

төмендегені байқалды. Бұл нәтижелер өсімдіктің тұзға төзімділік деңгейіне 

және өсімдіктің экотипіне де байланысты деген тұжырымды меңзеп, жоғары 

полифенолдың Jerba экотипінде жиналуы оның тұзға төзімділік қабілетінің 

жоғары болуымен тікелей байланыстырады [115]. Жапырақ мүшесіндегі 

полифенол мөлшерінің артуы бөрікгүл өсімдігінде 25 - 50мМ NаСl – да 

баяндалды [116]. Parida және әріптестері (2004) топырақтың орташа 

тұздануында мангр ағаштарында полифенол мөлшерінің артқандығын 

мәлімделді [117]. Navarro және әріптестері (2006ж) орташа тұз 

концентрациясында гликофитті қызыл бұрыш жемістерінде де жалпы 

полифенол мөлшерінің артқаны көрсетілді [118]. Ұқсас нәтижелер тұт 

ағашында төменгі тұз концентрациясында (1-4мС см -1 ) фенолдың жалпы 

мөлшерінің артқаны байқалса, жоғары тұз концентрациясында (8-мС -1 ) 

төмендегені анықталды [119]. Өсімдік ұлпаларында стресс жағдайлары 

полифенолдың синтезін арттырса да, өсімдік өнімділігінің тежелуі бәрібір 

байқалады [120]. 

Расында, өсімдіктердің органикалық және индукциялық 

антиоксиданттық қабілеті күшті болған сайын, тотығу стресіне деген 

26

төзімділігі де айтарлықтай арта түседі және көптеген галофиттердің 

антиоксиданттық қабілеттерінің артуы, олардың келешегі зор мәдени 

дақылдары ретінде ауыл шаруашылығында пайдалануға жол ашады. 

Несеп қышқылының антиоксиданттық маңызы 

Қазiргi күнi несеп қышқылы (уреидтер) күштi антиоксидант ретiнде 

белгілі. Несеп қышқылы пуриннің de-novo биосинтезі барысында түзіледі. 

Сурет 4 - Өсімдіктердегі ксантин және уреид катаболизмі. Нұсқау 

бағыттары әрбір сатыға қатысқан ферменттерді көрсетеді. Mazzaferra et al. 

(2008) жасаған сызбанұсқа үлгісі. 

Уреидтер ішінде аллантоин және оның ыдыраған өнімі аллантоин 

қышқылы олардың азот алмасуға белсенді қатысуына байланысты әсіресе, 

бұршақ тұқымдастарlа қарқынды зерттелген. Бастапқы сатыда ксантин 

пуриннен (аденин және гуанин) түзіліп, ол ксантин дегидрогеназа (XDH, EC 

1.2.1.37) ферменті арқылы несеп қышқылына айналады. Келесі сатыда несеп 

қышқылы уриказа (EC 1.7.3.3) ферменті көмегімен аллантоинға айналады. 

27

Аллантоин аллантоиназа (аллантоин амидогидролаза EC 3.5.2.5) ферментінің 

қатысуымен аллантоин қышқылына айналады. Бактерия, саңырауқұлақ, 

балдырлар, өсімдік және жануарларда аллантоин қышқылы екі фермент, 

аллантоат амидогидролаза (EC 3.5.3.9) және аллантоат амидиногидролаза (EC 

3.5.3.4) көмегімен ыдырап, уреидогликалатты синтездеп, соңғы сатысында 

NH 4 , CO 2 және глиоксилатқа ыдырап, кейін NH 4 амин қышқылына айналады 

(cурет 4) [122]. 

Сонымен бірге Бручкова және әріптестері (2008 ж) өз зерттеулерінде 

жапырақ дискілерін аллантоин, аллантоин қышқылымен өңдегенде 

хлорофилл деградациясының және сутегінің асқын тотығының төмендегенін 

байқап, бұл метаболиттердің қараңғы стресі барысында оттегінің активті 

формаларын нейтралдап, антиоксиданттық қасиет көрсететіндігін анықтады 

[123]. Қосымша зерттеулер уреидтердің өсімдіктердегі азоттың жиналуында 

және тасымалдануында аса маңызды рөл атқаратындығын дәлелдеді [122, 

1411-бет]. Азоттарды тасымалдау үшін N:С қатынасы амидтерде (1:2,5 

глутамин және аспарагин 1:02 N:С сәйкес) болса, уреидтерде 1:1 қатынасында 

азот ассимиляциясына қажетті минимум көміртегін пайдалану мүмкіндігі 

туады және әрбір тасымалданған азотқа қажетті 6-дан 9-ға дейінгі АТФ-ті 

үнемдейді [124]. 

Осылайша уреидтердің азотты байланыстарды тасымалдаушы ретіндегі 

рөлі тұзды стресс барысында көмірсулардың жетіспеушілігін жеңілдетіп, 

өсімдіктің үйлесімді өсіп-дамуын қамтамасыз етеді [125,126]. 

1.6 Тұзды стресс жағдайында галофиттердегі 

молибдоферменттердің биологиялық рөлі 

Молибден (Мо) өсімдіктер мен жануарлардың және көптеген 

организмдердің өсуіне қажетті топырақтағы маңызды микроэлементтердің 

бірі [127]. Өсімдік молибдоферменттері (сульфит оксидазадан басқасы) 

димерлі ақуыздар. Фермент мономерлерінің жеке домендері простетикалық 

топтармен (ФАД, Мо-ко, Fe-S орталық) байланысады. 

Молибденді кофактор монометалды Мо және күкірт атомынан 

тұратын дитиолды топ арқылы молибденмен байланысқан 

молибдоптериннен тұрады (сурет 5). Молибденді кофакторға арнайы 

апоақуыздары қосылғаннан кейін, сульфураза ферменті молибденді 

орталыққа бейорганикалық күкіртті қосады. Нәтижесінде, диоксо молибденді 

кофакторды монооксоформаға айналдырады. Бұл үрдісті молибденді 

кофактордың пісіп-жетілуі деп атайды. Сол уақытта нитрат редуктаза және 

сульфит оксидаза ферменттері кофактордың диоксо формасын пайдаланса, 

альдегид оксидаза және ксантин дегидрогеназа монооксо формасын 

пайдаланып, молибденді кофактордың пісіп-жетілуінің соңғы сатысын 

жүзеге асырады [128]. Өсімдіктердегі молибдоферменттер қоршаған ортаның 

стресс жағдайларына өсімдіктердің бейімделуіне жәрдемдеседі, сондықтан 

қоршаған орта стресс жағдайларында олардың биологиялық маңызын түсіну 

ауыл шаруашылығында өсімдіктердің стреске төзімділігін арттыру үшін аса 

28

маңызды болып табылады. Сонымен бірге молибдоферменттердің 

молибденді кофактордың апоақуыздарының ферменттерге (НР, КДГ, АО) 

Сурет 5 - Молибдоптерин және молибденді кофактор. 

үлестірілуі өсімдіктердің қоршаған ортаның қатаң жағдайларына 

бейімделудің ерте метаболизмдік механизмін жүзеге асырады. Демек, 

молибдоферменттер ауыл шаруашылығында өсімдіктердің стреске 

төзімділігін арттыруда маңызды рөл атқаратындығы белгілі болды. 

Жоғары сатылы өсімдіктерде молибдоферменттердің төрт түрі белгілі: 

1) ксантин дегидрогеназа (КДГ) - пурин катаболизміне қатысып, 

аниоксиданттық қасиеті бар - уреидтерді синтездейді және тұзды стресс 

барысында азот тасымалын үнемді пайдалануда маңызды рөл атқарады [130]; 

2) альдегид оксидаза (АО) - өсімдік фитогормоны: индол сірке қышқылы 

және абсциз қышқылы биосинтезінің соңғы сатысын катализдейді; 3) нитрат 

редуктаза (НР) - азот ассимиляциясы кезеңіндегі шешуші фермент және 

нитратты нитритке айналуын синтездеуші фермент; 4) сульфит оксидаза 

29

(СO) – жоғары концентрациялы сульфитті детоксификациялауға қатысады 

(сурет 6). Демек, топырақ құрамындағы молибденнің жетіспеушілігі 

өсімдіктердегі маңызды метаболикалық қызметтерді бұзып, өсімдік өліміне 

тудырады [131]. Сонымен бірге, нитратты амин қышқылына айналдыру 

жүйесінің бұзылуы нәтижесінде өсімдіктер нитратты артық мөлшерде жинап, 

ол өсімдіктерде ақуыз тапшылығына әкеліп соқтырады. Бұршақты емес 

өсімдіктер тобында бұршақ тұқымдастарына қарағанда, молибденнің 

тапшылығы азотты тыңайтқыштармен өңдегенмен қалпына келмейді, ол 

үшін тек молибденнің арнайы мөлшерін қолдану қажет [132]. Осыған 

қарамастан, өсімдіктерде және жоғары организмдердегі молибденнің 

транспорты әлі де толық зерттеулерді қажет етеді. Stout және Meagher (1948) 

ең алғаш рет қызанақта молибдаттың сіңірілуі фосфаттың қатысуымен 

артып, керісінше сульфатты қосқанда тежелгенін байқады [133]. 

Cурет 6 - Молибденді кофакторлардың (Moco) құрылымы мен 

үйлесімділігі, 

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S001085451100055 

Абиотикалық стресс барысында ксантиндегидрогеназа ферментінің 

активтілігі 

Ксантиндегидрогеназа (КДГ) ферменті жоғары сатылы өсімдіктер үшін 

маңызды уреид биосинтезі үшін қажет. Молибдоферменттер өсімдіктердегі 

стресс акклиматизациясына және қоршаған ортаның қолайсыз факторларына 

байланысты өсімдіктерде болатын метаболикалық өзгерістерге қатысады 

[134] (сурет 5). 

30

Ксантин дегидрогеназа (EC1.1.1.204; XDH) ксантиноксидоредуктазаның 

бір формасын ұсынып, пурин катаболизміне қатысатын, гипоксантинді 

ксантинге, ксантинді несеп қышқылына айналдыратын фермент [135]. КДГның 

үш түрлі домені бар: екі кластермен (2Fe-2S) байланысып, мөлшері 20 

кДа-ды құрайтын N-соңы бар домен, FAD-пен байланысушы 40 кДа-ды 

құрайтын домен, және Мосо-мен байланысуға және димеризацияға қажетті С- 

терминальды домен. Электрондар Мо-орталығындағы субстраттардың 

гидроксилденуінен шығып, Fе-SII және Fе-SI-ден өтіп, флавинді кофакторға 

жетеді. ФАД сайттарда НАДН + -ты түзу үшін электрондар НАД + -қа 

тасымалданды немесе молекулалы оттегіге тасымалданып, супероксид 

аниондарын түзеді [136]. Сонымен бірге өсімдік КДГ- ферменті субстрат 

ретінде ксантин және гипоксантинге сәйкестігін көрсетті, бірақ пуриндер мен 

птериндер де төменгі мөлшерде субстрат бола алады [134, 164- бет]. Алдыңғы 

зерттеулерде КДГ- ның активтілігі жүгері тамырында және райграс 

өсімдігінде тұзды стресс барысында артып, ол өсімдік ұлпасындағы уреид 

мөлшерімен арақатынастық сәйкестікті көрсетеді. Бұл алынған нәтижелер 

КДГ- ферментінің стресс барысындағы рөлі - органикалық азотты синтездеуге 

қажетті көміртегін үнемді пайдаланып, С/N қатынасын үнемді ксилемадан 

өркендерге тасымалдануын эффективті түрде арттырады [126, 132- бет]. 

Сонымен бірге, КДГ ферменті тұзды стресс тудырған тотығу стресінен 

өсімдік ұлпасын қорғау үшін антиоксиданттарды - уреид қышқылын 

синтездейді, ал уреид қышқылы көптеген организмдерде кездесетін оттегінің 

активті формаларын эффективті жолмен бейтараптандырады [137]. 

Альдегид оксидаза ферментінің активтілігі 

Альдегид оксидаза – цитоплазмалық фермент, молекулалық массасы- 

300кДа. Құрамында FАD, темір және простетикалық топ ретінде Моко 

кездеседі. АО-ның домендерін келесі компоненттер құрайды: редоксты 

активті темір FеS-ке қосылып, N-терминалды аймақты құрайды. 

Гомодимерлі ақуызының мономері Fе-S, FАD және Мо-коға 4:1:1 

қатынасындай байланысады. АО-ферментінің бірқатар сәйкес субстраттары 

бар, мысалы: абсциз альдегид, индол-3-альдегид, индол-3-ацетальдегид және 

бензальдегид. Бұл ферменттің негізгі қызметі - АО абсциз альдегидті абсциз 

қышқылына айналуын және индол-3 - сірке қышқылын катализдейді, яғни 

АБҚ – биосинтезінің соңғы сатысын катализдейді [138] (сурет 7). Альдегид 

оксидаза гені жүгеріден [139], қызанақтан [140] және арабидопсистан төрт 

кДНК-сы табылып, олар физикалық тұрғыдан әртүрлі хромосомаларда 

орналасқандығы анықталды. Альдегид оксидаза гені жүгеріден [139], 

қызанақтан [140] және арабидопсистан төрт кДНК-сы табылып, олар 

физикалық тұрғыдан әртүрлі хромосомаларда орналасқандығы анықталды. 

Кодталған фермент изоформалары кең ауқымды альдегид субстраттарына ие, 

мысалы: абсциз альдегид, индол-3-альдегид, индол-3-ацетальдегид және 

бензальдегид. Субстрат арнайылығы ішінен, мутантты талдау және ұлпада 

таралуы бойынша арабидопсис АО3 абсциз альдегидін абсциз қышқылын, 

яғни, абсциз қышқылының соңғы сатысын катализдейді. 

31

Сурет 7 - Ксантин дегидрогеназа және альдегид оксидаза ферментінің 

құрылымы. 

Тәжірибелік әдістер АО ферментінің активтілігі өсімдік фитогормоны 

индол-3-сірке қышқылы биосинтезімен байланысты екенін көрсетті. Ол 

биосинтез барысында индол-ацетальдегидті индол-3-сірке қышқылын 

катализдейді [141]. Әлбетте, өсімдіктің мультигенді тұқымдастарының АО 

ферменті өсімдік фитогормоны АБҚ және индол сірке қышқылдарының 

соңғы сатысын катализдейді. Осы маңызды екі қызмет өсімдіктің қоршаған 

орта стресіне бейімделу мен даму барысында маңызды рөл атқарады [142]. 

АО ферментінің субстратының кең ауқымды болуы АО ферментінің 

фитогормон синтезінен басқа қосымша метаболикалық реакцияларға 

қатысатындығы мүмкін деген тұжырымға әкеледі. Детоксификациялау 

реакциялары және патогендерге деген төзімділік осы қосымша функциялар 

үшін жақсы үлгі бола алады [143]. 

1.7 Биотикалық стресс - өсімдік вирустарының ауыл 

шаруашылығына тигізетін зияны. 

Ауыл шаруашылық дақылдарына өсімдік вирустарының тигізетін 

зияны орасан зор. Соңғы ғылыми деректерге сүйенсек, өсімдіктердегі 

вирустардан ауыл шаруашылығындағы мәдени дақылдармен қоса астық 

тұқымдастарының өнімі төмендеп, жыл сайын 6 миллиард доллар көлемінде 

шығын келтіруде [144]. Қазіргі уақытқа дейін шамамен 4 000 вирус түрлері 

анықталып, олардың 1000 өсімдік вирустары болып табылған [10, 45-бет]. 

Өсімдік вирустарының ауыл шаруашылық дақылдарына тигізетін 

экономикалық шығыны да орасан зор. Мысалы, дүние жүзі бойынша 

картоптың экономикалық шығыны 2008 жылы 3,8 миллиард долларды 

32

құрайды және сол жалпы егін шығынының 9 - 22% тек вирустық инфекция 

әсерінен болады. Ал Tomato bushy stunt virus (TBSV) вирусының әсерінен 

жыл сайын қызанақ шығыны 80% - дан жоғары шығынға ұшырауда [145]. 

Жалпы әлемде 80 – нен астам көкөніс өсімдік түрлерінде 100 – ге жуық 

спецификалық вирустар табылған, оның ішінде ауру қоздырушысының 12 – 

сі қызанақта, 10 – бұрышта, 7- қиярда, 11 – сәбізде, 6- орамжапырақта 

табылған [146]. 

Өлі мен тірі шекарасында тұрған вирустардың өмірдің ұсақ объектісі 

болуы осы уақытқа дейін көптеген инфекциялық және инфекциялық емес 

аурулардың негізгі қоздырушысының бірі болып қалып отыр. Вирустардың 

тірі азаларда тіршілік етуі қожайын жасушасында мысалы үшін хлороз, 

некроз ауруларын тудырып, фотосинтез процесінің бұзылуына, өсімдік 

биомассасының төмендеуіне ақырында өсімдіктің өліміне әкеледі. 

Екіншіден, 20 – 30 жылдық тәжірибе көрсеткендей, вирустар жалпы 

биологиялық, генетикалық, биохимиялық, молекулалық биология, 

эволюциялық және басқа мәселелерді шешуде табиғаттың өзі жаратқан 

қайталанбас объектісі болып табылады [147]. 

Жалпы вирустардың таралуын бақылау өте қиын. Осыған байланысты 

өсімдіктердің вирустарға төзімділігінің механизмін зерттеу, сонымен қатар, 

вирустық аурулармен күресуде жаңа тиімді әдістерді қоршаған ортаға 

қауіпсіз етіп құрастыруда үлкен теориялық және практикалық маңыз жатыр. 

Өсімдік вирустарының таралуы. 

Өсімдік вирустарының таралуының бірнеше жолдары бар, мысалы, 

қожайынның көбею үрдісі кезінде (тозаңмен, ұрықпен), табиғи факторлар 

(жаңбыр, жел, құстар) арқылы таралуы. Адамдар өсімдіктер вирусын 

зақымдалған өсімдік материалын (вегетативті бұтақ, ұрық) пайдаланағанда 

және де вируспен зақымдалған топырақты қолдану барысында вирустарды 

таратады. Алайда фитопатогенді вирустардың негізгі тасымалдаушылары 

болып, олардың аралық иелері (жәндіктер, кенелер, нематодтар, 

фитопатогенді саңырауқұлақтар) саналады. Вирустардың қожайын ағзасына 

кіріп зақымдауы әр алуан биологиялық түрлерде әр түрлі. Мысалы, өсімдік 

вирусы қожайын ағзасына инфекциялық зақымдану барысында еніп, 

плазмодесма, ксилема және флоэма арқылы таралады. Вирус плазмодесма 

арқылы жасушадан жасушаға күніне шамамен 1мм жылдамдықпен таралады, 

кейде одан да баяу жылжуы мүмкін. Ал вирус өткізгіш ұлпаларына түскенде 

өсімдікте минутына 2,5см жылдамдықпен жылжиды. Осыған орай, 

өсімдіктердің вирустық инфекциясы жергілікті немесе жүйелі болады [147, 

113- бет]. Вирустардың биологиялық түр болып сақталып қалуы қожайын 

жасушасының сезімталдық қабілеттілігімен тікелей байланысты. Әртүрлі 

вирустарда қожайын спектрі әрқалай болып өзгеріп отырады. Кейбір 

вирустарда қожайынды таңдау кең ауқымды қамтыса, ал кейбіреуі тек бір түр 

қожайынның жасушасын зақымдай алады. Зақымдайтын қожайындарының 

көп болуы түрмен шектелуі мүмкін немесе жоғары қатардағы таксономиялық 

категориямен анықталады. Әсіресе, көп қожайындарды зақымдау қабілетіне 

33

өсімдік вирустары ие. Мысалы, темекінің мозайкалы вирусы өсімдікті де, 

және өзінің тасымалдаушысы – жәндікті де зақымдайды [147, 113- бет]. 

1.7.1 TBSV (Tomato bushy stunt virus) вирусы құрылымы және 

геномының жалпы сипаттамасы 

Tomato bushy stunt virus (TBSV) – қызанақ дақылында (Lycopersicon 

esculentum) жапырақтарының теңбіл басуымен, өсуінің тежелуімен және шоқ 

түпті болып өсуімен байқалады. Өсімдіктердің TBSV – вирусымен 

зақымдануы серологиялық әдіс ELISA арқылы дәлелденіп, оның зақымдау 

пайызы 25,5% көрсеткішті көрсетті [148]. TBSV қабықшасының икемділігі 

оған икосаэдрлік капсид түзуге мүмкіндік береді. TBSV – cфералық вирус, 

массасы 41кДа, 180 бірдей ақуыз суббірлікті қабықшасымен қапталған 4800 

нуклеотидтен тұратын бір тізбекті, оң полярлы РНҚ молекуласынан 

құралған [149]. 

Жалпы өсімдік вирустары 73 туыс, 49 тұқымдасқа топтастырылған 

[150]. Солардың ішінде Tombusviridae тұқымдасына жататын жақсы 

зерттелген вирустардың бірі TBSV. Tombusviridae тұқымдасына сегіз туыс 

жатады (1 кесте). 

1 кесте - Tombusviridae тұқымдасының топтастырылуы 

Туысы 

Геномы (Кб) 

Aureusvirus 4.4 

Avenavirus 4.4 

Carmovirus 3.7-4.3 

Dianthovirus 

екі бөлікті 

Machlomovirus 4.4 

Necrovirus 3.7 

Panicovirus 4.3 

Tombusvirus 4.7-4.8 

Туыстар морфологиялық жағынан ұқсас және икосаэдрлі, геномы бір тізбекті 

РНҚ-дан тұрып, көбіне топырақ және су арқылы таралады. Tombusvirus 

туысына жататын кейбір вирустардың түрлері: Artichoke mottled crinkle virus, 

Carnation Italian ringspot virus, Cymbidium ringspot virus, Cucumber necrosis 

virus ‏,(‏CNV‏)‏ Tomato bushy stunt virus (TBSV) [151]. 

Бүгінгі таңда TBSV вирусының геномы секвенирленген, бірнеше 

ақуызды кодтайды [152], яғни p92 – РНҚ тәуелді РНҚ полимераза, p33 – 

маңызды қосымша ақуызы [153], p41 – капсидті ақуызы [154], 

тасымалдаушы ақуыз - p22 [155], РНК- интерференцияны супрессиялайтын 

p19 ақуызы. P33 және p92 тікелей геномдық РНҚ-дан трансляцияланады, ал 

p41 ақуызы субгеномдық мРНҚ1-ден, p19 және p22 субгеномдық мРНҚ2-ден 

трансляцияланады (сурет 8). Р33 және Р92 репликация мен транскрипцияға 

қатысатын мембраналы ақуыздар, Р92 РНҚ синтезінің каталитикалық бөлігі. 

Р41 жасушадан жасушаға жылжып қана қоймай, жүйелі таралуға мүмкіндік 

34

беретін капсидті ақуыз. Ал Р22 ақуызының негізгі функциясы - жасушадан 

жасушаға жылжуды қамтамасыз ету, РНҚ-ны байланыстыру, фосфорлау 

және жасуша қабырғасымен (плазмодесма) және мембранамен байланысады, 

қожайынның транскрипциялық факторымен өзара байланысады. Сонымен 

қатар, біздің жұмысымызда зерттелетін Р19 супрессорлы ақуыз, ол ауру 

симптомдарға, N. benthamiana өсімдігінде инфекцияны қоздырушы рөлі аз 

болғанымен, вирустық қабілетін сақтауда маңызы зор екендігі белгілі. 

Сурет 8 - TBSV (Tomato bushy stunt virus) геномының схемалық 

диаграммасы. Төрт бұрыштардың ішінде TBSV кодтайтын ақуызтарыныңң 

молекулалық массасы көрсетілген. Жоғарыда ақуыздар атаулары. Түзу 

сызықтар трансляцияланбайтын бөлшектер (Omarov R.T., 2004). 

1.7.2. Өсімдікті вирустан қорғау механизмі - РНҚ интерференция 

үрдісіне (RNAi) жалпы сипаттама және қолданылу перспективасы 

Соңғы жылдары молекулалық биологияда ашылған үлкен жаңалық ол - 

РНҚ интерференция (RNAi) механизмінің ашылуы. РНК интерференцияның 

вирустық ауруларға қарсы бейімделген иммундық - молекулалық қорғаныс 

механизмі болып табылатындығы да дәлелденіп отыр [156]. 

РНК интерференция өсімдіктерде геннің пост - транскрипциялық 

үнсіздігі (PTGS) деген атпен белгілі және ол тірі ағзаларда ген 

экспрессиясының реттелуінде негізгі рөлді атқаратын молекулалық механизм 

болып табылады. РНК - интерференция жоғары өсімдіктерде табиғи 

молекулалық тұрақтылық негізі. Сонымен қатар ол вирусты таңдаулы түрде 

анықтап, оның кезекті деградацияға ұшырауын қамтамасыз етеді [157]. 

РНК- интерференцияның бастапқы механизмі, ұзын қос тізбекті РНК 

молекуласының (қтРНК) синтезі болып табылады. Келесі РНКинтерференцияның 

функционалды қадамы Dicer (Dicer-like DCL) - (РНКаза 

III тобының мүшелері) ферментінің әсері. Dicer – РНҚазаIII (Rnase III) 

тұқымдасының рибонуклеазасы. Ол қтРНҚ-ны 20-25 нуклеотидтен тұратын 

қысқа интерференциялық РНҚ (small interfering RNAs (siRNA)) деп аталатын 

қысқа siRNA фрагменттеріне кеседі. Ол РНҚазаIII және PAZ домен деп 

аталатын екі доменнен тұрып, RNAi үрдісінде бірінші кезеңді катализдейді 

35

және RISC кешенінің түзілуін инициациялайды. Сонымен арнайы ақуыз 

Dicer жасушада қтРНК-ны табады. Ол өз кезегінде өзіне қысқа РНК 

молекуласын интерференциялайтын (siRNAs) және микро РНҚ-ның 

(microRNAs) 3' жабысқақ ұшы 20-30 нуклеотидтің әрекетін катализдейді. 

Бұл шағын РНК молекулалары вирустық РНК-ның ұзын репликативті 

формаларының, және де трансген мен транспозондардың, энзиматикалық 

гидролиз нәтижесінде түзілуі мүмкін [148, 68-бет]. 

Өсімдіктің вирусы жағдайында, siRNA тікелей вирустық геномнан 

түзілуі мүмкін, бірақ соңғы дәлелдеулер, сонымен қатар, РНК- ға тәуелді 

РНК полимеразаның (RNA dependent RNA polymerases) қатысатынын 

анықтады [158]. Келесі кезекте RNAi, қос тізбекті siRNA молекулалары 

ажырайды және тізбектің біреуі көп компонентті эффекторлы комплекске 

орналасады (RNA-induced silencing complex (RISC)). RISC комплекс – 

құрамына Argonaute (Argonaute – бұл RISC ақуыздық кешенінің 

каталитикалық компоненті болып табылатын ақуыздар. Ол RNAi 

механизмінде геннің үнсіздігін қамтамасыз етеді) тұқымдасының 

эндонуклеаза ақуызы және алдын - ала Dicer процессингіне ұшыраған siRNA 

кіретін мультиақуыздық кешен. Бұл РНҚ-нысанамен кешен құрып, оның 

толық емес комплементарлы кезінде трансляциясының репрессиясына 

әкеледі. Яғни, RNAi-дың биохимиялық кезеңінде мРНҚ-ны деградациялайды 

[148, 68- бет]. Ерекше транскриптің оның кезекті ферментативті гидролизі 

немесе трансляциондық репрессияның комплементарлы нуклеотидтер 

тізбегін табу үшін siRNA RISC комплексіне қосылып «іздеуші матрица» 

қызметін атқарады [158, 304- бет]. siRNA нуклеотиді мен берілген РНК 

арасындағы комплементарлы байланысу қажетті нысанды тиімді табуды 

қамтамасыз етеді. Тәжірибелік мәліметтер, siRNAs және Argonaute (AGO) 

тұқымдасының ақуыздары RISC комплексінің универсальді компоненттері 

болып табылатынын айтуға болатынын көрсетіп отыр. AGO ақуыздары 

ерекше консерванты PAZ және PIWI деп аталатын доменнің болуымен 

сипатталады. Құрылымдық зерттеулер, домен PAZ AGO – да тікелей siRNA 

– мен өзара әрекеттесетінін дәлелдеді. Бұған қоса PAZ домен siRNAs – тің 3' 

ұшымен өзара әрекеттесетіні де белгілі болды. Домен PIWI AGO белогында 

негізгі каталитикалық орталық болып табылады, өйткені ол эндонуклеаздық 

белсенділікке ие [159]. Сонымен, комплементарлы байланысқан мРНҚ 

Argonaute ақуызының көмегімен кесіледі немесе трансляция ингибирленеді. 

Бұл құбылыстар сәйкес геннің экспрессиясын басады. Қорыта келгенде, 

бөтен қтРНҚ “қысқа” кесінділері (сонымен қатар арнайы енгізілген де) 

комплементарлы мРНҚ кең көлемді ізденісіне және жойылуына “үлгі” 

болады (ал бұл сәйкес ген экспрессиясын басумен эквивалентті), және тек 

бір жасушада емес, көрші жасушалардада кездеседі. Көп ағзалар үшін – 

қарапайымдар, моллюскалар, құрт, жәндік, өсімдіктерде RNAi феномені 

инфекцияға қарсы иммундық қорғанысының негізгі тәсілдерінің бірі болып 

табылады [158, 305-бет] (сурет 9). 

36

Сурет 9 - РНК-интерференця үрдісінің кезеңдері, http://www.genequantification.de/rnai.html 

Жасушаны вирустардан және мобильді генетикалық элементтерден 

қорғайтын РНК - интерференция механизмін терапевтикалық мақсатта 

қолдануға болады. РНК - интерференция технологиясы дәрілік 

препараттарды ашуда, құрастыруда төңкеріс жасай алатын жоғары 

потенциалдық құрал болып табылады [160]. РНК – интерференция үрдісін 

ғалымдар әр түрлі гендердің қызметін талдауда қолданып жатыр. Егер 

жасушадан бір ақуызды немесе бірнеше ақуыздың белсенділігін төмендету 

қажет болса, зерттеуші ғалымдар мРНҚ-ға комплементарлы қтРНҚ 

фрагменттерін енгізіп, ақуыз синтезін баса алады. Бұл жасушалық циклдың 

әр түрлі кезеңінде мүмкін және мұны ген нокдауны (knock-down) деп атайды. 

Мысалы, осындай әдіспен, С.elegans сақиналы құрттардың өмір сүру 

ұзақтығын реттейтін генді табу үшін 5690 ген жүйелі түрде 

тыныштандырылған болатын. РНК -интерференция сонымен қатар, 

биотехнологияда да қолданылады. Бұл механизм жаңа бағалы қасиеттерге ие 

өсімдіктерді алуға мүмкіндік беретін қуатты құрал және РНКинтерференция 

механизмі көмегімен трансгенді өсімдіктердің 

жасушаларында қажетсіз заттардың синтезін төмендетуге немесе мақсатты 

метаболит синтезін жоғарылатуға болады. Мысалы, тағамдық қасиеті 

жақсартылған өсімдіктерді алуда қолдануға болады, осы әдіс арқылы сапалы 

мақта майы алынды. Мысалы, қызанақ өсімдіктерінде аллергендердің 

37

деңгейін төмендету әдісімен темекі өсімдіктерінде канцерогендерді 

төмендету әдісі жетілдірілген. Өсімдіктердің ген-инженерлік өзгерістеріне 

басқа да мысалдар ретінде, көкнәрдің есірткі заттарының төмен деңгейде 

болатын түрлерінің шығарылуы, өсімдіктердің вирустарға төзімділігін 

жоғарылату және де қызанақ жемісіне антиоксиданттардың қосылуын айта 

кетуімізге болады [160, 173- бет]. 

РНК - интерференция әрекетіне қарсы жауап ретінде вирустар 

өсімдіктердің иммундық тұрақтылығының молекулалық механизміне қарсы 

ерекше стратегия тапты [161]. РНК- интерференцияға қарсы ең тиімді және 

қолданбалы контрмера болып молекулалық – иммундық механизмінің 

вирустық супрессиясы болып табылады. Мысалы, көптеген вирустар RNAiды 

тиімді тоқтатып қоя алатын ерекше ақуыз супрессорларды кодтайды (viral 

supressors of RNAi (VSR)). Өсімдіктердің қорғаныс жүйесіне қарсы тұру үшін 

вирустық VSR экспрессиясы себепті болжамдар қозғауда. Ол болжамдар 

РНК- интерференцияның бастапқы қызметі өсімдіктердегі патогенге қарсы 

тұру болып табылады [161, 14385-бет]. Қазіргі көптеген вирустық ақуыздар 

VSR деген атпен белгілі, себебі олар бастапқыдан патогендік немесе 

вируленттіктің факторы ретінде белгілі болды, өйткені олардың 

экспрессиясы вирустық аурудың түзілуімен белгілер амплитудасын 

анықтайды [162]. Көбіне бұл ақуыздардың экспрессиясы вирустық 

репликациялардың негіздеуші факторы емес. Бірақ вирустық супрессорлар 

тиімді аккумуляция және инфекция барысында вирустардың таралуы үшін 

қажет [164]. Қазіргі кезде супрессорлық белсенділікке ие көптеген вирустық 

ақуыздар табылды. Бірақ олардың жұмысының биохимиялық механизмі 

әдебиеттерде жақын арада пайда болды. Соңғы молекулалық, биохимиялық 

және құрылымдық әр түрлі VSR зерттеулер RNAi супрессиясының 

механизмін толық қарауға мүмкіндік берді. Барлық вирустық 

супрессорлардың ортақ қасиеті болып RNAi-дың әр түрлі кезеңінде оның 

қорғаныштық жүйесіне қарсы әсер ету болып табылады. Бұл қарсылық 

әрекеті вирус пен өсімдік арасында күрделі және қиын «эволюциялық 

күрестің» интенсивті мысалы бола алады. Вирустық супрессор мен 

өсімдіктердің RNAi механизмі арасындағы коэволюция, сонымен қатар, 

өсімдіктің қорғаныс жүйесіне вирустың бейімделуінің қиындылығын 

дәлелдеп отыр [164]. 

1.7.3 RNAi вирустық супрессорының (Tombusvirus P19) биохимиялық 

қасиеті. 

РНҚ- интерференцияға қарсы жауап ретінде вирустар эволюциялық 

даму барысында осы механизмді бұзу мақсатында вирустық супрессорлық 

ақуызтарды кодтай бастады. Бүгінгі таңда вирустық супрессорлар РНҚинтерференцияның 

кілтті сатыларын бұзу немесе «алдау» амалдарын тапты 

[165]. Келесі мысалда біз РНҚ-интерференция механизмінің қызметін 

тежейтін вирустық супрессор Р19 - ақуызына тоқталамыз. 

38

Tombusvirus P19. Tombusviridae туысының вирустық геномында 

кодталатын Р19 ақуызының алғашқы зерттеулері оның репродукция, 

транспорт, РНҚ-ның қапталуы, вирустың векторлық трансмиссиясына 

қатысатындығы және инфекцияның көрініс беруінде маңызды патогендік 

фактор ретіндегі рөлі анықталды. 

Сурет 10 - Р19 – қиРНК (siRNA) комплексінің құрылымдық 

конформациясы. а - перпендикулярлық көрініс. Р19 димерінің мономерлері 

көк және күлгін түсті, ал siРНҚ-лардың тізбектері қызғылт-сары және 

қызғылт түсті. Р19-дың әрбір мономерінің екі триптофаны siRNA-дың 

терминальдің қалдығын ұстап тұруы. а және с – 90 ° бұрылған альтернативті 

көріністер. d – димердің бетіндегі РНҚ-ның байланысатын аймағы жасыл 

түсті. e – р19 димерінің оң және теріс зарядталған бөліктері көк және қызыл 

түсті. (Ye, et al (2003) Nature 426, 874-878). 

TBSV (tomato bushy stunt virus) вирусының р19 ақуызы Nicotiana 

benthamiana өсімдігінде инфекцияның басталуында маңызы жоқ, ал бұрыш 

(Capsicum annum) және шпинат (Spinacia oleracea) өсімдіктерінде жүйелік 

таралу үшін қажет. Осы ақуыздың РНҚ-интерференция супрессиясына 

қатысуы жасыл флуоресценттік ақуызды (GFP) экспрессиялайтын 

трансгендік өсімдіктерді Р19-дың векторы ретінде картоп вирусымен (PVX) 

инфекциялағанда р19-дың рөлін көрсетті [166]. Сонымен қатар, ақуыздың 

биологиялық активтілігіне оның мөлшері, инфекция сәттілігі, вирустық РНҚның 

тұрақтылығы Р19 ақуызының экспрессиясына әсер етеді. Екі тәуелсіз 

кристаллографияға негізделген зерттеу жұмыстарының нәтижесінде Р19 

ақуыз димері және қос тізбекті қысқа интерфирлеуші РНҚ молекулалары 

39

комплекс құрайтыны анықтады. Осы құрылымдық зерттеулер алғаш рет 

вирустық супрессорлармен байланысқан РНҚ-интерференцияның 

молекулярлық механизмін болжады [157, 807- бет]. 

Сонымен қатар, Р19 ақуызымен вирустық siРНҚ-лардың тікелей 

физикалық байланысуы анықталды. Осы зерттеулер арқасында р19 

ақуызымен қысқа РНҚ-лар комплексінің байланысуымен инфекция 

күштілігінің арасында корреляция көрсетті. Сонымен, вирустық супрессор 

ретінде Р19 ақуызының қызметі – бірнеше рет айналымда жүрген вирустық 

қысқа РНҚ-ның RISC- пен байланысуына кедергі жасау. Соның нәтижесінде, 

вирустық молекулалар инфекцияланған ағзада көбейіп, жинақталады. Р19 

ақуызы бойынша дефектті TBSV вирусымен зақымдалған N. benthamiana 

өсімдігінде вирустық қысқа РНҚ-мен байланысқан, рибонуклеазалық 

белсенділікке ие RISC комплекcтің болуы осы модельді дәлелдеген дәйек 

[167]. 

Осылайша, вирустық супрессорлар эволюциялық жағынан жаңа және 

қожайынның РНҚ-интерференция қорғаныс қасиетіне бейімделуінің соңғы 

кезінде пайда болады. Сондықтан әрбір вирустық туыстағы супрессорлық 

гендер әлі анықталмаған вирустық супрессорлардың құрылымы мен 

қызметін түсіндіру үшін маңызды. 

40

2 МАТЕРИАЛДАР ЖӘНЕ ӘДІСТЕР 

Абиотикалық стресс барысында тәжірибелерде пайдаланылған өсімдік 

түрлері 

Тәжірбие барысында біз төрт түрлі өсімдіктерді: алабота (Atriplex 

hortensis L), сораңшөп (Salicornia herbaceae L) инула (Inula crithmoides L) 

және теңіз критмумын (Crithmum maritimum L) зерттедік. Өсімдіктер 

коммерциялық топырақ қоспасында - НR-1 (құрамы: торф, туф, және 

тыңайтқыштар, Shacham Givat Ada, Ltd компаниясынан) отырғызылып, 

коммерциялық тыңайтқыштармен жүйелі түрде (20N; 20Р; 20К, Haifa 

Chemicals Ltd) суғарылды. Өсімдік тұқымдары фильтр қағазында Петри 

табақшасында өсіріліп, 21 күннен кейін арнайы құмыраға отырғызылды. 

Тәжірбие арнайы жылыжайларда, температура 15-20°С түнде, күндіз 

20-32°С-та өсірілді. 

Atriplex hortensis L (Chenopodiaceae) – алаботалар тұқымдасына 

жататын қос жарнақты өсімдіктер. Топырақтың жоғары бетіндегі, әсіресе 

жағалаудағы және теңізден алыс жатқан тұзды сорларда таралған. Ол 

таралған жерлердегі тұз мөлшері 3,6% - ға жетеді. Сор жерде өсетін алабота 

өсімдігі тұздың артық мөлшерін жапырақтарында жинап, осы өсімдіктердің 

тұзды топырақты айықтырудағы маңызы зор екендігін көрсетеді. Олардың 

құрғақ, кептірілген жапырақ ұнтақтары азотқа бай болғандықтан, құнарлы 

тыңайтқыш ретінде де ауыл шаруашылығында пайдаланылады. Алаботаның 

көптеген түрлері жеуге жарамды, соның ішінде бақша алаботасы (Atriplex 

hortensis L.) айтуға болады (1сурет) [43]. 

Сурет 11 - сол жағындағы – бақша алаботасы (Atriplex hortensis), оң 

жағындағы- үшкірбасты алабота (Atriplex sagittata). Якоб Штурманның 

ботаникалық кескіндемесі, http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Atriplex 

41

Salicornia herbaceae L (Amaranthaceae) – шөптекті сораңшөп өсімдігі, 

топырақтың жоғарғы бетінде, жағалауда және континенталды аумақтарда 

әдетте тұздылық көрсеткіші 5% болатын аумақтарда кең таралған 

галофиттер тобы. Тұзға өте төзімді, өте жоғары сор және сортаң топырақта 

өседі. Сораңшөптің күлінен сода алынып, құрғақ өсімдіктің ұнтақтары 

инсектицидті мақсатта пайдаланылады. Сонымен қатар, Францияда жеміс 

және дәмдеуіштер ретінде пайдаланылады (2сурет) [44]. 

Сурет 12 - Salicornia herbaceae – шөптекті сораңшөп өсімдігінің 

кескіндемесі. 

http://www.google.kz/imgres?imgurl=http://irapl.altervista.org/cpm/albums/fitch 

3/wal-hoo00903-salicornia-herbacea. 

Inula crithmoides L (Asteraceae) – инула, Таяу шығыста өсетін, ауыл 

шаруашылығында кеңінен қолданылатын галофитті өсімдіктер тобы [45]. 

Инуланың гүлденген бұтақтары қолданбалы медицинада бронхит, 

туберкулез және анемия ауруларында ем ретінде қолданылады [46]. 

Табиғатта тұзды стрестің концентрациясы 100мМ NаСl жеткенде өнімі 

азаятындығы байқалған. Осы концентрацияда ақуыз массасының орташа 

мөлшері 12,7% құрайды, ал жер үсті мүшелеріндегі иод мөлшері құрғақ 

массасына 0,8 - 1,4 мг кг -1 түзейді [45, 213- бет]. Инула өсімдігі тұзды ауыл 

шаруашылығында пайдаланылатын, перспективасы жоғары галофиттердің 

бірі (3 сурет). 

42

Сурет 13 - Inula crithmoides – инула өсімдігінің жалпы көрінісі, 

http://en.wikipedia.org/wiki/File:Inula_crithmoides 

Crithmum maritimum L (Apiaceae) - теңіз критмумы, қос жарнақты, көп 

жылдық өсімдік. Солтүстік Африкада, Азияда, Оңтүстік Европада және 

Ұлыбританияда таралған. Теңіз жағасындағы тас шатқалдарында, құмды 

жерлерде өседі. Оның етті жапырақтарын және сірке суында маринадталған 

жас өркендерін тұздық дәмдеуіштер ретінде пайдаланады. Бұдан басқа 

құрамында флавоноидтарға, каротиноидтарға және С витаминдеріне бай 

болғандықтан бұл өсімдікке деген экономикалық қызығушылықтар арта 

тусуде. Сонымен бірге, тұзданған аймақтарда өсетін, антимикробты, 

антибактериалды потенциалы жоғары, тұзды стреске жауап ретінде 

антиоксиданттық ферменттерді қарқынды түрде синтездейді [47]. 

Құрамында критмик қышқылы және 0,08% диосмин, гликозид, диосметин 

және рутиноза болады [48] (4 сурет). 

Сурет 14 - Сrithmum maritimum - теңіз критмумының жалпы көрінісі, 

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Crithmum_maritimum_c.JPG?uselang 

43

2.1 Тұқымның өнгіштігін анықтау тәжірибесі 

Сораңшөп, алабота, инула және теңіз критмумының тұқымдары 0, 25, 

50,100, 200мМ NаСI-да 9 см Петри табақшасында ватман қағазында өсірілді. 

Әрбір тәжірбие үш рет қайталанып, әр ыдыста 30 тұқымнан өсірілді. 

Тұқымдар 12 сағаттық жарықта 25°С-та 16-21 күнде өсіріліп, өнгіштік деңгейі 

анықталды. Өнген тұқымдар саны әрбір екі күн сайын өну қарқындылығы 

өлшеніп, тұқымдардың өнгіштік пайызы анықталды. Тұзды стрестің өсімдік 

тұқымының өнгіштігіне әсері АNОVА статистикалық анализі арқылы 

талданды. 

Жылыжайдағы тәжірибелер 

Жоғарыда аталған өсімдіктер 12 см пластикалық құмырада төрт түрлі 

тұз концентрациясында (0, 50, 100 және 200мМ NаСI) өсірілді. 

Культивирлеудің 8 аптасынан кейін аталған галофиттердің тұзды стресс 

барысындағы таза және құрғақ биомассасы өлшенді. 

Өсімдіктің өну режимі 

Өсімдіктерді жинау топыраққа отырғызылғаннан кейін 4 - ші аптада 

жүзеге асырылды. Жер бетінің 5-7 см деңгейіне жеткенде 3 - 4 апталық 

аралықта өсімдік биомассасы өлшеніп отырды. Осылайша белгілі уақыт 

аралығында өсімдіктер қайта өсіп - өне алады. Өнімнің жалпы биомассасы 

және тауарлық өнімі әрбір өнімді жинаған сайын өлшеніп отырды. 

2.2 Өсімдіктің биомассасы және тауарлық мөлшерін анықтау 

Өнім жиналғаннан кейін жалпы жас бұтақтардың әрбір құмырадағы 

өнім биомассасы анықталды. Тамырларын жинап, топырақ бөліктерінен 

тазалау үшін су құбырындағы сумен тазалаймыз. Ал өсімдік материалының 

құрғақ массасы 70°С-та 48 сағаттан кейін муфел пешінен кептірілгеннен кейін 

өлшенеді. 

Ауыл шаруашылық дақылдарының тауарлық өнімі - жалпы 

биомассасынан алынып, ұзындығы 5-7 см құрайтын, патогендермен және 

физикалық тұрғыдан зақымданбаған, мөлшері бірдей жасыл өркендері 

таңдалынып алынады. 

2.3. Биохимиялық талдау 

Өсімдік үлгісін іріктеу 

Биохимиялық талдау жасауға 4 - апталық өсімдіктердің жас 

жапырақтары мен тамыр үлгілері жиналды. Үлгілерді жинап болған соң 

жапырақтар мен тамырлар жуылып, тазаланып, қақтамамен оралып, сұйық 

азотта жиналып, кейін - 70°С-та тәжірбие жасағанға дейін сақталды. 

Өсімдіктердің сапалық-химиялық параметрлерін бағалау 

Өсімдіктердің сапалық ерекшеліктерін өлшеу үшін -70°С-та 

мұздатылған өсімдік үлгілерінен 5г алып, оларды политрон (PCU 

KINEMATICA AG LITTAU-LUZERN, Switzerland) жабдығымен 1:4 

қатынасында 30 секунд уақытында араластырады. Алынған экстрактілер 

мұздатқыш центрифугада (SORVALL RC 5C Plus) 17 000 айналымда 4°С-та 

44

10 минутта центрифугаланды. Тұздану деңгейінің индикаторы ретінде 

электрлік өткізгіштігі арнайы стандартты өлшеу құралы ЕС-метрмен 

өлшенеді (CYBERSCAN 500), тұтынушылар талабын қанағаттандыратын 

өсімдіктің ішкі сапасын жалпы ерігіш заттардың мөлшері құрайды, ол арнайы 

рефрактометрмен (ATAGO Digital refractometer (PR-1)) өлшенеді және 

пайыздық негізде көрсетіледі. Ал алынған өнімдердің pН арнайы pН-метрмен 

(pH 211, Microprocessor pH meter, HANNA Instruments) анықталды. 

Хлорофилл мөлшерін анықтау 

Хлорофилдің жалпы мөлшерін анықтау үшін шамамен 0,1 г жас 

жапырақ үлгілері эппендорфта жиналып, олар дереу сұйық азотта сақталды. 

Жапырақ ұлпасы 80% - дық ацетонда экстрактіленіп, жүйелі түрде шейкерде 

(SOFTLY 8, Italian design, De Gotzen) 10 секундта ұсатамыз. Алынған 

хлорофилл экстрактісі мұздатқыш центрифугада (SORVALL RC 5C Plus) 

17 000 айналымда 4°С-та 10 минутта центрифугаланады. Центрифугалағаннан 

кейін супернатант жиналып, алынған экстракті тағы ацетонда 1:4 

қатынасында шайқалады. Алынған түстер спектрофотометрде (UV/VIS 

spectrophotometer, JASCO, model V-530) оқылып, 652 нм жалпы хлорофилл 

мөлшері анықталады. Үлгідегі хлорофилл мөлшері келесі теңдеу бойынша 

есептеледі: 

Хлорофилл мөлшері (мг мл -1 ) = жұтылуы (absorbance A) at 652 нм 

34.5 

Хлорофилдің жалпы мөлшері жоғарыда көрсетілген теңдеуден шыққан 

нәтижелерді арнайы сұйылту факторымен көбейткенде шығады және 

жапырақтың таза салмағының милиграмның грамға қатынасы бойынша 

өрнектеледі [168]. 

Жапырақ экстрактісіндегі ақуыз мөлшерін талдау 

Жапырақтағы ақуыз мөлшерін анықтау үшін ең алдымен жапырақты 

арнайы экстрактілі буфермен: 250мМ NаСI - Tris-HCl (pH 8.48), 1мM 

этилендиаминтетрасірке қышқылы (ЭДТА), 1мM дитиотрейтол (ДТТ), 5мM 

L-цистеин, 10мM глутатион (ГЛТ), 0.05мM Na 2 MoO 4 , 0.1мM фенилметил 

сульфонил флуорид (ФМСФ), және 250мM сахарозамен экстрактілеп, 

алынған ерітінді центрифугаланып, супернатанттар Bio-Rad Protein Assay-мен 

араластырылып, кристалды бувин серум альбуминді бақылау ретінде алып, 

өлшенеді [169]. 

Тұзды стресс барысында өсімдіктегі ион аккумуляциясын анықтау 

Катиондарды (Mg, Na, K, Ca, Fe, Mo и Zn) талдау мақсатында жапырақ 

материалдары 3 сағатта 420°С-та муфел пешінде кептіріледі. Кейін 

кептірілген материалдың күлінің қатынасы 1:1 құрайтын тұз қышқылымен 

араластырады. Селенді анықтау үшін жапырақтың кепкен үлгісін көлемі 

бірдей азот және тұз қышқылымен экстрактілеп, центрифугалап, катиондар 

индуктивті - байланысқан плазмалы спектроскопия арқылы өлшенеді. Ал 

аниондарды, мысалы хлоридті өлшеу үшін құрғақ өсімдік материалын азот 

қышқылымен және потенциометрлі ацетат тетра гидратпен Mg (CH 3 COO) 2 

45

титірлеп, Homer et al (1961) әдістері бойынша атомды- абсорбциялық 

спектроскопиямен өлшеді. 

Аскорбат (АСК) және дегироаскорбаттың (ДАСК) мөлшерін анықтау 

Аскорбатты анықтау Law және тағы басқалардың (1983 ж) әдістері 

бойынша анықталды [170]. Өсімдік ұлпасындағы аскорбатты өлшеу үшін ең 

алдымен өсімдік ұлпасын 5%-мета-фосфор қышқылымен 1:5 қатынасында 

гомогенделеді. Кейін алынған экстракт 14,000 айналымда 20 минутқа 4°С-та 

центрифугаланып, супернатант жиналды. Аскорбатты анықтаушы қоспаны 

талдау үшін құрамы келесідегідей ерітінді дайындалды: 0,1 мл өсімдік 

экстрактісі, 150мМ натрий фосфатты буферлік ерітіндідегі 0,1 мл 5 мМ ЭДТА 

және 0,2 мл бидистилденген су қосылды. Ал жалпы аскорбат (АСК+ДАСК) 

құрамын анықтау үшін келесі реакциялық қоспа дайындалды: 0,1 мл өсімдік 

экстрактісі, 150мМ натрий фосфатты буферлік ерітіндідегі 0,1 мл 5 мМ 

ЭДТА, 10мМ ДTT 0,05мл және 0,15 мл бидистелденген су қосылды. Алынған 

қоспаны 15 мин бөлме температурасында инкубациялап, ДTT-дың артық 

мөлшері 0,05 мл 0,5% N-этилмалемидтің көмегімен тотықтырылады. Екі 

жағдайда да (АСК және ДАСК) реакциялық қоспаның түсі 0,2 мл 10% 

трихлорсірке қышқылы (ТСҚ), 0,2мл 44% ортофосфор қышқылы, 0,2 мл 4% 

дипиридил және 0,1 мл 3% темір хлоридімен өңделді. Үлгілерді мұқият 

араластырғаннан кейін 1 сағатқа 37°С - қа инкубирлеп, кейін оптикалық 

тығыздығы 525нм-да спектрофотометрде өлшедік. 

Өсімдік ұлпасындағы тұтас полифенол синтезін анықтау 

Тұтас полифенол мөлшері Singleton және Rossi (1965ж) сипаттаған, 

модифицирленген әдістері бойынша анықталды [171]. Қысқаша, 0,2г мұздаған 

жапырақ үлгісін ұнтағыш пен келсапта қатынасы 1:3,5 болатын 100мМ 

натрий-фосфатты буфермен бөліп аламыз. Алынған экстрактіні 14,000 

айналымда 20 минутқа 4°С-та центрифугалаймыз (Z 233 MK-2, HERMLE) 

және супернатантты жинаймыз. Қоспаны талдау үшін арнайы реактивтер: 

0,1мл өсімдік үлгісінің аликвотына 0,125 мл 2Н фолин-циклатор, 0,5мл 35% 

Nа 2 СО 3 және 4,28 мл бидистелденген су қосып, шайқалмалы су моншасында 

(COMFORT HETO MASTER SHAKE) 150 айналымда, 30°С-та 60 мин 

көлемінде инкубациялаймыз. Алынған түстің оптикалық тығыздығы 730 нм 

спектрофотометрде (JASCO, модель V-530) белгілі (ГҚ) галлик қышқылымен 

стандартты ерітінді арқылы салыстырмалы түрде концентрациясы анықталды. 

Тұтас полифенол мөлшері жапырақтың балғын массасының (БМ) мг г -1 

галлик қышқылы эквиваленті бойынша өлшенді. 

Несеп қышқылын, аллантоин (АЛН) және аллантоин қышқылын (АЛҚ) 

анализдеу 

Сақталған үлгілерді арнайы үккіште 80%- этанолда 1:4 (с/қ) қатынасы 

бойынша ұсақталады. Алынған экстрактілерді 14, 000 айналымда, 20 мин, 

4°С-та центрифугалаймыз (Z233 MK-2, HERMLE). Жиналған супернатант 

уреидтерді анықтау үшін, аллантоин мен аллантоин қышқылдарын стандарт 

ретінде алып, Vogels and Van der Drift (1970ж) әдістері бойынша зерттелді 

[172]. 

46

Аллантоинды анықтау; 0,1 мл өсімдік үлгісі ең алдымен 100°С-та 0,1мл 0,5М 

NаОН және 0,2 мл бидистилденген суда 8 минутқа қайнатылады. Кейін 0°С-та 

4 минутта суытылады. Суытылған қоспаға келесі сатыда 0,1мл 0,65Н тұз 

қышқылы қосылып, қайтадан 100°С-та 4 минутқа қайнатылады. 

Суытылғаннан кейін 0,1 мл рН-7.0, 0,4М фосфатты буфер (Na 2 HPO 4 -KH 2 PO 4 ) 

және 0,1 мл 18мМ фенил-гидразин қосылады. Келер сатыда қоспаға 0,5мл 

0°С-тағы концентрлі тұз қышқылын және реакция түсін жетілдіру үшін 0,1мл 

50,6мМ K-FeCy (калий феррицианидін) қосамыз. Ақырында реакциялық 

қоспаны 5 минутқа центрифугалап (Z 233 MK-2, HERMLE), 15минутқа бөлме 

температурасында инкубациялап, спектрофотометрде (JASCO, model V-530) 

535 нм-де оқимыз. 

Аллантоин қышқылын анықтау; 0,1 мл өсімдік экстрактісі 0,15Н тұз 

қышқылымен және 0,3 мл бидистилденген сумен 100°С-та 4 минутқа 

инкубацияланады. Кейін 0°С мұзға 4 минутқа салқындатылады. Келер сатыда 

0,1мл 0,4М фосфатты буфер (Na 2 HPO 4 -KH 2 PO 4 ) (pH-7.0) және 0,1мл 18мМ 

фенилгидразин қосып, кейінгі рәсімдер аллантоин әдісіндегідей жалғасады. 

Ксантиндегирогеназа (КДГ) ферментінің активтілігін талдау 

Ксантиндегидрогеназа ферментінің активтілігі нативті полиакриламидті 

гел электрофорезде M.Sagi және тағы басқалардың (1998ж) әдісі бойынша 

жүргізіледі [126, 126-бет]. Аталған галофиттердің қатынасы жапырақтар үшін 

1:4, тамыр үшін 1:2 болатын экстрактті буфферлі ерітіндімен: 250мМ Tris- 

HCl (pH 8.48), 1 мМ ЭДТА, 1мM дититрейтол (ДТТ), 5мM L-цистеин, 10мM 

глутатион (ГЛТ), 0.05мM Na 2 MoO 4 , 0.1мM фенил метил сульфонил флуорид 

және 250мM сахарозамен гомогенирленеді. Гомогенизирленген өсімдік 

сынамасы 14, 000 айналымда 4°С-та 20 минутқа центрифугаланады (Z233 

MK-2, HERMLE). Центрифугалағаннан кейін, жапырақ супернатантын 65°Ста 

90 секундқа қыздырып, қайта 14,000 айналымда 4°С-та 5 минутқа 

центрифугалаймыз. Ерігіш ақуыздардың жалпы мөлшері Брэдфорд әдісі 

бойынша Bio-Rad Protein Assay көмегімен және кристалды бұқа сарысу 

арқылы өлшенді [126, 128-бет]. 

Нативті гел натрийдің додецилсульфатынсыз 7,5% полиакриламидпен 

дайындалды және 110 минутқа 4°С-қа инкубациялап, BIO-RAD (Mini 

PROTEAN 3 System) жиынтығының әрбір құдықшасына ақуыз мөлшері 

бірдей өсімдік үлгісін құямыз. 

Ксантин дегидрогеназа ферментін анализдеу 

Электрофорез әдісінен кейін КДГ активтілігі бөлме температурасында 

арнайы ерітінді: 50мM TРИС-HCl (pH-8.48), 3.4мM 3[4.5-диметилтиазол-2-]- 

2.5- дифенилтетразолиум- бромид (MTT), 0.1мM феназин метосульфат (ФМС) 

және 1.5мM гипоксантин және 0.5мM ксантин субстрат ретінде пайдаланып, 

анықталады. Реакция қараңғыда, бөлме температурасында жетілдіреді. 

Алынған гел нәтижелері сканерде (Microtek scanner, ScanMaker 5800) 300 dpi 

мөлшерінде сканерленіп, сапалық талдау үшін формазанды жолақтардың 

қарқындылығын анықтау үшін бағдарламалық жасақтар бойынша ImageJ 

талдауы жүргізіледі. Формазан мөлшері субстраттың қатысуымен және 

47

тетразолиум тұзындағы ферменттің активтілігіне тікелей пропорциялы 

[126,128-бет]. 

Альдегид оксидаза ферментін анализдеу 

Электрофорез әдісінен кейін альдегид оксидаза активтілігін анықтауға 

қажетті реакциялық ерітінді құрамы: 50мМ рН-7.5 TРИС-НСI, 0,1мМ ФМС, 

1мM MTT және 1мМ субстрат ретінде - ванилин, индол-3-карбоксиальдегид, 

циннамальдегид қолданылды. Алынған нәтиже сканерде (Microtek scanner, 

ScanMaker 5800) NIН Imаgе Sоftware (Version 1.6) бағдарламасы бойынша 

активтілігі анықталды. 

Статистикалық талдау 

Нақты тәжірбиелердің қорытындысына және негізгі интерактивті 

эффектілерді салыстыра отырып, екі және бір бағытты дисперсионды анализ 

(ANOVA) жүргізілді. Бұл анализ арнайы тест Windows бағдарламасында 

JMP ® software (5.0.1a, SAS Institute Inc.) бағдарламасы бойынша жүргізілді. 

2.4 Өсімдіктерде биотикалық стрестің әсерін анықтауда 

пайдаланылған әдістер 

Зерттеу объектісі 

Біз өз тәжірбиелерімізде вирустық инфекцияға TBSV жоғары 

сезімталдық деңгейін көрсететін алқа тұқымдасының өкілі - Nicotiana 

benthamiana L., өсімдігін қолдандық (28 күндік өсімдікті TBSV – вирусының 

жабайы типінің РНК транскриптісімен механикалық инокуляция жасағанда 

7-12 күнгі зақымданудан кейін өсімдік өлімі туады). Шөптесін өсімдіктер 

Австралияның солтүстік тастар мен шатқалдар арасында кездеседі. Nicotiana 

benthamiana L., өсімдігі сонымен қатар ғылыми қоғамда моделдік өсімдік 

ретінде белгілі. Осы өсімдікті зақымдайтын патогендердің көп болуы оларды 

өсімдік вирусологиясында кеңінен қолдануға жол ашады. 

Плазмидалық ДНҚ-молекуласына E.соli жасушасын трансформациялау 

Жасуша трансформациясын жүзеге асыру үшін оларды мұзда сақтап, 

ДНҚ-молекуласына 100 мкл компетентті жасушаны қосып, араластырып, 

мұзда 15-20 минутқа сақтаймыз. Осыдан кейін эппендорфтарды сулы баняға 

42 o С-қа 90 секундқа қойып, артынша бірден 0 o С-қа салқындатамыз. 

Жылулық шоғынан кейін жасушаларға 900 мкл ЛБ ортасын құйып, 37°С-қа 1 

сағатқа шейкерге қоямыз. Алынған жасушаларды құрамында ЛБ ортасы және 

ампициллині 100 мкг/л бар чашка Петриге отырғызамыз. Бір түнде өскен 

колониялардан плазмидалық ДНК-ны бөліп алдық (10). Рестрикциялық 

ферменттер анализі мен электрофорез әдісі көмегімен 1% агарозды гелде 

қажетті клондар бөлініп алынды. 

Плазмидалық ДНҚ-молекуласын бөліп алу 

Плазмидалық ДНҚ- молекуласын бөліп алу үшін арнайы Qiagen Plazmid 

Mini Kit (25) пайдаландық. Бұл мини киттер жасуша культурасының негіздік 

лизисінің әрбір сатыларын; нейтрализация, пресипитация және элюирлену 

ұсынады. 

ДНҚ-молекуласын линеаризациялау 

48

Плазмидалық ДНҚ-молекуласы ДНК рестриктазалық фермент Smа I 

ферменті бойынша линеариздеп, 25мкл реакция қоспасына 10000 нг ДНК, 2.5 

буфер ерітіндісі, және 2,5мкл Smа I ферментін араластырамыз. 

Инкубациялағаннан кейін реакциялық қоспаны фенол ерітіндісімен 

дебелогыизирледік: хлороформ (1:1), спиртпен тұнбаға түсіріп, кептіріп, 10 

мкл суда ерітіп, бөліп алдық. 

In- vitro транскрипция 

Бір өсімдікке қажетті вирустық РНҚ-транскриптер Т-7 РНКполимеразаларды 

пайдаланып, in vitro- жағдайында бөлініп алынды, олардың 

құрамына: 3мкл линиарлық ДНК-молекуласы, 5xТ7 буфер, 2,5 мкл rNTР, 0,5 

мкл Т-7 РНК-полимераза, 14мкл Н 2 О қосып, 37°С-та 60 минутқа 

инкубациялап, кейін 80мкл буферде араластырдық. 

Өсімдікті вирустық құрылымды РНҚ- транскрипттарымен 

инокуляциялау 

Өсімдіктерді инокуляциялау 28 күндік Nicotiana benthamiana өсімдігінің 

жоғары үш жапырағын механикалық ысқылау арқылы жүзеге асты. Кейін 

зақымданған өсімдіктерді UV- лампалармен бақылаймыз. 

Вестерн блоттинг әдісі 

Алынған мутанттардағы ақуыз экспрессиясы Вестерн-блоттинг әдісі 

арқылы анықталды. Үлгілерді ұнтақтағышта ТЕ буферімен қатынасы 500 мг 

жапырақ 500 мкл буферде гомогенизирлейміз. Алынған қоспаны 10.000 

айналымда центрифугалап, аликвотын бөліп алып, оған крэк буферін 1:1 

қосып, 2 минутқа қайнатамыз. Алынған ақуыздарды полиакриламидті гелде 

110 V жүргізіп, кейін ақуыздар нитроцеллюлозды мембранаға көшіріліп, 

трансферлік буферде 250мА 1,5 сағатқа электр тоғына қосылады. Кейін 

алынған мембрана 7%-дық майсыз сүтте (сүт 1хТВЕ/ТWЕЕN буферінде 

дайындалады) блотталып, келер сатыда қоянның бірінші реттік 

антиденелерімен 90 мин гибридизациясын жүргіземіз. Алынған мембрана 10 

минут 3 рет 1хТВЕ/ТWЕЕN буфермен шейкерде жуылып, екінші реттік 

антиденелермен 90 минутқа (5мкл антидене 10 мл сүтке) 

гибридизацияланып, ақуыз активтілігі анықталады. 

49

3 ЗЕРТТЕУ НӘТИЖЕЛЕРІ ЖӘНЕ ТАЛДАУ 

3.1 Галофитті өсімдіктер тұқымдарының тұзды стресс 

жағдайында өнгіштігін анықтау 

Өсімдіктің тұзды топырақта өсуі және балғын кезеңінде стреске 

бейімделу механизмінің дамуы өсімдік түрінің қалыптасуында маңызды рөл 

атқарады [173]. Өсімдіктің тұзды стреске төзімділігі оның өмірлік циклінің 

әрбір кезеңінде ауысып, өзгеріп отырады [7, 456 - бет]. Тұздану өсімдік 

тұқымының өнуіне кедергіні су тапшылығын тудыру, осмотикалық эффект 

әсері немесе иондық үрдістерге метаболикалық шығын келтіру арқылы 

тежейді. Сонымен қатар, тұз концентрациясының топырақта өсуі тұқымның 

суды сіңіру қабілетін төмендетіп, өз кезегінде тұқымның өнуіне және 

тамырдың ұзарып өсуіне кедергі келтіреді [177]. Біздің зерттеулерімізде тұз 

концентрациясының өсуі I.crithmoides, C. maritimum, A. hortensis және S. 

herbaceae өсімдік тұқымдарының өнуін салыстырмалы түрде баяулатты. 16 

күнгі инкубациядан кейін Петри табақшасындағы әртүрлі тұз 

концентрациясында өнген тұқымдардың өнімі есептелді. Зерттеу нәтижесі 

бойынша инула өсімдігінің тұқымдары бақылаумен салыстырғанда 

200мMNаСl-да (16%) және 300мMNаСl-да (26%) (p

Сурет 16 - Тұзды стрестің C. maritimum өсімдігі тұқымының өнуіне 

әсері. Әрбір қайталанған тәжірбиеде 30 тұқым алынып, бақылауда, 25, 50, 100 

және 200мMNаСl-да 16 күнде өсіріліп, өну қарқындылығы анықталды. 

Қателік бағаналары стандартты қателіктер жиілігін көрсетеді (n=3). 

Ал келесі тәжірбиелерімізде біз тұздың әртүрлі концентрациясында 

өскен A. hortensis өсімдігінің өнген тұқым санын анықтап, олардың тұзды 

стреске сезімталдық деңгейін салыстырмалы түрде зерттедік. 

17 сурет - Тұзды стрестің A. hortensis өсімдігі тұқымының өнуіне әсері. 

Әрбір қайталанған тәжірбиеде 30 тұқым алынып, 0, 50, 100, 200 және 

300мMNаСl-да 10 күнде өсіріліп, өну қарқындылығы анықталды. Қателік 

бағаналары стандартты қателіктер жиілігін көрсетеді (n=3). 

51

Зерттеу нәтижесі бойынша A. hortensis өсімдігі тұқымының өнуі 0, 50, 100 

және 200мМ NaCl- да 100- 95%- ды құраса, ең жоғары тұз концентрациясында 

(300мМNаСl) тұқым өнуі тек 12%- ға төмендеді (сурет17). 

Соңғы өсімдік түрі – S. herbaceae өсімдігінің тұқымдары әртүрлі тұз 

концентрациясында (0, 100 және 200мМNаСl) өну қарқындылығы 

анықталды. S. herbaceae өсімдігінде 200mMNаСl-да тұқымның өнуі тек 6%- 

ға ғана тежелгенін көреміз (сурет 18). 

18 сурет - Тұзды стрестің S. herbaceae өсімдігі тұқымының өнуіне әсері. 

Әрбір қайталанған тәжірбиеде 30 тұқым алынып, 0, 100 және 200мMNаСl-да 

16 күнде өсіріліп, өну қарқындылығы анықталды. Қателік бағаналары 

стандартты қателіктер жиілігін көрсетеді (n=3). 

Тұқымның өну деңгейінің жоғарғы көрсеткіші аталған галофиттердің 

ішінде I.crithmoides, A.hortensis және C. maritimum өсімдіктерінде бақылауда 

байқалса (сурет 15, 16,17), тұз концентрациясының жоғарылауы тұқым 

өнгіштігін айтарлықтай төмендетті. Ал S. herbaceae өсімдігінде тұқым 

өнуінің жоғары көрсеткіші 100мМ NаСl-да анықталса, 200мMNаСl-да 

алабота және сораңшөп өсімдіктерінің өну қарқындылығын тек 5-6%-ға ғана 

тежелгенін көреміз (сурет 17, 18). 

Галофитті өсімдіктердің басым көпшілігінің тұқымдары төменгі тұз 

концентрациясында немесе тұзсыз ортада жоғары өнгіштік деңгейін көрсетеді 

[175]. Тұзды стресс өсімдік тұқымының өміршеңдігін өзгерте алмайды, бірақ 

физиологиялық үрдістерді тежеп, өсімдіктің өнуіне кері әсер етеді. 

Сондықтанда келешекте ауыл шаруашылығында перспективасы жоғары, 

мәдени дақылдар ретінде қолданылатын галофитті өсімдіктердің 

тұқымдарының өміршеңдігін, өнгіштігін бағалау өте маңызды. Осы мақсатта 

біз галофитті өсімдіктердің төрт түрінің тұз жағдайында өну деңгейін және 

потенциалын салыстырмалы түрде зерттедік. Зерттеулер нәтижелері бойынша 

тұзды стресте тұқымдардың өну деңгейі өсімдік түріне, стресс жиілігіне, 

сезімталдығына қарай пайыздық мөлшерде анықталды (cурет 15-18). Мысалы, 

52

C. maritimum өсімдігі тұқымдарының өнуі тұз мөлшерінің орташа 

концентрациясында ғана байқалып, тұздың жоғары мөлшерінде өнгіштігі 

толығымен тежелді (cурет 16). Бұл нәтиже Abdallah Atia [176] нәтижелерімен 

сәйкестікті көрсетеді. Себебі, олардың зерттеулерінде де С. maritimum 

өсімдігі тұқымының өнуі 50мМNаСl- дан асқанда толығымен тежелетіндігін 

баяндады. Керісінше, I.crithmoides өсімдігінің тұқымы 50-200мМNаСl-да 

жоғары өнгіштік деңгейін 91-70% көрсетсе, 300мМ- да айтарлықтай тежелді 

(16 сурет). Біздің нәтижелеріміздің аналогиялық нұсқасын Zurayk және тағы 

басқалардың зерттеулерінен кездестірдік. Себебі, Zurayk және тағы басқалар 

тұздың 50-ден 800мM-ге дейін концентрациясында I. сrithmoides тұқымының 

өнгіштігін анықтап, 200мMNаСl-дан асқанда ғана тұқым өнуінің төмендегенін 

байқаған [45, 213- бет]. 

Алынған нәтижелерге сүйене отырып, біз I.crithmoides A.hortensis және 

S.herbaceae өсімдіктері С.maritimum өсімдігіне қарағанда тұзды стреске 

төзімділігі айтарлықтай жоғары екеніне көз жеткіземіз. S.herbaceae 

тұқымының максималды мөлшері 100мMNаСl-да 63% - ға жетсе, 200мМ 

NaCl- да тек 6% - ға ғана тежелгенін көреміз (сурет 18). Chapman (1960) және 

тағы басқалардың еңбегіне сүйенсек, S.herbaceae өсімдігі тұқымының өнуі 

NаСl-дың 1700мМ концентрациясында да байқалған [177]. Бірақ бұл 

нәтижеде тұқымның өну қарқындылығы сипатталмаған. Әрине, бұл нәтиже 

өсімдік тұқымының қандай жағдайда өсуі мен уақытына, күн ұзақтығы, 

жарық қарқындылығы тағы да басқа қосымша факторларға тәуелді екендігін 

сипаттайды. Дегенмен, S. herbaceae, I. crithmoides және A. hortensis 

өсімдіктерінің тұқымдарының жоғары тұз концентрациясында өсіп - өнуі 

олардың облигатты галофиттер екенін тағы да дәлелдейді. Ал C. maritimum 

тұқымының сезімталдығы тамырдың ұзарып өсуі және қалыпты дамуы 

тікелей тұқымның суды сіңіру қабілетінің тежелуімен яғни, осмотикалық 

потенциалдың төмендеуімен байланысты [178]. Біздің тәжірибелеріміздің 

нәтижелері көптеген галофитті тұқымдардың өну қабілетіне ұқсас, яғни 

галофиттердің басым көпшілігінің тұқымдары тұз мөлшері төмен ортада 

жақсы өссе, жоғары тұз мөлшерінде тұқым өнгіштігі тежеледі деген ортақ 

тұжырымға сәйкес келеді [179]. 

3.2 Тұзды стресс жағдайында галофиттер биомассасының 

жиналуы 

Келесі зерттеу жұмыстарында біз тұзды стрестің өсімдік биомассасына 

тигізетін әсерін бақыладық. Себебі, тұзды стресс көптеген өсімдіктердің 

биомассасын төмендетіп, ауыл шаруашылығында маңызы зор галофитті 

мәдени дақылдарға кері әсерін тигізеді. Өсімдіктердің биомассасын тұзды 

стресс жағдайында анықтау да өсімдіктің тұзға төзімділігін анықтайтын 

бірден-бір маңызды көрсеткіш болып табылады. Тұз концентрациясының 

жоғарылауы төрт түрлі өсімдіктерінің биомассасын төмендетті (сурет 19-22). 

53

Сурет 19 - Тұзды стресте: 0, 50, 100 және 200мMNаСl-да өскен 

C.maritimum өсімдігінің балғын биомассасы. Өсімдік биомассасының 

жиналуы 4 апта тұзды стресте өскеннен кейін жүзеге асырылды. Қателіктер 

бағанасы тәжірбие барысындағы кеткен қателіктер мүмкіндігін көрсетеді 

(n=5). 

C.maritimum өсімдігінің биомассасына тұзды стрестің әсері 19 суретте 

көрсетілді. Орташа 50мМ NаСl мөлшердегі тұз C.maritimum биомассасын 

25%-ға төмендетсе, 100мM NаСl-да өсімдіктің балғын биомассасы 59%-ға ал 

200мMNаСl-да 90%-ға тежелді. Тұз мөлшерінің неғұрлым жоғарылауы 

өсімдік биомассасын айтарлықтай төмендететіні байқалды. Ал I.crithmoides 

өсімдігіне келер болсақ, бұл өсімдіктің оптимальды балғын биомассасы 

100мMNаСl-да байқалып, ал 200мMNаСl-да бақылау мөлшерінен 

салыстырғанда айтарлықтай өзгеріс болмағанын көрсетеді (сурет 20). Яғни, 

I.crithmoides өсімдігінің оптимальды балғын биомассасы орташа 100мМ 

NаСl-да жиналса, C.maritimum өсімдігінің оптимальды биомассасы 0мМNаСlда 

жиналады. Және тұз концентрациясын жоғарылауы 200 және 300мMNаСlға 

өсімдік биомассасының өнімін күрт тежегенін байқаймыз (сурет 19). 

54

Сурет 20 - Тұзды стресс жағдайында өскен инула өсімдігінің балғын 

биомассасы. Биомассаның жиналуы өсімдікті тұзды стресте өскеннен кейін 4 

аптадан кейін жүзеге асырылды. Қателіктер бағанасы тәжірбие барысындағы 

кеткен қателіктер мүмкіндігін көрсетеді (n=5). 

Сурет 21 - тұзды стресте (0, 100мMNаСl) өскен I.crithmoides өсімдігінің 

балғын биомассасы және жалпы инула өсімдігінің жер асты және жер үсті 

мүшелерінің көрінісі. 

Екі өсімдіктің де жер үсті мүшелерінің биомассасы жоғары тұзда 

айтарлықтай тежеліп, I.crithmoides өсімдігі - 87%-ға, ал C.maritimum 

өсімдігінің биомассасы - 96% - ға төмендеді (сурет 19, 20). Сонымен тұздың 

жоғары мөлшері аталған өсімдіктің екеуіне де кері әсер етіп, олардың әсері 

55

өсімдіктің түріне, стрестің жиілігіне байланысты болды. Алынған нәтижелер 

бойынша C.maritimum өсімдігі I.crithmoides өсімдігіне қарағанда тұзды 

стреске сезімтал болып табылды және 300мМNаСl тәжірибеде әрі қарай 

қолданылмады. Демек, әрбір өсімдіктің абиотикалық стреспен күресу 

жолдары және бейімделу механизмдері әртүрлі болып келеді деген тұжырым 

тағы расталып отыр [180]. 

Келесі тәжірбиеде біз A. hortensis және S.herbaceae өсімдіктерінің 

биомассасына тұзды стрестің әсерін қарастырдық. 

Cурет 22 - Тұзды стресте: 0, 100, 200 және 300мMNаСl-да өскен A.horensis 

өсімдігінің балғын биомассасы. Биомассаның жиналуы өсімдікті тұзды 

стресте өскеннен кейін 4 аптадан кейін жүзеге асырылды. 

56

22 суретте көрсетілгендей A.horensis өсімдігі 0,100, 200 және 300мМNаСl-мен 

өңделді. Оптималды биомасса мөлшері 100мМNаСl-да табылып, 200мMNаСlда 

бақылаумен салыстырғанда 25% ал 300мМNaCl-да 35%- ға төмендеді 

(сурет 22). 

Соңғы зерттеулерімізде біз S. herbaceae өсімдігінің өнуін төрт түрлі тұз 

концентрациясында қарастырдық. 

Сурет 23 - Тұзды стресте: 0, 100, 200 және 300мMNаСl-да өскен S. 

herbaceae өсімдігінің балғын биомассасы. Биомассаның жиналуы өсімдікті 

тұзды стресте өскеннен кейін 4 аптадан кейін жүзеге асырылды. Қателіктер 

бағанасы тәжірбие барысындағы кеткен қателіктер мүмкіндігін көрсетеді 

(n=5). 

S. herbaceae өсімдігі биомассасының оптимальды мөлшері 100мМ NаСlда 

анықталды. Ал бұл тәжірбие өз кезегінде S.herbaceae өсімдігінің тұзды 

57

стреске жоғары төзімділігін анықтайды. Яғни, бұл облигатты галофиттердің 

физиологиялық-морфологиялық тұрғыдан қалыпты дамуы үшін тұздың 

белгілі бір мөлшері міндетті түрде болуы қажет деген дәйекті қостайды. 

Өсімдіктің тұзды стреске төзімділігі әдетте абсолютті өсімімен және 

тұзды стресс барысындағы өнімнің жоғары деңгейімен бағаланады. Алынған 

нәтижелерді қорытындыласақ, өсімдік биомассасының максималды өнімі 

аталған галофиттердің үш түрінде: A.horensis, S. herbaceae және I.crithmoides 

өсімдіктерінде төменгі тұз концентрациясында болса, C. maritimum 

өсімдігінде бақылауда анықталды. Тұзды топырақта өскен галофит түрлері 

биомассасының жоғары мөлшері төменгі тұз концентрациясында байқалады. 

Бұл нәтижелер Kelly тағы басқалары (1982) [181], Gorham (1996) және 

Harrouni әріптестерінің [182] еңбектерінде баяндалады. Олардың 

еңбектерінде тұздың төмен концентрациясы кейбір галофит түрлерінің өсуін 

арттырады, бірақ, жоғары тұзды стресс өсу мен биомасса өнімділігін 

төмендетеді деген ортақ тұжырымға келді. Ал Maas-тың (1987) зерттеулеріне 

сүйенсек көптеген галофиттердің өсуі тұз мөлшері артқанда төмендейтінін 

байқап, әрбір галофиттердің өздеріне тән төзімділік шегі бар екенін 

мәлімдейді [183]. 

3.3 Тұзды стресс жағдайында галофитті өсімдіктердегі 

биохимиялық бейімделу механизмдеріндегі өзгерістерді анықтау 

Жалпы ерігіш қант құрамы 

Өсімдіктерде қант жалпы алғанда негізгі көмірсулар және энергия көзі, 

осмолиттер, стрестен қорғаушы және сигналды молекулалар болып 

табылады. Жалпы ерігіш қанттар өсімдік жасушаларында су және осмос 

потенциалдарының регуляциясынан [184] басқа крахмал түйіршіктерінің Na + 

иондарымен байланысқан хелаттүзуші агентті детоксикациялауда да маңызы 

зор [185]. 

Жалпы ерігіш қанттардың айта кетер тағы бір қасиеті мәдени 

дақылдардың дәмділік деңгейін анықтайтын маңызды индикатор болуында. 

Сондықтан аталған галофиттерді мәдени дақыл ретінде экспортқа шығару 

үшін, олардың дәмдік қасиеті де тұтынушылар сұранысын арттыратындай 

тұздылыққа ие болуы қажет. Осы мақсатта біз жалпы ерігіш қанттың 

құрамын (ЖЕҚҚ) анықтадық. ЖЕҚҚ аталған төрт өсімдікте де NаСl-дың 

200мM концентрациясында I. crithmoides, C. maritimum, A.hortensis және 

S.herbaceae өсімдіктерінде 24%, 43%, 40% және 21%-ға артқанын байқауға 

болады (2 кесте). Ұқсас нәтижелер Shonjani (2002) еңбектерінде тұзды стресс 

барысында жүгерінің құрамындағы жалпы қант мөлшерінің артқанын 

байқаса [186], AlSobhi (2006) тұз мөлшерінің артуы жалпы ерігіш және 

ерігіштігі төмен қанттар Calotropis procera өсімдігінің сабағы мен 

тамырында өсетіндігін байқаған [187]. Ал 100мMNаСl-да ерігіш қанттың 

құрамы бақылаумен салыстырғанда айтарлықтай өзгеріс байқалмады. 

Өсімдіктердегі жалпы ерігіш қанттың құрамы суғарылатын тұздың 

мөлшерімен тікелей байланысты. Дегенмен, 100мMNаСl-дағы өсімдіктің 

58

ұлпасындағы тұздың мөлшері 200мMNаСl-мен салыстырғанда 

тұтынушылардың жоғары сұранысына ие болды. Тұз мөлшері жоғарылаған 

сайын, өсімдіктегі ЖЕҚҚ артып, тауарлық дақыл ретіндегі қажеттілігін 

төмендетіндігі де анықталды (2 кесте). 

Хлорофилл мөлшері 

Тұзды стресс фотосинтетикалық аппаратты зақымдап, хлорофиллдің 

мөлшерін төмендетіп, жапырақтың ауданын кішірейтіп, фотосинтездің 

қарқындылығын төмендетеді [189]. Бұл тұзды стресс барысында әртүрлі 

тұздар иондарының өсімдік ұлпасында жиналуымен тікелей байланысты. 

Тәжірбие нәтижелеріне сүйенер болсақ, 200мMNаСl-да I.crithmoides, 

C.maritmum A.hortensis өсімдіктерде хлорофилл мөлшері бақылаумен 

салыстырғанда 54%, 57% және 10% төмендесе, S.herbaceaea өсімдігінде 

айтарлықтай өзгеріс болмады (2 кесте). Бұл осы өсімдіктің тұзды стреске 

төзімділігінің жоғары екенін тағы да дәлелдейді. Хлорофилдің жалпы 

мөлшері тұз концентрациясының жоғарылауына байланысты төмендеу 

беталысын көрсетіп, максималды мөлшері бақылауда және минималды 

мөлшері тұз концентрациясының жоғары деңгейінде үш түрлі өсімдікте: 

I.crithmoides, C.maritmum A.hortensis анықталды (2 кесте). Стресс жағдайында 

хлорофилл мөлшерінің төмендеуі оның мембранамен байланысуымен ал 

хлорофилл мөлшерінің тұрақтылығы мембрананың стабилділігімен 

байланысты. Тұзды стресс барысында бұл тұрақтылық жиі өзгеріп отырады. 

Біздің нәтижелеріміз Iqbal тағы басқалардың және Ashraf [190], Moussa Helal 

[191], Ashrafuzzaman [192] нәтижелерімен, яғни, тұзды стресс барысында 

хлорофилл мөлшерінің төмендеуімен сәйкестігін көрсетті. Хлорофилдің 

төмендеуі тұзға сезімтал өсімдіктерде тұзға төзімді өсімдіктермен 

салыстырғанда жиі кездеседі. Бұл нәтижелер тұзды стресс барысында 

фотосинтез қарқындылығының төмендеуі хлорофилл мөлшерін тежейді деген 

тұжырымды растай түседі [193]. 

Ақуыз биосинтезі 

Тұзды стресс жағдайында өсімдік жасушасындағы ақуыз мөлшерінің 

төмендеуі және өзгеруі көптеген өсімдіктерде кездесетін ортақ феноменон 

[194]. Яғни, тұзды стрестің өсімдікке әсер ететін механизмдерінің бірі - ақуыз 

синтезі. Бізге белгілі болғандай ақуыз мөлшері өсімдіктің физиологиялық 

статусын анықтайтын бірден-бір маңызды көрсеткіш болып табылады. 

Зерттеулерімізде төрт апта тұзды стресте өскен галофиттердің құрамындағы 

ақуыз мөлшері өлшенді. Максималды ақуыз мөлшері тұзды стресс 

барысында I. crithmoides, C.maritimum және A.hortensis өсімдіктерінде 

бақылауда анықталды, бірақ тұз концентрациясының жоғарылауы өз 

кезегінде ақуыз мөлшерін айтарлықтай тежеді. Мысалы: I. crithmoides, 

C.maritimum және A.hortensis өсімдіктерінде 200мMNаСl-да ол 38-36% 

төмендесе, керісінше S. herbaceae өсімдігінде 20% - ға артты. Бұл нәтиже 

тағы да бұл өсімдіктің басқа өсімдіктерге қарағанда тұзды стреске 

төзімділігінің жоғары екенін көрсетеді. Ал егер жалпы ақуыз мөлшерін 

салыстырмалы түрде қарастырсақ, ақуыздың ең көп мөлшері C.maritimum 

59

өсімдігінен табылды (2 кесте). Ақуыз мөлшері бақылау мен 100мMNаСl-да 

төрт галофиттеде айтарлықтай ерекшеліктер болмады. Yurekli және тағы 

басқалардың (2004) мәліметтері бойынша ақуыз мөлшері тұзды стреске 

сезімтал Phaseolus vulgaris өсімдігінде айтарлықтай төмендегенін байқады, 

бірақ оның тұзға төзімді P.acutifolius экотипінде артқандығы байқалды [195]. 

Ұқсас нәтижелер, Porgali және Yurekli (2005) зерттеулерінде ақуыз мөлшері 

тұзға сезімтал өсімдікте L. еsculentum бақылаумен салыстырғанда 

төмендегенін байқады. Тұзды стреске төзімді түрінде L. Pennellii, O. Sativa 

өсімдіктерінде ақуыз мөлшері бақылаумен салыстырғанда артқаны байқалды 

[196]. Аналогиялық нәтижелер тұзға төзімді күнбағыс, күріш, арпа және 

тарының сорттарында анықталды [197]. Дегенмен, Ashraf және Fatima (1995) 

жапырақ ақуызының тұзға сезімтал және төзімді Carthamus tinctorius 

өсімдіктерінің экотиптері арасында айтарлықтай өзгеріс болмағанын 

мәлімдейді. Ұқсас нәтиже Qasim және тағы басқалардың (2004) еңбектерінде 

тұзды стресс рапс өсімдігінің құрамындағы ақуыз мөлшеріне ешқандай әсер 

етпегенін баяндайды [198]. Осы алынған нәтижелер өсімдіктердің тұзды 

стреске жауабы өсімдіктің түріне, даму кезеңіне, тұзды стрестің жиілігімен 

тікелей байланысты екенін көрсетеді [197, 90- бет]. 

2- кесте - Тұзды стрестің өсімдіктің сапалық параметрлеріне (электрлік 

өткізгіштігі, жалпы ерігіш қанттың мөлшері, хлорофилл мөлшері, ақуыз) 

әсері. 

Сапалық 

Параметрлері 

Электрлік 

өткізгіштігі 

EC (ds m -1 ) 

Жалпы 

ерігіш қант 

мөлшері (%) 

Хлорофилл 

(мгр г -1 ББ) 

Тұз 

концент 

рациясы 

0мMNаСl 

100мMNа 

Сl 

200мMNа 

Сl 

0мMNаСl 

100мMNа 

Сl 

200мMNа 

Сl 

0мMNаСl 

100мMNа 

Сl 

I.crithmoides 

27.77 

45.79 

50.07 

4.4 

5.4 

5.46 

49.41 

36.71 

26.94 

60 

C.maritimu 

m 

29.59 

46.65 

66.48 

8.00 

9.07 

11.43 

70.81 

56.63 

40.40 

A.hortens 

is 

49.05 

76.09 

75.7 

8.8 

9.9 

10.8 

60.45 

65.97 

54.8 

S.herbacea 

ea 

71.2 

74.5 

103 

6.7 

6.5 

8.5 

41.2 

40.3 

43.7

200мMNа 

Сl 

Ақуыз 

(мгр г -1 ББ) 

0мMNаСl 

100мMNа 

Сl 

200мMNа 

Сl 

анм*=анықталмады 

18.19 

12.09 

11.26 

28.45. 

25.17. 

анм* 

18.02 

11.25 

11.26 

8.4 

8.16 

10.12 

Өсімдіктердегі иондық эффекті әсерін тұзды стресс жағдайында 

анықтау 

Тұзды стресс жағдайында өсімдіктің осмотикалық потенциалы 

төмендейді, иондардың токсинді әсері артады, қоректік заттардың 

жеткіліксіздігі пайда болады немесе аталған факторлардың комбинациясы 

бір уақытта жүзеге асады. Өсімдіктердегі қоректік заттардың жеткіліксіздігі 

нәтижесінде топырақта Nа + ионы артып, Са 2+ , К + , Mg 2+ иондарының мөлшері 

төмендейді немесе мембранаға байланысқан Са 2+ ионы Nа + ионымен 

алмастырылады [199]. Сонымен қатар ол әртүрлі реакциялардың кофакторы 

ретінде Са 2+ ионының қызметін тежеп, Nа + ионы токсинді әсері етеді. Тұз 

концентрациясының жоғарылауы түрлі иондардың мөлшерін арттырып, 

ферменттердің жұмысын тежеп, өсімдік метаболизмі мен физиологиялық 

қызметтерін өзгертеді [200]. Осылайша иондардың жасушадан бөлінуі және 

түрлі иондардың арасындағы балансты сақтау галофиттердің тұзға 

төзімділігінде маңызды механизм болып табылады [201]. Осы механизмді 

түсіну мақсатында біз төмендегі галофиттердің құрамындағы минералды 

иондар мөлшерін үш түрлі 0, 100 және 200мM тұз NаСl концентрациясында 

зерттедік. 

3 кесте – I.crithmoides өсімдігінің тұзды стресс (0, 100мMNаСl) 

жағдайындағы иондық құрамы, (мгр/гр -1 ҚБ) 

Тұз K + Na + Ca 2+ Mg 2+ Cl - - 

2- 

NO 3 PO 4 SO 4 

концентрациясы 

0мMNaCl 28.5 40.4 17.5 12.9 110 11 7.6 0.3 

100мMNaCl 10.6 89.3 7.7 6.3 172 13 9.1 0.2 

Өсімдіктердегі ион мөлшері тұз концентрациясында айтарлықтай 

өзгерістер тудырды. Бір бағытты ANOVA статистикалық бағдарламасы 

бойынша 100мMNаСl-да I.crithmoides өсімдігінде Nа + , К + , Мg 2+ , Са 2+ 

катиондары және Сl - аниондарының мөлшерінде айтарлықтай 

ерекшеліктерді бақыладық және тұзды стресс мөлшері жоғарылаған сайын 

олардың да концентрациясы (P, 0.0001) өзгеретіндігі байқалды. Мысалы, I. 

crithmoides өсімдігінде тұз мөлшерінің артуы тұзды стрестегі негізгі иондар: 

61

Nа + 2,1 есе және Сl - мөлшерін 1,7 есеге арттырса, К + , Са 2+ , Mg 2+ катиондарын 

1.68, 2 және 2,1 есеге азайғаны анықталды (3 кесте). 

Галофиттердің басым көпшілігінде бейорганикалық иондардың 

вакуольде оқшауланып, жиналуы тұзды стресте ұлпа ішіндегі осмотикалық 

потенциалды реттеу үшін пайдаланады [202, 320- бет]. Галофит түрлері бірбірінен 

тұзға төзімділік деңгейі және иондарды жинау қабілетімен 

ерекшеленеді [202]. Atriplex өсімдігінде K + және Na + иондары 

құрғақшылықта және жоғары тұзды стресте жапырақ ұлпасындағы су 

потенциалын төмендететін осмотикалық реттелуге қатысады [203]. Жалпы 

К + ионы төменгі топырақ ылғалдылығына жауап ретінде жиналса, Nа + ионы 

тұзды стресте жиналады. Gorham (1995) және тағы басқалардың мәлімдеуі 

бойынша өсімдік жасушалары иондардың зиянды әсерін жасуша ішілік 

компартментализация жолы арқылы вакуольде жинап, цитоплазмадан 

олардың зиянды әсерлерінен сақтайды [204]. Біздің зерттеулеріміз бойынша 

да A. hortensis өсімдігінде тұзды стресс барысында натрий катионы 

бақылаумен салыстырғанда 1,7 есеге артқаны байқалды. Яғни, жапырақ 

ұлпасындағы Nа + және Сl - концентрациясының мөлшері тұзды стресс артқан 

сайын өсетіндігі көрсетілді (4 кесте). Керісінше, A. hortensis жапырағындағы 

К + және Mg мөлшері NаСl + артқан сайын айтарлықтай төмендейтіндігі 


4 кесте - A. hortensis өсімдігінің үш түрлі тұз концентрациясы (0, 100, 

200мMNаСl) барысындағы иондық құрамы, (мгр/гр -1 ҚБ) 

Тұз 


K + Na + Ca 2+ Mg 2+ Cl - NO 3 

- 

PO 4 SO 4 

2- 

0мMNaCl 30.8 ± 

0.65 

51.9 

± 

4.72 

9.43 ± 

1.29 

7.53 

± 

0.57 

32.2 

± 

8.73 

29 ± 

3.93 

10.23 

± 0.96 

3.2 ± 

0.64 

100мMNaCl 26.3 ± 

1.74 

72.7 

± 

4.30 

11.6 ± 

0.15 

7.1± 

0.42 

64.6 

± 

5.87 

30.9 ± 

2.94 

16.97 

± 2.67 

2.5 ± 

0.30 

200мMNaCl 28.2 ± 

1.73 

86.5 

± 

7.14 

9.7 ± 

0.84 

5.4 ± 

0.29 

82.5 

± 

1.00 

22.60 

± 4.38 

14.8 ± 

1.22 

2.3 ± 

0.19 

Бұл феномен Nа + , К + иондарының арасындағы бәсекелес 

әрекеттесуімен және жоғары мөлшердегі Nа + - дың сіңірілуі, К + -дың 

сіңірілуін тежелуімен байланысты [205]. Тұзды стресс барысында 

- 

бақылаумен салыстырғанда NО 3 және SО 2- 4 аниондары 39% және 22% 

62

артқандығы да анықталды. Anderson (1977) тағы басқалардың мәліметтері 

бойынша A. hastata var. salina өсімдігінің ұлпасындағы ион концентрациясы 

тұз концентрациясының өсуімен артып, Сl - -ға қарағанда Nа + ионының көп 

мөлшерде жиналғаны мәлімдеді [206]. 

Өсімдік жапырағы және сабағының суккулентілік қасиеті ұлпаға 

жиналған артық мөлшердегі тұз концентрациясын сұйылдырып, олардың 

зиянды мөлшерін азайтады және олардың жасушаларындағы тұз 1000мM-ға 

дейін жетіп, цитоплазмада жиналып, оның құрғап кетуінің алдын алады [179- 

176]. Бейорганикалық иондардың мөлшері өсімдік ұлпасында тұзды стрестің 

жоғарылауымен бірге артады, бұл өз кезегінде осмотикалық потенциалды 

қалыпты ұстап, өсімдікке судың сіңірілуін тұрақты сақтап қалу үшін 

маңызды. Ал S.herbaceae өсімдігінде тұзды стресс жағдайында бақылаумен 

салыстырғанда жапырақ ұлпасында Nа + және Сl - иондарында ешқандай 

өзгерістер болмады. Біздің тәжірибеміздегі S.herbaceae өсімдігіндегі 

200мMNаСl-да Nа + және Сl - концентрациясының өзгермеуі де олардың 

вакуольге жиналып, аталған Salicornia bigelovii өсімдігімен ұқсастықты 

көрсетеді. Marcum және Murdoch (1992) мәліметтері бойынша осындай 

облигатты галофиттер үшін өсу ортасының тұзды болуы олардағы 

осмотикалық реттелу қызметін дұрыс атқару үшін міндетті болып табылады 

[207]. 

5 кесте - S.herbaceae өсімдігінің үш түрлі тұз концентрациясы (0, 100, 

200мMNаСl) барысындағы иондық құрамы, (мгр/гр -1 ҚБ) 

Тұз 


K + Na + Ca 2+ Mg 2+ Cl - NO 3 - , PO 4 SO 4 

2- 

0мMNaCl 13.8 134.5 17.6 4.75 253.5 17.3 4.65 7.35 

100мMNaCl 14.1 138.5 15.2 4.4 222.3 15.1 6 6.4 

200мMNaCl 11.1 134 13.3 3.4 253.5 20.6 5.8 5 

Жапырақ ұлпасындағы Мg 2+ , Са 2+ иондарының мөлшері тұзды стресс 

барысында төмендеді (Р. 0.05), (5 кесте). Тұзды стресс барысында 

өсімдіктердегі Mg + ионының рөлі туралы мәліметтер өте аз. Дегенмен, Khan 

және тағы басқалардың (2000a) еңбегінде Suaeda fruticosa L. галофитінде 

тұзды стресс артқанда Mg + ионының мөлшерінің азайғанын бақылады [208]. 

Ұқсас нәтижелер Sporobolus virginicus [207, 286- бет], жоңышқа [209], 

бадамгүл [210] және Pinica granatum [211]өсімдіктерінен де табылды. 

63

Өсімдіктің тұзды стреске төзімділігі барысында кальций ионы ерекше 

рөл атқарады [212]. Төменгі Ca + ионы өсімдік тамырының Na + ионына таңдап 

өткізгіш қасиетін төмендетеді [213]. Тұтастай алсақ өсімдіктегі Са + ионының 

статусы тұзды стресс барысында аса маңызды [214] орын алады. Са + ионы 

жасуша мембранасының таңдап өткізгіштік қасиеті арқылы Na + ионының 

токсинді әсерін бейтараптандырады [215]. Біздің нәтижелерімізде жоғары 

тұзда 200мMNаСl-да өскен сораңшөп өсімдігі жапырағының ұлпасында 

бақылаумен салыстырғанда Са 2+ мөлшері 25% - ға азайса, алабота өсімдігінде 

айтарлықтай өзгеріс бақыланбады. Ұқсас нәтижелер Tattini оның 

әріптестерінің (1995) зерттеулерінде Olea europaea өсімдігінің 

жапырағындағы кальций концентрациясы тұзды стресс барысында 

анықталды [216]. 

Келесі анықталған ион - К + ионы өсімдіктің өсуі және қалыпты дамып, 

өнуі үшін аса қажет. Біздің нәтижелерімізде сораңшөп өсімдігінде тұзды 

стресс жағдайында бақылаумен салыстырғанда К + ионы 20%- ға төмендеді. 

Ал алабота өсімдігінде тұзды стресс жағдайында айтарлықтай өзгеріс 

бақыланбады. Бұл Bernstein, Silk, and Laüchli (1995) мәліметтері бойынша К + 

ионының жиналуы жапырақтың өсу қарқындылығымен тығыз байланысты, 

демек, өсімдік өсуінің тежелуі созылушы ұлпаларда К + ионының 

прогрессивті төмендеуіменде тікелей байланысты. Және К + ионын сіңіру 

сыйымдылығы NаСl-ға төзімді өсімдік жасушаларынан табылды [217]. 

Сондықтанда К + ионының Nа + ионымен салыстырғандағы таңдап өткізгіштік 

қасиеті тұзды стресс жағдайында өсімдіктің өсуі үшін маңызды фактор екені 

белгілі болды. 

3.4 Тұзды стрестің антиоксиданттардың синтезіне әсерін анықтау 

3.4.1 Өсімдіктердің тұзды стресс жағдайында полифенолды 

синтездеу қабілеті 

Өсімдік жасушаларында қоршаған ортаның қолайсыз факторларының 

әсерінен пайда болған тотығу стресіне қарсы антиоксиданттар синтезделеді 

[180, 315-бет]. Жануарлар секілді өсімдіктер қоршаған ортаның қолайсыз 

жағдайларынан қашып құтыла алмайды, сондықтан олардағы тотығу 

стресінің деңгейі өте жоғары, яғни оған сәйкес антиоксиданттық жүйенің 

белсенділігі де жоғары. Сондай антиоксиданттық қасиетке ие органикалық 

қосылыстардың тобы - полифенолдар. Полифенолды қосылыстар сутегінің 

асқын тотығын және синглетті оттегіні ыдыратуда, және бос радикалдарды 

бейтараптандырып, зиянды әсерін жоюда маңызды қызмет атқарады [182, 59- 

бет]. Тұзды стресс барысында полифенолдың синтезделу қарқындылығын 

анықтау үшін біз аталған төрт түрлі өсімдікке: I.crithmoides, C. maritimum, 

A.hortensis, S.herbaceae талдау жүргіздік. Полифенолдардың жоғары мөлшері 

критмум өсімдігінде 185мг/100гр -1 ББ бақылау жағдайында анықталды. Бірақ, 

100 және 200мMNаСl-да полифенол мөлшері 22% және 8%-ға төмендеді 

(сурет 24). 

64

Сурет 24 - Тұзды стресс барысында 0, 50 және 100мMNаСl-да өскен 

критмум өсімдігінің құрамындағы полифенол мөлшері. Қателіктер бағанасы 

тәжірбие барысындағы кеткен қателіктер мүмкіндігін көрсетеді (n=5). 

Нәтижелерді қорытындылайтын болсақ, C.maritimum өсімдігінде тұзды 

стресс жағдайында полифенолдар мөлшерінде бақылаумен салыстырғанда 

айтарлықтай өзгерістер анықталмады. Бірақ, Cakile maritime өсімдігінде тұзды 

стресс барысында полифенолдар мөлшерінің артуы көрініс тапқан [115, 247- 

бет]. Сонымен қатар, бөрікгүл өсімдігінің жапырағында да полифенол 

мөлшері 25-50мMNаСl-да айтарлықтай айтқаны туралы мәліметтер кездеседі 

[119, 287-бет]. 

Ал I.crithmoides өсімдігінде полифенол мөлшері басқа көріністі 

көрсетті. 100мMNaCl-да полифенол мөлшері бақылаумен салыстырғанда 

18%-ға артса, 200мMNаСl-да 23% азайды. Жалпы полифенол мөлшері C. 

maritimum өсімдігіне қарағанда 17-30%- ға төмендегенін байқадық (24, 25 

суреттер). 

Сурет 25 - Тұзды стрестің инула өсімдігіндегі полифенол мөлшеріне 

әсері. 35 күндік жапырақ ұлпасындағы полифенол мөлшері галлик қышқылы 

көрінісі ретінде ұсынылды. 

Келесі тәжірибелерімізде A.hortensis және S.herbaceae өсімдіктеріндегі 

полифенол синтезінің үлгісі жоғарыда аталған галофиттерге қарағанда 

65

басқаша сипатта болды (сурет 26, 27). A.hortensis өсімдігіндегі полифенол 

мөлшері 0мMNаСl-мен салыстырғанда 200мMNаСl-да 24% -ға азайды (сурет 

26). 

Сурет 26 - Тұзды стрестің A. hortensis өсімдігіндегі полифенол 

мөлшеріне әсері. 35 күндік жапырақ ұлпасындағы полифенол мөлшері галлик 

қышқылы көрінісі ретінде ұсынылды. 

Ал S.herbaceae өсімдігіндегі полифенол синтезінің оптималды мөлшері 

орташа тұзда 100мMNаСl-да табылса, тұз концентрациясы 200мMNаСl-ға 

жеткенде бақылаумен салыстырғанда 22%-ға төмендегені байқалды (сурет 

27). 

Сурет 27 - Тұзды стрестің S.herbaceae өсімдігіндегі полифенол 

мөлшеріне әсері. 35 күндік жапырақ ұлпасындағы полифенол мөлшері галлик 

қышқылы көрінісі ретінде ұсынылды. Қателік мүмкіндігі стандартты қатемен 

бағаланды. 

Бірақ жалпы полифенолдар мөлшері S.herbaceae өсімдігінде A. hortensis 

өсімдігімен салыстырғанда шамамен 3 есеге төмен синтезделгені байқалды. 

Полифенолдың жалпы мөлшері сонымен бірге шалғам өсімдігінде де орташа 

тұз мөлшерінде бақылаумен салыстырғанда төмендегені анықталды [218]. 

Өсімдіктерде полифенол синтезі жалпы биотикалық және абиотикалық 

66

стрестерде, мысалы, тұзды стресте жиналады [118, 70-бет ]. Соңғы зерттеулер 

бойынша полифенолды мықты антиоксиданттардың қатарына жатқызуға 

болады. Себебі, полифенолды байланыстар экологиялық стрестер тудыратын 

оттегінің активті формаларынан қорғауға қатысады [219]. Айта кетерлік тағы 

бір жайт, өсімдіктерде фенолды заттардың құрамы, құрылысы бойынша 

әртүрлі болады [220]. Meot - Duros [221] зерттеулерінің тәжірбиесіне 

сүйенсек, C.maritimum өсімдігінде полифенолдың мөлшері басқа 

өсімдіктермен салыстырғанда едәуір жоғары (230-330 мг ГАҚ гр -1 ББ) 

болғандығы анықталды, ал біздің C.maritimum экотипінде (180 ГАҚ гр -1 ББ) 

азайғанын байқадық. Бұл ерекшелік олардың өсу жағдайларының әр алуан 

болуымен түсіндіруге болады. Meot-Duros өз тәжірбиелерін табиғи жағдайда, 

теңіз жағалауларында жүргізген, ал біздің тәжірбиелеріміз арнайы 

жылыжайларда жүргізілді. Бірақ жалпы полифенол мөлшерінің жоғары 

синтезі үш галофиттермен салыстырғанда, C.maritimum өсімдігінде байқалды 

(сурет 24). Incerti және әріптестерінің (2009) мәліметтеріне сүйенсек, 

полифенол мөлшері ауа-райының жағдайларына, температура, ылғалдылық 

сияқты факторларға байланысты өзгеріп отырады. Сонымен қатар, қоршаған 

ортаның қолайсыз жағдайларында өсімдіктер полифенолды оттегінің активті 

формалары тудырған тотығу стресімен күресу үшін қарқынды түрде 

синтездейді [222]. 

3.4.2 Тұздану жағдайында өсімдіктердегі аскорбин қышқылының 

синтезі 

Тұзды стрестің өсімдіктерге қолайсыз әсері тұздың осмотикалық және 

токсиндік әсеріне, тұздану деңгейіне, және стрестің ұзақтығына тәуелді. 

Жоғарыда атап өткендей өсімдіктің жасушаларында оттегінің активті 

формалары жиналады. Оттегінің активті формалары өсімдік үшін өмірлік 

маңызды - мембрана липидтерін, ақуыздарды, нуклеин қышқылдарын 

зақымдайды [223]. Өсімдіктердегі оттегінің активті формалары қалыпты 

жағдайда антиоксиданттық активті жүйелер арқылы реттеп отырады. Осыған 

қарамастан, қоршаған ортаның қолайсыз жағдайларында ОАФ синтезі артып, 

кейін қорғаныш активтілігімен барабар болмауы мүмкін. Жасуша 

деңгейіндегі ферменттер субстраттарын арттырушы әдістердің бірі бұл - 

аскорбин қышқылының синтезі. Аскорбин қышқылы - сутегінің асқын 

тотығын детоксификациялаушы циклді жүйенің бірінші реттік субстраты, 

мөлшері төмен, суда ерігіш антиоксидантты молекула болып табылады. 

Сонымен қатар, аскорбин қышқылы тікелей супероксид радикалын, 

синглетті оттегіні, супероксидті бейтараптандырады [106, 890-бет]. 

Сондықтан біз өз зерттеулерімізде тұзды стресс барысында жоғарыда 

аталған төрт түрлі өсімдіктерде аскорбин қышқылының синтезін 

қарастырдық. Тұзды стрестің жалпы аскорбин қышқылына әсері критмум 

өсімдігінің жапырақ ұлпасында 45 күннен кейін анықталды. Жалпы аскорбин 

қышқылының оптималды мөлшері бақылаумен салыстырғанда 100мMNаСl- 

67

да 1.5 есеге артқаны анықталды (сурет 28). Сонымен қатар тұзды стрестің 

өсуі, аскорбин қышқылының синтезің арттырды. 

Сурет 28 - Тұзды стрестің (0, 50 және 100мMNаСl) C.maritimum 

өсімдігіндегі жалпы аскорбин қышқылына әсері. 45 күнгі өскен өсімдіктің 

жапырақ үлгісі тәжірбиеде пайдаланылды. Қателіктер мүмкіндігі стандартты 

қателік негізінде анықталды (n=5). 

C.maritimum өсімдігінің жапырағы аскорбин қышқылына, 

каротеноидтарға және флавоноидтарға бай [225]. Оны біз өз 

тәжірбиелерімізден де байқай алдық. Бір қызығы, C.maritimum өсімдігінде 

аскорбин қышқылының мөлшері қалған үш түрлі өсімдіктермен 

салыстырғанда 5-10 есеге артқанындығы байқалды (сурет 28). 

Сурет 29 - Тұзды стрестің (0, 50, 100 және 200мMNаСl) I.crithmoides 




Аскорбин қышқылы I.crithmoides өсімдігінде де жоғары тұз 

концентрациясында артып, бақылаумен салыстырғанда 1,4 есеге өсті (сурет 

29). Атап өтер тағы бір жайт, аскорбин қышқылының синтезі аталған үш 

68

өсімдікте де бірдей бейімділікті көрсетті, яғни, тұз қышқылының артуы өз 

кезегінде аскорбин қышқылының мөлшерін айтарлықтай арттырды (сурет 28, 

29 30). Мысалы, A.hortensis өсімдігінде аскорбин қышқылының 

концентрациясы жоғары тұзда бақылаумен салыстырғанда шамамен 2-есеге 

артты (сурет 30). 

Сурет 30 - Тұзды стрестің (0, 50, 100 және 200мMNаСl) A.hortensis 




Келесі тәжірибеде S.herbaceae өсімдігі тұздың төрт концентрациясында 45- 

күнде өсірілді. 

Сурет 31 - Тұзды стрестің (0, 50, 100 және 200мMNаСl) S.herbaceae 




45-күннен кейін өсімдіктің балғын биомассасын алып, аскорбин 

қышқылының синтезін өлшедік. 31 суреттен көргендей жалпы аскорбин 

қышқылының мөлшері S.herbaceae өсімдігінде жоғары тұз 

69

концентрациясында айтарлықтай өсті. 200мMNаСl-да аскорбин қышқылының 

синтезі бақылаумен салыстырғанда -2,1 есеге артты (31 сурет). Бұл нәтижелер 

біздің тұжырымдауымыз бойынша олардағы оттегінің активті формаларын 

бейтараптандыру белсенділігімен тығыз байланысты. Сонымен қатар, 

аскорбин қышқылы көптеген физиологиялық үрдістерге қатысып, өсуді 

реттейді, су және қоректік заттардың түсуін реттейді [226]. Жоғарыда 

айтылғандай аскорбин қышқылы сутегінің асқын тотығына қарсы 

метаболикалық үрдістерден қорғап, ферменттердің активтілігін реттеп, басқа 

антиоксиданттармен бірге синергетикалық комплекс құрып, тотығу стресінің 

зақымдануын азайтып, мембрана тұрақтылығын сақтайды [227]. 

Антиоксиданттық қасиетіне, өсімдіктің өсіп-дамуы және өсімдік 

жасушаларында қоршаған орта стрестеріне қарсы төзімділік механизмдерін 

реттеу барысындағы қызметіне байланысты аскорбин қышқылы қазіргі таңда 

өсімдіктер физиологиясында маңызды антиоксиданттардың бірі болып 

табылады [228]. 

3.4.3 Тұзды стресс жағдайында пролиннің синтезделу қабілетін 

зерттеу 

Түрлі абиотикалық стрестерге қарсы өсімдік жасушаларында 

пролиннің жиналуы өсімдіктердің бейімделу механизмдерінің бірі болып 

табылады. Көптеген зерттеулердің нәтижелері бойынша пролин метаболизмі 

даму және стреске жауап ретінде комплексті әсер етіп, қоршаған ортаның 

қолайсыз жағдайларында, тұзды стресте өсімдіктерде пролин, бетаин, 

полиаминдердің жиналуы байқалады [229]. Тұзды стреске өсімдіктердің 

бейімделуі барысында пролиннің жиналуын біз өз зерттеулерімізде 

I.crithmoides және C.maritimum өсімдіктерінде бақыладық. C.maritimum 

өсімдігінде 50мMNаСl-да пролин мөлшері төмендеп, 100мMNаСl -да пролин 

синтезі 0.25 есеге артты (сурет 32). 

Сурет 32 - Тұзды стрестің (0, 50 және 100мMNаСl) C.maritimum 

өсімдігіндегі пролин синтезіне әсері. 45 күнгі өскен өсімдіктің жапырақ үлгісі 

тәжірбиеде пайдаланылды. Қателіктер мүмкіндігі стандартты қателік 

негізінде анықталды (n=5). 

70

Ал, I.crithmoides өсімдігі төрт түрлі тұз концентрациясында өсіріліп, алынған 

өсімдік үлгілерін пролин синтезін анықтауға пайдаландық. Тұз 

концентрациясының орташа мөлшерінде 50,100мMNаСl-да ешқандай өзгеріс 

болмағанымен, 200мMNаСl-да пролин синтезі бақылауға қарағанда 2.9 есеге 

артты. Тағы бір ескерер жәйт, жалпы пролин мөлшері C.maritimum 

өсімдігінде I.crithmoides өсімдігіне қарағанда 2-2.3 есеге артқаны көрсетіледі 

(32,33 суреттер). 

Сурет 33 - Тұзды стрестің (0, 50, 100 және 200мMNаСl) I. сrithmoides 

өсімдігіндегі пролин синтезіне әсері. 45 күнгі өскен өсімдіктің жапырақ үлгісі 

тәжірбиеде пайдаланылды. Қателіктер мүмкіндігі стандартты қателік 

негізінде анықталды (n=5). 

Өсімдіктерде абиотикалық стрестерге қарсы пролиннің жиналуы, 

өсімдіктің түріне қарай алуан түрлі бейімділікті көрсетті, және олардың 

осмопротектанттық маңызының жоғары екендігін білдіреді [79, 215- бет]. 

Пролин негізінен цитозолда, хлоропласта, вакуольде жиналып, 

цитоплазмадағы фермент активтілігімен үйлесімділік құрып, осмотикалық 

реттелуді қамтамасыз етеді. Осмопротектанттық қызметінен басқа, пролин 

тағы да оттегінің активті формаларын детоксификациялап, антиоксиданттық 

қызмет атқарады және ақуыз, ақуызды комплекстердің тұрақтылығын 

қамтамасыз етіп, сигналды - реттеуші молекулалар ретінде де маңызы зор 

[230]. Абиотикалық стрестерге жауап ретінде галофитті өсімдіктерде пролин 

цитозолда жиналып, осмотикалық реттелуге қатысады. Мысалы, 

200мMNаСl-мен өңделген Distichlis spicata өсімдігінің жасушасындағы 

цитозолды пролин мөлшері 230мMNаСl-мен салыстырғанда жоғары [231]. 

Пролиннің жоғары мөлшерде жиналуы абиотикалық стрестерге; тұзды, 

құрғақшылық, ауыр металдармен зақымданған S. portulacastrum өсімдігінде 

де анықталды [232]. Пролиннің жиналуы арқылы осмотикалық реттелу тағы 

басқа да өсімдік түрлерінде: Plantago crassifl ora, Salicornia europaea , 

Atriplex halimus , A. halimussubsp. schweinfurthii , Avicennia marina , Hordeum 

maritimum , Ipomoea pes-caprae , Paspalum vaginatum , Phragmites australis , 

және Suaeda [233;234] табылды. Галофитті өсімдіктер ішінде S. 

portulacastrum өсімдігі пролинді өте көп мөлшерде, жапырақтың құрғақ 

71

массасына 300 ммоль/гр -1 жинайтындығы баяндалады. Пролиннің қарқынды 

түрде жасуша цитоплазмасында жиналуы және оның осмотикалық реттелуі 

өсімдіктерді қоршаған ортаның қолайсыз жағдайларында қалыпты өсуін 

қамтамасыз ететіндігімен байланысты [235]. 

3.4.4 Өсімдіктерде тұзды стресс жағдайындағы уреид метаболизмі 

Уреидтер - бос радикалдарды қарқынды түрде бейтараптандырып, 

белгілі физиологиялық жағдайларда антиоксиданттық қорғаныш қызметін 

атқара алады [236]. Бұдан басқа, олар өсімдіктердегі азоттың үнемді 

тасымалдануын қамтамасыз етуге қатысады [122, 1420- бет]. Азоттың екі 

бейорганикалық формасы; NО - + 

3 , NН 4 өсімдіктің азотты оңай сіңіруін 

қамтамасыз етеді және арнайы азот ассимиляциясы арқылы жасушаның 

фундаментті компоненттері; амин қышқылдары, нуклеин қышқылдары, ақуыз 

және фотосинтетикалық пигменттерді синтездеуге қатысады [237]. Сондай-ақ 

NО - 3 тасымалдануы және ассимиляциясы өсімдіктің барлық бөлігінде жүзеге 

асады, ал NН + 4 тамыр арқылы сіңіріліп, ассимиляция өнімі өсімдіктің өсуші 

ұлпаларына тасымалданады [238]. Жалпы өсімдіктер азотты амидтер 

(глютамин, аспарагин) немесе уреидтер (аллантоин, аллантоин қышқылы) 

арқылы тасымалдайды. Уреидтер амид және амин қышқылдарымен 

салыстырғанда азотқа N бай (4N:4С) келеді, сондықтан ассимиляцияланған 

аммонийді тамырдан сабаққа тасымалдауға қатысуы, фотосинтез нәтижесінде 

түзілген көміртекті үнемдеуге мүмкіндік береді [239]. 

Cурет 34 - Тұзды стрестің C.maritimum өсімдігінің уреид (аллантоин, 

аллантоин қышқылының) синтезіне әсері. Қателіктер мүмкіндігі стандартты 


Тұзды стресте фотосинтез қарқындылығы төмендегенде, уреидтер арқылы 

азоттың үнемді тасымалдануы, өсімдіктің стресс жағдайына бейімделуінің аса 

маңызды алғышарты болып табылады [126, 132-бет]. Сондықтан біз өз 

тәжірбиелерімізді тұзды стреспен өңделген төрт түрлі өсімдіктерде 

уреидтердің синтезделу қарқындылығы, олардың стресті жеңілдетуге қосатын 

үлесін анықтау үшін жүргіздік. Бірінші тәжірбиемізде үш тұз 

72

концентрациясында: 0, 50 және 100мMNаСl-да C.maritimum өсімдігіндегі 

уреидтер мөлшерін анықтадық. 34- суреттен көргендей аллантоин және 

аллантоик қышқылының қатынасы 1/1 болды және тұзды стрестің артуы 

бақылаумен салыстырғанда уреид мөлшері 10%-ға артты. 

Келесі тәжірбиеде біз I.crithmoides өсімдігіндегі аллантоин және 

аллантоин қышқылы тұзды стресте жапырақ ұлпасында анықталды. Жоғары 

тұз концентрациясында бақылаумен салыстырғанда жалпы уреид мөлшерінің 

синтезі 50-61%- ға азайды (сурет 35). 

Cурет 35- Тұзды стрестің I.crithmoides өсімдігіндегі уреид (аллантоин, 



Жалпы уреид мөлшері C.maritimum өсімдігінде I. crithmoides өсімдігіне 

қарағанда 3-3,5 есеге артқаны байқалды. Ал A.hortensis өсімдігінде 

уреидтердің оптималды мөлшері тұз концентрациясынан табылды (36 сурет). 

Cурет 36 - Тұзды стрестің A.hortensis өсімдігіндегі уреид (аллантоин, 



73

Жалпы уреид мөлшері тұзды стресте 1,5 есеге артты. Бірақ, аллантоин мен 

аллантоин қышқылының қатынасы шамамен 10:2 құрады. Яғни, 

аллантоинның аллантоин қышқылына ыдырауы баяу қарқында жүзеге асады. 

Бұл өз кезегінде аммонийдің ары қарай ыдырап, ақуыз синтезін 

салыстырмалы мөлшерде азайтады. Яғни, тұз мөлшерінің артуы өз кезегінде 

уреид синтезін арттырды. Дәл осындай көрініс S. herbaceae өсімдігінде де 

анықталды (Сурет 37). 

Сурет 37 - Тұзды стрестің S. herbaceae өсімдігіндегі уреид (аллантоин, 



S.herbaceae өсімдігінде тұз концентрациясы 100мMNаСl-ға жеткенде уреид 

мөлшері 2 есеге артса, 200мMNаСl-да 2.5-есеге артқаны анықталды (сурет 

37). I. crithmoides өсімдігінен басқа үш өсімдіктерде: C.maritimum, A.hortensis 

және S.herbaecae өсімдіктерінде тұзды стресс жағдайында уреид синтезі 

артады (сурет 34, 36, 37). Бұл нәтижелер тұзды стресс барысында аталған 

өсімдіктердің ұлпасында синтезделген уреидтердің антиоксиданттық 

қабілеттерімен тікелей байланысты және өсімдіктер тұзды стресте, қараңғы 

стресте және NH 4 улануында энергияны үнемді пайдалана отырып, негізгі 

азот тасымалдаушы байланыстар болып табылады [Галина]. 

3.5 Ксантиндегидрогеназа және альдегидоксидаза ферменттерінің тұзды 

стресс барысындағы биологиялық маңызы 

Өсімдіктегі ксантиндегидрогеназа (КДГ) ферментінің пурин 

метаболизмінде маңызы зор [240]. Ол пурин метаболизмінің бірінші сатысын 

катализдеп, нуклеин қышқылдарының деградациясын тудырады. КДГ 

ферменті глутаминнен пуринді de novo жолы арқылы синтездеп, уреид 

биосинтезіне қатысады [123, 496-бет]. Сонымен қатар, өсімдіктердегі КДГферменті 

қожайын - патоген қатынасында да орын алып, жануарлар 

моделінде О - 2 және Н 2 О 2 синтездеуге қабілетті болады [241]. Өсімдік 

жапырағында және тамырындағы молибдоферменттер; ксантиндегидрогеназа 

74

(КДГ) және альдегидоксидаза (АО) тұзды стресс барысында "Зерттеу 

материалдары және әдістері" бөлімінде сипатталғандай төрт түрлі 

өсімдіктерде: C. maritimum, I. crithmoides, A. hortensis және S. herbaceae – 

анықталды. Молибдоферменттер анализі денатурацияланбаған 

полиакриламидті гелде жүргізілді. Ксантиндегидрогеназа ферментінің 

субстраты ретінде гипоксантин және ксантин пайдаланылса, 

альдегидоксидаза ферменті үшін индол-3-aльдегид, ацетальдегид 

қолданылды. КДГ - ферменті тұзды стресс жағдайында C. maritimum 

өсімдігінің жапырағында және тамырында айтарлықтай жоғарылады. 

Сурет 38 - Тұзды стреспен өңделген C. maritimum өсімдігінің жас (ЖЖ) 

және ескі (ЕЖ) жапырағындағы ксантиндегидрогеназа ферментінің 

активтілігі. Салыстырмалы тығыздығы (NIH Image 1.6) компьютерлік 

бағдарлама бойынша алынған жолақтардың тығыздығы пайыздық мөлшерде 


Зерттелген өсімдіктің біз ескі, жас жапырағындағы және тамырындағы 

КДГ ферментінің активтілігін анықтадық. 38 суретте берілгендей КДГ 

активтілігі қарқынды түрде жас жапырақта ескі жапырақпен салыстырғанда 

бақылауда 14 - 28% - ға, ал 50мMNаСl-да 64-78% - ға артқаны байқалды. 

Сонымен қатар, жапырақтағы КДГ ферментінің белсенділігі тұзды стресте 

бақылаумен салыстырғанда айтарлықтай жоғарылағанын көреміз (сурет 38). 

Ал тамыр экстрактісінде КДГ-нің салыстырмалы мөлшері анықталып, 

бақылауда тұзды стреспен салыстырғанда айтарлықтай төмен екендігі 

көрсетіледі (сурет 39). 

75

Сурет 39 - Тұзды стреспен өңделген C. maritimum өсімдігінің 

тамырындағы ксантин дегидрогеназа ферментінің активтілігі. КДГ 

ферментінің активтілігі нативті-полиакриламидті гелде анықталды, субстрат 

ретінде ксантин және гипоксантин қолданылды. Салыстырмалы тығыздығы 

(NIH Image 1.6) компьютерлік бағдарлама бойынша алынған жолақтардың 

тығыздығы пайыздық мөлшерде анықталды. 

Ал I. crithmoides өсімдігі 28 күн тұзды стресс жағдайында өсіріліп, 

жапырақ және тамыр үлгілеріне ферменттік талдау жүргізілді. КДГ 

ферментінің екі жолағын I. crithmoides өсімдігінің ескі және жас 

жапырағынан гипоксантин және ксантин субстратымен боялған түсінің 

қарқындылығы бойынша анықтадық. Өсімдік тамырында бақылауда және 

тұзды стресте тек қана бір ғана жолақты байқаймыз (сурет 40). I. crithmoides 

жапырағындағы КДГ ферментінің активтілігі ескі және жас жапырақтарда 

анықталды. КДГ- ферментінің жоғары активтілігі бақылауда да, тұзды стресс 

жағдайында да жас жапырақта табылды. Бақылау жағдайында ескі 

жапырақтағы КДГ- ферментінің активтілігі жас жапырақтармен 

салыстырғанда 26-21%-ға, ал тұзды стресте 35-33% - ға төмендеді (сурет 40). 

Ұқсас нәтижелер майтамыр өсімдігінде табылып, КДГ –ферментінің 

активтілігі тамырмен салыстырғанда жапырақтарда жоғары болды [Mazzafera 

et al.,]. 

Сурет 40 - Тұзды стреспен өңделген I. crithmoides өсімдігіндегі жас 

(ЖЖ) және ескі (ЕЖ) жапырағындағы, тамырындағы ксантиндегидрогеназа 

ферментінің активтілігі. 

КДГ- ферментінің жапырақ ұлпасында артуы сәйкес өсімдік ұлпасына 

қажетті молибденмен байланысқан Моко-ның артуымен байланысты. 

76

Сәйкесінше жапырақ ұлпасында Моко-ға деген қажеттіліктің жоғары болуы 

жаңа өркеннің қалыпты өсіп-дамуы үшін маңызды азоттың, уреид 

формасында тасымалдану қажеттілігімен байланысты [Веги Ивонн]. 

Үшінші тәжірбиеде 28-күндік A. hortensis өсімдігін үш түрлі тұз 

концентрациясында: 0, 100 және 200мMNаСl-да өсіріп, жапырақ және 

тамырын КДГ және АО ферментінің активтілігіне талдау жасадық. 

Жапырақтағы КДГ- ферментінің активтілігі тұзды стресте 1,9 - 2,5 есеге 

артса, тамырында бақылаумен салыстырғанда 2 - 3,8 есеге артқанын 

байқаймыз (сурет 41). 

Сурет 41 - Тұзды стреспен (0,100 және 200мMNаСl) өңделген 

A.hortensis өсімдігіндегі жапырақ және тамырындағы ксантиндегидрогеназа 

ферментінің активтілігі. 

КДГ ферментінің өсімдіктерде стресс жағдайында артуы немесе жауап 

ретіндегі синтезі туралы мәліметтер аз. Тұзды стресс жағдайында КДГ және 

АО ферментінің жоғарылауы өсімдік ұлпасын зақымдаушы оттегінің активті 

формалары мөлшерінің көп болуымен байланысты [242]. КДГ ферменттері 

сәйкесінше стресс жағдайында активтілігін арттырып, көп мөлшерде 

уреидтерді синтездеуі қажет. Себебі, уреидтер стресс жағдайында бос 

радикалдардың синтезін эффективті бейтараптандырушы антиоксидант 

болып табылады [243]. Тұзды стресс жағдайында райграс өсімдігінде КДГферменті 

активтілігінің артуы біздің нәтижелерімізге ұқсастықты көрсетті. 

Бұл нәтиже бойынша стресс жағдайында КДГ- ферменті органикалық азотты 

төменгі С:N қатынасында ксилемадан жер үсті мүшелеріне тасымалдауға 

қатысады. Тұзды стресс өсімдіктерде фотосинтез қарқындылығын 

төмендетеді, яғни жапырақта синтезделген көмірсулардың тамырға 

жеткізілуі төмендейді [244]. Осы жетіспеушілік КДГ ферментінің 

активтілігін арттырып, уреид синтезін жоғарылатады. Уреид арқылы азоттың 

тасымалдануы аспарагин, глутаминмен салыстырғанда төмен 1:1 С:N 

қатынасында тамырдан сабаққа жеткізіледі. Азотты тамырдан сабаққа 

77

тасымалдау үшін амидтердің орнына уреидтерді пайдалану, тасымалданған 

әрбір азот үшін алты және тоғызға дейінгі АТФ -ті үнемдейді [244,1205-бет ]. 

Біздің тәжірибелерімізде қолданылған келесі молибдофермент - 

альдегидоксидаза. Альдегидоксидаза цитоплазмада кездесетін, молекулалық 

салмағы 300кДа болатын гомодимерлі фермент. Өсімдік АО - ферменті 

субстратты ауқымы кең, өсімдік фитогормоны, абсциз қышқылының соңғы 

сатысын катализдеуші фермент [240, 13548-бет]. АО - ферментінің екі 

жолағы A.hortensis өсімдігінің жапырағында анықталды. АО - ферментінің 

оптималды активтілігі тұзды стресте жапырақ және тамыр мүшесінде 

анықталды. Жапырақта тұзды стресс барысында АО активтілігі бақылаумен 

салыстырғанда 1,8-2 есеге дейін өсті және тамырдағы АО ферментінің 

активтілігін айтарлықтай жоғарылап, оптималды деңгейі тұзды ортада өскен 

өсімдікте шамамен 2-есе жоғарылады (сурет 42). 

Сурет 42 - Тұзды стреспен (0,100 және 200мMNаСl) өңделген 

A.hortensis өсімдігіндегі жапырақ және тамырындағы альдегидоксидаза 

ферментінің активтілігі. АО ферментінің активтілігі нативтіполиакриламидті 

гелде анықталды, субстрат ретінде ванилин және индол-3- 

сірке қышқылы қолданылды. Салыстырмалы тығыздығы (NIH Image 1.6) 

компьютерлік бағдарлама бойынша алынған жолақтардың тығыздығы 

пайыздық мөлшерде анықталды. 

Соңғы тәжірибеде біз КДГ және АО ферменттерінің активтілігін 

салыстырмалы түрде S. herbaceae өсімдігінде анықтадық. Өсімдік 

жапырағындағы КДГ және АО ферментінің активтілігінің оптималды 

мөлшері бақылауда анықталды. Бірақ тұз концентрациясының артуы КДГ 

және АО ферментінің активтілігін төмендетті (сурет 43). Ал тамырдағы КДГ 

және АО активтілігі тұзды стресс жоғарылағанда бақылаумен салыстырғанда 

1,3 - 2 есеге дейін артқанын көреміз (сурет 43). 

78

Сурет 43 - Тұзды стреспен (0,100 және 200мMNаСl) өңделген S. 

herbaceae өсімдігінің жапырақ және тамырындағы ксантин дегидрогеназа 

және альдегид оксидаза ферментінің активтілігі. 

КДГ ферментінің активтілігі тамырда жапырақпен салыстырғанда жоғары 

болды (сурет 43). Ұқсас нәтижелер яғни, тұзды және молибденді ортада 

өскен майтамыр өсімдігінде де КДГ- ферментінің активтілігі жапырағына 

қарағанда тамырында жоғары болған [122, 1421-бет]. Ал жапырағында АО 

және КДГ ферменті активтілігінің төмен болуы осы өсімдіктің облигатты 

галофит болуымен тікелей байланысты. Себебі, облигатты галофиттер 

өздерінің оптималды өсу деңгейін қоршаған ортада тұз концентрациясының 

белгілі мөлшерде болғанда ғана көрсетеді. Chenopodiaceae тұқымдастары 

осы санатқа кіреді [245]. Яғни, S.herbaceae өсімдігі үшін кермек су, тұзы жоқ 

орта олардың қалыпты дамып - өсуі үшін қолайсыздықтар тудырады. Демек, 

бақылау жағдайында олар стресс күйін кешіп, тұзды ортада қалыпты дамуын 

жалғастырады. Ал өсімдік тамырында КДГ және АО – фермент активтілігінің 

артуы тамыр аймақтарының кез-келген абиотикалық стрестерге жоғары 

сезімталдығымен байланысты деген тұжырымға келдік. Себебі, тамыр 

мүшесі топырақ астында тұзды стреске ұшырайтын бірінші жер асты мүшесі 

болып табылады [246]. 

Альдегид оксидаза ферменті жоғары сатылы өсімдіктерде абсциз 

альдегидті абсциз қышқылына айналдыратын молибдофермент [126, 126- 

бет]. Берілген өсімдіктердің тұзды және басқа да абиотикалық стрестерге 

төзімділігі олардың физиологиялық және генетикалық ерекшеліктеріне 

байланысты. Тұзды стрестің әсері тамырдағы АО – ферментінің активтілігіне 

қарқынды әсер етті (сурет 42). Себебі, тамыр АБҚ-биосинтезіне қатысады, ал 

жапырақ өте аз мөлшердегі АБҚ синтездейді [247]. Сонымен қатар, 

A.hortensis өсімдігінің тамырындағы АО- ферментінің активтілігі тұзды 

стресте артқан нәтижелер арпа, райграс [126, 132-бет], және қызанақ 

өсімдіктерінен де табылды [248]. Стрестер тудырған гормондық 

тұрақтылықтың өзгеруі өсімдіктің стреске төзімділік деңгейіне тікелей 

байланысты [249]. АО - ферментінің тұзды стресте өсімдік ұлпасында артуы 

өсімдік ұлпасындағы абсциз қышқылының артуымен байланысты [250]. 

79

Абсциз қышқылының синтезі қоршаған ортаның қолайсыз факторларында: 

төменгі температура, тұзды стресс, құрғақшылықта артады [251]. Бұл 

нәтижелер тұзды стресс барысында АБҚ – ның артуымен және АБҚ-ның 

өсімдіктің жер үсті мүшелеріне транспортының қарқынды жүруімен 

байланысты [130, 576- бет]. Себебі, абсциз қышқылы өсімдіктің стресс 

барысында бейімделу механизміне қатысады [251, 472- бет] және АО - 

ферментінің апобелогын кодтайтын ген экспрессиясының жоғарылауына 

және ақуыз молекуласының пост-трансляциялық активациясына байланысты 

[249, 264 - бет]. 

80

3.6. Биотикалық стресс - өсімдіктердегі вирустық инфекцияның 

таралуы 

3.6.1. TBSV вирусының Nicotiana benthamiana өсімдігінде ауру 

көрінісінің сипаты 

Зерттеу тәжірибелері барысында кызанақтың ергежейлі бұталы 

(Tomato Bushy Stunt Virus) вирусы қолданылды. Tombusviridae тұқымдасының 

өкілі – TBSV вирусы – оң полярлы, бір тізбекті РНК- молекуласынан тұрады 

[252]. Ұзындығы – 4800 нуклеотидтен тұрады, салмағы 41 кДа болатын 180 

бірдей ақуызды суббірліктерден тұратын қабықшамен қапталған. TBSV – 

вирусы бес түрлі ақуызды кодтайды: Р33 және Р92 вирус репликациясын 

жүзеге асырады және геномдық РНҚ- молекуласынан трансляцияланады 

[253], Р41- капсидті ақуыз, сгРНҚ1- ден трансляцияланады, Р19- ақуызы 

нуклеазды активтілік супрессоры және иесінің ағзада қозғалуына жауап 

беретін – Р22 ақуызы – сгРНҚ2- ден трансляцияланады [254]. 

Алынған in vitro транскрипттер 30-35 күн жылыжайда өскен N. 

benthamiana өсімдіктеріне механикалық жолмен инокуляцияланды. 

Сурет 44 - Сол жақта – бақылау өсімдік, ортасында- вирустың жабайы 

типімен инфекцияланған өсімдік коллапсқа ұшыраған көрінісі, ал оң жақта – 

Р19 белогы дефектіге ұшыраған өсімдік. 

N.benthamiana өсімдіктерінде вирустық жұқтырылу 5, 7, 10, 14-ші 

күндері байқалды. Вируспен жұқтырылғаннан кейін 5-7 күндері өсімдіктерде 

ауыру сипаттары байқалды. 

Вируспен зақымданған аймақтар сарғайып, некроз симптомдарын 

тудырды. Жабайы типті TBSV – вирусымен зақымдалған өсімдіктердің 

жоғары жапырақтары қабыршақтана бастады (сурет 44). Қабыршақтанудың 

пайда болуы антивирустық РНҚ- интерференция механизмінің басталғанын 

көрсетеді. Бірақ, р19 ақуызы дефектті болған мутантты өсімдіктер 2 аптадай 

аурумен күресуден соң өсуін қалыпты жалғастыра берді (сурет 44). Ал 

81

вирустың жабайы типімен инфекцияланған өсімдіктер 17-20 күнге қарай 

толығымен «коллапсқа», яғни өсімдіктің түгелдей құлдырауына әкелді. 

Бұның себебі, вирустың жабайы типінде толықтай барлық ақуыздар бар, 

әсіресе, капсидтік ақуыз вирустың жүйелі инфекциясына жол ашатындығына 

дәлел болады (сурет 44). 

Р19 ақуызы бойынша дефектті мутанттармен инфекцияланған 

өсімдіктердегі ауру көріністері жақсы көрініс беруіне қарамастан, 14-20 

күндері өсімдіктерде қайтадан қалпына келу үрдісі іске қосылды. Сонымен 

қатар, жүйелік инфекция орын алмайды. Бұның себебі, бұл мутанттардың 

геномында өзгерістер енгізілген, яғни р19 ақуызы қысқартылған, капсидтік 

ақуызы GFP- ақуызымен алмастырылған мутант. Яғни р19 ақуызың 

патогенездегі ауру көрінісі үшін маңыздылығын көрсетеді. Сонымен қатар, 

р19 ақуызы жоқ мутант ешқандай ауру көрінісін көрсетпегендіктен, біз осы 

ақуыздың супрессорлық маңызын анықтадық. 

р19 ақуызы бойынша дефектті мутанттармен инфекцияланған 

өсімдіктер бастапқы 10-14 күндері инокуляциядан соң ауру симптомдары 

әлсіз ғана байқала бастады, алайда р19 супрессорының әлсіздігінен РНКинтерференция 

механизмі басым болып, вирустың элиминациясына әкеп 

соқтырды. Яғни бұл жерде р19 ақуызының толықтай экспрессияланбауынан 

ақуыз 21 нт РНҚ-лармен комплекс түзе алмай олардың RISC комплексіне 

еніп, оны активациялауға кедергі жасай алмайды [256]. 

3.6.2 Вирустық ақуыздарды бөліп алу және тазарту 

Tombusviridae тұқымдасы вирустарының геномымен кодталатын P19 

ақуызы туралы алғашқы генетикалық зерттеулер бұл ақуыздың вирустың 

репродукция, қозғалу, инкапсидация және векторлы трансмиссия үрдістеріне 

қатысатынын анықтады. Дегенмен, кейін Р19- ақуызы инфекция белгілерінің 

дамуына қажетті маңызды патогенді фактор екендігі анықталды. Мысалы, 

кызанақтардың бұталы ергежейлі вирусының (TBSV) P19 ақуызы 

N.benthamiana өсімдіктердегі инфекцияның бастапқы сатыларына маңызды 

әсер етпейді, бірақ бұрыш (Capsicum annum) және саумалдық (Spinacia 

oleracea) сияқты басқа ағзаларда жүйелік енуде маңызды болып табылады 

[257]. РНҚ- интерференция супрессиясына P19- ақуызының қатысуы алғаш 

рет картоптың Х вирусымен (Potato virus X ) инфекцияланған (бұл вирус Р19- 

дың экспрессиясына вектор ретінде қолданылды), жасыл флоуресцентті 

ақуызды (green fluorescent protein (GFP)) экспрессиялайтын трансгенді 

өсімдіктерде көрсетілген [258]. Әрі қарай жүргізілген зерттеулер N. 

benthamiana өсімдіктеріндегі жүйелік инфекция барысында TBSV – 

вирусының P19-ақуызының вирустық РНҚ-ны қорғаудағы шешуші рөлін 

көрсетті. Сонымен қатар ақуыздың биологиялық рөлі оның мөлшеріне 

тәуелді болды, яғни сәтті инфекция, белгілердің күші, сонымен қатар 

вирустық РНҚ-ның тұрақтылығы Р19 - ақуыздың экспрессиялаудың жоғары 

деңгейін талап етеді [258, 269 - бет]. 

82

Омаров және басқалары (2006) көрсеткендей TBSV-дің дефективті 

мутанттарының патогенездегі рөлі супрессордың 21- нт қысқа РНҚ-ларды 

байланыстыру салдарынан болатынын [256, 3000- бет] ескерсек, біздің 

тәжірибеміздегі вируспен зақымдалған N.benthamiana өсімдіктерінде р19 

ақуызының толықтылығына байланысты аурудың дамуы мен патогенез 

күшінің әлсіздене бастап, өсімдіктердің қайта қалпына келуі де вирустық 

супрессордың биологиялық маңызын көрсетеді. Сондықтан келесі 

тәжірбиеде біз N.benthamiana өсімдіктерінде ауру көріністерін сырттай 

бақылағаннан соң, біз р19 ақуызын иммунопреципитациялау арқылы жабайы 

типті және RMJ мутанты күшті ауру көрінісін көрсеткендіктен, 

иммунопреципитация нәтижесінде осы ақуыздардың экспрессиясын 

бақыладық (сурет 45). Яғни бақылауда, сау өсімдіктерде ешқандай ауру 

көріністері байқалмады, олар өзінің өсу мен даму үрдістерін қалыпты 

жалғастыра берді, олардан алынған сынамаларда вирустық р19 ақуызының 

экспрессиясы болмады, ал вируспен зақымдалған өсімдіктерде керісінше 

ауру симптомдары күшті, некроз және хлороз байқалып, 

иммунопреципитация нәтижесі бойынша р19 ақуызының экспрессиясы 

жоғары болғандығын байқадық. Иммунопреципитация нәтижесінде р19 

ақуызың димерінің жолақтары 19кД және 40кД шамасында анықталды (45 

сурет). Негізінде P19 димері α1β1β2α2α3β3β4α4 полипептилден құралады 

және қиРНҚ-лар мен комплекс түзеді [259]. Сонымен қатар, NS1 тәрізді P19 

қос тізбекті РНҚ-мен гомодимер түрінде де байланысады. Ақуыз- ақуызды 

байланысы антипаралель β4β4′ тізбектері және α4α4′ спиралі арасындағы 

байланыс арқылы жүзеге асады. Сегіз β тізбек (әр мономердің төртеуі) 

«ертоқым» сияқты майысқан β аймағы siRNA-дың ауқымды ойығының бетін 

жабады. Α- спиральдің N-терминальдік қалдығы қиРНҚ-ның шеттерін 

бекітіп алады. Қалған бөлігі β – тізбектің басқа жағында орналасады. Қос 

тізбекті РНҚ-мен байланысу қасиеті ең алғаш Р19 супрессорында анықталды, 

яғни Р19 ақуызының димері РНҚ-ны байланыстыру үшін қатаң 21 нт 

ұзындықты қалайды және 3’ – ұшы жағындағы 2 нт-пен аффиндік 

байланысқа түседі. Алайда нуклеотидтер ұзындығы артқанда, мысалы 22 нт 

не одан көп болса, бұл аффиндік байланыс әлсірейді [260]. Яғни екі айқын 

р19 жолақтарының пайда болуы осы α және β пептидтерінің белгісі деп 

тұжырымдалды (сурет 45). 

83

Сурет 45 - Иммунопреципитация нәтижесінде р19 ақуызың димерінің 

жолақтары 19кД және 40кД шамасында айқындалу көрінісі. 

3.6.3. GFР – ақуыздары арқылы вирустың өсімдіктерге ену және 

таралуы қарқындылығын анықтау 

Вирустың бірнеше мутантымен N.benthamiana өсімдігін 

инфекциялағанда, әр түрлі ауру көріністері байқалды. Мысалы, 44 суретке 

назар аударатын болсақ, бақылау жағдайындағы өсімдік гүлдену сатысына 

дейін жетсе, р19 ақуызы бар, алайда капсидтік ақуызы жасыл флуоресценттік 

ақуызбен алмастырылған мутантпен инфекциялағанда вирустық зақымдану 

тек қана локальдік таралумен шектелді. Себебі 2-3 – ші жапырақтар 

инокуляцияланған болатын, яғни, вирус өсімдіктің васкулярлық жүйесі 

арқылы жоғары қарай тарала алмағанын байқауға болады. Сонымен қатар 

осы мутантпен инфекцияланған өсімдіктердегі вирустың таралу 

қарқындылығы ультрафиолет шамының астында жасыл флуоресценттік 

ақуыздың жарық беруі арқылы анықталды (сурет 46). 

84

Сурет 46 - RMJ мутантымен инфекцияланған өсімдіктердегі вирустың 

локализациясы жасыл флуоресценттік ақуыз арқылы ультракүлгін сәуле 

арқылы детекцияланды. RMJ мутантымен инфекцияланған өсімдіктер 

жүйелік инфекцияға ұшырамайды, алайда күшті ауру көрінісін береді. Ашық 

жасыл нүктелер GFP ақуызы. 

Ал бірақ, вирустың жабайы типімен инфекциялаған өсімдіктің өсуі 

мен дамуы толықтай тоқталды, жапырақтардың абнормальды дамуы 

анықталды. Бұл вирустың нәтижелі инвазиясы үшін барлық ақуыздары 

қатысуы қажет екенін көрсетеді. Қызықтыратын жайт, р19 ақуызының 

экспрессиясы кезінде өсімдіктің ұлпалары мен жасушалары апоптозға 

ұшырап, жойыла бастайды. Бұл р19 ақуызының өсімдіктегі маңызды 

механизмдерін іске қосу арқылы осындай жағдай тудыратындығымен 

түсіндіріледі. О. Вьюнет байқағандай [261] бұл өсімдік иммунитетінің 

эволюциялық жолмен даму барысында, вирустар да өзінің дамуын алға қарай 

бастырғанын көрсетеді. 

85

ҚОРЫТЫНДЫ 

Өсімдіктердің тұзды стреске төзімділігі әлі күнге дейін ауыл 

шаруашылығындағы өзекті мәселелердің бірі болып қалып отыр. Бұл мәселе 

әлемнің көптеген елдерінде топырақ тұздануының кең етек алуымен және 

осы топырақтарда өсетін өсімдіктердің өнімін арттыру және олардың игерілу 

қажеттілігімен түсіндіріледі. Ауыл шаруашылығында осы топырақтарды 

игеруде мелиорациялық және агро-техникалық іс-шаралар жүргізумен қатар 

өсімдіктің тұзға төзімділік қасиеттерін артыру қажет. Ал ол үшін 

өсімдіктердің тұзды стресс жағдайына бейімделу механизмін түсіну қажет. 

Ұсынылып отырған жұмыс тұзды (абиотикалық) стресс кезінде 

галофиттердің әртүрлі ұлпаларында орын алатын тұзға бейімделуде шешуші 

рөл атқаратын физиологиялық, биохимиялық және антиоксиданттық 

жүйелердегі және вирустық инфекция (биотикалық) стресс кезіндегі 

антивирустық үрдістердегі өзгерістерді зерттеу мақсатында жүзеге 

асырылып отыр. 

Салыстырмалы түрде галофит тұқымдарының өнгіштігіне талдау 

жасалды. Бұл мәліметтер өсімдіктің тұзға төзімділік деңгейін анықтаудың 

алғашқы көрсеткіштері болады. Алынған нәтижелер C. maritimum 

өсімдігінің тұқым өну қарқындылығы орташа тұзда айтарлықтай 

төмендегенін көрсетті. Ал I. crithmoides, A. hortensis, S. herbaceae 

өсімдіктерінің тұқым өну қарқындылығы жоғары тұздануда да жалғасуы 

олардың тұзға төзімділік қасиетінің жоғары болуымен сипатталады. Тұқым 

өну деңгейімен қатар өсімдіктің тұзға төзімділігін анықтаудың маңызды бір 

индикаторы – тұздану жағдайында өсімдік биомассасының жиналуын 

анықтау. Зерттеу нәтижелеріне сүйенер болсақ тұзды стресс жағдайында I. 

crithmoides, A. hortensis, S. herbaceae өсімдіктерінде оптималды биомасса 

100мМNaCl-да табылса, C. maritimum өсімдігінде тұзсыз ортада анықталды. 

Бұл нәтижеде аталған үш өсімдіктің тұзды стреске төзімділігінің 

айтарлықтай жоғарылығын тағы да дәлелдейді. 

Өсімдіктердің тұзды стресс жағдайында өміршеңдігін бағалайтын 

көрсеткіштер ретінде бірнеше физиолого-биохимиялық параметрлері: өсімдік 

ұлпасында жалпы ерігіш қант құрамы, хлорофилл, ақуыз, пролин және 

иондар синтезі өлшенді. Жалпы ерігіш қант синтезі тұзды стресс жағдайында 

өсімдік жасушасындағы осмотикалық және су потенциалын реттеуде аса 

маңызды қызмет атқарады. Сол себепті, өсімдіктің төрт түрінде де олардың 

синтезі тұздың мөлшері артқан сайын өсетінін бақыладық. Ал хлорофилл 

және ақуыз синтезі S. herbaceae өсімдігінде тұзды стресс жағдайында артса, 

қалған үш өсімдікте төмендегені байқалады. Сонымен қатар пролин синтезі 

де тұзды стрестің артуымен жоғарылайды. Ал иондар синтезі I. crithmoides 

және A. hortensis өсімдіктерінде Na + және Cl - иондарының жиналуы тұздану 

артқан сайын жоғарыласа, К+, Са 2+ , Mg 2+ иондары төмендейді. Ал S. 

herbaceae өсімдігінде тұз мөлшері 200мМ NaCl- ға жетсе де Na + және Cl - 

иондарының артуы байқалмады. Сонымен қатар К + , Са 2+ және Mg 2+ 

86

иондарында да айтарлықтай өзгеріс байқалмады. Бұл нәтиже S. herbaceae 

өсімдігінің суккуленттілік қасиетімен тығыз байланысты. Себебі, 

суккуленттілік сипаттың нәтижесінде өсімдік жасушасына жиналған 

иондардың артық мөлшері сұйылтылып, тұздардың өсімдіктерге тигізетін 

улы әсері бейтараптанады. Бұл қасиеттер әсіресе тұзға төзімділігі жоғары, 

фотосинтезі – С4 өсімдіктерде кездесетіндігі белгілі. 

Біздің зерттеулерімізде сонымен қатар тұзды стресс жағдайында 

антиоксиданттардың синтезіне де назар аударылды. Аскорбин қышқылының 

синтезі аталған төрт өсімдікте де тұзды стресте артып, полифенол синтезінде 

төмендегендігі байқалды. Аталған антиоксиданттар стресс жағдайында 

түзілген бос радикалдарды бейтарапандыруда маңызы зор. Дегенмен, 

полифенол синтезінің төмендеуі аталған өсімдіктердің тұздану жағдайынан 

полифенолдан басқа антиоксиданттық жүйелердің көмегімен жүзеге 

асырылады деуге болады. Ондай мүмкіндіктер әсіресе уреидтерде жоғары 

болады. Себебі, уреидтер стресс жағдайында антиоксиданттық қасиеттерінің 

жоғары болумен және азотты үнемді тасымалдауда пайдалануымен 

ерекшеленеді. Уреид мөлшері C. maritimum A. hortensis, S. herbacea 

өсімдіктерінде тұздану жағдайында артса, I. crithmoides өсімдігінде 

төмендегенін көрсетеді. Сонымен қатар уреидтер пурин метаболизмінің ең 

соңғы өнімі болғандықтан, ксантин дегидрогеназа ферментінің 

активтілігімен тікелей байланысты. Сәйкесінше уреид мөлшерінің артуы 

ксантин дегидрогеназа ферментінің активтілігін жоғарылатады. Бұл ксантин 

дегидрогеназа сонымен қатар, альдегид оксидаза ферменттері – 

молибдоферменттер тобына жатады. Аталған ферменттер өсімдіктің стресс 

жағдайында олардың төзімділігін арттырып, өсімдіктің бейімделу қасиетін 

арттырады. Бұл ферменттердің активтілігі тұзды стресте C. maritimum A. 

hortensis, S. herbacea өсімдіктерінде жоғарыласа, I. crithmoides өсімдігінде 

төмендеді. Бұл нәтижелер тұздану жағдайында өсімдіктердің антиоксидант 

ретінде уреидтер синтезінің артуы ксантин дегидрогеназа ферментінің 

активтілігін жоғарылатса, альдегид оксидаза ферментінің артуы тұзды стресс 

жағдайында абсциз қышқылы синтезінің артуымен тікелей байланысты. 

Себебі, альдегид оксидаза ферменті абсциз қышқылының соңғы сатысын 

катализдеуші фермент болып табылады. Алынған нәтижелер аталған төрт 

түрлі өсімдіктердің тұзды стреске салыстырмалы төзімділігін көрсетіп, 

келешекте ауыл шаруашылығында маңызды тауарлық дақыл ретінде 

культивирлеуге қажетті төлқұжатты база ретінде ақпарат береді. 

Зерттеулерімізде біз абиотикалық стреспен қатар биотикалық стрестің 

де өсімдікке әсерін анықтадық. Атап айтар болсақ, N.benthamina өсімдігін 

TBSV вирусымен зақымдап, өсімдіктердің қорғаныш механизмі ретінде РНКинтерференция 

үрдісін тежеуші осы вирустың Р19 ақуызының супрессорлық 

қасиетін анықтадық. Жүргізілген зерттеулер N. benthamiana өсімдіктеріндегі 

жүйелік инфекция барысында TBSV – вирусының P19-ақуызының вирустық 

РНҚ-ны қорғаудағы шешуші рөлін көрсетті. Сонымен қатар біздің 

тәжірибеміздегі вируспен зақымдалған N.benthamiana өсімдіктерінде р19 

87

ақуызының толықтылығына байланысты аурудың дамуы мен патогенез 

күшінің әлсіздене бастап, өсімдіктердің қайта қалпына келуі де вирустық 

супрессордың биологиялық маңызын көрсетеді. 

Ғылыми зерттеу жұмысының мақсаты мен міндеттеріне сәйкес 

мынадай қорытындылар жасаймыз: 

1. Тұзды стресс жағдайында тұқымның өнуі C. maritimum өсімдігінде 

орташа тұз деңгейінде толығымен тежелсе, қалған үш өсімдіктерде I. 

crithmoides, A. hortensis, S. herbaceae айтарлықтай жоғары төзімділікті 

көрсетті. Ал биомасса өнімділігі тұзды стресс барысында тұқым өну 

деңгейімен корреляциялық сәйкестігі анықталды. 

2. Сонымен қатар өсу ортасында тұздың болуы өсімдіктерде жалпы 

ерігіш қанттың артуына әкелді. Бұл нәтиже олардың тұздану 

жағдайында осмотикалық және су потенциалына әсерімен 

түсіндіріледі. Ал ақуыз, хлорофилл мөлшері тұздану жағдайында үш 

өсімдікте C. maritimum, I. crithmoides, A. hortensis өсімдіктерінде 

төмендесе, S. herbaceae артқандығы анықталды. Бұл аталған 

өсімдіктердің тұзды стреске салыстырмалы төзімділігін дәлелдейді. 

3. Тұздану барысында өсімдіктердің суда ерігіш антиоксиданттық 

қабілеттері талданып, нәтижелер барысында аскорбин және уреидтер 

синтезінің артуына және полифенол синтезінің төмендеуіне әкелді. Бұл 

нәтижелер аталған антиоксиданттардың тотығу стресі тудырған бос 

радикалдарды бейтараптандыру қабілетімен байланысты. 

4. Өсу ортасында NаCl-дың болуы өсімдік ұлпаларындағы молибденді 

ферменттердің (ксантин дегидрогеназа, альдегид оксидаза) активтілігін 

арттырды. Бұл ферменттер өсімдіктің стресс жағдайына бейімделуін 

жеңілдетіп, өсімдіктің төзімділігін арттыруда маңызды рөл атқарады. 

5. Биотикалық стресс жағдайында- TBSV вирусының N. benthamiana 

өсімдігінде таралу қарқындылығын анықталып, аурудың дамуы мен 

патогенез күшінің әлсіздене бастап, өсімдіктердің қайта қалпына келуі 

вирустық Р19 ақуызының супрессорлық биологиялық маңызын 

көрсетеді. 

Алынған нәтижелер өсімдіктердің тұзды стреске төзімді өсімдіктер түрін 

анықтап, оларды ауыл шарушылығында тауарлы дақылдар ретінде 

пайдалануға жол ашып, төлқұжатты база ретінде ақпарат береді. Ал 

вирустарға төзімділігінің молекулалық механизмдерін анықтау болашақта 

әртүрлі аурулармен, соның ішінде вирустық инфекциялармен күресудің 

эффективті стратегияларын жасауға мүмкіндік береді. 

88

ПАЙДАЛАНЫЛҒАН ӘДЕБИЕТТЕР ТІЗІМІ 

1 W. Mc.Laughlin. Plant response to stress // Plant Biochemistry. – 2003. – P. 

1 - 2. 

2 Wang W., Vinocur B., Altman A. Plant responses to drought, salinity and 

extreme temperatures: towards genetic engineering for stress tolerance 

// Planta. – 2003. - № 218. – P. 1–14. 

3 Munns R., Tester M. Mechanisms of salinity tolerance. // Plant Biology. – 

2008. - № 59. – P. 651-681. 

4 Rizhsky L., Liang H., Shuman J., Shulaev V., Davletova S., Mittler R. When 

defense pathways collide: the response of Arabidopsis to a combination of 

drought and heat stress // Plant Physiol. – 2004. - № 134. – P. 1683–1696. 

5 Tilman D., Cassman K.G., Matson P.A., Naylor R., Polasky S. Agricultural 

sustainability and intensive production practices. // Nature. – 2002. - №418. 

– P. 671–677. 

6 Lieth H., A. Al Masoom. Towards the rational use of high salinity tolerant // 

Plants. 1993. - № 1. – P. 521. 

7 Khan M., Duke N. Halophytes – A resource for the future. //Wetlands 

Ecology and Management. 2001. - № 6. –P. 455–456. 

8 Daoud S., Harrouni M.C., Bengueddour R. Biomass production and ion 

composition of some halophytes irrigated with different seawater dilutions. // 

First International Conference on Saltwater Intrusion and Coastal Aquifers - 

Monitoring, Modeling, and Management. Essaouira, Morocco. – 2001. - P. 

1-15. 

9 John B. Carter., Venetia A. Saunders. Virology, principles and applications. - 

P. 1-383 (2007). 

10 Pogue G.P., Lindbo J.A., Garger S.J., Fitzmaurice W.P. Making an ally from 

an enemy: plant virology and the new agriculture. // Phytopathology. 2002. - 

№ 40. – P. 45-74. 

11 Ghassemi F., Jakeman A.J., Nix H.A. Salinisation of Land and Water 

Resources. 1995. University of New South Wales Press Ltd, Canberra, 

Australia. – P. 540 (1995). 

12 Rhoades J.D. Diagnosis of salinity problems and selection of control 

practices. // Agric. Salinity Assessment and Mgt. Amer. Soc. Civil 

Engineers, New York. 1990. – P. 18-41. 

13 Dudal R., Purnell M.F. Land resources: salt-affected soils. // Proceedings of 

the Research for Development Seminar on "Forage and fuel production from 

salt-affected wasteland", W. Australia. 1985. 

14 Pitman M.G., Andre Lauchli. Global impact of salinity and agricultural 

systems // Environment - Plants – Molecules. 2002. – P. 1- 49. 

15 Rozanov, B. G. Aridization and human caused desertification. 

// Pochvovedeniye. 1984. №12. 

16 http://enrin.grida.no/htmls/kazahst/soe2/soe/nav/soil/soil.htm 

89

17 Francois L.E., Maas E.V., Donovan T.J., Youngs V.I. Effect of salinity on 

grain yield and quality, vegetative growth, and germination of semi-dwarf 

and durum wheat. // Agron. J. 1986. - № 78. – P. 1053-1058. 

18 Ponnamperuma F.N. Role of cultivar tolerance in increasing rice production 

in saline lands. //In: Salinity tolerance in plants: Strategies for crop 

improvement John Wiley and Sons, New York. 1984. – P. 255-271. 

19 Hasegawa P. M., Bressan R. A., Zhu J. K., Bohnert H. J. Plant cellular and 

molecular responses to high salinity. // Plant Physiology and Plant Molecular 

Biology. 2000. - №51. – P. 463-499. 

20 Aronson J.A. Haloph: A database of salt tolerant plants of the world. // 

Office of Arid Land Studies, University of Arizona. 1989. 

21 Акжигитова Н.И. Галофитная растительность Средней Азии и её 

индикационные свойства. Ташкент, 1982. 

22 Flowers T. J., Gaur P. M., Gowda C. L., Krishnamurthy L., Srinivasan S., 

Siddique H. M., Turner N. C., Vadez V., Varshney R. K., Colmer T. D. Salt 

sensitivity in chickpea. // Plant Cell Environ. 2010. - № 33. – P. 490–509. 

23 Мамедов Э.Ю., Эсенов П.Э., Дуриков М.Х., Зверев Н.Е., С.К. Цуканова. 

Опыт выращивания галофитов на засоленных землях. Ашхабад, 2009. 

C. 1 - 47. 

24 Шамсутдинов З.Ш. Создание долголетних пастбищ в аридной зоне 

Средней Азии. Ташкент, 1975. 

25 Шамсутдинов З.Ш., Ибрагимов И.Ю. Долголетние пастбищные 

агрофитоценозы в аридной зоне Узбекистана. Ташкент. 1983. 

26 Шамсутдинов З.Ш., Савченко И.В. Адаптивный потенциал флоры 

природных кормовых угодий к засолению // Вестн. сельскохоз. 

наук.1996. №3. 

27 Шамсутдинов З.Ш., Савченко И.В.,Шамсутдинов Н.З. Галофиты 

России, их экологическая оценка и использование. Москва. 2000. 

28 Строгонов Б.П., Клышев Л.К., Азимов Р.А. Проблемы 

солеустойчивости растений. //Ташкент: Фан. 1989. - 184 с. 

29 Flowers T., Yeo A. Ion relations of plants under drought and salinity. //Aust. 

J. Plant Physiol. 1986. - № 13. – P. 75–91. 

30 Flowers T., Galaal H.K., Bromham L. Evolution of halophytes: multiple 

origins of salt tolerance in land plants. // Functional plant biology. 2010. - 

№37. – P.604-612. 

31 Lauchli A. Calcium, salinity and the plasma membrane. In Calcium in plant 

growth and development. // Plant Physiolgy. 1990. -№4. – P. 26-35. 

32 Felger R.S. Ancient crops for the twenty-first century. //New Agricultural 

Crops. 1979. – P. 5-20. 

33 Glenn E. P., O’ Leary J. W., Watson M. C., Thompson T. L., Kuehl R. O. 

Salicornia bigelovii Torr.:an oilseed halophyte for seawater irrigation. 

//Science. 1991. - № 251. – P.1065–1067. 

34 Gallagher J. L. Halophytic crops for cultivation at seawater salinity. // 

PLSOA. 1985. - № 89. – P. 323–336. 

90

35 Poljakoff - Mayber A., Somers, G., Werker E., Gallagher J. Seeds of 

Kosteletzkya virginica (Malvaceae): their structure, germination and salt 

tolerance. // Am. J. Bot. 1994. - №81. – P. 54–59. 

36 Glenn E., Brown J. Effects of soil salt levels on the growth and water use 

efficiency of Atriplex canescens (Chenopodiaceae) varieties in drying soil.// 

Am. J. Bot.1998. - № 85. – P. 10–16. 

37 Aronson J. Economic halophytes. //A global review. In: Royal Botanic 

Gardens Kew, Plants for arid lands. 1985. – P. 177-188. 

38 Frank W. Vitamin C in sea fennel (Critmum martitimum), an edible wild 

plant // Economic Botany. 1982. - №36 (2). – P. 163-165. 

39 Zahran M.A. Juncus and Kochia: fiber and fodder producing halophytes 

under salinity and aridity stresses. // In: Pessarakli, M. (Ed.), Handbook of 

Plant and Crop Stress. Marcel Dakker, Inc., NY.1993. – Р. 505–530. 

40 El Shaer H.M. Potentiality of animal production in the Egyptian desert 

region. // In: Proceedings of the Conference on Animal Production in the 

21st Century Challenges and Prospects. Sakha, Kafr El Sheikh, Egypt. 2000. 

– Р. 93–105. 

41 Qadir M., Oster J.D. Crop and irrigation management strategies for salinesodic 

soils and waters aimed at environmentally sustainable agriculture. // 

Science of the Total Environment. 2004. - № 323. – Р. 1-19. 

42 Hamdy A., Sardo V. Halophyte: a precious recource. //Options 

Mediterraneennees: Serie B. Etudes et Rechercher. 2005. - №53. – P. 119- 

128. 

43 https://en.wikipedia.org/wiki/Atriplex_hortensis 

44 https://en.wikipedia.org/wiki/Glasswort 

45 Zurayk R., Baalbaki R. Inula crithmoides: A candidate plant for saline 

agriculture. // Arid Land Research and Management. 1996. - №10. – P. 213. 

46 Boulos L. Medicinal Plants of North Africa, Reference Publications, USA. 

1983. 

47 Ben Hamed K., Debez A., Chibani F., Abdelly C. Salt response of Crithmum 

maritimum, an oleaginous halophyte. // Trop Ecol. 2004. - №45. – Р. 151– 

159. 

48 Ben Hamed K., Antonella C., Salem E., Ranieri A., Abdelly C. Sea fennel 

(Crithmum maritimum L.) under salinity conditions: a comparison of leaf and 

root antioxidant responses. // Plant growth regul. 2007. - №53. – Р.185-194. 

49 Строгонов Б. П. Физиологические основы солеустойчивости растений. 

Москва. Изд-во АНСССР, 1962. – С.366. 

50 Feigin A., Pressman E., Imas P., Miltau O. Combined effects of KNO 3 

and 

salinity on yield and chemical composition of lettuce and Chinese cabbage. 

//Irrigation Science. 1991. - №12. – Р.223-230. 

51 Hu Y., Schmidhalter U. Drought and salinity: A comparison of their effects 

on mineral nutrition of plants. // J. Plant Nutr. Soil Sci. 2005. - № 168. –P. 

541–549. 

52 Kinraide T. Interactions among Ca +2 , Na + and K + in salinity toxicity: 

91

quantitative resolution of multiple toxic and ameliorative effects. // Journal of 

Experimental Botany. 1999. - №50. – P. 1495-1505. 

53 Zhu J.K. Salt and drought stress signal transduction in plants. //Plant 

Biol. 2002. - №53. – P. 247–273. 

54 Munns R., James R. A., Lauchli, A. Approaches to increasing the salt 

tolerance of wheat and other cereals. // Exp. J. Bot. 2006. - №57. – Р. 1025– 

1043. 

55 Tuteja N. Mechanisms of high salinity tolerance in plants. // Methods in 

Enzymology. 2007. - №428. – P. 419 - 438. 

56 Xiong L., Schumaker K. S., Zhu J.K. Cell signaling during cold, drought and 

salt stress. // Plant Cell. 2002. - № 14. – P. 165 – 183. 

57 Edward P. Glenn J. Jed Brown. Salt tolerance and crop potential of 

halophytes.// Plant Sciences. 1999. - №18. – P. 227 - 255. 

58 Tester N, Davenport R. Na + tolerance and Na + transport in higher plants. // 

Annals of Botany. 2003. - №91. – P. 1–25. 

59 Blumwald E., Aharon G., Apse M.P., Sodium transport in plant cells. // 

Biochim Biophys Acta. 2000. - №1465. – P. 140–151. 

60 Horie T., Schroeder J.I. Sodium transporters in plants. Diverse genes and 

physiological functions. // Plant Physiol. 2004. - №136. – P. 2457-2462. 

61 Gaxiola R.A., Palmgren M.G., Schumacher K. Plant proton pumps. // Febs 

Letters. 2007. - №581. – P. 2204-2214. 

62 Flowers T.J., Colmer T.D., Salinity tolerance in halophytes. // New 

Phytologist. 2008. - №179. – P. 945–963.. 

63 Rhodes D., Hanson A.D. Quaternary ammonium and tertiary sulfonium 

compounds in higher plants. // Plant Physiol Plant Mol Biol. 1993. - №44. –Р. 

357–384. 

64 Ashraf M., Foolad M.R. Roles of glycine betaine and proline in improving 

plant abiotic stress resistance. // Environ. Exp. Bot. 2007. - №59. – Р. 206- 

216. 

65 Cushman J.C. Osmoregulation in plants: implications for agriculture. //Am 

Zool. 2001. - № 41. – Р. 758–769. 

66 Attipali R.R., Kolluru V.C., Munusamy V. Drought induced responses of 

photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. // J Plant Physiol. 

2004. - №161. – Р. 1189–1202. 

67 Raven J.A. Regulation of pH and generation of osmolarity in vascular plants: 

a cost-benefit analysis in relation to efficiency of use of energy, nitrogen and 

water. // New Phytologist. 1985. - №101. – Р. 25–77. 

68 Kemble A.R., MacPherson H.T. Liberation of amino acids in perennial ray 

grass during wilting. // Biochem. J. 1954. - №58. – Р. 46–59. 

69 Choudhary, N.L. Expression of delta1-pyrroline-5-carboxylate synthetase 

gene during drought in rice (Oryza sativa L.). // Ind. J. Biochem. Biophys. 

2005. - №42. – Р. 366–370. 

70 Yoshiba, Y. Correlation between the induction of a gene for delta 1-pyrroline- 

5-carboxylate synthetase and the accumulation of proline in Arabidopsis 

92

thaliana under osmotic stress. // Plant J. 1995. - №7. – Р. 751–760. 

71 Saradhi, P.P. Proline accumulates in plants exposed to UV radiation and 

protects them against UV induced peroxidation. // Biochem. Biophys. Res. 

Commun. 1995. - №209. – Р. 1–5. 

72 Schat, H. Heavy metal-induced accumulation of free proline in a metaltolerant 

and a nontolerant ecotype of Silene vulgaris. // Physiol. Plant. 1997. - 

№101. – Р. 477–482. 

73 Yang, S.L. Hydrogen peroxide-induced proline and metabolic pathway of its 

accumulation in maize seedlings. // J. Plant Physiol. 2009. - №166. – Р. 

1694–1699. 

74 Fabro, G. Proline accumulation and AtP5CS2 gene activation are induced by 

plant-pathogen incompatible interactions in Arabidopsis. // Mol. Plant– 

Microbe Interact. 2004. - №17. – Р. 343–350. 

75 Csonka, L.N. Nucleotide sequence of a mutation in the proB gene of 

Escherichia coli that confers proline overproduction and enhanced tolerance 

to osmotic stress. // Gene. 1988. - №64. – Р. 199–205. 

76 Hare P., Cress W. Metabolic implications of stress induced proline 

accumulation in plants. // Plant Growth Regul. 1997. - №21. – Р. 79–102. 

77 Hong Z., Lakkineni K., Zhang Z., Verma D.P.S. Removal of feedback 

inhibition of 1-pyrroline-5- carboxylate synthetase results in increased proline 

accumulation and protection of plants from osmotic stress. // Plant Physiol. 

2000. - №122. – Р.1129–1136. 

78 Szabados L., Savouré A. Proline: a multifunctional amino acid. // Trends in 

Plant Science. 2010. - №15. – Р. 89–97. 

79 Delauney A.J., Verma D.P. Proline biosynthesis and osmoregulation in 

plants. // Plant J. 1993. - №4. – Р. 215-223. 

80 Miller G., Suzuki N., Ciftci-Yilmaz S., Mittler R. Reactive oxygen species 

homeostasis and signalling during drought and salinity stresses. // Plant Cell 

Environ.2010. - №33. – Р. 453–467. 

81 Hare P.D., Cress W.A, J.van Staden. Proline synthesis and degradation: a 

model system for elucidating stress-rekated signal transduction. // Journal of 

Experimental Botany. 1999. - №50. – Р. 413-434. 

82 Lokhande V.H., Nikam T.D., Suprasanna P. Biochemical, physiological and 

growth changes in response to salinity in callus of Sesuvium portulacastrum 

L. // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2010. - №102. – Р. 17-25. 

83 Vicente O., Boscaiu M., Naranjo M.A., Estrelles E., Belles J.M., Soriano P. 

Responses to salt stress in the halophyte Plantago crassifolia 

(Plantaginaceae) // Journal of Arid Environments. 2004. - №58. – Р. 463- 

481. 

84 Reda M., Migocka M., Klobus G. Effect of short-term salinity on the nitrate 

reductase activity in cucumber roots. // Plant Sci. 2011. - №180. – Р. 783- 

788. 

85 Nedjimi B., Daoud Y. Effects of Calcium Chloride on Growth, Membrane 

Permeability and Root Hydraulic Conductivity in Two Atriplex Species 

93

Grown at High (Sodium Chloride) Salinity. // J. Plant Nutr. 2009. - №32. – 

Р. 1818-1830. 

86 Pagter M., Bragato C., Malagoli M., Brix H. Osmotic and ionic effects of 

NaCl and Na 2 SO 4 salinity on Phragmites australis. // Aquatic Botany. 2009. 

- №90. – Р. 43-51. 

87 Lefevre I., Marchal G., Meerts P., Corrial E., Lutts S. Chloride Salinity 

Reduces Cadmium Accumulation by the Mediterranean Halophyte Species 

Atriplex halimus L. // Environmental and Experimental. 2009. - № 65. – Р. 

142-152. 

88 Sucre B., Suárez N. Effect of salinity and PEG-induced water stress on water 

status, gas exchange, solute accumulation, and leaf growth in Ipomoea pescaprae. 

// Environ. Exp. Bot. 2011. - №70. – Р. 192-203. 

89 Gonzalez-Piana M., Ferrari G. Skeletonema tropicum (Bacillariophyceae) 

present in Uruguayan southern coastal waters. // Iheringia Serie 

Botanica. 2009. - №64. – Р. 145-149. 

90 Briens M., Larher F. Osmoregulation in halophytic higher plants: a 

comparative study of soluble carbohydrates, polyols, betaines and free 

proline. // Plant, Cell & Environ. 1982. - №5. – Р. 287-292. 

91 Martínez-Jerónimo F., Espinosa-Chávez F..Notes on the reproduction and 

survival of Moina hutchinsoni Brehm, 1937 – (Moinidae:Anomopoda) grown 

in media of varying salinity. // Aquat. Ecol. 2005. - №39. – Р. 113–118. 

92 Megdichi W., Ben Amor N., Debez A., Hessini K., Ksouri R., Abdelly S. Salt 

tolerance of the annual halophyte Cackile maritime as affected by the 

provenance and the developmental stage. // Acta Physiol Plant. 2007. - №29. 

– Р. 375-384. 

93 Lokhande V., Mulye K., Patkar R. Biochemical and physiological adaptations 

of the halophyte Sesuvium portulacastrum (L.) L., (Aizoaceae) to salinity. // 

Agronomy and soil sciences. 2012. 

94 Zhang G.P., Fukami M., Sekimoto H. Influence of cadmium on mineral 

concentrations and yield components in wheat genotypes differing in Cd 

tolerance at seedling stage. // Field Crops Res. 2002. - №77. – P. 93–98. 

95 Munns R. Physiological processes limiting plant growth in saline soils: some 

dogmas and hypothesis. // Plant, Cell and Environment. 1993. - №16. – P. 15- 

24. 

96 Halliwell B., Gutterige J. Free radicals in biology and medicines. 1985. 

Clarendon Press. 

97 Elstner E.F. Metabolism of activated oxygen species. // Biochemistry of 

plant. 1987. - №11. – P. 253–315. 

98 Wise R.R., Naylor A.W. Chilling-enhanced photooxidation. Evidence for the 

role of singlet oxygen and endogenous antioxidants. // Plant Physiol. 1987. - 

№ 83. – P. 278-282. 

99 Fridovich I., Freeman B. Antioxidant defenses in the lung. // Physiol. 1986. - 

№48. – P.693–702. 

100 Imlay J.A., Linn S. DNA damage and oxygen radical toxicity. // Science. 

94

1989. - №240. – P. 1302-1309. 

101 Gossett D.R., Millhollon E.P., Lucas M.C. Antioxidant response to NaCl 

stress in salt-tolerant and salt-sensitive cultivars of cotton. // Crop Sci. 1994. - 

№34. – P. 706–714. 

102 Hernández J.A., Olmos E., Corpas F.J., Sevilla F del Río L.A. Salt-induced 

oxidative stress in chloroplast of pea plants. // Plant Sci. 1995. - №105. – 

P.151–167. 

103 Hernández J.A., Jiménez A., Mullineaux P.M., Sevilla F. Tolerance of pea 

(Pisum sativum L.) to long-term salt stress is associated with induction of 

antioxidant defenses. // Plant Cell Environ.2000. - №23. – P.853–862. 

104 Mittova V., Volokita M., Guy M., Tal M. Activities of SOD and the 

ascorbate-glutathione cycle enzymes in subcellular compartments in leaves 

and roots of the cultivated tomato and its wild salt tolerant relative 

Lycopersicon pennellii. // Physiol. Plant. 2000. - №110. – P. 42–51. 

105 Mittova V., Tal M., Volokita M., Guy M. Up-regulation of the leaf 

mitochondrial and peroxisomal antioxidative systems in response to saltinduced 

oxidative stress in the wild salt-tolerant tomato species Lycopersicon 

pennellii. // Plant, Cell Envir. 2003. - №26. – P. 845-856. 

106 Ben Amor N., Ben Hamed K., Debez A., Grignon C., Abdelly C. 

Physiological and antioxidant responses of the perennial halophyte Crithmum 

maritimum to salinity. //Plant Sci. 2005. - №168. - Р. 889 - 899. 

107 Cramer G., Alberico G., Shmidt C. Salt tolerance is not associated with the 

sodium accumulation of two maize hybrids. // Austr J.Plant physiol. 1994. - 

№ 21. – Р. 675-692. 

108 Noctor G., Foyer C.H. Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen 

under control. // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. - №49. – Р. 

249-279. 

109 Smirnoff N. The function and metabolism of ascorbic acid in plants. // Ann. 

Bot. 1996. - №78. – Р. 661-669. 

110 Ines Urquiaga., Federico Leighton. Plant polyphenol antioxidant and 

oxidative stress. // Biol. Res. 2000. - №33. – P. 55-64. 

111 Abdi S., Ali A. Role of ROS modified human DNA in the pathogenesis and 

etiology of cancer. // Cancer Lett. 1999. - №142. – P. 1-9. 

112 Chanwitheesuk A., Teerawutgulrag A., Rakariyatham N. Screening of 

antioxidant activity and antioxidant compounds of some edible plants of 

Thailand. // Food Chem. 2005. - №92(3). – P. 491–497. 

113 Maisuthisakul, P., Pongsawatmanit, R., Gordon, M.H. Antioxidant properties 

of Teaw (Cratoxylum formosum Dyer) extract in soybean oil and emulsions. 

// Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2006. - №54. – P. 2719–2725. 

114 Dixon R.A., Paiva N.L. Stress induced phenylpropanoid metabolism. // Plant 

Cell. 1995. - №7. – P. 1085-1097. 

115 Ksouri R., Megdiche W., Debez A., Falleh H., Grignon C., Abdelly C. 

Salinity effects on polyphenol content and antioxidant activities in leaves of 

the halophyte Cakile maritime. // Plant Physiology and Biochemistry. 2007. - 

95

№45. – P. 244-249. 

116 Hanen F., Ksouri R., Megdiche W., Trabelsi N., Boulaaba M, Abdelly C. 

Effect of Salinity on Growth, Leaf Phenolic Content and Antioxidant 

Scavenging Activity in Cynara cardunculus L. // In: Biosaline Agriculture 

and High Salinity Tolerance. Birkhauser Verlag, Switzerland. 2008. – P. 

335-343. 

117 Parida A.K., Das A.B., Sanada Y., Mohanty P. Effects of salinity on 

biochemical components of the mangrove, Aegiceras corniculatum. // Aqua. 

Bot. 2004. - №80. – P. 77-87. 

118 Navarro J.M., Flores P., Garrido C., Martinez V. Changes in the contents of 

antioxidant compounds in pepper fruits at different ripening stages, as 

affected by salinity. // Food Chem. 2006. - №96. – P. 66-73. 

119 Agastian P., Kingsley S., Vivekanandan M. Effect of salinity on 

photosynthesis and biochemical characteristics in mulberry genotypes. // 

Photosynthetica. 2000. - №38. – P. 287-290. 

120 De Abreu I.N., Mazzafera P. Effect of water and temperature stress on the 

content of active constituents of Hypericum brasilienne Choisy. // Plant 

Physiol. Biochem. 2005. - №43. – P. 241-248. 

121 Dhindsa R.S., Matowe W. Drought tolerance in two mosses: Correlated with 

enzymatic defense against lipid peroxidation. // J. Exp. Bot. 1981. - №32. – 

P. 79-91. 

122 Mazaferra P., Viviane K., Shimizu M. Control of Allantoin accumulation in 

Comfrey. // Natural product Communications. 2008. - №3. – Р. 1411-1422. 

123 Brychkova G., Alikulov Z., Fluhr R., Sagi M. A critical role for ureides in 

dark and senescence-induced purine remobilization is unmasked in the 

Atxdh1 Arabidopsis mutant. // The Plant Journal. 2008. - №54. – Р. 496–509. 

124 Triplett E., Blevins D., Randall D. Allantoic acid synthesis in soybean root 

nodule cytosol via xanthine dehydrogenase. //Plant Physiol. 1980. - №65. – 

Р. 1203-1206. 

125 Zdunek-Zastocka E., Lips H. Is xanthine dehydrogenase involved in 

response of pea plants (Pisum sativum L.) to salinity or ammonium 

treatment? // Acta Physiologiae Plantarum. 2003. - №25. – Р. 395-401. 

126 Sagi M., Omarov R., Lips H. The Mo-hydroxylases xanthine dehydrogenase 

and aldehyde oxidase in ryegrass as affected by nitrogen and salinity. // Plant 

Science. 1998. - №135. – Р. 125-135. 

127 Kaiser B., Gridley K., Brady J., Philipps T., Tyerman S. The role of 

molybdenum in Agricultural Plant production. //Annals of Botany. 2005. - 

№96. – Р. 745-754. 

128 Mendel R.R., Hänsch R. Molybdoenzymes and molybdenum cofactor in 

plants. // J. Exp. Bot. 2002. - №53. – Р.1689- 98. 

129 Sagi M., Savidov N.A., L’vov N.P., Lips S.H. Nitrate reductase and 

molybdenum cofactor in annual ryegrass as affected by salinity and nitrogen 

source. // Physiologya Plantarum. 1997. - №99. – P. 546-553. 

130 Sagi M., Fluhr R., Herman Lips S. Aldehyde Oxidase and Xanthine 

96

Dehydrogenase in a flacca Tomato Mutant with Deficient Abscisic Acid and 

Wilty Phenotype. // Plant Physiology. 1999. - №120. – P. 571–577. 

131 Mendel R. Biology of the molybdenum cofactor. // Journal of Experimental 

Botany. 2007. - №58. – P.2289 - 2296. 

132 Weir R. Molybdenum Deficiency in Plants. // Agfact AC 4, second edition 

1984. 

133 Stout P., Meagher W., Pearson G., Johnson C. Molybdenum nutrition of crop 

plants. I. The influence of phosphate and sulfate on the absorption of 

molybdenum from soils and solution cultures. // Plant and Soil. 1951. - №1. – 

P. 51–87. 

134 Nguyen J. Plant xanthine dehydrogenase: its distribution, properties and 

function. // Physiol. Veg. 1986. №24. – P. 163-281. 

135 Zdunek-Zastocka E., Lips H. Plant molybdoenzymes and their response to 

stress. //Acta Physiologiae Plantarum, 2003. - №25. – P. 437-452. 

136 Yesbergenova Z., Yang G., Oron E., Soffer D., Fluhr R., Sagi M. The plant 

Mo-hydroxylases aldehyde oxidase and xanthine dehydrogenase have distinct 

reactive oxygen species signatures and are induced by drought and abscisic 

acid. // The Plant Journal. 2005. - №42. – P. 862–876. 

137 Barabas N., Omarov R., Erdei L., Lips H. Distribution of the Mo-enzymes 

aldehyde oxidase, xanthine dehydrogenase and nitrate reductase in maize 

(Zea mays L.) nodal roots as affected by nitrogen and salinity. // Plant Sci. 

2000. - №155. – Р. 49- 58. 

138 Koshiba T., Saito E., Ono N., Yamamoto N., Sato M. Purification and 

properties of flavin- and molybdenum-containing aldehyde oxidase from 

coleoptiles of maize. // Plant Physiology. 1996. - №110. – Р. 781–789. 

139 Sekimoto H., Seo M., Dohmae N., Takio K., Kamiya Y., Koshiba T. Cloning 

and molecular characterization of plant aldehyde oxidase. // The Journal of 

Biological Chemistry. 1997. - №272. – Р. 15280 - 15285. 

140 Ori N., Eshed Y., Pinto P., Paran I., Zamir D., Fluhr R. TAO1, a 

representative of the molybdenum cofactor containing hydroxylases from 

tomato. // Journal of Biological Chemistry. 1997. - №272. – Р. 1019- 1025. 

141 Seo M., Akaba Sh., Oritani T., Delarue M., Bellini C., Caboche M., Koshiba 

T. Higher activity of an aldehyde oxidase inthe auxin-overproducing 

superroot1 mutant of Arabidopsis thaliana. // Plant Physiology. 1998. - 

№116. – Р. 687- 693. 

142 Milborrow B.V., Burden R.S., Taylor H.F. The conversion of 2-cis-[14C] 

xanthoxic acid into [14C].ABA. // Phytochemistry. 1997. - №45. – Р. 257- 

260. 

143 Ralf R., Mendel., Robert Hansch. Molybdoenzymes and molybdenum 

cofactor in plants. // Journal of Experimental Botany. 2002. - №53. – Р. 1689- 

1698. 

144 Carter J., Saunders V. Virology. School of Biomolecular sciences, Liverpool 

John Moores University.UK. 2007. 

145 Yamamura Y., Scholthof H.B. Pathogen profile: Tomato bushy stunt virus: A 

97

esilient model system for studying virus-plant interactions. //Molec. Plant 

Pathol. 2005. - №6. – Р. 491-502. 

146 Келдыш М. Если вирус забрался в теплицу. //Приусадебная газета. 2009. 

- № 20. 

147 Diener T.O. Physiology of virus infected plants. // Annu. Rev. 

Phytopathol.1963. - №1. – Р. 197–218. 

148 Deleris A., Gallego-Bartolome J., Bao J., Kasschau K. D., Carrington J. C., 

Voinnet O. Hierarchical action and inhibition of plant Dicer-like proteins in 

antiviral defense. // Science. 2006. - №313. – Р. 68 - 71. 

149 Wagner Edward K., Hewlett Martinez J., Bloom David C., David Camerini 

Basic Virology. 2012. – Р. 268. 

150 Oparka K.J., Alison G.R., Plasmodesmata. A Not So Open-and-Shut Case. // 

Plant Physiology. 2001. - №125. – Р. 123-126. 

151 Russo M. Burgyan., Martelli G.P. Molecular biology of Tombusviridae. // 

Adv. Virus Res. 1994. - №44. – Р. 381- 428. 

152 Hearne P. Q., Knorr D. A., Hillman B. I., Morris T. J. The complete structure 

and synthesis of infectious RNA from clones of tomato bushy stunt virus. // 

Virology. 1990. - №177. – Р. 141 - 151. 

153 Oster S. K., Wu B., White K. A. Uncoupled expression of p33 and p92 

permits amplification of tomato bushy stunt virus RNAs. // J Virol. 1998. - 

№72. – Р. 5845–5851. 

154 Hillman Morris., Schlegel, Phytopathology. 1985. - № 75. – Р. 361. 

155 Scholthof H. B., Scholthof K. B., Jackson A. O. Plant virus gene vectors for 

transient expression of foreign proteins in plants. // Annu. Rev. Phytopathol. 

1996. - № 34. – Р. 299 - 323. 

156 RNA interference, editing, and modification: methods and protocols / edited 

by Jonatha M. Gott. p. (Methods in molecular biology ; 265). Human Press 

Inc. 2004. 

157 Fire A., Xu S., Montgomery M. K., Kostas S. A., Driver S. E., Mello, C. C. 

Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in 

Caenorhabditis elegans. // Nature. 1998. - №391. – P. 806-811. 

158 Diaz - Pendon J. A., Ding S. W. Direct and indirect roles of viral suppressors 

of RNA silencing in pa thogenesis. // Annu. Rev. Phytopathol.2008. - №46. – 

Р. 303-326. 

159 Li J., Yang Z., Yu B., Liu J., Chen X. Methylation protects miRNAs and 

siRNAs from a 3'-end uridylation activity in Arabidopsis. // Curr. Biol. 2005. 

- №15. – Р. 1501-1507. 

160 Ren B. Transcription: Enhancers make non-coding RNA. // Nature. 2010. - 

№465. – Р. 173-174. 

161 Rand T. A., Ginalski K., Grishin N. V., Wang X. Biochemical identification 

of Argonaute 2 as the sole protein required for RNA-induced silencing 

complex activity. // Proc. Natl. Acad. Sci. 2004. - №101. – Р. 14385-14389. 

162 Cerutti L., Mian N., Bateman A. Domains in gene silencing and cell 

differentiation proteins: the novel PAZ domain and redefinition of the Piwi 

98

domain. // Trends Biochem. Sci. 2000. - № 25. – Р. 481- 482. 

163 Song J. J., Liu J., Tolia N. H., Schneiderman J., Smith S. K., Martienssen R. 

A., The crystal structure of the Argonaute2 PAZ domain reveals an RNA 

binding motif in RNAi effector complexes. // Nat. Struct. Biol. 2003. - № 10. 

– Р. 1026 - 1032. 

164 Song J. J., Smith S. K., Hannon G. J., Joshua-Tor L. Crystal structure of 

Argonaute and its implications for RISC slicer activity. // Science. 2004. - 

№ 305. – Р. 1434-1437. 

165 Burgyan J. Role of silencing suppressor proteins. // Methods Mol.Biol. 2008. 

- № 451. – P. 69 - 79. 

166 Xie Z., Johansen L.K., Gustafson A.M., Kasschau K.D., Lellis A.D. Genetic 

and functional diversification of small RNA pathways in plants // PLoS Biol. 

2004. - №2.- Р.104. 

167 Омаров Р., Берсимбай Р. Биохимические механизмы супрессии РНКинтерференции 

вирусами растений // Биохимия. 2010. - № 75 (8). - 

С.1062 – 1069. 

168 Arnon D. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in 

Beta vulgaris. // Plant Physiol. 1949. - № 24. – Р.1-15. 

169 Bradford M. A Rapid and Sensitive Method for the Quantitation of 

Microgram Quantities of Protein Utilizing the Principle of Protein-Dye 

Binding. // Anal. Biochem. 1976. - № 72. – Р. 248-254. 

170 Law M., Stephen A., Halliwell B. Glutathione and ascorbic acid in spinach 

(Spinacia oleracea) chloroplasts, the effect of hydrogen peroxide and of 

Paraquat. // Biochem. J. 1983. - № 210. – Р. 899-903. 

171 Singleton V., Rossi J., Am J., Colorimetry of Total Phenolics with 

Phosphomolybdic-Phosphotungstic Acid Reagents. // Enol. Vitic.1965. - № 

16. – Р. 144-158. 

172 Vogel G., Van Der Drift C. Differential analysis of glyoxalate derivatives. // 

Anal. Biochem. 1970. - № 33. – Р. 143-157. 

173 Koyro H., Geissler N., Hussini S., Huchzermeyer B. Mechanism of cash crop 

halophytes to maintain yields and reclaim saline soils in arid areas. // 

Ecophysiology of High Salinity Tolerant Plants. 2008. - № 40. – Р. 345 - 366. 

177. Ungar L. Halophyte seed germination. //Botanical review. 1978. - №44. 

– Р. 233-264. 

174 Miller G., Suzuki N., Ciftci-Yilmaz S., Mittler R. Reactive oxygen species 

homeostasis and signalling during drought and salinity stresses. // Plant Cell 

Environ. 2010. - № 33. – Р. 453 - 467. 

175 Debez A., Hamed K.B., Grignon C., Abdelly C. Salinity effects on 

germination, growth, and seed production of the halophyte Cakile maritima. 

//Plant Soil. 2004. - № 262. – Р.179-189. 

176 Atia A., Debezi A., Rabhi M., Abdelly C. Alleviation of salt induced seed 

dormancy in the perennial halophyte C. maritimum. L (Apiacea). // Pak J. 

Bot. 

2006. - № 38, (5). – Р. 1367-1372. 

99

177 Chapman V.J., Salt marshes and salt deserts of the world. // Ecology of 

halophytes. Academic press, New York. 1960. – Р. 3 - 19. 

178 Uhvits R. Effect of osmotic pressure on water absorption and germination of 

alfalfa seeds. // American Journal of Botany. 1946. - № 33. – Р. 278-284. 

179 Smith P., Comb B. Physiological and enzymatic activity of pepper seeds 

(Capsicum annuum) during priming. // Physiol. Plantarum. 1991. - № 82. – Р. 

433-439. 

180 Qureshi R., Rashid A., Ahmad N. A procedure for quick screening of wheat 

cultivars for salt tolerance. // Genetic Aspects of Plant Mineral Nutrition. 

1990. – Р. 315 – 24. 

181 Kelly M. T. Effects of temperature and salinity on Vibrio (Beneckea) 

vulnificus Vibrio (Beneckea) vulnificus occurrence in a Gulf Coast 

environment. // Appl. Environ. Microbiol. 1982. - № 44. - Р. 820 - 824. 

182 Harrouni M.C., Daoud S., Koyro H.W., Effects of Seawater Irrigation on 

Biomass Production and Ion Composition of Seven Halophytic Species in 

Morocco, in: Lieth M, Mochtchenko M (eds.) Tasks for Vegetation Cash 

Crop Halophytes, Kluwer, Dordrecht. 2003. – Р. 329 59-70. 

183 Maas E.V. Salt tolerance of plants. // Handbook of plant science in 

agriculture. CRS Press, Boca Ration, Fla. 1987. – Р. 57-75. 

184 Pattanagul W., Thitisaksakul M. Effect of salinity stress on growth and 

carbohydrate metabolism in three rice (Oryza sativa L.) cultivars differing in 

salinity tolerance. // Indian J Exp Biol. 2008. - № 46. – Р. 736 – 742. 

185 Kanai M., Higuchi K., Hagihara T., Konishi T., Ishii T., Fujita N., Nakamura 

Y., Maeda Y., Yoshiba M., Tadano T. Common reed produces starch 

granules at the shoot base in response to salt stress. // New Phytol. 2007. - № 

176. – Р. 572-580. 

186 Shonjani S. Salt Sensitivity of Rice, Maize, Sugar Beet and Cotton. // 

Dissertation. Faculty of Agricultural and Nutritional Sciences, Home 

Economics and Environmental Management Submitted by Saeed Shonjani. 

Institute of Plant Nutrition Justus Liebig University, Giessen. 2002. 

187 AlSobhi O., AlZahrani H. S., AlAhmadi S. B. “Scientific Journal of King 

Faisal University”. 2006. -№ 7. – Р. 1427. 

188 Dudley L.M. Salinity in the soil environment. In M. Pessarakli (ed.). 

Handbook of plant and crop stress. Mercel Dekker. 1994. – Р. 13 – 27. 

189 Doganlar Z.B., Demir K., Basak H., Gul I. Effects of salt stress on pigment 

and total soluble protein contents of the three different Tomato cultivars. // 

Afr.J. Agri.2010. - № 5(15). – Р. 2056-2065. 

190 Iqbal N., Ashraf M. Y., Farrukh Javed., Vicente Martinez., Kafeel Ahmad. 

Nitrate reduction and nutrient accumulation in wheat (Triticum aestivum L.) 

grown in soil salinization with four different salts. // Journal Plant Nutrition. 

2006. - № 29. – Р. 409 - 421. 

191 Moussa R.H. Influence of Exogenous Application of Silicon on physiological 

Response of Salt-stressed Maize (Zea mays L.). // J. Agri. Biol. 2006. - № 8. 

– Р. 2. 

100

192 Ashrafuzzaman M., Khan M.A.H., Shohidullah S.M., Rahman M.S. Effect of 

salinity on the chlorophyll content, yield and yield components of QPM cv. 

Nutricta. // Pakistan J. Biol. Sci. 2000. - № 3 (1). – Р. 43-46. 

193 Strongonov B. P. Structure and Function of Plant Cell in Saline Habitats. 

New York: Halsted Press. 1973. – P. 25 - 95. 

194 Merril C.R. In Methods in Enzymology,” Academic Press. 1990. - № 182. – 

P. 477-488. 

195 Yurekli F., Porgali Z.B., Turkan I. Variations in abscisic acid, indole-3-acetic 

acid, gibberellic acid and zeatin concentrations in two bean species subjected 

to salt stress. // Acta Biol. Cracov. Bot. 2004. - № 46. – P. 201-212. 

196 Yurekli F., Porgali Z.B. Salt – stress induced alterations in proline 

accumulation, relative water content and superoxide dismutase (SOD) 

activity in salt sensitive Lycopersicon esculentum and salt - tolerant L. 

pennellii. // Acta Botanica Hungarica. 2005. - № 47. – P. 173-182. 

197 Parvaiz A., Satyavati S. Salt stress and phyto - biochemical responses of 

plants. // Plant Soil Environ. 2008. - №54. – P. 89-99. 

198 Qasim M., Ashraf M.Y., Rehman S.U., Rha E.S. Salt induced changes in two 

canola cultivars differing in salt tolerance. // Biol. Plant. 2004. -№ 46. – P. 

629-632. 

199 Cramer G. R., Läuchli A., Polito V. S. Displacement of Ca 2+ by Na + from the 

plasmalemma of root cells. A primary response to salt stress? // Plant Physiol. 

1985. - № 79. – Р. 207 - 211. 

200 Flowers T. J., Hajibagheri M. A. Yeo A. R. Ion accumulation in the cell walls 

of rice plants growing under saline conditions: evidence for the Oertli 

hypothesis. // Plant Cell Environ.1991. - № 14. – Р. 319- 325. 

201 Watad A. E., Reuveni A. M., Bressan R. A. Enhanced net K1 uptake of NaCladapted 

cells. //Plant Physiology. 1991. - № 95. – Р. 1265-1269. 

202 Belkheiri O., Mulas M. The effects of salt stress on growth, water relations 

and ion accumulation in two halophyte Atriplex species. // Environmental and 

experimental botany. 2013. - № 86. – P. 17-28. 

203 Osmond C. B., Bjorkman O., Anderson D. J. Physiological Processes in Plant 

Ecology:Toward a Synthesis with Atriplex. Springer-Verlag, New York. 

1980. 

204 Gorham J. Mechanism of salt tolerance of halophytes. In: Choukr Allah, 

C.R., Malcolm, C.V., Handy, A. (Eds.), Halophytes and Biosaline 

Agriculture. Marcel Dekker, New York. 1995. – P. 207–223. 

205 Jeschke W.D. K + - Na + exchange at cellular membranes, intracellular 

compartmentation of cations, and salt tolerance. // In Tolerance in Plants: 

Strategies for Crop Improvement. Wiley-Interscience, New York. 1984. – P. 

37 -66. 

206 Anderson W.P., Willcocks D.S., Wright B.J. Electrophysiological 

measurements on the root of Atriplex hastata. // Journal of Experimental 

Botany. 1977. - № 28. – P. 894 - 901. 

207 Marcum K. B., Murdoch C. L. Salt tolerance of the coastal salt marsh 

101

grass, Sporobolus virginicus (L.) Kunth. // New Phytologist. 1992. - №120. – 

Р. 281-288. 

208 Khan M.A., Ungar I.A., Showalter A.M. The effect of salinity on growth, 

water status, and ion content of a leaf succulent perennial halophyte, Suaeda 

fruticosa (L) Forssk. // Journal of arid environments. 2000. - № 45. – P. 73- 

84. 

209 Eschie H. A., Rodriguez V. Journal of Agronomy and Crop Science. 1999. - 

№ 182. – Р. 273 - 278. 

210 Shibli R. A., Shatnuwi M. A., Waldat S. I. Q. Communications in Soil 

Sciences and Plant Analysis. 2003. - № 34. – Р. 1969 - 1979. 

211 Naeini M. R., Khoshgoftarmanesh A. H., Lessani H., Fallashi E. Journal of 

Plant Nutrition. 2004. - №27. – Р. 1319 - 1326. 

212 Sagi B. Adaptive responses to high salinity of two subspecies of Aster 

tripolium on different nitrogen resources. // Acta Biologica. 2005. - № 49. – 

P. 59. 

213 Loupassaki M. H., Chartzoulakis K. S., Digalaki N. B., Androulakis I. I. 

Effect of salt stress on concentration of nitrogen, phosphorous, potassium, 

calcium, magnesium, and sodium in leaves, shoots, and roots, of six olive 

cultivars. Journal of Plant Nutrition. 2002. - № 25. – P. 2457- 2482. 

214 Suhayda C. G., Redmann, R. E., Harvey B. L., Cipywnyk A. L. Comparative 

response of cultivated and wild barley species to salinity stress and calcium 

supply. // Crop Science. 1992. - №32. – P. 1541-1563. 

215 Volkmar K.M., Hu Y., Steppuhn H. Physiological responses of plants to 

salinity: a review. // Can. J. Plant Sci. 1998. - № 78. – P. 19-27. 

216 Tattini M., Gucci R., Coradeschi M.A., Ponzio C., Edvard J.D. Growth, gas 

exchange and ion content in Olea europaea plants during salinity stress and 

subsequent relief. // Physiol. Plantarum. 1995. - № 95. – P. 203–210. 

217 Bernstein N., Silk W. K., Lauchli A. Growth and development of sorghum 

leaves under conditions of NaCl stress: possible role of some mineral 

elements in growth inhibition. // Planta. 1995. - №196. – P. 699–705. 

218 Yuan G., Wang X., Guo R., Q. Wang. Effect of salt stress on phenolic 

compounds, glucosinolates, myrosinase and antioxidant activity in radish 

sprouts. // Food Chem. 2010. - № 121. – Р. 1014–1019. 

219 Sreenivasulu N., Grimm B., Wobus U., Weschke W. Differential response 

of antioxidant compounds to salinity stress in salt-tolerant and salt-sensitive 

seedlings of foxtail millet (Setaria italica). // Physiol. Plant. 2000. - №109. – 

Р. 435 - 442. 

220 Awika J.M., Rooney L.W. Sorghum phytochemicals and their potential 

impact on human health. // Phytochemistry. 2004. - № 65. – Р. 1199 - 1221. 

221 Meot-Duros L., Magne C. Antioxidant activity and phenol content of 

Crithmum maritimum L. leaves. // Plant Physiology and Biochemistry. 2009. 

- № 47. – Р. 37 - 41. 

222 Incerti A., Navari - Izzo F., Pardossib A., Izzoa R. Seasonal variations in 

polyphenols and lipoic acid in fruits of tomato irrigated with sea water. // J. 

102

Sci Fo-od Agric. 2009. - № 89. - Р. 1326 - 1331. 

223 Jitesh M.N., Prashanth S.R., Sivaprakash K.R., Parida A.K. Antioxidative 

response mechanism in halophytes: their role in stress defence. // J 

Genet. 2006. - № 85. – Р. 237 - 253. 

224 Smirnoff N., The role of active oxygen in the response of plants to water 

deficit and desiccation. New Phytol. 1993. - №125. – Р. 27 - 58. 

225 Guil - Guerrero J.L., Rodriguez - Garcia I. Lipid classes, fatty acids and 

carotenes of the leaves of six edible wild plants. // Eur. Food Res. Technol. 

1999. - № 209. – Р. 313 - 316. 

226 Barakat H. Interactive effects of salinity and certain vitamin on gene 

expression and cell division. // Int J Agric Biol. 2003. - № 3. – Р. 219 - 225. 

227 Shao H.B., Chu L.Y., Zhao H.L., Kang C. Primary antioxidant free radical 

scavenging and redox signalling pathways in higher plant cells. // Int J Biol 

Sci. 2008. - №4. - Р. 8 - 14. 

228 Taqi Khan., Mohd Mazid., Firoz Mohammad. A review of ascorbic acid 

potentialities against oxidative stress induced in plants. // Journal of 

Agrobiology. 2012. - № 28. – Р. 97-111. 

229 Клышев Л.К. Биохимические и молекулярные аспекты исследования 

солеустойчивости растений. //Проблемы солеустойчивости растений. 

1989. - С. 195. 

230 Miller G., Honig A.. Stein H., Suzuki N., Mittler R., Ziberstein A. Unraveling 

delta1-pyrroline-5-carboxylateproline cycle in plants by uncoupled 

expression of proline oxidation enzymes. // J. Biol. Chem. 2009. - № 284. – 

P. 26482 – 26492. 

231 Ketchum R.B., Warren R.C., Klima L.J., Lopez-Gutierrez F., Nabors M.W. 

The mechanism and regulation of proline accumulation in suspension cultures 

of the halophytic grass Distichlis spicata L. J. // Plant Physiol. 1991. - № 137. 

– P. 368 - 374. 

232 Slama I., Ghnaya T., Savoure A., Abdelly C. Combined effects of long-term 

salinity and soil drying on growth, water relations, nutrient status and proline 

accumulation of Sesuvium portulacastrum. // Comptes Rendus Biologies. 

2008. - № 331. – P. 442 - 451. 

233 Vicente O., Boscaiu M., Naranjo M.A., Estrelles E., Belles J.M., Soriano P. 

Responses to salt stress in the halophyte Plantago crassifolia 

(Plantaginaceae). // Journal of Arid Environments. 2004. - № 58. – P. 463 - 

481. 

234 Nedjimi B., Daoud Y. Effects of Calcium Chloride on Growth, Membrane 

Permeability and Root Hydraulic Conductivity in Two Atriplex Species 

Grown at High (Sodium Chloride). // Salinity. J. Plant Nutr. 2009. - № 32. – 

P. 1818-1830. 

235 Slama I., Ghnaya K., Hessini D., Messedi A. Savoure., Abdelly C. 

Comparative study of mannitol and PEG osmotic stress effects on growth, 

proline and soluble sugars accumulation in Sesuvium portulacastrum. // 

Environ. Exp. Bot. 2007. - № 61. – Р. 10 - 17. 

103

236 Beeker B., Reinholz N., Ozcelik T., Leipert B., Gerlaeh E. Uric acid as 

radical scavenger and antioxidant in the heart. // Pflug. Arch. Eur. J. Physiol. 

1989. - № 415. – Р. 127-135. 

237 Pilbeam D.J., Kirkby E.A. Some aspects of the utilization of nitrate and 

ammonium by plants. // In: Mengel K, Pilbeam DJ, eds. Nitrogen metabolism 

of plants. Oxford: Clarendon Press. 1992. – Р. 55 - 70. 

238 Lips S.H., Leidi E.O., Silberbush M. Nitrogen assimilation of plants under 

stress and high CO 2 concentrations. // In: Inorganic nitrogen metabolism. 

Berlin: Springer-Verlag. 1990. – Р. 341 - 348. 

239 Zrenner R., Stitt M., Sonnewald U., Boldt R. Pyrimidine and purine 

biosynthesis and degradation in plants. // Annu. Rev. Plant Biol. 2006. - №57. 

– Р. 805–836. 

240 Hesberg C., Hunsch R., Mendel R.R., Bittner F. Tandem orientation of 

duplicated xanthine dehydrogenase genes from Arabidopsis thaliana. // J. 

Biol. Chem. 2004. - № 279. – P. 13547–13554. 

241 Montalbini P. Inhibition of hypersensitive response by allopurinol applied to 

the host in the incompatible relationship between Phaseolus 

vulgaris and Uromyces phaseoli. // Journal of Phytopathology. 1992. - № 

134. – P. 218–228. 

242 Pastori G.M., Rio L.A. Natural senescence of pea leaves: an activated 

oxygen‐mediated function for peroxisomes. // Plant Physiology. 1997. - № 

113. – Р. 411- 418. 

243 Radi R., H. Rubbo, L. Thomson, E. Prodanov, Luminol chemiluminescence 

using xanthine and hypoxanthine as xanthine oxidase substrates. //Free Radic. 

Biol. Med. 1990. - №8. – Р. 121 - 126. 

244 Triplett E.W., Blevins D.G., Randall D.D., Allantoic acid synthesis in 

soybean root nodule cytosol via xanthine dehydrogenase. // Plant Physiol. 

1980. - № 65. – Р. 1203 - 1206. 

245 Cushman J.C. Crassulacean acid metabolism. A plastic photosynthetic 

adaptation to arid environments. // Plant Physiol. 2001. - № 127. – Р. 1439 - 

1448. 

246 Surjus A., Durand M. Lipid changes in soybean root membranes in response 

to salt treatment. // Journal of Experimental Botany. 1995. - № 4. - Р.17- 23. 

247 Fedina I.S., Tsonev T.D., Guleva E.I. ABA as a modulator of the reponse of 

Pisum sativum to salt stress. // J. Plant. Physiol. 1994. - №143. – Р. 245 - 

249. 

248 Omarov R.T., Sagi M., Lips H. Regulation of aldehyde oxidaseand nitrate 

reductase in roots of barley (Hordeum vulgare L) by nitrogen source and 

salinity. // Journal of experimental botany. 1998. - № 49. – P. 897 - 902. 

249 Schwartz S.S., Leon - Kloosterzeil K.M., Koornneef M., Zeevaart A.D. 

Biochemical characterization of the ab2 and aba3 mutants in Arabidopsis 

thaliana. // Plant Physiol. 1997. - №114. – Р. 161 - 166. 

250 Zimmer W., Mendel R. Molybdenum metabolism in Plants. // Plant 

biol.1999. - № 1. – Р. 160 - 168. 

104

251 Zeevaart J.A.D., Creelman R.A. Metabolism and physiology of abscisic acid. 

// Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1988. - № 39. – Р. 439 - 473. 

252 Hearne P. Q., Knorr D. A., Hillman B. I., Morris T. J. The complete genome 

structure and synthesis of infectious RNA from clones of tomato bushy stunt 

virus. Virology. 1990. - № 177. – Р. 141 - 151. 

253 Scholthof H. B., Scholthof K.-B. G., Jackson A. O.. The tomato bushy stunt 

virus replicase proteins are coordinately expressed and membrane-associated. 

// Virology. 1995. - № 208. – Р. 365 - 369. 

254 Hillman B. I., Hearne P., Rochon D. A., Morris T. J. Organization of tomato 

bushy stunt virus genome: Characterization of the coat protein gene and the 3′ 

terminus. // Virology. 1989. - №169. – Р. 42 - 50. 

255 Scholthof, H.B. Heterologous expression of viral RNAi suppressors: RISC 

management. // Plant Physiol. 2007. - № 145. – Р. 1110-1117. 

256 Omarov R., Sparks K., Smith L., Zindovich H., Scholthof H. Biological 

Relevance of a Stable Biochemical Interaction between the Tombusvirus- 

Encoded P19 and Short Interfering RNAs // Journal of Virology. 2006. -№ 

80(6).- Р. 3000-3008. 

257 Scholthof H. B., Scholthof K.-B. G., Kikkert M., Jackson A. O. Tomato 

bushy stunt virus spread is regulated by two nested genes that function in 

cell-to-cell movement and host-dependent systemic invasion. Virology. 

1995. - № 213. – Р. 425-438. 

258 Qui W., Park J.W., Scholthof H.B. Tombusvirus P19-mediated suppression 

of virus-induced gene silencing is controlled by genetic and dosage features 

that influence pathogenicity. // Mol. Plant. Microb. Interact. 2002. - № 15 

(3). – P. 269-280. 

259 Jо´zsef Burgyań and Zoltań Havelda Viral suppressors of RNA silencing // 

Trends in Plant Science. 2011.- № 16.(5). - Р. 265-272. 

260 Feng Li., Shou-Wei Ding. Virus Counterdefense: Divers Strategies for 

Evading the RNA Silencing Immunity // Annu Rev Microbiol. 2006. - № 

60. - Р. 503–531. 

261 Virginia Ruiz-Ferrer., Olivier Voinnet. Roles of Plant Small RNAs in Biotic 

Stress Responses // Annu. Rev. Plant Biol. 2009. - № 607.- Р. 485–510. 

105

dissertacia-myrzabaeva.pdf

Create successful ePaper yourself

Delete template?

Save as template?