Métabolisme et fonctions des acides gras oméga-3 à longue chaîne ...

N° d’ordre 2010ISAL0130 année 2010 

THESE 

Présentée devant 

L’INSTITUT NATIONAL DES SCIENCES APPLIQUEES DE LYON 

Pour obtenir 

LE GRADE DE DOCTEUR 

Formation doctorale : Biochimie 

Ecole Doctorale Interdisciplinaire Sciences-Santé 

MÉTABOLISME ET FONCTIONS DES ACIDES 

GRAS OMÉGA-3 À LONGUE CHAÎNE AU 

NIVEAU DE L’ADIPOCYTE 

par 

Jennifer LEFILS-LACOURTABLAISE 

Soutenance le 16 Décembre 2010 

Directeurs de thèse : Pr. M. LAGARDE / Dr. N. BERNOUD-HUBAC 

Jury de thèse: Mme le Dr Nathalie BERNOUD-HUBAC, Directrice de thèse 

M. le Pr Jacques DELARUE, Examinateur 

M. le Dr Claude FOREST, Rapporteur 

M. le Pr Michel LAGARDE, Directeur de thèse 

M. le Dr Mario OLLERO, Rapporteur 

M. le Dr Hubert VIDAL, Président du jury 

Cette thèse a été préparée au laboratoire Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes, 

l’INSA de Lyon (INSERM UMR 870)

INSA Direction de la Recherche - Ecoles Doctorales – Quadriennal 2007-2010 

SIGLE ECOLE DOCTORALE NOM ET COORDONNEES DU RESPONSABLE 

CHIMIE 

E.E.A. 

E2M2 

EDISS 

CHIMIE DE LYON 

http://sakura.cpe.fr/ED206 

M. Jean Marc LANCELIN 

Insa : R. GOURDON 

ELECTRONIQUE, 

ELECTROTECHNIQUE, AUTOMATIQUE 

http://www.insa-lyon.fr/eea 

M. Alain NICOLAS 

Insa : C. PLOSSU 

ede2a@insa-lyon.fr 

Secrétariat : M. LABOUNE 

AM. 64.43 – Fax : 64.54 

EVOLUTION, ECOSYSTEME, 

MICROBIOLOGIE, MODELISATION 

http://biomserv.univ-lyon1.fr/E2M2 

M. Jean-Pierre FLANDROIS 

Insa : H. CHARLES 

INTERDISCIPLINAIRE SCIENCES- 

SANTE 

Sec : Safia Boudjema 

M. Didier REVEL 

Insa : M. LAGARDE 

M. Jean Marc LANCELIN 

Université Claude Bernard Lyon 1 

Bât CPE 

43 bd du 11 novembre 1918 

69622 VILLEURBANNE Cedex 

Tél : 04.72.43 13 95 Fax : 

lancelin@hikari.cpe.fr 

M. Alain NICOLAS 

Ecole Centrale de Lyon 

Bâtiment H9 

36 avenue Guy de Collongue 

69134 ECULLY 

Tél : 04.72.18 60 97 Fax : 04 78 43 37 17 

eea@ec-lyon.fr 

Secrétariat : M.C. HAVGOUDOUKIAN 

M. Jean-Pierre FLANDROIS 

CNRS UMR 5558 


Bât G. Mendel 


69622 VILLEURBANNE Cédex 

Tél : 04.26 23 59 50 Fax 04 26 23 59 49 

06 07 53 89 13 

e2m2@biomserv.univ-lyon1.fr 

M. Didier REVEL 

Hôpital Cardiologique de Lyon 

Bâtiment Central 

28 Avenue Doyen Lépine 

69500 BRON 

Tél : 04.72.68 49 09 Fax :04 72 35 49 16 

Didier.revel@creatis.uni-lyon1.fr 

INFOMATHS 

INFORMATIQUE ET 

MATHEMATIQUES 

http://infomaths.univ-lyon1.fr 

M. Alain MILLE 

M. Alain MILLE 


LIRIS - INFOMATHS 

Bâtiment Nautibus 



Tél : 04.72. 44 82 94 Fax 04 72 43 13 10 

infomaths@bat710.univ-lyon1.fr - alain.mille@liris.cnrs.fr 

Matériaux 

MATERIAUX DE LYON 

M. Jean Marc PELLETIER 

Secrétariat : C. BERNAVON 

83.85 

M. Jean Marc PELLETIER 

INSA de Lyon 

MATEIS 

Bâtiment Blaise Pascal 

7 avenue Jean Capelle 

69621 VILLEURBANNE Cédex 

Tél : 04.72.43 83 18 Fax 04 72 43 85 28 

Jean-marc.Pelletier@insa-lyon.fr 

MEGA 

MECANIQUE, ENERGETIQUE, GENIE 

CIVIL, ACOUSTIQUE 

M. Jean Louis GUYADER 

Secrétariat : M. LABOUNE 

PM : 71.70 –Fax : 87.12 

M. Jean Louis GUYADER 

INSA de Lyon 

Laboratoire de Vibrations et Acoustique 

Bâtiment Antoine de Saint Exupéry 

25 bis avenue Jean Capelle 


Tél :04.72.18.71.70 Fax : 04 72 43 72 37 

mega@lva.insa-lyon.fr 

ScSo 

ScSo* 

M. OBADIA Lionel 

Insa : J.Y. TOUSSAINT 

M. OBADIA Lionel 

Université Lyon 2 

86 rue Pasteur 

69365 LYON Cedex 07 

Tél : 04.78.77.23.88 Fax : 04.37.28.04.48 

Lionel.Obadia@univ-lyon2.fr 

*ScSo : Histoire, Geographie, Aménagement, Urbanisme, Archéologie, Science politique, Sociologie, Anthropologie 

1

Ce travail a été réalisé au sein de l’unité : 

"Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes" 

INSERM U870 ; UCBL ; INSA; INRA U1235 ; HCL 

IMBL, 11 Av. Jean Capelle 

69621 Villeurbanne, France 

Il a donné lieu à la rédaction des articles suivants : 

Lefils J, Géloën A, Vidal H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. Dietary DHA: time course of 

tissue uptake and effects on cytokine secretion in mice. Br. J. Nutr. 2010, 21:1-9. 

Lefils-Lacourtablaise J, Socorro M, Géloën A, Dominguez Z, Vidal H, Lagarde M and 

Bernoud-Hubac N. 15-Deoxy- 12,14 -prostaglandin J 3 : a novel eicosapentaenoic acid-derived 

prostaglandin that increases adiponectin secretion by adipocytes. Manuscrit en préparation. 

Bernoud-Hubac N, Alam DA, Lefils J, Davies SS, Amarnath V, Guichardant M, Roberts LJ 

2 nd and Lagarde M. Low concentrations of reactive gamma-ketoaldehydes prime 

thromboxane-dependent human platelet aggregation via p38-MAPK activation. Biochim. 

Biophys. Acta. 2009, 1791:307-313. 

Et à la présentation des communications suivantes : 

Lefils-Lacourtablaise J, Géloën A, Chen P, Guichardant M, Socorro M, Dominguez Z, Vidal 

H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Effects of omega-3 PUFA and their oxygenated 

derivatives on cytokines secretion ». Poster, 9 th Conference of the International Society for the 

Study of Fatty Acids and Lipids (ISSFAL), Juin 2010, Maastricht, Pays-Bas. 

Lefils-Lacourtablaise J, Géloën A, Chen P, Guichardant M, Socorro M, Dominguez Z, Vidal 

H, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Effects of omega-3 PUFA and their oxygenated 

derivatives on cytokines secretion ». Poster, 10 e journée de l’IMBL, Juin 2010, Lyon, France. 

Lefils J, Géloën A, Lagarde M and Bernoud-Hubac N. « Alimentation enrichie en DHA: 

effets sur la composition lipidique de tissus murins et sur la sécrétion de cytokines 

plasmatiques ». Poster, Congrès annuel de la SFD, Mars 2010, Lille, France. 

Lefils-Lacourtablaise J. « Sécrétion d’adiponectine en réponse aux acides gras oméga-3 à 

longue chaîne. ». Présentation orale, 3 e journée thématique de LISA (« Lipides 

fonctionnels »), Mars 2010, Bordeaux, France. 

2



plasmatiques ». Poster, 9 e journée de l’IMBL, Novembre 2009, Marseille, France. 



plasmatiques ». Poster, 6 e Congrès annuel de la NSFA, Juin 2009, Avignon, France. 



plasmatiques ». Poster, 8 e journée de l’IMBL, Janvier 2008, Lyon, France. 

3

Remerciements 

Remerciements 

C’est au sein de l’unité mixte de recherche 870 INSERM / INSA / INRA / UCBL / 

HCL de Lyon de « Régulations Métaboliques, Nutrition et Diabètes » dirigée par le Dr. 

Hubert VIDAL qu’ont été réalisés l’ensemble des travaux présentés dans ce mémoire. 

Avant toute chose, je tiens à remercier le Dr. Hubert VIDAL et le Pr. Michel 

LAGARDE pour m’avoir accueillie, respectivement, au sein de leur unité et équipe de 

recherche, pour leurs conseils et leurs encouragements tout au long de ses années. 

Je voudrais témoigner ma reconnaissance au Dr. Nathalie BERNOUD-HUBAC sans 

qui cette thèse n’aurait pu être réalisée. Je la remercie particulièrement pour avoir cru en moi, 

pour m’avoir soutenue durant ces années en me faisant partager son expérience et ses 

connaissances scientifiques et pour avoir rédigé de nombreux projets pour financer ma thèse. 

Merci également pour sa disponibilité, sa patience et sa bonne humeur constantes qui ont 

rendu ce travail très agréable et enrichissant, et ainsi que pour sa rigueur scientifique. 

J’exprime ensuite mon estime et mes remerciements aux membres de mon jury : 

Au Pr. Jacques DELARUE, au Dr. Claude FOREST et au Dr. Mario OLLERO 

qui m’ont fait l’honneur de juger ce travail de thèse et de me faire ainsi bénéficier de leurs 

compétences et de leurs connaissances. 

Je souhaite également remercier très chaleureusement tous les membres du laboratoire 

pour leur bon accueil, leur disponibilité et plus particulièrement: 

4

Remerciements 

Le Dr. Alain GÉLOËN, pour m’avoir permis de faire l’étude in vivo chez la souris; 

pour m’avoir guidé dans le monde des souris, pour ses connaissances colossales, pour sa 

rigueur scientifique, pour nos petites discussions scientifiques très enrichissantes et 

passionnantes mais surtout pour sa très grande sympathie et sa bonne humeur communicative. 

Ne m’oubliez pas pour le prix Nobel ! 

Le Pr. Michel GUICHARDANT pour ses précieuses aides pour « dompter » l’HPLC, 

la GC ou encore la GC-MS ; pour ses conseils techniques et scientifiques. Je remercie aussi 

son ancienne thésarde le Dr. Ping CHEN, fournisseur officiel de PDX et d’acide punicique. 

Les Dr Madeleine PICQ et Sabine MICHAUD pour leur aide, leur disponibilité et 

leur gentillesse. 

Les Dr. Christophe SOULAGE, Nicolas PILLON et Bader ZARROUKI de pour 

m’avoir fait partager leurs expériences, avoir pris le temps de répondre à toutes mes questions 

plus ou moins intelligentes et pour leur très grande sympathie. 

Patrick MOLIERE et Valérie PRUNETA-DELOCHE pour leurs conseils 

techniques ainsi que pour leur gentillesse qui ont contribué à une bonne entente. 

Magali PEREZ, Fabienne LAUGERETTE, Rami JAAFAR, Romain COLAS, 

Lilas HADJI pour avoir partagé avec moi ces quelques années. 

Les membres de l’équipe 1 pour m’avoir bien accueillie chez eux et pour m’avoir 

formée sur leur appareillage. 

Ma famille qui m’a soutenue pendant ces années. 

Et enfin mon mari Marc pour m’avoir supportée et soutenue pendant cette thèse, pour 

m’avoir accompagnée les week-ends pour l’entretien de mes cellules, avoir fait semblant de 

comprendre mes travaux pour me soutenir et tout simplement avoir été à mes cotés ! Sans 

oublier notre petit bout qui peut être un jour tombera sur ce manuscrit… 

5

Table des matières 


Remerciements ..................................................................................... 4 

Table des matières ............................................................................... 6 

Index des figures et des tableaux ...................................................... 11 

Abréviations ....................................................................................... 15 

Résumé ................................................................................................ 17 

Summary ............................................................................................. 19 

Introduction ........................................................................................ 21 

Rappels Bibliographiques ................................................................. 24 

Chapitre 1 - Les Acides gras ............................................................. 24 

I.1 Généralités .................................................................................................. 24 

I.2 Les Acides Gras Polyinsaturés (AGPI) ...................................................... 25 

6


Chapitre 2 - Métabolisme oxygéné des AGPI ................................. 28 

II-1 Les prostanoïdes........................................................................................ 28 

II.1.1 Prostanoïdes issus de l’AA ..................................................................................... 28 

II.1.1.a) Voie de synthèse ......................................................................................................... 28 

II.1.1.b) Biologie fonctionnelle des prostanoïdes ..................................................................... 30 

II.1.2 Prostanoïdes issus de l’EPA ................................................................................... 32 

II.1.3 Prostanoïdes et adipocytes ...................................................................................... 34 

II-2 Les résolvines, les protectines et les marésines ........................................ 36 

II.2.1 Les résolvines ......................................................................................................... 36 

II.2.2 Les protectines ........................................................................................................ 38 

II.2.3 Les marésines ......................................................................................................... 40 

Chapitre 3 - Le tissu adipeux ............................................................ 41 

III.1 Le tissu adipeux blanc .............................................................................. 41 

III.2 Le tissu adipeux brun ............................................................................... 42 

Chapitre 4 - L’adipocyte blanc ......................................................... 44 

IV.1 La morphologie ........................................................................................ 44 

IV.2 L’adipogenèse .......................................................................................... 45 

IV.3 La lipogenèse ........................................................................................... 46 

IV.3.1 Les acides gras dans l’adipocyte ........................................................................... 46 

IV.3.2 La synthèse des triglycérides ................................................................................ 47 

IV.4 La lipolyse ............................................................................................... 49 

Chapitre 5 - Les adipokines .............................................................. 51 

V.1 L’adiponectine .......................................................................................... 51 

V.2 La leptine ................................................................................................... 54 

V.3 Le TNF-α .................................................................................................. 56 

V.4 L’IL-6 ........................................................................................................ 57 

Chapitre 6 - De l’obésité au diabète de type 2. ............................... 59 

VI.1 Situation actuelle de la pathologie ........................................................... 59 

VI.2 Lien entre l’obésité et le diabète de type 2 .............................................. 59 

VI.3 Relation entre les acides gras libres et l’insuline .................................... 60 

7


Chapitre 7 - Rôles des AGPI n-3 dans l’obésité et le diabète de 

type 2 ................................................................................................... 62 

VII.1 Effets des AGPI n-3 sur la croissance et la prolifération du tissu adipeux 

.......................................................................................................................... 63 

VII.2 Modulation du métabolisme du tissu adipeux par les AGPI-LC n-3 ..... 64 

VII.3 Modulation de la sécrétion des adipokines par les AGPI-LC n-3 ......... 66 

Matériels & Méthodes ....................................................................... 68 

I- Protocole cellulaire ........................................................................ 68 

I-1 Les adipocytes 3T3-L1 ............................................................................... 68 

I-2 Culture cellulaire ........................................................................................ 68 

I-3 Comptage des cellules ................................................................................ 69 

I-4 Différenciation des fibroblastes 3T3-L1 en adipocytes ............................. 69 

I-5 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les AGPI n-3 .............................. 70 

I-6 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les dérivés oxygénés des AGPI n-3 

.......................................................................................................................... 70 

II- Dosages protéiques ....................................................................... 70 

II-1 Dosage des protéines du milieu de culture par la méthode de Bradford 

(1976) ............................................................................................................... 70 

II-2 Dosage des protéines cellulaires par la méthode de Lowry (1951) .......... 71 

III- Dosage des adipokines ................................................................ 71 

IV- Mesure de l’expression génique par PCR quantitative en 

temps réel ............................................................................................ 72 

IV-1 Extraction des ARN ................................................................................ 72 

IV-2 Transcription inverse (RT) ...................................................................... 72 

IV-3 PCR quantitative en temps réel (qPCR) .................................................. 73 

8


V- Analyse des prostaglandines ........................................................ 74 

V-1 Formation de 15-désoxy-Δ 12,14 -PGJ 3 (15dPGJ 3 ) ...................................... 74 

V-2 Dosage des prostaglandines par HPLC et détection UV .......................... 74 

V-3 Dérivation chimique de la PGD 3 et de la 15dPGJ 3 ................................... 75 

V-4 Analyse des prostaglandines par GC-MS ................................................. 76 

VI- Protocole animal ......................................................................... 77 

VI-1 Animaux et régime alimentaire .............................................................. 77 

VI-2 Sacrifices et prélèvement des tissus ....................................................... 79 

VI-3 Analyse de la composition en acides gras des phospholipides des tissus 

par chromatographie en phase gazeuse (GC) .................................................. 79 

VI-4 Dosage des adipokines dans le plasma et les tissus adipeux ................. 81 

VII- Analyse statistique .................................................................... 81 

Résultats .............................................................................................. 82 

I - Etude in vivo .................................................................................. 82 

I.1 Masses corporelles des souris ..................................................................... 83 

I.2 Incorporation du DHA dans le foie, le cœur et les tissus adipeux blancs .. 84 

I.3 Effet d’une alimentation enrichie en DHA sur la sécrétion d’adipokines . 92 

I.4 Contenu en adipokines des tissus adipeux blancs ...................................... 93 

I.5 Effet d’une alimentation enrichie en EPA ou EPA/DHA sur la sécrétion 

d’adipokines ..................................................................................................... 95 

I.6 Discussion-Conclusion ............................................................................... 97 

II - Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1 ......................................... 101 

II.1 Effets du DHA et de l’EPA sur les adipocytes 3T3-L1 ......................... 101 

II.1-1 Analyse de l’incorporation du DHA et de l’EPA dans les phospholipides 

membranaires des cellules .............................................................................................. 101 

II.1-2 Effet du DHA et de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3- 

L1 ................................................................................................................................... 104 

II.2 Effets de divers triènes conjugués sur les adipocytes 3T3-L1 ................ 106 

II.2-1 Effet de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1 ....... 107 

9


II.2-2 Effets de molécules ayant une géométrie du triène conjugué différente de celle de 

la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1 ............................... 108 

II.2-2.a) Géométrie Z,E,E : Leucotriène B 4 (LTB 4 ) ............................................................... 108 

II.2-2.b) Géométrie E,E,E : 5(S),12(S)-diHETE .................................................................... 110 

II.2-3 Effets de molécule ayant une géométrie du triène conjugué similaire de celle de la 

PDX : le 8(S),15(S)-diHETE, sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1. 

........................................................................................................................................ 111 

II.3 Effets de métabolites oxygénés dérivés de l’EPA sur les adipocytes 3T3- 

L1 ................................................................................................................... 112 

II.3-1 Synthèse de 15dPGJ 3 à partir de PGD 3 commerciale .......................................... 113 

II.3-1.a) Mise au point des conditions expérimentales à partir de la PGD 2 commerciale ...... 113 

II.3-1.b) Synthèse de 15dPGJ 3 à partir de la PGD 3 commerciale. .......................................... 117 

II.3-2 Effets des prostaglandines de la série 3 sur la sécrétion d’adiponectine par les 

adipocytes 3T3-L1 .......................................................................................................... 121 

II.3-2.a) Comparaison des effets de la PGD 3 et de la PGD 2 . .................................................. 121 

II.3-2.b) Comparaison des effets de la 15dPGJ 3 et de la 15dPGJ 2 ......................................... 122 

II.4 Discussion – Conclusion ......................................................................... 123 

Conclusion générale & Perspectives .............................................. 126 

Références Bibliographiques .......................................................... 130 

Annexes ............................................................................................. 160 

10

Index des figures et des tableaux 

Index des figures et des 

tableaux 

Figure 1: Structure générale d’un acide gras ____________________________________ 24 

Figure 2: Biosynthèse des acides arachidonique et docosahexaénoïque à partir des acides 

gras essentiels _____________________________________________________________ 26 

Figure 3: Voie de synthèse des prostanoïdes à partir de l’acide arachidonique __________ 29 

Figure 4: Formation spontanée de la 15-désoxy-Δ 12,14 -prostaglandine J 2 à partir de PGD 2 31 

Figure 5: Voie de synthèse des prostanoïdes issues de l’EPA ________________________ 32 

Figure 6: Schéma général de synthèse d’eicosanoïdes à partir d’acide arachidonique et 

d’acide eicosapentaénoïque __________________________________________________ 34 

Figure 7: Biosynthèse des résolvines de la série E (RvE) ___________________________ 37 

Figure 8: Biosynthèse de la protectine D1 _______________________________________ 38 

Figure 9: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX ______________________ 39 

Figure 10: Schéma de biosynthèse de Marésine 1 (MaR1) __________________________ 40 

Figure 11: Photo d’un adipocyte blanc _________________________________________ 44 

Figure 12: Variations des concentrations d’adiponectine circulante dans différentes 

situations _________________________________________________________________ 53 

Figure 13: Représentation schématique des actions de la leptine _____________________ 55 

Figure 14: Réactions de dérivation de la PGD 3 (A) et de la 15dPGJ 3 (B) ______________ 76 

Figure 15: Représentation schématique de la séparation par chromatographie sur couche 

mince (CCM) des différentes classes de phospholipides ____________________________ 80 

Figure 16: Schéma général du plan expérimental de la partie In vivo chez la souris. _____ 82 

11


Figure 17: Prise de poids (g) des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle 

), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours 

avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out » 

(WO) ) ______________________________________________________________ 83 

Figure 18: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidyléthanolamines du foie (A), du cœur 

(B) et des tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris 

nourries avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA 

(groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 

jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) ___________________ 86 

Figure 19: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidylcholines du foie (A), du cœur (B) et 

des tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries 

avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe 

DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec 

un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _____________________________ 87 





jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) ____________________ 88 



avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA 

) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un 

régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _______________________________ 89 






12




avec un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA 

) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un 

régime standard (groupe « wash-out » (WO) ) _______________________________ 91 

Figure 24: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris 




Figure 25: Contenu en adiponectine (A) et en leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal, 

sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe 

contrôle ) ou avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours _______ 93 

Figure 26: Expression génique de l’adiponectine (A) et de la leptine (B) dans les tissus 

adipeux épididymal, sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime 

standard (groupe contrôle ) ou avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 

jours. ____________________________________________________________________ 94 

Figure 27: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris 

nourries pendant 4 jours avec un régime standard (J4 Contrôle), enrichi en DHA (J4 DHA), 

en EPA (J4 EPA) ou en mélange EPA/DHA (J4 EPA/DHA) _________________________ 96 

Figure 28: Schéma général du plan expérimental de la partie In vitro sur des adipocytes 3T3- 

L1 ______________________________________________________________________ 101 

Figure 29: Cinétiques d’incorporation du DHA dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1 102 

Figure 30: Proportions en DHA (A) et en EPA (B) dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1 

incubées pendant 4h avec des concentrations variables en DHA et EPA (liés à l’albumine) 103 

Figure 31: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec du DHA ou de 

l’EPA pendant 2h et 4h _____________________________________________________ 104 

Figure 32: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX ____________________ 106 

Figure 33: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PDX 

pendant 2h, 4h et 24h ______________________________________________________ 107 

Figure 34: Représentation schématique du Leucotriène B 4 _________________________ 108 

Figure 35: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de LTB 4 

pendant 4h _______________________________________________________________ 109 

13


Figure 36: Représentation schématique du 5(S),12(S)-diHETE _____________________ 110 

Figure 37: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 

5(S),12(S)-diHETE pendant 4h _______________________________________________ 110 

Figure 38: Représentation schématique du 8(S),15(S)-diHETE _____________________ 111 

Figure 39: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 

8(S),15(S)-diHETE pendant 4h _______________________________________________ 111 

Figure 40: Hypothèse de formation de la 15-désoxy-Δ 12,14 -PGJ 3 à partir de la PGD 3 ____ 112 

Figure 41: Chromatogramme montrant la séparation par HPLC des différentes 

prostaglandines commerciales avec leurs spectres UV correspondants _______________ 114 

Figure 42: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ 2 à partir 

de PGD 2 _________________________________________________________________ 115 

Figure 43: Séparation par HPLC de la PGD 2 et de la PGD 3 commerciales avec leurs 

spectres UV correspondants _________________________________________________ 117 

Figure 44: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ 3 à partir 

de PGD 3 commerciale avec les spectres UV correspondants ________________________ 118 

Figure 45: Chromatogramme et spectre de masse de la PGD 3 obtenus en GC-MS après 

dérivation de la prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime, 

triméthylsilyl éther _________________________________________________________ 119 

Figure 46: Chromatogramme et spectre de masse de la 15dPGJ 3 obtenus en GC-MS après 

dérivation de la prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester _______________ 120 

Figure 47: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PGD 2 ou 

PGD 3 pendant 2h et 4h _____________________________________________________ 121 

Figure 48: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 100nM de 

15dPGJ 2 ou de 15dPGJ 3 pendant 2h __________________________________________ 122 

Figure 49: Schéma de conclusion générale du travail de recherche __________________ 128 

Tableau 1: Amorces pour qPCR _______________________________________________ 73 

Tableau 2A: Composition en nutriments du régime standard (A03) et du régime riche en 

DHA (DHA)_______________________________________________________________ 78 

Tableau 2B: Composition en acides gras du régime standard (A03) et du régime riche en 

DHA (DHA). ______________________________________________________________ 78 

Tableau 3: Pourcentage de prostaglandines formées à partir de 1mM de PGD 2 .________ 116 

14

Abréviations 

Abréviations 

AA 

Acide arachidonique ou 20:4n-6 

AGPI 

Acides gras polyinsaturés 

AGPI-LC 

Acides gras polyinsaturés à longues chaînes 

ALA 

Acide α-linolénique ou 18:3n-3 

ARNm 

Acide ribonucléique messager 

BF 3 

Trifluorure de bore 

BSTFA 

N,O-Bis(triméthylsilyl)-trifluroroacétamide 

C/EBP « CCAT/Enhancer binding protein » 

CCM 

Chromatographie sur couche mince 

COX 

Cyclooxygénase 

DAG 

Diacylglycérol 

DGAT 

Diacylglycérol transférase 

DHA 

Acide docosahexaénoïque ou 22:6n-3 

EPA 

Acide eicosapentaénoïque ou 20:5n-3 

FABP Protéine de liaison aux acides gras, « Fatty Acid Binding Protein » 

FAS Acide gras synthase, « Fatty Acid Synthase » 

FAT Acide gras translocase, « Fatty Acid Translocase » 

FATP 

Protéine de transport des acides gras, « Fatty Acid Transport Protein» 

GC 

Chromatographie en phase gazeuse 

GC-MS 

Chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse 

Glut1/4 Transporteur de glucose 1/4 

HPLC 

Chromatographie liquide à haute performance 

HLS 

Lipase hormono-sensible 

15

Abréviations 

IBMX 

3-isobutyl,1-méthylxanthine 

IL 

Interleukine 

IMC 

Indice de masse corporelle 

IRS-1 Substrat du récepteur de l’insuline 1, « Insulin Receptor Substrate -1 » 

LPL 

Lipoprotéine lipase 

LOX 

Lipoxygénase 

LTB 4 Leucotriène B 4 

MCP-1 

Protéine chimiotactique-1 des monocytes, « Monocyte Chemotactic 

Protein-1 » 

NO 

Monoxyde d’azote 

PC 

Phosphatidylcholine 

PE 

Phosphatidyléthanolamine 

PD1 

Protectine D1 

PDX 

Protectine DX 

PGs 

Prostaglandines 

PGI 2 

Prostacycline 

PMN 

Leucocytes polynucléaires 

PPAR « Peroxisome proliferator-activated receptor » 

RvE/D 

Résolvine de la série E ou D 

TG 

Triglycérides/ Triacylglycérols 

TNFα Facteur de nécrose tumorale alpha, « Tumor Necrosis Factor alpha » 

TxA 2 Thromboxane A 2 

TxB 2 Thromboxane B 2 

TZD 

Thiazolidinedione 

SEM 

Erreur standard relative à la moyenne 

SVF 

Sérum de veau fœtal 

UCP-1 

Protéine découplante-1 

15dPGJ 2 15-désoxy-delta 12,14 -prostaglandine J 2 

15dPGJ 3 15-désoxy-delta 12,14 -prostaglandine J 3 

5(S),12(S)-diHETE Acide 5(S),12(S)- dihydroxy-eicosa-6E,8E,10E,14Z-tétraénoïque 

8(S),15(S)-diHETE Acide 8(S),15(S)-dihydroxy-eicosa-5Z,9E,11Z,13E-tétraénoïque 

16

Résumé 

Résumé 

Les acides gras polyinsaturés n-3 (AGPI n-3) d’origine marine, les acides 

eicosapentaénoïque (EPA) et docosahexaénoïque (DHA), exercent des effets bénéfiques 

potentiels sur la santé en particulier dans les maladies cardiovasculaires, l’obésité et le diabète 

de type 2. Le DHA protégerait notamment contre l’insulino-résistance et l’obésité chez les 

rongeurs et augmenterait la sensibilité à l’insuline chez l’Homme sain. 

Notre étude vise à déterminer dans un premier temps, chez la souris, les cinétiques 

d’incorporation du DHA dans les phospholipides de différents tissus ainsi que les effets d’une 

supplémentation en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine plasmatiques, deux 

cytokines connues pour participer à la régulation de la sensibilité à l’insuline. Nous montrons 

une amélioration du profil d’adipokines sécrétées chez les souris ayant eu une alimentation 

enrichie en DHA. Cet effet s’accompagne d’une augmentation rapide de l’incorporation du 

DHA dans les phospholipides de tous les tissus analysés. Ces effets bénéfiques sont rapides 

puisqu’ils sont observés dès le 4 ème jour de régime et durables puisqu’ils sont toujours 

observés 16 jours après l’arrêt de la supplémentation en DHA. Nous montrons également une 

augmentation de la sécrétion d’adiponectine chez des souris ayant été nourries avec une 

alimentation enrichie en EPA. 

Dans un second temps, nous avons étudié les effets de l’EPA et du DHA ainsi que de 

leurs dérivés oxygénés respectifs sur la sécrétion d’adiponectine par des adipocytes 3T3-L1 

en culture. Nous observons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après 

enrichissement des cellules avec ces AGPI n-3. Nos résultats suggèrent que des métabolites 

oxygénés, issus de ces deux acides gras, pourraient contribuer à cet effet. Concernant le DHA, 

nous montrons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine après incubation 

des cellules avec la protectine DX (PDX). Nous montrons également que seule la PDX, qui 

possède dans sa structure un triène conjugué avec une géométrie E,Z,E, augmente la sécrétion 

17

Résumé 

d’adiponectine alors que des composés ayant une géométrie Z,E,E ou E,E,E sont inactifs. De 

plus, la position du triène semble importante pour observer l’effet. Concernant l’EPA, nous 

faisons l’hypothèse que la prostaglandine D 3 (PGD 3 ), un métabolite de l’EPA, pourrait être 

métabolisée en 15-désoxy-delta 12,14 -PGJ 3 (15dPGJ 3 ). Nous avons synthétisé de la 15dPGJ 3 à 

partir de PGD 3 commerciale et avons vérifié sa structure. Nous observons une augmentation 

de la sécrétion d’adiponectine en réponse à la PGD 3 et à la 15dPGJ 3 . 

Globalement, ces données montrent que la protection vasculaire attribuée aux acides 

gras oméga-3 à longue chaîne (EPA et DHA) pourrait être liée, au moins en partie, à leur effet 

positif sur la sécrétion d’adiponectine, adipocytokine active contre l’insulino-résistance et 

l’athérothrombogenèse. Cet effet s’exercerait via certains métabolites oxygénés spécifiques de 

ces deux acides gras. 

18

Summary 

Summary 

N-3 polyunsaturated fatty acids (n-3 PUFA) of marine origin, eicosapentaenoic (EPA) 

and docosahexaenoic (DHA) acids, potentially exert beneficial health effects, mainly in 

cardiovascular diseases, obesity and type 2 diabetes. DHA protects against insulin resistance 

and obesity in rodents and increases insulin sensitivity in healthy humans. 

The first objective of our study was to determine the time course of DHA 

incorporation into phospholipids of different tissues in mice and the effects of DHA 

supplementation on plasma adiponectin and leptin secretions, two cytokines known to 

participate in the regulation of insuline sensitivity. We showed an improvement of the 

secreted adipokine profile in mice fed the DHA-rich diet. This effect was associated with a 

significant increase in DHA incorporation into phospholipids of all analyzed tissues. The 

beneficial effects on adipokines were fast, since they were observed as early as 4 days after 

the initiation of the DHA-rich diet, and long lasting as they were still observed 16 days after 

the arrest of DHA-rich diet feeding. We also showed an increased adiponectin secretion in 

mice fed an EPA-rich diet. 

We then studied the effects of EPA and DHA, and that of their oxygenated derivatives 

on adiponectin secretion in 3T3-L1 adipocytes. We observed an increased adiponectin 

secretion after cell enrichment with these n-3 PUFA. Our results suggest that oxygenated 

metabolites could contribute to this effect. Regarding DHA, we showed a significant increase 

in adiponectin secretion after cell incubation with protectin DX (PDX). We also showed that 

only PDX, which has a E,Z,E-conjugated triene motif in his stucture, increased adiponectin 

secretion, whereas Z,E,E trienes or E,E,E trienes were inactive. Moreover, the triene position 

in the fatty chain seems to be important for the effect. Regarding EPA, we hypothesized that 

prostaglandin D 3 (PGD 3 ), an EPA metabolite, may be metabolized to 15-deoxy-delta 12,14 -PGJ 3 

19

Summary 

(15dPGJ 3 ). We synthesized 15dPGJ 3 from a commercial PGD 3 and we verified its structure. 

We then studied the effects of these two prostaglandins on adiponectin secretion. We 

observed an increased adiponectin secretion in response to PGD 3 and to 15dPGJ 3 . 

Overall, these data show that at least part of the vascular protection attributed to longchain 

omega-3 fatty acids (EPA and DHA) could result from a positive effect on the secretion 

of adiponectin, an adipocytokine active against insulin-resistance and atherothrombogenesis. 

Those effects might be due to some specific oxygenated metabolites from both fatty acids. 

20

Introduction 

Introduction 

L’absorption d’acides gras polyinsaturés oméga-3 (AGPI n-3) d’origine marine, 

principalement l’acide eicosapentaénoïque (EPA, 20:5n-3) et l’acide docosahexaénoïque 

(DHA, 22:6n-3), a des effets bénéfiques potentiels sur la santé, notamment dans les maladies 

cardiovasculaires. L’obésité et le diabète de type 2 sont connus pour leur risque vasculaire. Si 

les relations entre l’obésité, le diabète de type 2, l’inflammation et le risque vasculaire ont fait 

l’objet de nombreuses études, il n’en est pas de même en ce qui concerne les liens entre les 

AGPI n-3 et ces pathologies. Les AGPI n-3 peuvent protéger contre le développement de ces 

maladies, améliorer la sensibilité à l’insuline avec des effets protecteurs contre l’obésité 

(Delarue et al, 1996 ; Schmidt et al, 2000 ; Connor, 2000 ; Holub, 2002 ; Taouis et al, 2002 ; 

Flachs et al, 2009 ; González-Périz et al, 2009). Ces pathologies constituent aujourd’hui un 

enjeu de santé publique majeur. 

Les mécanismes sous-jacents aux effets bénéfiques des AGPI n-3 sont nombreux, 

notamment l’inhibition compétitive avec l’acide arachidonique (AA, 20:4n-6) pour sa 

conversion en eicosanoïdes pro-inflammatoires. En effet, le DHA est un inhibiteur puissant de 

la voie cyclooxygénase affectant la production d’eicosanoïdes (Calder, 2002) alors que l’EPA 

est un substrat pour la synthèse d’eicosanoïdes (Yerram et al, 1989). Les eicosanoïdes dérivés 

de l’AA ont en général des effets pro-inflammatoires alors que ceux dérivés de l’EPA ont des 

effets anti-inflammatoires. Les AGPI n-3 entraînent également la modification de l’activité 

d’enzymes membranaires (al-Shurbaji et al, 1991), la modulation de l’expression génique 

(Flachs et al, 2005 ; Jump, 2004 ; Blouin et al, 2010 ; Duplus et al, 2002) et des modifications 

des voies de sécrétion des adipokines. Le tissu adipeux est un tissu métabolique actif sécrétant 

de multiples protéines nommées adipokines (Trayhurn & Wood, 2004 ; Bastard et al, 2006). 

Parmi elles, l’adiponectine est sécrétée quasiment exclusivement par les adipocytes. Elle 

21

Introduction 

exerce des propriétés de sensibilisation à l’insuline ainsi que des propriétés antiinflammatoires 

et anti-athérogènes (Díez & Iglesias, 2003 ; Arita et al, 1999 ; Nawrocki et al, 

2006 ; Shklyaev et al, 2003). Les concentrations plasmatiques d’adiponectine diminuent chez 

les patients atteints de diabète de type 2, d’insulino-résistance et d’obésité (Arita et al, 1999 ; 

Hotta et al, 2000 ; Ryan et al, 2003 ; Bruun et al, 2003). La réduction du rapport AGPI n-6/n- 

3 dans l’alimentation a été associée à une diminution de cytokines pro-inflammatoires et à une 

augmentation de l’adiponectine plasmatique chez des volontaires sains (Guebre-Egziabher et 

al, 2008). L’absorption d’AGPI n-3 peut également modifier la sécrétion d’autres adipokines 

comme la leptine, cette dernière étant suggérée faire aussi un lien entre l’inflammation, 

l’insulino-résistance et l’obésité (Ahima & Flier, 2000 ; Sader et al, 2003). Contrairement à 

l’adiponectine, la leptine a des effets pro-inflammatoires (Janik et al, 1997 ; Grunfeld et al, 

1996 ; Francis et al, 1999). Il a été montré que les concentrations plasmatiques de leptine 

diminuaient chez des souris ayant été nourries pendant 15 jours avec une alimentation 

contenant de l’huile de poisson (Neschen et al, 2006). 

Les études montrant les effets bénéfiques des AGPI n-3 à longue chaîne sur la santé 

ont été pour la plupart réalisées en utilisant des huiles de poisson. Or, ces dernières 

contiennent principalement de l’EPA et du DHA. Une autre préoccupation est qu’il n’était pas 

connu si les effets protecteurs des AGPI n-3 étaient maintenus après l’arrêt de la 

supplémentation. De plus, alors que l’apport en DHA est conseillé, les cinétiques 

d’incorporation de cet acide gras restaient largement inconnues. Dans ce contexte, nos 

premiers objectifs ont été de déterminer, chez la souris, les cinétiques d’incorporation 

du DHA dans les phospholipides de différents tissus et les effets d’une supplémentation 

en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine plasmatiques. Les souris ont été 

nourries pendant 4, 8, 16 ou 32 jours avec une alimentation standard (sous forme de 

croquettes) contenant 5% de lipides (groupe contrôle) ou avec une alimentation enrichie en 

DHA (10% de TG-DHA) (groupe expérimental). Certaines souris ont été nourries pendant 16 

jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis les 16 jours suivants avec l’alimentation 

standard (période de « wash-out »). Nous avons également comparé l’effet du DHA et de 

l’EPA sur la sécrétion de cytokines plasmatiques. Pour cela, des souris ont été nourries 

pendant 4 jours avec une alimentation enrichie en EPA (10% de TG-EPA). 

22

Introduction 

Nous avons dans un second temps compléter l’étude in vivo précédemment décrite 

par des études in vitro. Nous avons étudié plus particulièrement les effets d’un 

enrichissement en AGPI n-3, DHA et EPA, sur la sécrétion d’adiponectine dans des 

cultures de cellules (adipocytes 3T3-L1). Enfin, l’étude des mécanismes nous a amené à 

examiner si des métabolites oxygénés issus de ces deux acides gras pouvaient contribuer 

aux effets observés. Concernant le DHA, nous nous sommes intéressés à la protectine DX 

(PDX), un isomère de la protectine D1, correspondant à l’acide 10(S),17(S)-dihydroxydocosa-4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque. 

De plus, afin de préciser si la géométrie du 

triène conjugué de la PDX (E,Z,E) était importante dans l’effet observé sur la sécrétion 

d’adiponectine, nous avons incubé les adipocytes 3T3-L1 avec des molécules possédant des 

triènes conjugués avec des géométries différentes (Z,E,E ; E,E,E). Concernant l’EPA, nous 

avons fait l’hypothèse qu’il pourrait être métabolisé en prostaglandine D 3 (PGD 3 ) puis en 15- 

désoxy-delta 12,14 -PGJ 3 (15dPGJ 3 ) comme cela a été montré pour la 15dPGJ 2 issue de la PGD 2 

(Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ; Kikawa et al, 1984 ; Shibata et al, 2002). Il est intéressant de 

noter que la 15dPGJ 2 a été décrite comme une molécule ayant des propriétés antiinflammatoires. 

Nous avons dans un premier temps synthétisé de la 15dPGJ 3 à partir de PGD 3 

commerciale et testé les effets de ces deux prostaglandines sur la sécrétion d’adiponectine 

comparativement à la PGD 2 et à la 15dPGJ 2 . 

La première partie de ce mémoire, consacrée aux « Rappels bibliographiques », 

comporte 7 chapitres. Dans le premier chapitre, nous rapportons les données relatives aux 

acides gras et détaillons dans le chapitre 2 les métabolites oxygénés dérivés des acides gras. 

Les chapitres 3, 4 et 5 seront consacrés, respectivement, au tissu adipeux, aux adipocytes 

blancs et aux adipokines. Enfin, les chapitres 6 et 7 rapportent les données concernant 

l’obésité et le diabète de type 2 puis le rôle des AGPI n-3 dans ces pathologies. Le reste de ce 

mémoire, réservé au travail personnel, s’articule autour de trois parties : la partie « Matériels 

et méthodes » ; la partie « Résultats » scindée en deux chapitres : I) « Etude in vivo » et II) 

« Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1 », chacun étant discuté en fin de chapitre. Enfin, le 

mémoire se termine par la partie « Conclusion générale et perspectives ». 

23

Rappels Bibliographiques 


Chapitre 1 - Les Acides gras 

I.1 Généralités 

Les acides gras ont un caractère structural commun ; ils sont tous constitués (Fig. 1): 

- d’un groupement carboxyle –COOH, responsable du caractère acide et polaire au pH de la 

cellule, 

- d’une chaine linéaire hydrocarbonée de 2 à 22 atomes de carbones à caractère hydrophobe. 

Figure 1: Structure générale d’un acide gras 

Les acides gras existent rarement à l’état libre dans la cellule. L’oxydation complète 

des acides gras fournit une grande part des besoins énergétiques nécessaires. La chaîne 

hydrocarbonée peut être saturée, monoinsaturée ou polyinsaturée lorsqu’elle possède au 

moins une double liaison. 

Dans la suite de ce mémoire ne seront décrits que les acides gras polyinsaturés. 

24


I.2 Les Acides Gras Polyinsaturés (AGPI) 

Tous les acides gras ont des fonctions importantes, mais le terme « essentiel » est 

appliqué seulement aux acides gras polyinsaturés (AGPI) qui sont nécessaires pour une bonne 

santé (Spector, 1999). Les AGPI sont une part intégrale de la membrane cellulaire ; ils 

impactent significativement sur la fluidité membranaire et la fonction cellulaire. Les AGPI 

servent de constituants majeurs des phospholipides, des triglycérides et des esters de 

cholestérol. 

Il existe deux familles d’AGPI essentiels, nommées n-6 (ou oméga-6) et n-3 (ou 

oméga-3) ; ces deux familles ne sont pas interconvertibles. Elles sont appelées ainsi car la 

double liaison la plus proche du groupe méthyle terminal est portée par le 6 e (n-6) ou le 3 e 

carbone (n-3) à partir de cette extrémité. 

Deux acides gras sont à l’origine de ces familles, l’acide linoléique (18:2n-6), celui de 

la famille des oméga-6, et l’acide alpha-linolénique (18:3n-3) qui est le précurseur des oméga- 

3. Ces deux acides gras sont indispensables car ils ne sont pas synthétisables par l’organisme. 

Ils doivent donc être consommés dans l’alimentation. Beaucoup d’huiles alimentaires 

d’origine végétale sont sources de 18:2n-6 alors que les huiles de poissons sont en général 

riches en 18:3n-3. 

Les animaux sont capables de désaturer et d’élonger ces deux acides gras 

indispensables en homologues insaturés supérieurs (Fig. 2). Parmi eux, deux AGPI sont 

importants en raison de leurs rôles structural et fonctionnel, l’acide arachidonique (AA, 

20:4n-6) et l’acide docosahexaénoïque (DHA, 22:6n-3). En plus d’une synthèse à partir de 

leur précurseur respectif, ces deux AGPI peuvent être également apportés par l’alimentation 

(viandes pour l’AA et poissons pour le DHA, en particulier dans certains poissons gras). 

25


Figure 2: Biosynthèse des acides arachidonique et docosahexaénoïque à partir des acides gras essentiels. 

Δ et E : étapes catalysées respectivement par une désaturase (Δ) et une élongase (E). 

Sous la forme estérifiée dans les phospholipides, les AGPI sont les constituants 

universels des membranes cellulaires. 

L’AA représente à lui seul 25% des acides gras présents dans les membranes. La 

stéréochimie des acides gras permet de modifier la structure des phospholipides et donc 

l’activité des protéines membranaires (enzymes, transporteurs, récepteurs). Les AGPI sont 

également impliqués dans l’activation de facteurs de transcription nucléaires, dans la 

transduction de signaux et dans la production d’eicosanoïdes (Spector, 1999). 

Le DHA, issu de l’acide eicosapentaénoïque (EPA, 20:5n-3), est l’acide gras le plus 

insaturé avec la plus longue chaîne carbonée trouvée dans les systèmes biologiques (Salem et 

al, 1986) et plus spécialement dans certains tissus comme les synaptosomes (Breckenridge et 

al, 1972), le sperme (Neill & Masters, 1973) et la rétine (Wiegand & Anderson, 1983). 

Le DHA s’incorpore rapidement dans diverses cellules, principalement dans les 

phospholipides des membranes plasmiques (Zerouga et al, 1996) et des mitochondries 

(Stillwell et al, 1997 ; Tahin et al, 1981). Il n’est pas distribué de manière égale entre toutes 

les classes de phospholipides. La plupart des études montrent que cet acide gras est 

principalement incorporé dans les phosphatidyléthanolamines (PE), les plasmalogènes à 

éthanolamine et dans de plus faible proportion dans les phosphatidylcholines (PC) et les 

autres classes de phospholipides (Robinson et al, 1993 ; Stubbs & Smith, 1984 ; Yorek et al, 

1984). Ceci suggère que le DHA peut affecter le trafic ou le métabolisme de ces 

26


phospholipides ou produire des changements structurels dans la bicouche lipidique 

membranaire (Applegat & Glomset, 1991). 

Au travers d’études diététiques, le DHA a été lié de manière positive à une multitude 

de pathologies humaines telles que le cancer, les maladies cardiovasculaires, l’obésité, le 

diabète de type 2 et d’autres. 

27


Chapitre 2 - Métabolisme oxygéné des AGPI 

Une fois libérés des phospholipides membranaires par l’action des phospholipases, les 

AGPI, et plus spécifiquement l’AA, peuvent être métabolisés par la voie de la 

cyclooxygénase et la voie de la lipoxygénase conduisant à divers produits bioactifs. Si les 

AGPI n-6, notamment l’AA, peuvent être associés à l’athérogenèse, les AGPI n-3 sont plutôt 

décrits comme protecteurs cardiovasculaires. Le DHA est notamment un inhibiteur puissant 

de la voie cyclooxygénase affectant la production d’eicosanoïdes (Calder, 2002). 

II-1 Les prostanoïdes 

Les prostaglandines sont des prostanoïdes qui modulent de nombreux processus 

physiologiques et physiopathologiques tels que l’inflammation, la réponse immunitaire, 

l’arthrite, les cancers. Les prostaglandines jouent un rôle important dans le développement du 

tissu adipeux blanc. Des travaux récents montrent également qu’elles jouent un rôle 

déterminant dans la différenciation des cellules en adipocytes. Les prostaglandines peuvent 

être issues de l’AA ou de l’EPA. 

II.1.1 Prostanoïdes issus de l’AA 

II.1.1.a) Voie de synthèse 

L’étape initiale de la voie de synthèse des prostaglandines est la libération d’AA des 

phospholipides de la membrane plasmique par l’action d’une phospholipase A 2 (Fig. 3). 

L’AA libéré est ensuite converti en prostaglandine G 2 (PGG 2 ) puis en PGH 2 intermédiaire, 

par des activités cyclooxygénase et peroxydase au sein d’enzymes appelées PGH synthase ou 

cyclooxygénase (COX). 

Il existe deux formes de PGH synthase, une forme constitutive (PGH synthase 1 ou 

COX-1) et une forme inductible (PGH synthase 2 ou COX-2). La COX-2 est un site d’action 

majeur des anti-inflammatoires non stéroïdiens comme l’aspirine et l’indométhacine 

(Herschman, 1999). Son expression est inductible par des cytokines pro-inflammatoires. 

28


L’expression des deux isoformes de COX est régulée et ces dernières jouent un rôle essentiel 

dans la synthèse à long terme des prostanoïdes (Smith et al, 1996). Leurs structures 

cristallines ont été établies ; COX-2 possède un site actif plus large que celui de COX-1 ce qui 

est en accord avec la moindre spécificité de COX-2 pour les substrats. En effet, COX-2 

métabolise des substrats tels que l’anandamide et l’acide linoléique (Picot et al, 1994 ; 

Kurumbail et al, 1996). 

Les prostaglandines sont produites par l’action de synthases spécifiques (PGE 2 , PGD 2 , 

PGF 2α synthases). PGH 2 peut également être convertie en thromboxane (TxA 2 ) ou en 

prostacycline (PGI 2 ) (Fig. 3). 

Figure 3: Voie de synthèse des prostanoïdes à partir de l’acide arachidonique. Libération de l’acide 

arachidonique (AA) de la membrane biologique par l’action phospholipase A 2 cytosolique (cPLA 2 ). L’AA est 

ensuite converti en prostaglandine G 2 (PGG 2 ) puis en PGH 2 permettant d’une part la formation de 

prostaglandines par l’action de synthases spécifiques et d’autre part la formation de thromboxane (Tx) et de 

prostacycline (PGI 2 ). 

29


II.1.1.b) Biologie fonctionnelle des prostanoïdes 

Lorsque les cellules sont au repos, elles expriment COX-1 tandis que COX-2 est 

induite en réponse à une activation cellulaire ou par des stimuli pathologiques. Dès que PGH 2 

est produite, elle est rapidement convertie en prostaglandines plus stables telles que PGE 2 , 

PGD 2 , PGI 2 , PGF 2α par des isomérases spécifiques des différents tissus. Ces médiateurs sont 

rapidement secrétés dans le milieu extracellulaire par des transporteurs spécifiques (Schuster, 

1998). 

Les prostaglandines exercent des effets autocrines ou paracrines par l’intermédiaire de 

leurs récepteurs. La plupart agissent sur des récepteurs membranaires couplés aux protéines 

G. Ces récepteurs vont interagir à leur tour avec des systèmes de signalisations cytosoliques 

pour provoquer de nombreuses réponses physiologiques rapides comme l’agrégation 

plaquettaire, la relaxation/contraction des muscles lisses, la plasticité neuronale ou la 

perméabilité vasculaire. 

Par exemple, la PGE 2 est un facteur angiogénique puissant. Dans l’arthrite rhumatoïde, 

l’activation de COX-2 est corrélée avec une angiogenèse synoviale importante, un processus 

pathologique très destructeur. PGE 2 active ses récepteurs sur les fibroblastes synoviaux et 

augmente l’expression de VEGF (« vascular endothelial cell growth factor ») qui est un 

angiogène puissant. Le récepteur de sous-type EP2 des récepteurs de PGE active des protéines 

Gs/AMP-cyclique et les protéines kinases A, qui vraisemblablement augmentent la 

transcription de VEGF (Ben-Av et al, 1995). 

A l’inverse, il existe des prostaglandines comme la 15-désoxy-delta 12,14 -prostaglandine 

J 2 (15dPGJ 2 ) (Fig. 4), un produit de transformation de PGD 2 (Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ; 

Shibata et al, 2002), qui agissent à l’intérieur de la cellule en se fixant à des récepteurs 

nucléaires comme les « peroxisome proliferator activated receptors » (PPARs). 

Suite à l’activation des PPARs par des ligands endogènes telle que la 15dPGJ 2 , ces 

derniers vont s’hétérodimériser avec les récepteurs rétinoïdes X (RXR) pour induire des 

réponses transcriptionnelles spécifiques. Des études ont montré que l’activation nucléaire par 

certaines prostaglandines inhibe la croissance tumorale (Negeshi et al, 1995) et la réplication 

virale (Santoro et al, 1980). Plus récemment, il a également été mis en évidence le rôle des 

PPARs et de la 15dPGJ 2 dans la différenciation des cellules spumeuses en réponse aux LDL 

30


oxydés (Tontonoz et al, 1998) et dans l’inhibition des gènes pro-inflammatoires, NFκBdépendants 

dans les monocytes (Jiang et al, 1998). Dans l’endothélium vasculaire, 

l’activation de la voie des PPARs provoque l’apoptose suggérant que cette voie de 

signalisation est un médiateur de la blessure vasculaire. Le fait que la 15dPGJ 2 soit le ligand 

endogène le plus efficace des PPARs suggère que la voie COX / PGD synthase est 

responsable de l’activation des PPARs. Par ailleurs, d’autres acides gras et eicosanoïdes sont 

également des ligands des PPARs. 

Figure 4: Formation spontanée de la 15-désoxy-Δ 12,14 -prostaglandine J 2 à partir de PGD 2 (d’après Shibata et 

al, 2002). La PGD 2 est convertie en PGJ 2 puis en 15-désoxy-Δ 12,14 -PGJ 2 par déshydratation et de manière 

indépendante à l’albumine. Cette dernière n’étant impliquée que dans le processus menant à la formation de Δ 12 - 

PGJ 2 à partir de PGJ 2 . 

31


II.1.2 Prostanoïdes issus de l’EPA 

L’EPA est un substrat pour la synthèse d’eicosanoïdes (Yerram et al, 1989). C’est un 

inhibiteur compétitif du métabolisme de l’AA pour les mêmes voies métaboliques (Yerram & 

Spector, 1989 ; Williard et al, 1998) y compris pour l’étape de la libération d’acide gras à 

partir des phospholipides membranaires des cellules impliquées. 

L’EPA est transformé en eicosanoïdes analogues à ceux qui sont issus de l’AA mais 

en conservant la double liaison supplémentaire en n-3. En effet, il est converti en PGG 3 puis 

en PGH 3 via la voie de la cyclooxygénase (Fig. 5). Cet endoperoxyde de la série-3 est ensuite 

converti enzymatiquement en différents composés. 

Figure 5: Voie de synthèse des prostanoïdes issues de l’EPA. Libération de l’EPA de la membrane biologique 

par l’action phospholipase A 2 cytosolique (cPLA 2 ). L’EPA est ensuite converti en prostaglandine G 3 (PGG 3 ) puis 

en PGH 3 permettant d’une part la formation de prostaglandines par l’action de synthases spécifiques et d’autre 

part la formation de thromboxane (Tx) et de prostacycline (PGI 3 ). 

32


Les eicosanoïdes dérivés de l’AA ont en général des effets pro-inflammatoires alors 

que ceux dérivés de l’EPA ont des effets anti-inflammatoires ; ces derniers contribuent à la 

protection des artères et du cœur et ont des effets anti-allergiques reconnus (Coulhon, 2009). 

Ces effets anti-inflammatoires peuvent inclure une diminution de la production de 

substances inflammatoires comme le leucotriène B 4 (LTB 4 ) et les facteurs d’activation 

plaquettaire (PAF) libérés par l’action de cytokines, une réduction de la synthèse de PGE 2 

induite par les cytokines et du TXB 2 au niveau de la muqueuse du colon (Endres et al, 1989 ; 

Lowry & Thompson, 1994). Alors que l’AA, la PGH 2 et le TxA 2 sont des puissants agrégants 

plaquettaires, l’EPA, la PGH 3 , le TXA 3 ainsi que la PGD 3 ne provoquent pas l’agrégation 

plaquettaire (Needleman et al, 1976 ; Raz et al, 1977 ; Whitaker et al, 1979). 

Au niveau des pathologies cardiovasculaires, le risque d’arythmie ventriculaire induite 

par ischémie s’est avéré être directement proportionnel à la balance entre TXA 2 et PGI 2 

(prostacycline). Il a été montré que la PGI 2 réduit la pression sanguine et inhibe l’agrégation 

plaquettaire en diminuant les concentrations de calcium. La réduction du risque de fibrillation 

ventriculaire est probablement due à la diminution du rapport AA/EPA et à un déplacement 

de la production d’eicosanoïdes vers l’augmentation de TXA 3 et de PGI 3 aux dépens de TXA 2 

et de PGI 2 . De plus, dans les cellules endothéliales, la PGI 3 est synthétisée à partir de l’EPA et 

s’ajoute à la PGI 2 (Fischer & Weber, 1984). La PGI 3 est connue pour être un vasodilatateur 

efficace, un anti-agrégant plaquettaire comme la PGI 2 et pourrait contribuer à une réduction 

des risques de maladies cardiovasculaires (Das, 2000). 

Les drogues anti-inflammatoires non stéroïdiennes comme l’aspirine sont connues 

pour diminuer la formation de TXA 2 et TXA 3 plaquettaires à partir de l’AA et de l’EPA. Ceci 

aurait comme conséquence un déplacement de l'équilibre entre PGI 2 /PGI 3 endothélial et 

TXA 2 /TXA 3 plaquettaire en faveur de PGI 2 /PGI 3 qui est bénéfique dans la prévention de 

l'athérosclérose et de la thrombose. Ceci pourrait expliquer les actions bénéfiques observées 

avec l’aspirine dans les maladies cardiovasculaires (Das, 2005). 

33


Figure 6: Schéma général de synthèse d’eicosanoïdes à partir d’acide arachidonique et d’acide 

eicosapentaénoïque (d’après Le et al, 2009). L’acide arachidonique est le précurseur des prostanoïdes de la 

série 2 et des leucotriènes de la série 4. L’acide eicosapentaénoïque est le précurseur des prostanoïdes de la série 

3 et des leucotriènes de la série 5. 

II.1.3 Prostanoïdes et adipocytes 

Les prostaglandines ont un rôle important dans le processus de différenciation 

adipocytaire. Leur rôle dépend notamment du stade de différenciation et il diffère d’une 

prostaglandine à l’autre. La PGI 2 , par exemple, est associée positivement à la différenciation 

terminale des adipocytes (Reichert & Eick, 1999). La PGI 2 augmente également l’expression 

de CCAT/enhancer binding proteins (C/EBP) β et δ des préadipocytes (Aubert et al, 2000). 

Son analogue stable, la carbaprostacycline induit la différenciation terminale des adipocytes 

en augmentant la concentration cellulaire en AMPc et la libération intracellulaire de calcium. 

A l’inverse, la PGF 2α inhibe fortement la différenciation adipocytaire en activant la protéine 

Gq et la calcineurine, une phosphatase calcium dépendante. Elle diminue également les 

facteurs de transcriptions indispensables à la différenciation adipocytaire, comme PPARγ et 

C/EBP (Liu & Clipstone, 2007). De même, la PGE 2 inhibe la différenciation adipocytaire par 

l’intermédiaire de son récepteur EP4 (Sugimoto et al, 2004). Récemment, il a été montré que 

la 15-céto-PGE 2 , un métabolite de la PGE 2 , se fixe sur PPARγ et favorise ainsi la 

différenciation adipocytaire (Chou et al, 2007). 

34


La 15dPGJ 2 est également un ligand naturel de PPARγ (Forman et al, 1995 ; Soares et 

al, 2005). Elle induit l’expression des gènes de la différenciation adipocytaire (Forman et al, 

1995 ; Kliewer et al, 1995). Des études ont montré que la PGD 2 synthase est exprimée en 

parallèle à PPARγ durant la différenciation adipocytaire (Jowsey et al, 2003) et que son 

expression augmente en fonction de la différenciation adipocytaire. La diminution de la 

protéine PGD 2 synthase, à l’aide de siRNA, inhibe l’accumulation de triglycérides et la 

différenciation des fibroblastes 3T3-L1 (Fujimori et al, 2007). L’ensemble de ces résultats 

suggère que les prostaglandines ont des effets extrêmement complexes sur la différenciation 

adipocytaire. 

35


II-2 Les résolvines, les protectines et les marésines 

Récemment, il a été mis en évidence que les AGPI n-3, en particulier l’EPA et le 

DHA, sont les précurseurs d’un nouveau genre de médiateurs lipidiques dotés de propriétés 

anti-inflammatoires et protectrices « proresolving ». Parmi ces médiateurs lipidiques on 

distingue trois familles : les résolvines, les protectines et les marésines. 

II.2.1 Les résolvines 

Le terme de résolvine (ou « resolution-phase interaction products ») se rapporte aux 

médiateurs bioactifs endogènes biosynthétisés à partir des acides gras oméga-3 principaux, 

l’EPA et le DHA. Par conséquent, il existe des résolvines de la série E (RvE) et de la série D 

(RvD) (Serhan et al, 2002). Les résolvines sont également produites par la voie dépendante de 

la cyclooxygénase (COX-2) en présence d’aspirine. 

Les RvE (Fig. 7), dérivées de l’EPA, ont été initialement isolées in vivo à partir de 

poches d’air dorsales murines traitées avec de l’aspirine et de l’EPA. Elles ont été également 

générées in vitro à partir de co-incubation de cellules endothéliales humaines avec des 

leucocytes polymorphonucléaires (PMN) (Serhan et al, 2000). La famille des RvE contient les 

RvE1 et les RvE2. 

La RvE1 (l’acide 5S,12R,18R-trihydroxy-eicosa-6Z,8E,10E,14Z,16E-pentaénoïque) 

est le premier produit à avoir été isolé et étudié en détail. La RvE1 réduit, à des concentrations 

nanomolaires, la migration trans-endothéliale des PMNs humains, l’inflammation cutanée, les 

péritonites, la migration de cellules dendritiques et la production d’interleukine (IL)-12 dans 

différents modèles de maladies inflammatoires (Serhan et al, 2000 ; Serhan et al, 2002 ; Arita 

et al, 2005 ; Bannenberg et al, 2005). La RvE1 est spontanément produite chez les sujets sains 

et sa concentration est augmentée chez les individus prenant de l’aspirine et/ou de l’EPA 

(Arita et al, 2005). 

La RvE2 (5S,18(R/S)-dihydroxy-eicosa-6Z,8E,10E,14Z,16E-pentaénoïque) est 

synthétisée par les PMNs humains dans des proportions plus importantes que la RvE1. Elle 

36


stoppe l’infiltration des PMNs induite par le zymosan et possède des propriétés antiinflammatoires 

efficaces dans les péritonites murines (Tjonahen et al, 2006). 

Figure 7: Biosynthèse des résolvines de la série E (RvE) (d’après Kohli & Levy, 2009). L’EPA est converti en 

18-hydroxy-EPE soit par le cytochrome P450 soit par la COX2 en présence d’aspirine. Cet intermédiaire est 

alors transformé par la 5-LOX en 5S-hydropéroxy-18-hydroxy-EPE subissant ensuite soit une époxydation 

enzymatique menant à RvE1 soit une réduction menant à RvE2. 

Les RvD, dérivées du DHA, ont été initialement découvertes dans des exsudats de 

souris prenant du DHA plus de l’aspirine. Elles présentent des actions anti-inflammatoires 

efficaces (Serhan et al, 2002) et sont particulièrement intéressantes du fait que le cerveau, les 

synapses et la rétine sont hautement enrichis en DHA (Bazan et al, 1984 ; Salem et al, 2001 ; 

Marcheselli et al, 2003). Différentes résolvines peuvent être formées à partir du DHA, les 

AT-RvD1~4 (pour « aspirin-triggered » Rv) et les RvD1~4, par des oxygénations 

séquentielles, initiées, respectivement, par la COX-2 acétylée par l’aspirine ou le cytochrome 

P450 ou bien par la 15-lipoxygénase (15-LOX). La RvD1 est l’acide 7S,8R,17S-trihydroxydocosa-4Z,9E,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque 

et l’AT-RvD1 est l’acide 7S,8R,17SRtrihydroxy-docosa-4Z,9E,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque. 

Les Rv de la série D sont de 

puissants régulateurs limitant l’infiltration des PMNs dans le cerveau, la peau ou le péritoine 

(Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003 ; Marcheselli et al, 2003). 

37


II.2.2 Les protectines 

Les protectines se distinguent par la présence d’un triène conjugué dans leur structure 

(Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003). Elles sont biosynthétisées via une enzyme 

lipoxygénase-like qui converti le DHA en un intermédiaire, l’acide 17S-hydroperoxydedocosahexaénoïque. 

Celui-ci est rapidement converti en 16(17)-époxyde qui est 

enzymatiquement transformé en acide 10R,17S-dihydroxy-docosa-4Z,7Z,11E,13E,15Z,19Zhexaénoïque 

(Serhan et al, 2002 ; Hong et al, 2003) (Fig. 8). 

Figure 8: Biosynthèse de la protectine D1 (d’après Kohli & Levy, 2009). Le DHA est converti en 17Shydroxy-DHA 

par une 15-LOX. Le 17S-hydroxy-DHA est ensuite transformé en Protectine D1 via un époxyde 

intermédiaire. 

Cette molécule initialement nommée 10,17-diHDHA ou 10,17S-docosatriène (Hong et 

al, 2003) est maintenant connue sous le nom de protectine D1 (PD1) à cause de son activité 

protectrice efficace dans l’inflammation (Serhan et al, 2006 ; Marcheselli et al, 2003 ; Lukiw 

et al, 2005 ; Mukherjee et al, 2004). On l’appelle neuroprotectine D1 lorsqu’elle est produite 

par les tissus neuronaux, le préfix neuro signifiant ainsi l’origine de biosynthèse (Serhan et al, 

2006 ; Mukherjee et al, 2004). 

38


La PD1 est synthétisée par des cellules mononucléaires du sang périphérique humain 

et dans les cellules T CD4+ Th2 de manière LOX-dépendante (Hong et al, 2003 ; Serhan et 

al, 2006). Elle a été également isolée à partir d’exsudats murins, de cellules cérébrales 

murines, de cellules microgliales humaines (Serhan et al, 2002) et de sang périphérique 

humain (Hong et al, 2003). 

Diverses études montrent que la PD1 possèdent de puissantes actions 

immunorégulatrices et neuroprotectives. Comme les résolvines, les protectines inhibent 

l’infiltration des PMNs (Hong et al, 2003 ; Serhan et al, 2006). Dans la maladie d'Alzheimer, 

la biosynthèse de NPD1 est activée par la protéine-α, précurseur de l’amyloïde soluble 

(Lukiw et al, 2005). Il est intéressant de noter que les concentrations de DHA, de NPD1 et de 

15-LOX sont sélectivement diminuées dans l’hippocampe de patients souffrant de la maladie 

d’Alzheimer. Ceci fournit un mécanisme plausible pour expliquer la diminution de la 

neuroprotection dans la maladie d'Alzheimer avec moins d'inhibition de l’apoptose et par 

conséquent une augmentation de la mort des cellules neuronales (Marcheselli et al, 2003 ; 

Mukherjee et al, 2004 ; Lukiw et al, 2005). Dans des modèles de souris, il a été montré que la 

NPD1 diminue les préjudices rétiniens (Mukherjee et al, 2003), les dommages cérébraux dus 

à un accident vasculaire cérébral notamment en inhibant l’infiltration des leucocytes et 

l’expression de gènes pro-inflammatoires (Marcheselli et al, 2003). 

Un isomère de la PD1 (Fig. 9), la PDX (l’acide 10S,17R-dihydroxy-docosa- 

4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque), a été mis en évidence au laboratoire. Sa structure 

diffère de celle de la PD1 avec une géométrie E,Z,E (PDX) au lieu de E,E,Z (PD1) au niveau 

du triène conjugué ainsi qu’une configuration S du carbone 10 à la place de R pour la PD1. La 

PDX inhibe l’agrégation plaquettaire du sang humain et ceci à des concentrations submicromolaires 

(Chen et al, 2009). 

HO 

E 

E 

Z 

PD1 

OH 

COOH 

HO 

E 

Z 

E 

PDX 

OH 

COOH 

Figure 9: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX. La PDX est un isomère de la PD1. 

39


II.2.3 Les marésines 

Une nouvelle voie de biosynthèse de médiateurs issus du DHA a été mise en évidence 

en 2009 dans les macrophages (Serhan et al, 2009) (Fig. 10). Le produit principal est la 

marésine 1 (MaR1) ou l’acide 7,14-dihydroxy-docosa-4Z,8,10,12,16Z,19Z-hexaénoïque. Ce 

produit est nommé marésine pour « macrophage mediator in resolving inflammation ». Il a 

été mis en évidence dans des exsudats de liquides péritonéaux de souris contenant des 

macrophages. MaR1 inhibe l’infiltration des PMNs et stimule la phagocytose des 

macrophages. Ce nouveau médiateur lipidique possède une activité anti-inflammatoire et des 

propriétés protectrices « proresolving » similaires à celle de la RvE1 et de la PD1 (Serhan et 

al, 2009). 

Figure 10: Schéma de biosynthèse de Marésine 1 (MaR1) (d’après Serhan et al, 2009). Le DHA est converti 

par une 12/15-LOX en 14S-hydropéroxy-DHA puis en Marésine 1 via un époxyde intermédiaire. 

40

Chapitre 3 - Le tissu adipeux 


Le tissu adipeux est un acteur majeur de l’homéostasie énergétique de l’organisme. 

Les Mammifères possèdent deux types de tissus adipeux : le tissu adipeux blanc et le tissu 

adipeux brun. Le tissu adipeux blanc a un rôle de stockage d’énergie alors que le tissu 

adipeux brun intervient essentiellement dans la thermogénèse. 

III.1 Le tissu adipeux blanc 

Le rôle principal du tissu adipeux blanc est le stockage d’énergie du surplus calorique 

ingéré sous forme de triglycérides (TG) et le relargage d’acides gras lorsque la dépense 

énergétique dépasse la prise d'énergie. Bien que le tissu adipeux blanc ait été longtemps 

considéré comme un tissu métaboliquement inactif, nous savons maintenant qu'il participe 

activement à la régulation du métabolisme énergétique. Cette régulation est réalisée par des 

signaux endocrines, paracrines et autocrines. 

Le tissu adipeux blanc remplit de nombreuses fonctions : 1) le métabolisme des lipides 

comprenant la synthèse et le stockage des TG ; 2) la lipolyse et la mobilisation des acides gras 

et du glycérol ; 3) l’extraction de la circulation des TG des lipoprotéines ; 4) la sécrétion 

d’adipokines qui incluent des hormones, des cytokines et d’autres protéines ayant des 

fonctions biologiques spécifiques ; 5) l’aromatisation des androgènes et des œstrogènes ; 6) la 

conversion du glucose en lactate avec la libération du lactate ; 7) la régulation de la 

température par l’isolation thermique. 

Dans le tissu adipeux blanc, environ 70 à 80% des cellules sont des adipocytes. Le 

reste est représenté par des fibroblastes, des macrophages, des cellules stromales, des 

monocytes et des préadipocytes (Geloën et al, 1989). Le statut nutritionnel, l’activité 

hormonale et les facteurs de transcription sont responsables de la différenciation des 

préadipocytes en adipocytes (Farmer, 2006). 

Le tissu adipeux est réparti de manière différente chez l’homme et la femme. En effet, 

les hommes accumulent la majeure partie des graisses dans la région abdominale (au dessus 

41


des vertèbres lombaires L4-L5). Une accumulation excessive décrit une obésité androïde, 

aussi désignée comme obésité abdominale, plus fréquemment associée avec le diabète de type 

2, l’hypertension et les maladies cardiovasculaires. Chez les femmes, le tissu adipeux blanc 

est préférentiellement localisé dans la partie inférieure de l’organisme (en dessous des 

vertèbres L4-L5 : hanches, bassin, cuisses). Une masse excessive de tissu adipeux chez la 

femme est décrite comme une obésité gynoïde, non associée à des complications de l’obésité 

(Vague, 1947). 

Le tissu adipeux viscéral est associé à l’insulino-résistance périphérique et hépatique 

(Cases & Barzilai, 2000). Bien qu'il ait été démontré qu’en l’enlevant mais en conservant le 

tissu adipeux sous-cutané, la sensibilité à l'insuline s'améliore (Einstein et al, 2005), cela 

n'implique pas que le tissu adipeux sous-cutané ne contribue pas à plusieurs anomalies 

métaboliques, en particulier en cas de prise de poids (Smith et al, 2001). Ainsi, une 

augmentation de la masse grasse viscérale ou sous-cutanée semble être importante pour les 

pathogénies non seulement de l’insulino-résistance mais également de la dyslipidémie, 

l’intolérance au glucose, l’hypertension et les risques cardio-vasculaires (Smith et al, 2001 ; 

Brook et al, 2007 ; Jensen, 2006 ; Misra & Vikram, 2003). 

III.2 Le tissu adipeux brun 

La fonction principale du tissu adipeux brun est de brûler les graisses pour produire de 

la chaleur, en particulier chez les nouveaux-nés Humains et les Mammifères de petites tailles. 

Il a été récemment mis en évidence que le tissu adipeux brun est présent sous forme active 

chez l’Homme adulte (Nedergaard et al, 2007). Cette observation prend toute son importance 

car il a été montré chez les rongeurs qu’il est capable de brûler le surplus énergétique 

consommé au cours d’un régime cafétéria et donc qu’il pourrait avoir un rôle décisif dans 

l’homéostasie énergétique et la régulation de la masse corporelle. 

L’oxydation des acides gras et la production de chaleur par les cellules adipeuses 

brunes sont dues à l’activité métabolique intense grâce à la présence d’un grand nombre de 

mitochondries et de l’expression de la protéine découplante 1 (UCP1) (Ricquier & Bouillaud, 

2000). UCP1 permet la dissipation du gradient électrochimique de protons généré par la 

42


chaîne respiratoire mitochondriale. Le découplage entre la consommation d’énergie et la 

synthèse d’ATP favorise la dissipation de l’énergie en chaleur. Chez les Mammifères 

nouveaux-nés, les hibernants et les rongeurs, la thermogénèse induite par le froid dans le tissu 

adipeux brun contribue au maintien de la température corporelle. Le carburant est fourni en 

tant qu’acides gras provenant de la lipolyse des tissus adipeux brun et blanc. 

43


Chapitre 4 - L’adipocyte blanc 

IV.1 La morphologie 

L’adipocyte blanc est constitué pour l’essentiel d’une gouttelette lipidique riche en TG 

tandis que le noyau est rejeté en périphérie de la cellule contre la membrane et que le 

cytoplasme est limité à une mince couronne autour des lipides intracellulaires (Fig. 11). La 

membrane plasmique possède de nombreux récepteurs dont les récepteurs α et β 

adrénergiques, ces derniers étant lipolytiques alors que les récepteurs α2-adrénergiques sont 

anti-lipolytiques. 

Les adipocytes blancs constituent un réservoir énergétique car ils sont capables de synthétiser 

les TG (lipogenèse), de les stocker dans une gouttelette lipidique et de les dégrader en cas de 

besoin énergétique (lipolyse) en libérant du glycérol et des acides gras libres. 

La taille des adipocytes est capable de varier grandement, jusqu’à 1000 fois. Les TG 

représentent plus de 90% de la fraction lipidique. Le tissu adipeux contient également 5-15% 

d’eau et une faible quantité de protéines cellulaires et de protéines formant la trame 

conjonctive (Girard et al, 1988). 

Figure 11: Photo d’un adipocyte blanc. (Photo A. Géloën). L’adipocyte blanc est composé d’une goutelette 

lipidique. Le noyau est rejeté en périphérie de la cellule et le cytoplasme est limité à une mince couronne autour 

des lipides intracellulaires. 

Les adipocytes dérivent des cellules souches mésenchymateuses du mésoblaste intraembryonnaire 

qui donnent successivement : 

- des adipoblastes, morphologiquement indistinguables des fibroblastes mais 

fonctionnellement différents, 

- des préadipocytes « indifférenciés », 

- des préadipocytes, 

- des adipocytes. 

44


IV.2 L’adipogenèse 

La caractérisation des facteurs nutritionnels et hormonaux impliqués dans la 

différenciation adipocytaire, l’adipogenèse, montre que les facteurs hormonaux requis sont 

peu nombreux in vitro et que leurs concentrations circulantes ou locales pourraient être 

associées in vivo soit à l’état nutritionnel (insuline, facteur insulino-mimétique [IGF-1]), soit à 

l’activation de l’axe hypothalamo-hypophyso-surrénalien et/ou à une synthèse in situ 

(glucocorticoïdes). 

Les AGPI exercent des effets adipogéniques qui sont actifs aussi bien sur des 

préadipocytes en lignée établie que sur les préadipocytes isolés à partir de tissu adipeux de rat 

et d’Homme (Ailhaud & Hauner, 2004). Ces observations établissent un lien direct entre les 

lipides alimentaires, le flux d’acides gras pénétrant le tissu adipeux et la formation 

d’adipocytes. Un lien moléculaire a pu être établi grâce au clonage de récepteurs nucléaires de 

la famille des PPARs (Hihi et al, 2002) qui se comportent comme des détecteurs à la fois 

d’acides gras naturels et de certains métabolites de l’AA (Amri et al, 2002). PPARγ est le 

régulateur central de l’adipogénèse et joue un rôle dominant dans le développement du tissu 

adipeux. 

Tous les acides gras n’apparaissent pas équipotents pour stimuler l’adipogénèse. Ainsi l’AA, 

l’AGPI le plus représenté dans l’alimentation, est trois fois plus adipogénique que le DHA 

(présent naturellement à l’état de traces) et plus puissant que les acides gras saturés 

(palmitate) et mono-insaturés (oléate, palmitoléate). Le DHA se révèle même être antiadipogénique 

(Massiera et al, 2003 ; Kim et al, 2006). L’effet adipogénique de l’AA passe 

par sa capacité à former de la prostacycline dans les préadipocytes. Après sa sécrétion, la 

liaison de la prostacycline à son récepteur de surface IP-R qui est couplé à l’adénylate 

cyclase, entraîne la production d’AMP-cyclique et l’activation de la voie dépendante de la 

protéine kinase A (Gaillard et al, 1989 ; Vassaux et al, 1992). Cette dernière stimule alors 

l’adipogénèse via l’expression des CCAT/enhancer binding proteins (C/EBP) β et δ 

(Belmonte et al, 2001). Ces deux facteurs transcriptionnels modulent à leur tour l’expression 

de PPARγ qui gouverne finalement la différenciation terminale et conduit à la formation 

d’adipocytes (Ailhaud & Hauner, 2004). 

45


IV.3 La lipogenèse 

IV.3.1 Les acides gras dans l’adipocyte 

La lipogenèse de novo est la synthèse de molécules d’acides gras à partir de substrats 

non lipidiques, principalement des hydrates de carbones. Le glucose en est le substrat majeur. 

Les deux sites pour cette synthèse sont le foie et le tissu adipeux. Les enzymes clés sont la 

fatty acid synthase (FAS) et l’acétyl coenzyme A carboxylase 1 (ACC1), lesquelles sont 

présentes dans le tissu adipeux humain (Letexier et al, 2003 ; Shrago et al, 1969 ; Shrago et 

al, 1971 ; Angel & Bray, 1979). La lipogenèse de novo est régulée par des hormones 

(insuline, glucagon) et par les nutriments (carbohydrates et AGPI). L’insuline et le glucose 

stimulent la lipogenèse alors que le glucagon et les acides gras l’inhibent. 

La plupart des acides gras utilisés par les adipocytes pour la synthèse des TG 

proviennent du plasma, soit comme acides gras non estérifiés liés à l’albumine circulante, soit 

comme TG incorporés dans les lipoprotéines (ex. les chylomicrons). Les acides gras sont 

libérés par l’hydrolyse des TG par la lipoprotéine lipase (LPL). L’expression et l’activité de la 

LPL du tissu adipeux sont augmentées pendant la prise alimentaire (Mead et al, 2002). 

Quelque soit leur origine, les acides gras à longues chaines ne peuvent pas traverser librement 

la membrane des adipocytes et leur capture nécessite des processus spécifiques (Bernlhor et 

al, 1990). Le mécanisme de flux transmembranaire des acides gras reste controversé. Il est 

probable qu’une diffusion passive par l’intermédiaire d’un processus flip-flop et un transport 

par des transporteurs spécifiques de protéines coexistent dans toutes les cellules. Les 

adipocytes blancs humains expriment différents transporteurs d’acides gras qui facilitent et 

régulent le transport des acides gras à travers la membrane plasmique : la protéine CD36 

(homologue à la protéine murine « Fatty Acid Translocase » FAT) (Abumrad et al, 1993), la 

« Fatty Acid Transport Protein » (FATP) (Schaffer & Lodish, 1994) et la « Fatty Acid 

Binding Protein plasma membrane » (FABPpm) (Isola et al, 1995). Des études chez le rat ont 

montré qu’il existe un pool intracellulaire de CD36 dont la translocation sur la membrane 

plasmique régule la capture des acides gras (Bonen et al, 2000). 

46


Dans la cellule, les acides gras sont transportés de membrane à membrane ou au site 

de réaction de l’acyl CoA synthetase par les « Lipid Binding Protein » cytoplasmiques (LBPs) 

appelée aussi « Fatty Acid Binding Protein » (FABP). Le transfert d’acides gras de et à partir 

de l’Adipocyte-LBP (ALBP) se produit seulement pendant l’interaction protéine-membrane. 

Ce mécanisme est identique chez l’Homme, le rat et la souris (Storch et al, 2002 ; Weisiger, 

2002). Les adipocytes blancs humains expriment deux LBPs différentes : l’ « Adipocyte Lipid 

Binding Protein » (ALBP ou AFABP ou Ap2) et la « Keratinocyte Lipid Binding Protein » 

(KLBP). L’aP2 est exprimée uniquement dans le tissu adipeux blanc alors que KLBP est 

exprimée dans d’autres types cellulaires. Dans les adipocytes humains comme chez les 

rongeurs, la protéine aP2 est plus abondante que KLBP et le ratio aP2/KLBP varie en fonction 

des différents tissus adipeux et peut jouer un rôle sur la capacité métabolique de ces différents 

dépôts (Fisher et al, 2002). 

IV.3.2 La synthèse des triglycérides 

La synthèse de TG nécessite du glycérol et des acides gras qui sont transformés en 

glycérol-3P, par la première étape de la glycolyse et à partir de la glycérogenèse (Reshef et al, 

2003), et en fatty acyl-CoA pour être utilisés comme substrats. Le glucose entre dans 

l’adipocyte par diffusion facilitée grâce à deux protéines transmembranaires qui servent de 

transporteurs, Glut1 et Glut4. Glut1 est situé de façon prédominante dans la membrane 

plasmique et il permet le transport basal du glucose. Glut4 est en majorité situé dans la 

membrane de vésicules intracytoplasmiques. Dans l’adipocyte, la fixation de l’insuline sur 

son récepteur membranaire spécifique stimule la transcription du gène codant pour Glut4 et la 

traduction de ses ARN messagers, et active la translocation vers la membranaire plasmique 

des vésicules dont la membrane contient Glut4. Les vésicules s’amarrent à la membrane 

plasmique et fusionnent avec elle, permettant ainsi l’entrée de glucose dans la cellule. 

Dans les adipocytes, la biosynthèse de TG est une estérification successive des 

fonctions alcool du glycérol-3P par différentes enzymes, nommées respectivement, les 

glycérol-3-phosphate acyltransférases (GPATs) (Bell & Coleman, 1980), 1-acylglycérol-3- 

phosphate acyltransférases (AGPATs) (Leung DW, 2001) et diacylglycérol acyltransférases 

47


(DGATs) (Cases et al, 1998 ; Cases et al, 2001). Cette biosynthèse a lieu principalement dans 

les microsomes où sont localisées toutes les enzymes impliquées dans cette voie. Cependant, 

il a été montré chez la souris que l’isoforme mitochondriale de GPAT est impliquée dans le 

stockage des TG dans l’adipocyte (Hammond et al, 2002). Les produits intermédiaires de 

cette voie, l’acide lysophosphatidique, l’acide phosphatidique et le diacylglycérol (DAG) sont 

impliqués dans d’importantes fonctions biologiques (Pages et al, 2001 ; Hla et al, 2001 ; Fang 

et al, 2001 ; Sprong et al, 2001). Par conséquent, les modifications d’activité de ces enzymes 

ont des effets non seulement sur le stockage des TG mais également sur d’autres évènements 

de signalisation cellulaire et sur la biosynthèse de glycérophospholipides. 

La régulation du stockage des lipides est très importante pour l’homéostasie de 

l’organisme. La quantité de TG stockée dans le tissu adipeux dépend de la mise en réserve 

mais également de la mobilisation. Cette mobilisation nécessite un processus appelé 

« lipolyse ». 

48


IV.4 La lipolyse 

Pendant la lipolyse, une molécule de glycérol et trois molécules d’acides gras sont 

libérées après l’hydrolyse enzymatique d’une molécule de TG. 

Les TG stockés dans les gouttelettes lipidiques sont d’abord hydrolysés par l’« adipose 

triglyceride lipase» (ATGL) aussi connue sous le nom de desnutrine, libérant du DAG et des 

acides gras (Villena et al, 2004). Cette enzyme est induite dans la condition de jeûne et est 

réprimée après alimentation ; elle est régulée négativement chez les souris ob/ob et db/db 

(Villena et al, 2004). 

D’autres enzymes peuvent hydrolyser les TG, la TG hydrolase (TGH) et l’adiponutrine, mais 

leur rôle dans la lipolyse adipocytaire est secondaire (Jenkins et al, 2004 ; Lake et al, 2005 ; 

Soni et al, 2004). Après l’hydrolyse par l’ATGL, les DAG sont ensuite hydrolysés 

séquentiellement par la lipase hormono-sensible (HSL) et la monoglycéride lipase (MGL), 

produisant ainsi des acides gras libres et du glycérol (Fredrikson et al, 1986 ; Holm, 2003). 

Les différentes lipases accèdent à la gouttelette lipidique lorsque les protéines enveloppant la 

vésicule (périlipines) sont phosphorylées. La périlipine A empêche normalement la lipolyse 

des TG en entourant la gouttelette lipidique, empêchant ainsi l’accès aux lipases (Brasaemle 

et al, 2000). La stimulation β-adrénergique des adipocytes, la phosphorylation de la HSL 

dépendante de la protéine kinase A (PKA) et la périlipine déclenchent la translocation de la 

HSL du cytoplasme à la gouttelette lipidique induisant l’hydrolyse des lipides neutres (Egan 

et al, 1992). 

La régulation de la lipolyse est essentielle pour les tissus utilisant les acides gras 

libres. Elle se fait via diverses hormones para-endocrines et divers facteurs extra-hormonaux. 

Les catécholamines stimulent la lipolyse chez l’Homme. Elles atteignent le tissu adipeux via 

la circulation générale (principalement l’adrénaline) (Lönnqvist et al, 1995) ou par 

l’innervation sympathique (la noradrénaline) (Dodt et al, 2003). Leurs effets sur la lipolyse 

dépendent de l’équilibre fonctionnel entre les récepteurs β-adrénergiques (β-AR) stimulants et 

les récepteurs adrénergiques α-2 inhibiteurs (α2-AR). Dans la plupart des études in vivo et in 

vitro, la stimulation de β-AR dans le tissu adipeux domine sur l’effet inhibiteur α2-AR de la 

lipolyse. 

49


L’insuline est l’hormone anti-lipolytique la plus efficace dans le tissu adipeux. 

L’insuline est centrale pour la régulation des actions anaboliques en stimulant la capture de 

glucose et des acides gras via l’action de la LPL sur les TG circulants, en inhibant la lipolyse 

et probablement en stimulant la synthèse d’acides gras de novo (revue dans Coppack et al, 

1989). 

50

Chapitre 5 - Les adipokines 


Le tissu adipeux est un tissu métaboliquement actif qui secrète une multitude de 

molécules biologiquement importantes appelées « adipokines » ou « adipocytokines » 

(Trayhurn & Wood, 2004 ; Bastard et al, 2006) dont la liste ne cesse d’augmenter. Des 

complications métaboliques sont en partie dépendantes d’un excès de tissu adipeux viscéral et 

d’une variation de la production d’adipokines. Nous avons choisi de présenter quelques unes 

des adipokines qui interviennent dans les pathologies de l’insulino-résistance et dans les 

complications cardiovasculaires associées à l’obésité : l’adiponectine, la leptine, le facteur de 

nécrose tumorale α (TNF-α) et l’Interleukine-6 (IL-6). 

V.1 L’adiponectine 

L’adiponectine a été découverte en 1995 et identifiée dans des préadipocytes 8 jours 

après leur différenciation (Scherer et al, 1995). C’est une protéine de 30kDa, de 244 acides 

aminés chez l’Homme, exprimée quasi exclusivement par le tissu adipeux. Parce qu’elle a été 

identifiée chez la souris et chez l’Homme par plusieurs groupes, l’adiponectine est connue 

sous des noms différents en relation avec sa structure ou ses propriétés. Chez la souris, elle est 

appelée adipoQ ou ACRP30 (Adipocyte Complement-Related Protein of 30 kDa), chez 

l’Homme, GBP28 (Gelatin-Binding Protein 28) ou AMP1 (Adipose Most Abundant Gene 

Transcript 1). Ses concentrations circulantes sont élevées (0,5-30 mg/L), représentant 0,01% 

des protéines plasmatiques totales. 

L’adiponectine, en dehors d’un peptide signal pouvant être clivé, contient un domaine 

globulaire et un domaine de type collagène, avec une structure en triple hélice. Sa structure 

générale, et plus particulièrement le domaine globulaire, ont une grande homologie avec 

certaines formes de collagènes, le facteur C1q du complément et les cytokines de la famille du 

TNF. La protéine native n’existe pas sous forme isolée et s’assemble par la partie globulaire 

en trimères. Ces trimères peuvent ensuite s’associer de manière plus complexe par les triples 

hélices du domaine collagène et on retrouve ainsi dans le plasma des oligomères formés par 

associations de 2 à 6 trimères (soit 6 à 18 unités) (Kadowaki et al, 2006 ; Ouchi et al, 2003). 

51


Chez l’Homme, le gène de l’adiponectine est situé sur le bras long du chromosome 3 

(région 3q27). A cet endroit a été localisée une susceptibilité au syndrome métabolique 

(insulino-résistance, obésité, hypertension et maladies coronariennes) (Kissebah et al, 2000) 

et au diabète de type 2 (Vionnet et al, 2000). Il faut cependant souligner que cette région 

couvre une centaine de gènes autres que celui de l’adiponectine, le gène responsable pourrait 

donc être en théorie n’importe lequel d’entre eux. 

L’adiponectine agit principalement via 2 récepteurs, AdipoR1 et AdipoR2, trouvés 

dans le muscle et dans le foie. Compatible avec un rôle bénéfique de l’adiponectine dans la 

sensibilité à l’insuline, la perturbation d’AdipoR1 et AdipoR2 supprime la liaison de 

l’adiponectine et son activité provoquant une insulino-résistance et une intolérance marquée 

au glucose (Yamauchi et al, 2007). Il a été montré que la transduction du signal de 

l'adiponectine par AdipoR1 et AdipoR2 implique l'activation de l'AMP-activated protein 

kinase, PPARα et PPARγ ce qui augmente l’oxydation des acides gras et réduit la synthèse du 

glucose dans le foie (Berg & Scherer, 2005). 

L’IL-6 et le TNF-α sont des inhibiteurs puissants de l’expression et de la sécrétion 

d’adiponectine dans les biopsies de tissus adipeux blancs humains ou les cultures de cellules 

adipeuses (Bruun et al, 2003). La résistance à l’insuline chez des souris diabétiques lipoatrophiques 

(dépourvues de tissu adipeux) est complètement renversée par une combinaison 

de doses physiologiques d’adiponectine et de leptine, mais seulement partiellement par 

l’adiponectine seule ou la leptine seule (Yamauchi et al, 2001). Ceci suggère que 

l’adiponectine et la leptine ont des effets synergiques pour sensibiliser les tissus périphériques 

à l’insuline. Cependant, étant donné que l’adiponectine globulaire améliore l’insulinorésistance 

mais pas l’obésité chez les souris ob/ob leptine déficientes (Yamauchi et al, 2003), 

l’adiponectine et la leptine semblent avoir des fonctions distinctes mais partiellement 

imbriquées. 

Comme décrit précédemment, l’adiponectine est produite abondamment par le tissu 

adipeux. Paradoxalement, et contrairement à la leptine, toutes les études montrent que sa 

concentration plasmatique est diminuée chez les obèses et qu’elle est corrélée négativement à 

l’indice de masse corporelle (Berg et al, 2002 ; Tsao et al, 2002 ; Arita et al, 1999). Elle est 

52


également réduite chez les diabétiques de type 2 ainsi que chez les patients atteints de 

pathologies coronariennes (Hotta et al, 2000). En revanche, chez les diabétiques de type 1, la 

concentration d’adiponectine plasmatique est plus élevée que chez les témoins (Imagawa et 

al, 2002). Même après ajustement sur l’indice de corpulence, l’adiponectine est corrélée 

négativement à l’insulinémie et la triglycéridémie (Matsubara et al, 2002). In vivo, les 

concentrations élevées d’adiponectine plasmatique sont associées avec la réduction du risque 

d’infarctus du myocarde chez l’Homme (Pischon et al, 2004). 

Les nouveaux agents anti-diabétiques de la classe des thiazolidinediones (TZD) 

augmentent la concentration de l’adiponectine circulante (Maeda et al, 2001 ; Yu et al, 2002). 

Il a été suggéré que l’effet thérapeutique de TZD serait médié par leur action sur 

l’adiponectine. Les TZD sont des agonistes des PPARγ, facteurs de transcription et de 

différenciation adipocytaire. Il n’existe pas de site de liaison à ce facteur dans le promoteur du 

gène de l’adiponectine, mais l’activation pourrait être indirecte par les sites C/EBP. Une 

seconde hypothèse serait que la diminution de l’insuline par les TZD augmenterait 

l’adiponectine, puisque les deux sont inversement corrélés. 

Figure 12: Variations des concentrations d’adiponectine circulante dans différentes situations (D’après 

Scherer, 2006). Situations dans lesquelles les concentrations d’adiponectine circulante augmentent ou diminuent. 

53


V.2 La leptine 

L’équipe de Friedman a été la première à caractériser la leptine, une adipokine codée 

par le gène ob. C’est une protéine non glycosylée de 16kDa, constituée de 167 acides aminés, 

appartenant à la super famille des cytokines de classe 1 (Zhang et al, 1994). 

Trois types de récepteurs à la leptine ont été identifiés : la forme longue (ObRb) qui 

est la forme clé pour la signalisation du récepteur (Lee et al, 1996), la forme courte avec 4 

isoformes (ObRa, ObRc, ObRd et ObRf) et la forme soluble (ObRe) (Ghilardi et al, 1996). 

Les récepteurs de la leptine sont trouvés dans divers tissus (Hoggard et al, 1997), y compris 

dans le tissu adipeux, suggérant que cette hormone ait une fonction autocrine ou paracrine sur 

le tissu adipeux. 

Le promoteur du gène de la leptine est positivement régulé par divers facteurs de 

transcription qui sont importants dans la différentiation adipocytaire (He et al, 1995 ; Miller et 

al, 1996 ; Masson et al, 1998 ; Kim et al, 1998). Les TZD diminuent la production de leptine 

par les adipocytes humains in vitro (Kallen & Lazar, 1996) et in vivo dans des modèles 

animaux sains (De Vos et al, 1996). 

La leptine est principalement secrétée par des adipocytes différenciés. La production 

de leptine est plus importante dans le tissu adipeux sous-cutané (près de 80% de la 

production) que dans le tissu adipeux viscéral (Montague et al, 1997 ; Lönnqvist et al, 1997 ; 

Lönnqvist et al, 1995 ; Ronnemaa et al, 1997). Les concentrations plasmatiques de leptine 

augmentent exponentiellement avec l’augmentation de masse grasse (Considine et al, 1996 ; 

Lönnqvist et al, 1995). En effet, chez une personne en bonne santé, les concentrations 

plasmatiques de leptine sont d’environ 3-5ng/mL alors qu’elles sont de 90-95ng/mL chez une 

personne souffrant d’obésité morbide (Shek et al, 1998). Les concentrations de leptine 

reflètent non seulement la quantité de graisse stockée mais également le déséquilibre 

énergétique; le jeûne prolongé diminue sensiblement les concentrations de leptine tandis 

qu’une suralimentation les augmente considérablement (Tritos & Mantzoros, 1997 ; Flier, 

1997 ; Kolaczynski et al, 1996 a ; Kolaczynski et al, 1996 b). La leptine augmente également 

la consommation d’énergie en agissant sur des cellules de l’hypothalamus (Fig. 13), induisant 

54


des facteurs anorexigéniques (transcrits régulés par la cocaïne et l’amphétamine et par la proopiomélanocortine) 

et inhibant les neuropeptides orexigéniques (ex : neuropeptides Y et 

orexine) (Ahima et al, 1996 ; Chan et al, 2003). La leptine est considérée comme un signal 

fondamental de satiété dans le cerveau (Mantzoros, 1999). Sa synthèse est principalement 

régulée par la prise alimentaire. Elle dépend du statut énergétique, des hormones sexuelles et 

d’un éventail de médiateurs d'inflammation (Sarraf et al, 1997 ; Gualillo et al, 2000). En 

raison des effets des hormones sexuelles, les concentrations de leptine sont plus élevées chez 

les femmes que chez les hommes, même lorsqu’elles sont ajustées à l'index de masse de 

corporelle (Blum et al, 1997) Chez les rongeurs et l’Homme, la concentration en leptine est 

étroitement corrélée avec l’index de masse corporelle et un défaut du gène de la leptine et des 

récepteurs cause une obésité sévère et le diabète de type 2 (Lago et al, 2007). 

Figure 13: Représentation schématique des actions de la leptine (d’après Mantzoros, 1999). La leptine en 

agissant sur des cellules de l’hypothalamus induit une augmentation de la dépense énergétique, du métabolisme 

lipidique et du glucose et des fonctions neuroendocrines qu’elle peut également diminuer. La leptine diminue 

aussi la prise alimentaire. 

55


V.3 Le TNF-α 

Le TNF-α est une cytokine pro-inflammatoire à effets multiples. Il est produit 

principalement par les macrophages et les lymphocytes. Les adipocytes produisent également 

du TNF-α chez les rongeurs et en faible quantité chez l’Homme. 

Ses effets biologiques dépendent de sa concentration. A basse concentration, il agit 

localement comme régulateur de l’immuno-inflammation (effets autocrines et paracrines). A 

forte concentration, il entre dans la circulation et agit comme un facteur endocrine (Arner, 

2003 ; Fasshauer & Paschke, 2003 ; Kopp et al, 2003). La production de TNF-α est 

augmentée dans l’obésité et est impliquée dans le développement de l’insulino-résistance dans 

les adipocytes d’obèses en altérant la signalisation de l’insuline par une action autocrine ou 

paracrine (Hotamisligil et al, 1993 ; Hotamisligil, 2000). L’altération de la sensibilité à 

l’insuline par le TNF-α est due à une phosphorylation anormale de l’IRS-1 (« Insulin 

Receptor Substrate »). 

Le TNF-α augmente la production des acides gras libres ainsi que l’expression de la 

leptine dans le tissu adipeux, ce qui peut également avoir un rôle indirect dans le 

développement de la résistance à l’insuline des muscles et du foie (Arner, 2003). Les effets 

reliant la sensibilité à l’insuline et le TNF-α ont été bien démontrés chez les rongeurs. Chez 

l’Homme, l’augmentation de la masse du tissu adipeux n’entraîne pas de modifications 

significatives de la concentration de TNF-α. La neutralisation de son activité biologique n’a 

pas non plus d’effet majeur sur la sensibilité à l’insuline chez des sujets diabétiques. 

Cependant un polymorphisme génétique de TNF-α est associé à son expression et au risque 

de diabète (Rosmond, 2003 ; Kubaszek et al, 2003). Chez les obèses, le tissu adipeux se 

caractérise par une infiltration de macrophages, peut-être en raison de la sécrétion par les 

adipocytes de MCP-1 (« Monocyte Chemotactic Protein-1 ») en réponse au TNF-α, ce qui 

augmente la réponse inflammatoire (Tataranni & Ortega, 2005). 

Le TNF-α et l’IL-6 interagissent, le TNF-α régulant l’expression d’IL-6 et IL-6 

exerçant une régulation négative sur l’expression de TNF-α. 

56


V.4 L’IL-6 

Le tissu adipeux, et essentiellement le tissu adipeux viscéral (Fried et al, 1998 ; Fain et 

al, 2004), secrète 30% d’IL-6 en absence de processus inflammatoire aigu (Mohamed-Ali et 

al, 1997). La sécrétion d’IL-6 par certaines cellules comme les macrophages est induite par 

d’autres cytokines comme l’IL-1 et le TNF-α. Elle est en revanche inhibée par l’IL-4 et l’IL- 

10. Les concentrations plasmatiques d’IL-6 sont plus élevées chez les obèses et les insulinorésistants 

(Vozarova et al, 2001 ; Bastard et al, 2000 ; Bastard et al, 2006). Une concentration 

plasmatique élevée d’IL-6 est prédictive du risque de survenue d’un diabète de type 2 (Pickup 

et al, 1997 ; Pradhan et al, 2001). 

Il a été montré récemment que l’IL-6 diminue l’expression des récepteurs à l’insuline 

dans les tissus périphériques. Il agit comme un inhibiteur de l’adipogénèse et inhibe la 

sécrétion d’adiponectine (Gnacinska et al, 2009). 

Les catécholamines stimulent la sécrétion d’IL-6, in vivo et in vitro, par des adipocytes 

humains (Mohamed-Ali et al, 2001 ; Path et al, 2001 ; Vicennati et al, 2002). Il apparaît ainsi 

que l’insulino-résistance induite par les agonistes β3 adrénergiques et le TNF-α serait due, en 

partie, à une augmentation de l’expression d’IL-6 par les adipocytes. L’IL-6 agirait 

essentiellement via une diminution de l’insulino-sensibilité avec pour principales cibles l’IRS- 

1 et la PI3-Kinase, deux protéines intervenant dans la signalisation de l’insuline dans les 

adipocytes. Ce mécanisme a été montré sur des cellules 3T3-L1 et des cultures primaires 

d’hépatocytes murins. 

Une des actions majeures de l’IL-6 est le contrôle de la production hépatique de 

protéines inflammatoires comme la protéine C-réactive (CRP). Il y a une relation positive 

entre les concentrations d’IL-6 dans le tissu adipeux et les concentrations circulantes de CRP 

(Maachi et al, 2004) qui est un important facteur de risque cardiovasculaire (Ridker, 2003). 

Le tissu adipeux viscéral produit trois fois plus d’IL-6 que le tissu adipeux sous-cutané (Fried 

et al, 1998). Ceci peut expliquer, en partie, le rôle délétère de l’obésité centrale dans les 

maladies cardiovasculaires. En effet, la production d’IL-6 du tissu adipeux viscéral pourrait 

avoir un effet direct sur le métabolisme hépatique car son drainage veineux passe directement 

57


dans le foie par la veine porte. Ainsi, l’IL-6 produit par le tissu adipeux intra-abdominal 

pourrait directement contribuer à l’hypertriglycéridémie liée à l’obésité viscérale en stimulant 

la sécrétion hépatique de TG (lipoprotéine à très basse densité [VLDL]) (Nonogaki et al, 

1995). L’injection d’IL-6 recombinante chez des souris et chez l’Homme entraîne une 

augmentation de la néoglucogenèse hépatique, favorisant ainsi l’hyperglycémie (Stith & Luo, 

1994 ; Tsigos et al, 1997). 

58


Chapitre 6 - De l’obésité au diabète de type 2. 

VI.1 Situation actuelle de la pathologie 

En 1995, le nombre de diabétiques dans le monde était estimé à 135 millions. En 2010, 

il est estimé à plus de 220 millions selon l’OMS. L’évolution prévue est de 324 millions en 

2025, ce qui représente environ 6,3% de la population mondiale (Simon et al, 2005). Le 

diabète de type 2 – soit plus de 90% des diabétiques - représente un problème de santé 

publique. L’augmentation du nombre de diabétiques est due essentiellement aux changements 

de mode de vie : sédentarisation et surabondance de l’offre alimentaire favorisant ainsi le 

surpoids et l’obésité. 

Depuis 1980, on observe une augmentation de la prévalence du diabète de 3 à 5% par 

an en France. Ce doublement de la fréquence du diabète accompagne également une 

augmentation du nombre de personnes atteintes d’obésité. L’obésité étant évaluée par un 

indice de masse corporelle supérieur ou égal à 30 chez des sujets de 18 ans ou plus. La 

fréquence du surpoids (IMC à 25 ou plus) a elle aussi largement progressé. L’augmentation 

du poids moyen étant de 1,7kg en 6 ans (entre 1997 et 2003) (Simon et al, 2005 ; Eschwège, 

2005). 

Le vieillissement de la population dans les pays occidentaux s’accompagne d’une 

augmentation du nombre de diabétiques de type 2, mais l’épidémie d’obésité chez les jeunes 

s’accompagne également d’une élévation ou plutôt de l’apparition de cas de diabète de type 2. 

Jusqu’à récemment, le diabète des sujets jeunes était exclusivement le diabète de type 1, 

insulino-dépendant. 

VI.2 Lien entre l’obésité et le diabète de type 2 

Le diabète de type 2 résulte d’une résistance à l’insuline et d’une diminution de la 

capacité de sécrétion de l’insuline par les cellules β des îlots de Langerhans. En effet, avec la 

résistance à l’insuline des tissus, l’homéostasie glucidique se maintient aux dépens d’une 

sécrétion accrue d’insuline. Quand les cellules β ne peuvent plus augmenter leur production 

59


d’insuline, la glycémie accroît. A terme, la capacité de sécrétion s’altère puis s’épuise, 

nécessitant parfois la mise sous insuline des patients. 

80% des diabétiques de type 2 sont obèses ou en surpoids. La perte ou le gain de poids 

est étroitement corrélé à des variations de sensibilité à l’insuline, constituant ainsi un 

argument fort en faveur d’une relation de cause à effet entre l’obésité et l’insulino-résistance 

(Arner, 2003 ; Grundy, 2004). Celle-ci est particulièrement corrélée à l’obésité abdominale 

(Carey et al, 1996). Le tissu adipeux est reconnu comme un acteur majeur dans la résistance à 

l’insuline et le syndrome qui lui est associé, le syndrome métabolique, souvent précurseur 

du diabète de type 2. Comme nous l’avons vu précédemment, le tissu adipeux est maintenant 

considéré comme un organe endocrine métaboliquement actif capable de produire des 

substances modifiant la sensibilité à l’insuline et impliquées dans le syndrome métabolique : 

les acides gras libres, les cytokines pro- ou anti-inflammatoires (Arner, 2003 ; Grundy, 2004 ; 

Ferré, 2005). 

Le facteur de transcription PPARγ est indispensable au développement du tissu 

adipeux et son activité peut être modulée par les acides gras. Un de ses polymorphismes 

modifiant la protéine (Pro12Ala) est protecteur vis-à-vis du diabète de type 2. Des molécules 

stimulant l’activité PPARγ, les thiazolidinediones (ou glitazones), forment une nouvelle 

classe d’antidiabétiques. Ainsi, la stimulation de PPARγ est liée à une amélioration de la 

résistance à l’insuline, avec entre autre, une augmentation de l’adiponectine circulante et une 

diminution de TNF-α. Paradoxalement, un effet secondaire des glitazones est d’augmenter la 

masse grasse. Ce paradoxe n’est qu’apparent. En effet l’activité PPAR stimule la prolifération 

de petits adipocytes au niveau sous cutané, aux dépens des adipocytes de grande taille du tissu 

viscéral, à l’activité lipolytique intense, ce qui montre l’importance de la localisation de la 

graisse dans le risque diabétique. 

VI.3 Relation entre les acides gras libres et l’insuline 

Chez les sujets obèses, on observe une augmentation de la concentration circulante 

d’acides gras libres provenant de la lipolyse des TG du tissu adipeux (Heptulla et al, 2001). 

La lipolyse est augmentée malgré l’action anti-lipolytique de l’insuline qui est elle-même plus 

élevée chez ces patients. Physiologiquement, ces acides gras libres sont la principale source 

60


d’énergie chez les sujets à jeun. Avec l’obésité, le flux circulant excède les besoins des 

différents tissus, mettant en jeu des mécanismes de défense contribuant aux troubles 

métaboliques. L’importance du rôle des acides gras dans la résistance à l’insuline explique en 

grande partie la relation entre l’obésité abdominale et le risque de diabète (Goldstein, 2002). 

La graisse viscérale est elle-même plus résistante à l’action de l’insuline que la graisse souscutanée. 

Elle est ainsi moins sensible à l’action anti-lipolytique de l’insuline et la production 

d’acides gras à partir du tissu est plus prononcée qu’à partir des autres dépôts (Zierath et al, 

1998). De plus, le tissu adipeux viscéral a un accès direct à la circulation portale ; 

l’augmentation des acides gras dans la circulation portale est responsable de leurs effets. 

Les acides gras qui jouent un rôle majeur dans la résistance à l’insuline pourraient 

également jouer un rôle aussi important dans la perte de fonction des cellules β des îlots de 

Langerhans (Girard, 2004), car ce sont des substrats énergétiques majeurs de la cellule β. A 

court terme, les acides gras potentialisent la sécrétion d’insuline en réponse au glucose. A 

long terme, ils inhibent la sécrétion d’insuline et provoquent une lipotoxicité. Plusieurs 

hypothèses peuvent expliquer cet effet. Les acyl-coA qui s’accumulent dans la cellule β en 

réponse à une exposition chronique à des concentrations élevées d’acides gras se lient au 

canal K+ dépendant de l’ATP et empêchent sa fermeture, contribuant ainsi à la perte de 

sensibilité de la cellule β au glucose. La 2 e explication est la modification de l’expression des 

gènes contrôlant le métabolisme du glucose et des acides gras (Glut 2, glucokinase, acétylcoA 

carboxylase,…) aboutissant à une diminution du métabolisme du glucose dans les îlots. 

Les acides gras ont également un effet découplant sur les mitochondries (diminution de la 

synthèse d’ATP) partiellement responsable de l’inhibition de l’insulino-sécrétion en réponse 

au glucose, avec augmentation de la production de radicaux libres jouant certainement un rôle 

dans les phénomènes d’apoptose. L’augmentation du contenu en lipides des îlots entraîne une 

augmentation de la synthèse de céramides qui stimulerait la formation de monoxyde d’azote 

(NO) et le déclenchement de l’apoptose. 

La perte des cellules β observée dans le diabète de type 2 expliquant le passage d’une 

insulino-résistance compensée à une insulino-requérance (Girard, 2004) serait donc une 

conséquence de la lipotoxicité ajoutée à la glucotoxicité liée à l’exposition chronique à 

l’hyperglycémie (Poitout & Robertson, 2002). 

61


Chapitre 7 - Rôles des AGPI n-3 dans l’obésité et le diabète 

de type 2 

La qualité des lipides alimentaires est importante pour la prévention et le traitement du 

syndrome métabolique. Les AGPI n-3, le DHA et l’EPA, qui sont abondants dans les poissons 

de mer jouent un rôle particulièrement important. Ils diminuent les TG alors qu’ils 

augmentent les concentrations de HDL-cholestérol dans le plasma de personnes diabétiques. 

Ils préviennent également le développement des maladies cardiovasculaires et exercent des 

propriétés anti-inflammatoires chez l’Homme (Ruxton et al, 2004 ; Calder, 2006 ; Singer et 

al, 2008). 

Des études chez des rats et des souris nourris avec un régime hyper-lipidique ou une 

alimentation lipogénique riche en sucrose ont montré que les AGPI n-3 contrecarrent le 

développement de l’obésité et de l’insulino-résistance (Ikemoto et al, 1996 ; Storlien et al, 

1987 ; Libby & Plutzky, 2007 ; Ruzickova et al, 2004 ; Flachs et al, 2005 ; Kuda et al, 2009). 

Chez l’Homme, les AGPI n-3 peuvent réduire l’accumulation de graisse chez les sujets obèses 

et améliorer le métabolisme glucidique chez les individus minces en bonne santé (Mori et al, 

1999 ; Couet et al, 1997 ; Kunesova et al, 2006). Bien que les AGPI n-3 semblent avoir peu 

d’effets sur le contrôle de la glycémie chez des patients diabétiques de type 2, ces acides gras 

sont considérés comme étant des constituants diététiques sains pour ces patients en raison de 

leurs effets bénéfiques sur le profil lipidique plasmatique (Maclean et al, 2004 ; Nettleton & 

Katz, 2005). 

Les effets des AGPI n-3 dépendent du ratio diététique d’AGPI n-6/n-3 qui était bas 

dans les régimes d’autrefois comparativement aux régimes modernes. Ce ratio ne cesse 

d’augmenter dans les pays développés (Eaton et al, 1996 ; Massiera et al, 2003). Il est 

également important de distinguer entre les AGPI n-3, le DHA et l’EPA, et leur précurseur 

l’acide α-linolénique (ALA, 18:3n-3), ce dernier exerçant habituellement des effets moins 

importants. 

Le tissu adipeux blanc est le principal site de stockage des AGPI, dont les AGPI n-3, 

représentant environ 15-25% du poids corporel chez un individu normal (ce pourcentage peut 

augmenter à plus de 50% dans le cas de patients atteint d’obésité morbide). Environ 70% de 

62


la masse du tissu adipeux est constitué de lipides (Covaci et al, 2002). Les AGPI n-3 affectent 

le développement du tissu adipeux, aussi bien au niveau de son métabolisme que de sa 

fonction sécrétrice. 

VII.1 Effets des AGPI n-3 sur la croissance et la prolifération du 

tissu adipeux 

La masse du tissu adipeux peut augmenter soit par hypertrophie soit par hyperplasie 

des adipocytes. Des études récentes ont montré chez des souris alimentées avec un régime 

hyper-lipidique que la substitution de seulement 9% des lipides alimentaires par un mélange 

d’EPA/DHA prévenait l’accumulation des graisses avec une réduction préférentielle du tissu 

adipeux abdominal (Flachs et al, 2005 ; Ruzickova et al, 2004). Avec des concentrations 

différentes d’EPA et de DHA dans le mélange apporté, il a été montré que les effets 

protecteurs des AGPI n-3 étaient plus importants avec le DHA qu’avec l’EPA, ce qui résultait 

en partie de l’inhibition de la prolifération des adipocytes (Ruzickova et al, 2004). Dans des 

expériences utilisant des cultures de cellules, le DHA inhibe la différenciation des adipocytes 

et induit l’apoptose de préadipocytes post-confluents (Kim et al, 2006). Le DHA induit 

également l’apoptose dans plusieurs modèles de cancer, notamment le cancer du sein 

(Stillwell et al, 2005). 

Les effets des AGPI n-3 sur la prolifération et la maturation des adipocytes peuvent 

être provoqués par l’altération de la composition des phospholipides membranaires avec par 

conséquent des changements dans la biosynthèse d’eicosanoïdes issus de l’AA. Un régime 

riche en AGPI n-3 provoque la diminution du contenu en AA dans les phospholipides 

membranaires du tissu adipeux (Okuno et al, 1997 ; Lefils et al, 2010), tout en ralentissant la 

synthèse d’eicosanoïdes. 

Les effets anti-prolifératifs des AGPI n-3 peuvent être impliqués dans la diminution de 

l’adiposité chez les souriceaux et les ratons nourris avec un régime supplémenté en AGPI n-3 

(Korotkova et al, 2002) ou en ALA (Massiera et al, 2003) pendant la gestation et 

l’allaitement. Il a été suggéré que les AGPI n-3 étaient impliqués dans les effets anti-obésité 

(Arenz et al, 2004) et anti-diabétiques (Knip & Akerblom, 2005) de l’allaitement. Une prise 

63


relativement élevée d’AGPI n-6 comparativement aux n-3 pendant la grossesse, l’allaitement 

et la petite enfance pourraient mener à une obésité juvénile. Cela peut avoir une importance 

particulière pour les sociétés modernes qui font face à une augmentation du ratio alimentaire 

des AGPI n-6 / n-3 (Eaton et al, 1996 ; Massiera et al, 2003 ; Korotkova et al, 2002). 

VII.2 Modulation du métabolisme du tissu adipeux par les AGPI- 

LC n-3 

L’EPA et le DHA modulent l’expression génique à travers divers facteurs de 

transcription et leurs effets sont tissus-spécifiques. Une des cibles importantes, PPARγ, lie 

non seulement les molécules lipidiques mais également les TZDs (Kintscher & Law, 2005 ; 

Tontonoz et al, 1994 ; Forman et al, 1997). Après la liaison au ligand, PPARγ stimule 

l’expression de gènes impliqués dans la différenciation des adipocytes, à savoir des gènes 

codant pour des transporteurs d’acides gras et des gènes lipogéniques. De plus, d’autres 

membres de la famille des PPARs, PPARα et δ, peuvent être activés dans les adipocytes, 

stimulant alors l’oxydation des acides gras dans les mitochondries et les peroxysomes 

(Madsen et al, 2005 ; Luquet et al, 2005). 

L’équipe de Kopecky (Flachs et al, 2005) a trouvé un effet plus prononcé des AGPI n- 

3 à longues chaînes (AGPI-LC n-3) dans la prévention de l’obésité induite par un régime 

hyper-lipidique chez la souris, par rapport à leur précurseur, l’ALA, qui pourrait être dû à 

l’induction des mitochondries dans le tissu adipeux blanc. Le remplacement de 15% du 

régime lipidique dans l’alimentation hyper-lipidique par un concentré d’EPA/DHA (6% EPA 

et 51% DHA) a pour conséquence une régulation positive des gènes codant pour les protéines 

mitochondriales, principalement dans le tissu adipeux épididymal (Flachs et al, 2005). L’effet 

de l’EPA/DHA dans le tissu adipeux abdominal a été associé à une augmentation de trois fois 

de l’expression génique des facteurs régulateurs de la biogenèse mitochondriale et du 

métabolisme oxydatif, à savoir PPARγ coactivator-1α (PGC-1α) et nuclear respiratory factor 

1 (NRF-1), respectivement. A la différence du tissu adipeux blanc, aucun changement 

d’expression des gènes mitochondriaux n’est observé dans le foie ou le muscle squelettique. 

L’expression génique de PGC-1α et NRF-1 est également stimulée par les AGPI-LC n-3 dans 

64


les adipocytes 3T3-L1 différenciés dans des cultures cellulaires (Flachs et al, 2005). 

Étonnamment, un régime enrichi en AGPI-LC n-3 n’induit pas UCP-1 dans le tissu adipeux 

brun ou dans le tissu adipeux blanc, ni augmente l’expression de UCP-2 dans le tissu adipeux 

blanc (Flachs et al, 2005). Ainsi, l’effet anti-obésité des AGPI-LC n-3 pourrait résulter, au 

moins en partie, de l’augmentation du catabolisme lipidique et de la diminution de la 

lipogenèse dans les adipocytes, indépendamment du découplage respiratoire. 

En accord avec l’augmentation du catabolisme des acides gras dans l’adipocyte, la 

lipolyse basale, qui est significativement augmentée chez les rats obèses et insulino-résistants 

nourris avec un régime riche en sucrose, a également été normalisée par les AGPI-LC n-3 

mélangés au régime (Lombardo et al, 2007). Cet effet dépend probablement de l’amélioration 

de la sensibilité à l’insuline du tissu adipeux et de la restauration de l’effet anti-lipolytique de 

l’insuline. Contrairement à l’effet observé chez les animaux obèses, le DHA favorise la 

lipolyse des adipocytes différenciés en culture (Kim et al, 2006). Cet effet paradoxal in vitro 

pourrait être expliqué par la suppression de la formation de PGE 2 en présence de DHA 

(Okuno et al, 1997), PGE 2 modulant négativement la lipolyse via son récepteur spécifique 

EP4 (Smith, 2005). Par ailleurs, l’augmentation de l'oxydation des acides gras dans les 

adipocytes due aux AGPI-LC n-3 contribue probablement à leur effet anti-obésité et à 

l’hypotrophie des adipocytes, mais elle n'est pas associée à la prise accrue d'acides gras dans 

le tissu adipeux. 

Dans les adipocytes, les AGPI-LC n-3 affectent également l’expression génique du 

transporteur Glut4 (Ruzickova et al, 2004) et, par conséquent, pourraient affecter la capture 

du glucose dans la cellule (Lombardo et al, 2007). Chez les rongeurs, l’expression du Glut4 et 

la capture de glucose dans les adipocytes sont inhibées par un régime hyper-lipidique en 

parallèle avec l’induction de l’insulino-résistance. Le mélange d’EPA/DHA au régime hyperlipidique 

protège les animaux contre la régulation négative de Glut4 (Lombardo & Chicco, 

2006). 

65


VII.3 Modulation de la sécrétion des adipokines par les AGPI-LC 

n-3 

Plusieurs études montrent une induction de l’adiponectine en réponse aux AGPI-LC n- 

3 dans le tissu adipeux épididymal, mais pas dans le tissu adipeux sous-cutané (Flachs et al, 

2006 ; Neschen et al, 2006). Ainsi, le tissu adipeux abdominal est un producteur plus 

important d’adiponectine que le tissu adipeux sous-cutané (Flachs et al, 2006 ; Einstein et al, 

2005). 

L’induction de la biogenèse mitochondriale dans les adipocytes par les AGPI-LC n-3 

peut être directement impliquée dans la stimulation de la sécrétion d’adiponectine (Koh et al, 

2007). A son tour, l’adiponectine pourrait induire la formation de monoxyde d’azote (NO) 

dans l’endothélium des vaisseaux sanguins du tissu adipeux (Chen et al, 2003) et, par 

conséquent, activer la voie de régulation de biogenèse mitochondriale (Nisoli et al, 2005) 

aussi bien que la vasodilatation locale (Chen et al, 2003). Le NO est également impliqué dans 

la boucle de régulation positive de la sécrétion d’adiponectine (Hattori et al, 2005). Ces 

mécanismes peuvent être étroitement liés à la biodisponibilité défectueuse du NO chez les 

patients atteints de syndrome métabolique (Piatti et al, 2000). Contrairement à l’adiponectine, 

le TNF-α régule négativement l’activité de la voie de signalisation de NO, tout en diminuant 

la biogenèse mitochondriale dans le tissu adipeux et le muscle de rongeurs obèses (Valerio et 

al, 2006). 

La sécrétion d’autres adipokines pourrait être affectée par l’administration d’AGPI-LC 

n-3, ces acides gras étant capables de réduire l’état inflammatoire du tissu adipeux associé à 

l’obésité. Ceci a été démontré chez des souris obèses diabétiques db/db (Todoric et al, 2006) 

comme chez des souris C57BL/6 nourries avec un régime hyper-lipidique (Jilkova & Flachs, 

travaux non publiés). Dans ces deux études, le remplacement partiel des lipides du régime par 

des AGPI-LC n-3 empêche l’infiltration des macrophages dans le tissu adipeux et régule 

négativement l’expression des gènes inflammatoires. Chez les souris db/db, l’effet antiinflammatoire 

des AGPI-LC n-3 n’est pas associé à une diminution de l’adiposité, ce qui 

amène à distinguer leurs effets anti-obésité de leur action anti-inflammatoire (Todoric et al, 

66


2006). Dans ces études, les AGPI-LC n-3 induisent l’adiponectine de manière similaire aux 

TZDs, qui sont également capables de diminuer la sécrétion de résistine et de leptine des 

adipocytes tout en contrecarrant l’inflammation du tissu adipeux (Tilg & Moschen, 2006 ; 

Wang et al, 2007 ; Steppan & Lazar, 2002 ; Hallakou et al, 1997 ; Toruner et al, 2004 ; Kim 

et al, 2004). Cependant, il n’a pas été observé d’effets des AGPI-LC n-3 sur les 

concentrations plasmatiques de résistine (Neschen et al, 2006), d’IL-6 ou de MCP-1 chez les 

souris obèses diabétiques db/db (Todoric et al, 2006). Quelques études chez l’humain ont 

montré des réductions des cytokines pro-inflammatoires après un régime supplémenté en 

huile de poisson (Krebs et al, 2006 ; James et al, 2000). 

67

Matériels & Méthodes 


I- Protocole cellulaire 

I-1 Les adipocytes 3T3-L1 

Les cellules utilisées sont des fibroblastes issus d’embryons murins. Elles proviennent 

d’une lignée cellulaire 3T3-L1 obtenue chez American Type Culture Collection (ATCC #CL- 

173). Ces fibroblastes sont capables de se différencier spontanément en adipocytes, c’est 

pourquoi ils sont aussi appelés pré-adipocytes. Cette différenciation spontanée concerne 5% 

des cellules au bout de 6 jours et plus de 60% à 28 jours. Les fibroblastes sont des cellules 

polygonales qui adhèrent au fond des boîtes de culture et forment un tapis cellulaire 

monocouche et jointif à confluence. Lorsque la confluence est atteinte, la différenciation en 

adipocytes peut être stimulée. Les adipocytes sont caractérisés par la formation de gouttelettes 

lipidiques dans le cytoplasme et la forme arrondie des cellules. Deux jours après la fin de la 

stimulation de la différenciation, 50% des cellules présentent une à deux gouttelettes 

lipidiques et, huit jours plus tard, 80% des cellules présentent cinq à dix gouttelettes 

lipidiques. 

I-2 Culture cellulaire 

Les fibroblastes 3T3-L1 sont mis en culture dans un milieu constitué de DMEM 

(Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium, Sigma #D6546), 10% de sérum de veau fœtal 

(Invitrogen #10270106), 4mM de L-Glutamine (Sigma #G7513) et d’une solution 

antibiotique et antimycotique (Sigma #A5955). Les cellules se divisent dans des flasques de 

75cm² (Corning #3276) dans un incubateur (Bioblock Scientific) à 37°C sous une atmosphère 

68


à 5% de CO 2 . Lorsque les cellules sont à confluence (arrêt de la division cellulaire dû à 

l’inhibition de contact), elles sont rincées par 5mL de D-PBS (Dulbecco’s Phosphate- 

Buffered Saline, Gibco #14190169) et trypsinées avec 5mL de trypsine (Trypsine-EDTA 

25%, Gibco #25200) pour une flasque. La réaction a lieu pendant 5min sous agitation douce 

et en vérifiant sous microscope le décollement des cellules. La réaction est arrêtée par l’ajout 

de 5mL de milieu complet. Le milieu est récupéré et centrifugé à 1000t/min pendant 5min. Le 

surnageant est enlevé et le culot est resuspendu dans du milieu de culture. Les cellules sont 

comptées et sont réensemencées à raison de 50 000 cellules par puits de plaque de 6 puits 

(Becton Dickinson #353046), dans 3mL de milieu par puits. 

I-3 Comptage des cellules 

Les cellules sont comptées à l’aide de la grille de Thoma. A partir de la suspension 

cellulaire, suite à la trypsinisation et à la centrifugation des cellules, 20µL de cette suspension 

est ajouté au même volume de Bleu de Trypan (Sigma #T8154) puis 10µL est utilisé dans la 

grille de Thoma pour effectuer le comptage. 

I-4 Différenciation des fibroblastes 3T3-L1 en adipocytes 

Lorsque les fibroblastes sont à confluence, on induit leur différenciation en adipocytes 

en les incubant pendant 48h dans du milieu de culture supplémenté en insuline (5µg/µL, 

Novo-Nordisk Actrapid 100UI/mL), en IBMX (3-isobutyl,1-méthylxanthine, Sigma #I7018) à 

0,5mM, en dexaméthasone (Sigma #D2915) à 25nM et en rosiglitazone (Molekula 

#M34833109) à 10µM ; au terme de ces 48h, les cellules seront à J0. Les cellules sont ensuite 

incubées dans un milieu contenant 10µM de rosiglitazone et 5µg/mL d’insuline pendant 48h 

supplémentaires. L’état de différenciation des adipocytes est contrôlé au microscope optique 

en vérifiant l’apparition de gouttelettes lipidiques très réfringentes dans le cytoplasme des 

cellules en culture. Les cellules seront utilisées pour les traitements à J10. Toutes ces 

manipulations doivent être réalisées stérilement sous une hotte à flux laminaire et les plaques 

doivent être conservées dans un incubateur à 37°C sous une atmosphère à 5% CO 2 . 

69


I-5 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les AGPI n-3 

Les adipocytes 3T3-L1 sont incubés pendant 2h, 4h ou 24h avec différentes 

concentrations de DHA (Sigma #D2534) ou d’EPA (Sigma #E2011) (1, 10 et 100µM) amené 

par 50µM d’albumine sérique bovine (Sigma #A7030). Les complexes albumine-DHA et 

albumine-EPA sont préalablement préparés à 37°C pendant 4h. 

4h avant l’incubation des acides gras, le milieu de culture a été enlevé et remplacé par un 

milieu sans sérum. Les cellules sont ensuite rincées avec du D-PBS puis incubées avec les 

solutions d’albumine-DHA ou d’albumine-EPA. A la fin des incubations, les milieux sont 

prélevés et conservés à -80°C en attendant d’effectuer les différents dosages. Les cellules, 

après rinçage avec du D-PBS, sont récupérées par grattage. 

I-6 Incubation des adipocytes 3T3-L1 avec les dérivés oxygénés 

des AGPI n-3 

Les adipocytes 3T3-L1 sont préalablement incubés dans un milieu sans sérum pendant 

4h puis sont incubés avec différents dérivés oxygénés des AGPI n-3 apportés dans 0,4% 

d’éthanol dans du milieu sans sérum pendant 2h et 4h. 

A la fin des incubations, les milieux sont prélevés et les cellules, après rinçage, sont 

récupérées par grattage. 

II- Dosages protéiques 

II-1 Dosage des protéines du milieu de culture par la méthode de 

Bradford (1976) 

Le kit « BioRad’s protein assay » est utilisé pour réaliser ce dosage. Ce dernier est 

basé sur le changement de coloration du bleu de Coomassie après liaison avec les acides 

aminés aromatiques (tryptophane, tyrosine et phénylalanine) et les résidus hydrophobes des 

acides aminés présents dans les protéines. 

Le volume de milieu à doser est prélevé et ajusté à 10µL avec de l’eau ultrapure. On ajoute 

200µL de solution « BioRad’s protein assay » (BioRad #500-0006) diluée 4 fois. Après 

70


agitation, la densité optique est lue à 595nm en microplaque 96 puits à l'aide d'un lecteur 

spectrophotométrique de plaques multipuits (PowerWave X, BIOTEK INTRUMENTS). La 

concentration est déterminée grâce à une gamme étalon d’albumine sérique bovine (Sigma 

#A6003) (0-10 µg de protéines) réalisée dans les mêmes conditions. 

II-2 Dosage des protéines cellulaires par la méthode de Lowry 

(1951) 

Cette méthode combine une réaction au biuret (formation d'un complexe pourpre entre 

le biuret (NH 2 -CO-NH-CO-NH 2 ) et deux liens peptidiques consécutifs en présence de cuivre 

en milieu alcalin) et une réaction au réactif de Folin-Ciocalteu. Ce dernier, à base de 

phosphomolybdate et de phosphotungstate, réagit avec les tyrosines et les tryptophanes pour 

donner une coloration bleue. 

L’échantillon est hydrolysé au préalable pendant 15min dans une solution de NaOH 1N. 

10µL d’échantillon sont prélevés et ajoutés à 1mL de mélange réactionnel contenant du 

Na 2 CO 3 , du NaOH 5N, du tartrate de Na 2% et du sulfate du cuivre 1%. Après 10min, le 

réactif de Folin (Merck #3934529) dilué au ½ est ajouté. 

Après 30min, la densité optique est lue à 700nm à l'aide d'un lecteur spectrophotométrique de 

plaques multipuits. La concentration est déterminée par comparaison à une gamme étalon 

d’albumine sérique bovine réalisée dans les mêmes conditions. 

III- Dosage des adipokines 

Le surnageant dans lequel les adipocytes ont été incubés est utilisé pour doser 

l’adiponectine sécrétée et libérée pendant les différentes périodes d’incubation. 

L’adiponectine est dosée à l’aide d’un kit EIA (SPIBIO #A05187) selon les recommandations 

du fabricant. Il en est de même pour le dosage de la leptine (SPIBIO #A05176). 

71


IV- Mesure de l’expression génique par PCR quantitative 

en temps réel 

IV-1 Extraction des ARN 

Les ARN totaux des cellules sont extraits à l’aide du kit QIAGEN RNeasy mini kit 

(QIAGEN #74106) selon le protocole fourni par le fabriquant. 

Les cellules sont au préalable rincées avec du D-PBS puis grattées dans du tampon de lyse 

(Tampon RLT, fournis dans le kit) et 1% de β-mercaptoéthanol (Sigma #M7154). Suite à une 

homogénéisation à la pipette, les échantillons sont laissés 10min à 30°C puis centrifugés 3min 

à 10 000t/min à température ambiante. La phase intermédiaire est récupérée et mise dans un 

tube propre puis un passage sur seringue est effectué afin de casser les ADN. De l’éthanol 

70% « Rnase free » est ajouté à la phase intermédiaire. Le mélange est ensuite déposé au 

milieu d’une colonne d’affinité (gel de silice) sous laquelle est placé un tube de collection. 

Suite à une centrifugation d’1min à 10 000t/min pendant laquelle l’ARN se fixe à la colonne, 

deux lavages avec différents tampons fournis dans le kit sont effectués. L’élution des ARN se 

fait avec de l’eau « Rnase free » que l’on dépose sur la colonne suivie de plusieurs 

centrifugations. Les ARN récoltés sont utilisés immédiatement pour leur quantification ou 

placés au congélateur à -80°C. 

IV-2 Transcription inverse (RT) 

Avant d’effectuer la transcription inverse des ARN obtenus, il est nécessaire de 

mesurer, à l’aide d’un Nanodrop NANO 001, leur densité optique et d’évaluer d’éventuelles 

contaminations. La mesure se fait avec 2µL d’échantillon et elle permet ainsi d’utiliser la 

même quantité d’ARN à transcrire en ADNc. 

La RT se fait avec 250ng d’ARN dilués dans de l’eau qui sont préalablement dénaturés à 

65°C pendant 5min. 8,5µL de mélange réactionnel de RT sont ajoutés à la solution d’ARN. 

Le mélange réactionnel contient : 4µL de tampon (First Strand Buffer, 5X, Invitrogen 

#18064-022) ; 2µL de DTT (0,1M, Invitrogen #18064-022) ; 1µL de dNTP (10mM, 

Invitrogen ; mélange de dATP 10mM #18252-015, dCTP 10mM #18253-013, dGTP 10mM 

#18254-011 et dTTP 10mM #18255-018) ; 0,5µL d’Oligo dT (0,5µg/µL, Promega #C1101) ; 

72


0,5µL de Random hexamers (0,5µg/µL, Promega #C1181) et 0,5µL d’enzyme Superscript II 

(Reverse Transcriptase, 200U/µL, Invitrogen #18064-022). 

Le programme de RT est le suivant : 10min à 25°C, 60min à 42°C et 15min à 70°C. Les 

produits de RT sont ensuite dilués au 1/10 e avec de l’eau « RNase free » puis traités à la 

Rnase H (5U, NEB #M0297S), à raison de 1µL dans 20µL de produit RT 1/10 e pendant 

20min à 37°C, ceci afin de supprimer les ARN résiduels. 

IV-3 PCR quantitative en temps réel (qPCR) 

Les ADNc des gènes codants pour l’adiponectine, la leptine et TBP (TATA-Binding 

Protein ; gène de ménage) ont ensuite été quantifiés par PCR quantitative en temps réel 

(qPCR). Dans un rotorgene 6000 (Corbett Research), la réaction de qPCR a été réalisée à 

partir de 5µL de produit de RT dilué au 1/60 e , 4µl d’eau, 0,5µL d’amorce sens (15µM), 0,5µL 

d’amorce anti-sens (15µM) et 10µL d’Absolute qPCR Mix (Abgene #AB-1162/B) contenant 

entre autres, les dNTP, la Taq polymérase et le SYBR Green. A l’issue des 40 cycles de 

qPCR, une courbe de fusion, permettant de vérifier la pureté de l’amplification, est générée. 

Pour chaque gène amplifié, une gamme étalon est également réalisée. Grâce à cette dernière, 

la concentration d’ADNc peut être déterminée très précisément pour chaque gène. 

L’expression des gènes est ensuite normalisée par rapport à l’expression du gène de ménage, 

TBP. 

Les amorces utilisées pour l’amplification de l’adiponectine, de la leptine et de TBP 

sont les suivantes: 

Gène Brin Amorces Taille 

Adiponectine Sens 5’-AGG-CCG-TGA-TGG-CAG-AGA-TG-3’ 

Anti-sens 5’-CTT-CTC-CAG-GTT-CTC-CTT-TCC-TGC-3’ 

161 pb 

Leptine Sens 5’-CAC-CAG-GAT-CAA-TGA-CAT-TTC-3’ 

Anti-sens 5’-TGC-CAG-TGT-CTG-GTC-CAT-CTT-G-3’ 

124 pb 

TBP Sens 5’-TGG-TGT-GCA-CAG-GAG-CCA-AG-3’ 

Anti-sens 5’-TTC-ACA-TCA-CAG-CTC-CCC-AC-3’ 

139 pb 

Tableau 1: Amorces pour qPCR 

73


V- Analyse des prostaglandines 

V-1 Formation de 15-désoxy-Δ 12,14 -PGJ 3 (15dPGJ 3 ) 

La formation de 15dPGJ 3 se fait à partir de PGD 3 (Cayman #12990) qui est incubée 

dans du D-PBS à pH7,4 pendant 72h à 37°C sous agitation douce. Après l’incubation, la 

solution est acidifiée à pH3 avec de l’HCl 1N puis de l’acétate d’éthyle est ajouté. Le tube est 

homogénéisé puis centrifugé 10min à 1700t/min (GR 4.11, Jouan). Deux extractions 

supplémentaires sont réalisées. Les phases organiques sont réunies puis évaporées avant 

d’être reprises avec de l’éthanol pour être injectées en chromatographie liquide à haute 

performance (HPLC). 

V-2 Dosage des prostaglandines par HPLC et détection UV 

Les prostaglandines sont séparées par HPLC (Agilent Series 1100). La séparation est 

réalisée sur une colonne de silice greffée C18 (Waters Xbridge, 4,6×250mm, 3,5µm) chauffée 

à 50°C dans un four thermostaté. L’élution utilise un gradient constitué de deux solvants A et 

B avec un débit de 1mL/min. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à 

pH3 par de l’acide phosphorique. L’éluant B est de l’acétonitrile. L’éluant A est pompé seul 

pendant 5min, puis il est remplacé progressivement par l’éluant B pour atteindre 100% à 

30min jusqu’à 40min. L’élution se poursuit avec l’éluant A seul pendant 5min puis la colonne 

est rééquilibrée avec le solvant A. Les prostaglandines sont détectées avec un détecteur à 

barrette de diodes à λ = 195nm pour la PGD 2 (Cayman #12010), la PGD 3 , la PGJ 2 (Cayman 

#18500) et la PGJ 3 ; λ = 300nm pour la 15dPGD 2 (Cayman #12700) et la 15dPGD 3 , et λ = 

305nm pour la 15dPGJ 2 (Cayman #18570) et la 15dPGJ 3 (longueurs d’onde correspondantes 

au λ max des molécules). La quantification des molécules est effectuée grâce à une gamme 

étalon. 

74


V-3 Dérivation chimique de la PGD 3 et de la 15dPGJ 3 

La PGD 3 va subir trois dérivations successives : 1) une dérivation de son groupement 

carbonyle (C=O) ; 2) une dérivation de sa fonction carboxylique (COOH) ; et 3) une silylation 

de son groupement hydroxyle (OH) (Fig. 14 (A)). 

La 15dPGJ 3 ne sera dérivée qu’au niveau de sa fonction carboxylique (Fig. 14 (B)). 

Pour la dérivation du groupement C=O, l’échantillon sec est incubé 45min à 

température ambiante avec 75µL d’acétonitrile et 300µL de méthoxylamine hydrochloride 

(MOX) à 3% dans l’eau. Après avoir vérifié que le pH soit bien à 3, 1mL d’acétate d’éthyle 

est ajouté. L’échantillon est ensuite agité vigoureusement puis centrifugé 10min à 1700t/min. 

La phase aqueuse est éliminée et la phase organique restante est ensuite évaporée à sec. 

Pour la dérivation de la fonction COOH, l’échantillon sec est incubé 20min à 37°C avec 40µL 

de bromure de pentafluorobenzyle (PFBB) à 10% dans l’acétonitrile et 20µL de N-éthyl 

diisopropylamine (DIPE) à 10% dans l’acétonitrile, ce qui permet de capter les protons 

formés par la réaction. 

Pour la silylation des groupements OH, l’échantillon sec est incubé avec 8µL de N,Ndiméthylformamide 

(DMF) et 20µL de N,O-bis(triméthyl)trifluoroacétamide (BSTFA) 

pendant 20min à 37°C. Les échantillons sont ensuite évaporés à sec puis repris dans 20µL 

d’hexane/BSTFA (9:1) et vigoureusement agités avant d’être transvasés dans des tubes 

spécifiques pour l’injection en chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie 

de masse (GC-MS) (Agilent Technologies). 

75


A 

B 

Figure 14 : Réactions de dérivation de la PGD 3 (A) et de la 15dPGJ 3 (B). MOX : méthoxylamine 

hydrochloride, dérivation du groupement C=O. PFBB : bromure de pentafluorobenzyle ; DIPE : N-éthyl 

diisopropylamine, dérivation de la fonction COOH. DMF : N,N-diméthylformamide ; BSTFA : N,Obis(triméthyl)trifluoroacétamide, 

silylation du groupement OH. 

76


V-4 Analyse des prostaglandines par GC-MS 

Les échantillons ont été analysés par GC-MS en mode d’ionisation chimique négative 

(NICI) afin d’obtenir une grande sensibilité de détection (de l’ordre du pg injecté). La colonne 

capillaire DB17-MS utilisée à une longueur de 30m et un diamètre de 0,25µm. Elle est 

recouverte intérieurement d’un film de phase stationnaire apolaire (phényl méthyl siloxane) 

de 0,25µm d’épaisseur. Le gaz vecteur utilisé est l’hélium avec un débit de 1,2mL/min. Le 

méthane est utilisé comme gaz réactant. 

Les injections sont réalisées en mode split/splitless à 260°C. La température du four 

est maintenue à 57°C pendant 2min puis elle augmente jusqu’à 180°C à raison de 20°C/min et 

jusqu’à 280°C à raison de 4°C/min. Cette température est maintenue constante pendant 

15min. 

La température de la ligne de transfert entre la GC et la MS, la température à la source 

de la MS, et celle du quadripôle sont respectivement fixées à 280°C, 150°C et 106°C. En 

NICI, la fragmentation des prostaglandines dérivées sous forme d’esters 

pentafluorobenzyliques conduit à la formation d’un seul ion à m/z : [M-181] - correspondant à 

la perte du groupement PFB. Les ions m/z 522 et m/z 313 sont utilisés pour quantifier 

respectivement la PGD 3 et la 15dPGJ 3 en mode de sélection d’ion (SIM). 

VI- Protocole animal 

VI-1 Animaux et régime alimentaire 

Les expérimentations ont été réalisées sur des souris mâles CD1 « Swiss » (ICR, 

Harlan France), âgées de 3 semaines et pesant 20g en moyenne. Les animaux avaient libre 

accès à la nourriture (Aliment A03, SAFE, France) et à la boisson. Les animaux ont été 

maintenus dans une animalerie en température et humidité contrôlées (25±1°C, 60-70%) avec 

des cycles d’éclairage de 12 heures (lumière de 7h00 à 19h00). Préalablement aux 

expérimentations, les animaux ont été habitués aux conditions de l’animalerie pendant au 

minimum une semaine. Tous les protocoles expérimentaux ont été conduits en accord avec la 

directive européenne du 24 novembre 1986 (86/609/EEC) et le décret du 19 avril 1988. 

77


Les souris ont été réparties en deux groupes. Le premier groupe a reçu une 

alimentation standard sous forme de croquettes contenant 5% de lipides ; ces animaux 

constituent le groupe contrôle. Le groupe expérimental a reçu une alimentation sous forme de 

poudre enrichie en DHA sous forme de triglycéride 0,5% (W/W), la quantité de lipides totaux 

étant ajustée à 5% avec de l’huile de tournesol. La préparation et le changement de nourriture 

sont effectués quotidiennement afin d’éviter l’oxydation des AGPI contenus dans la 

préparation. 

Nutriments standard (A03) DHA 

masse % 

Carbohydrates 51,7 52,2 

Protéines 21,4 19,0 

Lipides 5,0 5,0 

Minéraux 5,7 6,6 

Fibres 3,9 5,0 

Humidité 12,2 12,0 

Tableau 2A: Composition en nutriments du régime standard (A03) et du régime riche en DHA (DHA) 

Acides gras standard (A03) DHA 

mole % 

16:0 22 5 

16:1 2 tr 

18:0 11 3 

18:1 26 39 

18:2 38 41 

18:3 tr tr 

22:6 nd 10 

Tableau 2B: Composition en acides gras du régime standard (A03) et du régime riche en DHA (DHA). 

tr: trace. nd: non detecté. 

78


VI-2 Sacrifices et prélèvement des tissus 

Les souris sont sacrifiées à J0 (premier jour de régime) puis à J4, J8, J16 et J32. 

Certaines souris ont été nourries pendant 16 jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis 

les 16 jours suivants avec l’alimentation standard (période de « wash-out »). Le jour du 

sacrifice, les souris contrôles et les souris DHA sont choisies aléatoirement. Elles sont 

anesthésiées par une injection intrapéritonéale de pentobarbital (30mg/kg) puis elles sont 

pesées. Le sang est prélevé par ponction intracardiaque avant d’être centrifugé 5min à 

10 000t/min à 4°C. Le plasma est récupéré puis aliquoté avant d’être mis dans de l’azote 

liquide puis stocké à -80°C. Les différents organes et tissus sont prélevés puis pesés avant 

d’être mis dans de l’azote liquide puis à -80°C jusqu’à l’analyse. 

VI-3 Analyse de la composition en acides gras des phospholipides 

des tissus par chromatographie en phase gazeuse (GC) 

Pour l’analyse de la composition en acides gras, une étape d’extraction puis de 

séparation des différentes classes de phospholipides tissulaires par chromatographie sur 

couche mince (CCM) sont nécessaires. 

Dans l’échantillon, ont été rajoutés au préalable des standards internes, le 

diheptadécanoyl-glycérophosphoéthanolamine et le diheptadécanoyl-glycérophosphocholine. 

L’extraction des lipides totaux est réalisée par un mélange chloroforme/éthanol (2:1 ; v/v). 

Deux centrifugations successives (2000t/min, 10min) permettent de récupérer les lipides 

totaux dans la phase organique inférieure. Les phases organiques sont évaporées puis reprises 

avec un mélange chloroforme/éthanol (2:1; v/v) avant d’être déposées sur la plaque de gel de 

silice (silica gel G60 ; 200×200×0,25 mm ; Merck #1.05721.0001). 

La plaque est tout d’abord placée dans une cuve saturée en isopropyléther permettant la 

migration des lipides neutres. 

Les différentes classes de phospholipides sont séparées avec le système 

chloroforme/méthanol/méthylamine à 40% dans l’eau (61:19:5 ; v/v/v) (Fig. 15). La plaque 

est révélée par une solution de dichlorofluorescéine et la détection est réalisée sous UV. 

79


Figure 15 : Représentation schématique de la séparation par chromatographie sur couche mince (CCM) 

des différentes classes de phospholipides. Séparation avec un système chloroforme/méthanol/méthylamine à 

40% dans l’eau (61:19:5 ; v/v/v). Révélation des phospholipides par une solution de dichlorofluorescéine. PE : 

Phosphatidyléthanolamine ; PC : Phosphatidylcholine ; PS : Phosphatidylsérine ; PI : Phosphatidylinositol ; 

SPM : Sphingomyéline. 

Après l’identification des différentes classes de phospholipides par comparaison à 

des standards de migration, les bandes de gel de silice correspondant aux 

phosphatidylcholines (PC) et aux phosphatidyléthanolamines (PE), sont grattées. La 

transestérification des phospholipides est réalisée directement sur la silice. Les phospholipides 

sont transméthylés selon la technique décrite par Morrison & Smith (1964) en présence de 

500µL de toluène/méthanol (2:3 ; v/v) et de 500µL de trifluorure de bore (BF 3 ) (10% dans le 

méthanol). Après 1h30 à 100°C, les tubes sont mis dans de la glace pour arrêter la réaction. 

L’échantillon est alors neutralisé par 1,5mL d’une solution de carbonate de potassium 

(K 2 CO 3 ) préparée à 10% dans de l’eau. Les esters méthyliques sont extraits par 2mL 

d’isooctane. Une centrifugation (1700t/min, 10min) est effectuée puis la phase supérieure 

organique est évaporée et reprise par de l’isooctane. L’échantillon est analysé en GC. 

Les molécules dérivées sont analysées avec un chromatographe HP 6890 équipé d’un 

injecteur Split/Splitless. L’injecteur, chauffé à 230°C, permet la volatilisation des acides gras 

qui sont entraînés par l’hélium utilisé comme gaz vecteur. Les acides gras sont séparés en 

fonction de leur point d’ébullition et de leur polarité respective sur une colonne capillaire 

SGE BPX70 de 60 m de long avec un diamètre interne de 0,25 mm. La température initiale du 

four est maintenue à 80°C pendant 1,5min puis augmente jusqu’à 245°C par paliers 

80


successifs. Les différents composés élués sont détectés en sortie de colonne grâce à un 

détecteur à ionisation de flamme (FID) dont la température est fixée à 250°C. Les esters 

méthyliques d’acides gras et les DMA (diméthylacétals) sont identifiés en comparant leur 

temps de rétention avec celui de leurs standards correspondants connus et injectés dans les 

mêmes conditions. Les fractions sont quantifiées grâce aux standards internes ajoutés en 

quantité connue lors de l’extraction des lipides totaux. 

Le même protocole a été utilisé pour l’analyse de l’incorporation des AGPI n-3 dans les 

phospholipides des adipocytes 3T3-L1. 

VI-4 Dosage des adipokines dans le plasma et les tissus adipeux 

Les concentrations d’adiponectine et de leptine ont été mesurées dans le plasma des 

souris en utilisant un kit Luminex (Millipore #MADPCYT-72K) selon les recommandations 

du fabriquant. 

Pour le dosage des adipokines tissulaires (adiponectine et leptine), 30mg de tissu 

adipeux ont été broyés dans du tampon à pH7,4 (Tris-HCl 10mM, sucrose 250mM et 

inhibiteurs de protéases) puis le mélange a été centrifugé 5min à 10 000t/min. La phase 

intermédiaire est récupérée puis utilisée pour le dosage des adipokines avec les kits 

précédemment décrits (cf. 3- Dosage des adipokines). 

VII- Analyse statistique 

Les résultats sont exprimés sous forme de moyenne ± SEM. La significativité a été 

calculée au seuil de P

Résultats 

Résultats 

I - Etude in vivo 

Le premier objectif de ce travail a consisté à déterminer chez la souris, à travers une 

alimentation enrichie en DHA, l’effet de cette alimentation sur la sécrétion de cytokines 

plasmatiques, l’adiponectine (connue pour ses effets bénéfiques dans l’insulino-résistance) et 

la leptine (décrite comme une hormone diminuant la prise alimentaire) ainsi que leur contenu 

dans les différents tissus adipeux blancs. Nous avons également étudié les cinétiques 

d’incorporation du DHA dans différents tissus. La composition en acides gras des 

phospholipides membranaires majoritaires a été étudiée dans le foie, le cœur et les tissus 

adipeux (Fig. 16). 

Figure 16 : Schéma général du plan expérimental de la partie In vivo chez la souris. 

82

Résultats 

I.1 Masses corporelles des souris 

Les souris ont été divisées en deux groupes. Elles ont reçu soit une alimentation 

standard (groupe contrôle) soit une alimentation supplémentée en DHA (groupe DHA). La 

prise de poids chez les souris nourries avec un régime enrichi en DHA est significativement 

plus faible que chez les souris nourries avec le régime standard (Fig. 17). 

Cette différence de prise de poids devient significative dès le 4 ème jour d’alimentation 

riche en DHA. Après 16 jours de période de « wash-out » (WO) (c'est-à-dire lorsque les 

souris ont été nourries 16 jours avec l’alimentation enrichie en DHA puis les 16 jours suivants 

avec l’alimentation standard), les masses corporelles des souris ne sont plus significativement 

différentes comparativement à celles du groupe contrôle. 

Figure 17: Prise de poids (g) des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ), avec 

un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries 16 jours avec un régime riche en 

DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) ). Les résultats sont 

exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n= 60, 28, 20, 20 et 8 pour les jours 0, 4, 8, 16 et 32 pour le groupe 

contrôle ; n= 28, 24, 20 et 8 pour les jours 4, 8, 16 et 32 pour le groupe DHA et n= 4 pour le groupe WO). Les 

moyennes dont les lettres diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P

Résultats 

I.2 Incorporation du DHA dans le foie, le cœur et les tissus 

adipeux blancs 

Les figures 18 et 19 montrent l’incorporation du DHA dans les 

phosphatidyléthanolamines (PE) et les phosphatidylcholines (PC) du foie, du cœur et des 

tissus adipeux blancs sous-cutané, épididymal et rétropéritonéal. Les proportions de DHA 

sont significativement augmentées dans les PE et les PC dans tous les tissus après seulement 4 

jours de régime enrichi en DHA. 

Dans le foie (Fig. 18(A) et 19(A)), les proportions de DHA dans les PE ne sont pas 

devenues significativement plus élevées au-delà de 4 jours de régime, alors que dans les PC, 

elles continuent d’augmenter au-delà de 8 jours de régime riche en DHA. Dans les deux cas, il 

n’y a pas de différence dans les proportions observées à 8 et 16 jours. L’augmentation de la 

proportion de DHA atteint +116% dans les PE (27,6±0,5 vs. 12,8±0,3 % molaire) et +118% 

dans les PC (14,8±0,4 vs. 6,8±0,2 % molaire) après 4 et 8 jours de régime enrichi en DHA. 

Après la période de 16 jours de WO, les proportions de DHA dans les PE et les PC ne 

diffèrent pas des valeurs trouvées chez les souris du groupe contrôle. 

Dans le cœur (Fig. 18(B) et 19(B)), les proportions de DHA dans les PE et les PC 

augmentent en fonction du temps pendant les 32 jours d’alimentation riche en DHA, 

atteignant, respectivement, +96% et +188% dans les PE et PC. Contrairement au foie, les 

proportions de DHA restent significativement plus élevées dans les PE et PC après la période 

de 16 jours de WO comparativement aux valeurs observées dans les PE et les PC du coeur 

dans le groupe contrôle. 

Dans les trois tissus adipeux blancs, sous-cutané (Fig. 18(C) et 19(C)), épididymal 

(Fig. 18(D) et 19(D)) et rétropéritonéal (Fig. 18(E) et 19(E)), les proportions de DHA 

atteignent leur maximum à 4 jours chez les souris du groupe DHA. Les figures 19(C-E) 

montrent que les proportions de DHA ne diffèrent pas significativement entre les jours 4 et 16 

dans les PC des tissus adipeux, et ils diminuent par la suite. La même observation peut être 

faite pour l’incorporation du DHA dans les PE du tissu adipeux rétropéritonéal (Fig. 18(E)). 

Dans les tissus adipeux sous-cutané et épididymal, les proportions de DHA ne différent pas 

significativement au-delà de 4 jours (Fig. 18(C) et (D)). Comme il a été observé dans le foie, 

84

Résultats 

les proportions de DHA dans les PE et les PC ne différent pas de celles observées dans le 

groupe contrôle après la période de 16 jours de WO. 

Les figures 18 et 19 montrent également que les proportions de DHA dans les deux 

classes de phospholipides des souris contrôles sont plus faibles dans les tissus adipeux blancs 

que celles observées dans le foie et dans le cœur. Les différences les plus importantes sont 

observées pour le cœur et le tissu adipeux sous-cutané, avec, respectivement, 6 et 7 fois plus 

de DHA dans les PE et les PC du cœur, comparativement au tissu adipeux sous-cutané. Chez 

les souris du groupe DHA, les proportions de DHA sont augmentées de 1,5 à 2,5 fois dans les 

PE du foie et du cœur et de 2,5 à 5 fois dans les PE des tissus adipeux comparativement au 

groupe contrôle. De plus, les proportions de DHA dans les PC des tissus adipeux chez les 

souris du groupe DHA sont 5 fois plus élevées que celles observées chez les souris du groupe 

contrôle, alors que les contenus en DHA dans les PC du foie et du cœur sont, respectivement, 

2 et 3 fois plus élevés que ceux trouvés chez les souris du groupe contrôle. 

Nos résultats montrent aussi que l'augmentation des proportions de DHA dans tous les 

phospholipides des tissus chez les souris du groupe DHA est accompagnée d’une diminution 

des proportions d'acide arachidonique (AA) (Fig. 20 et 21). Les proportions d'AA restent 

significativement plus faibles dans les PE et les PC du tissu adipeux rétropéritonéal que celles 

observées chez les souris du groupe contrôle après la période de 16 jours de WO, bien que le 

DHA n'ait pas augmenté davantage. 

Enfin, nous observons que l’EPA n'est pas détecté dans les tissus des souris du groupe 

contrôle alors qu’il l’est dans les phospholipides des tissus des souris alimentées avec un 

régime enrichi en DHA (Fig. 22 et 23). 

85

Résultats 

D 

Figure 18: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidyléthanolamines du foie (A), du cœur (B) et des 

tissus adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries avec un régime 

standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris 

nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « washout 

» (WO) ). Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les moyennes dont les 

lettres diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P

Résultats 

Figure 19: Proportions de 22:6n-3 dans les phosphatidylcholines du foie (A), du cœur (B) et des tissus 

adipeux sous-cutané (C), épididymal (D) et rétropéritonéal (E) des souris nourries avec un régime 

standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des souris nourries 

16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe « wash-out » (WO) 

). Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les moyennes dont les lettres 

diffèrent indiquent des différences significatives au seuil de P

Résultats 







Résultats 







Résultats 







Résultats 







Résultats 

I.3 Effet d’une alimentation enrichie en DHA sur la sécrétion 

d’adipokines 

Nous avons ensuite analysé les effets du régime riche en DHA sur la sécrétion 

d’adiponectine et de leptine plasmatiques. 

Comme le montre la figure 24(A), les concentrations plasmatiques d'adiponectine sont 

significativement augmentées (par 2,4 fois) dès le 4 ème 

jour après le début du régime riche en 

DHA. Ces effets sont durables puisque la sécrétion d'adiponectine est toujours plus élevée que 

celle observée chez les souris du groupe contrôle après la période de 16 jours de WO. 

Au contraire, la sécrétion de leptine plasmatique est diminuée de 1,6 fois après 4 jours de 

régime riche en DHA (Fig. 24(B)). Dans le groupe de souris WO, la diminution de la 

sécrétion de leptine est toujours observée comparativement aux souris du groupe contrôle. 

Figure 24: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris nourries avec 

un régime standard (groupe contrôle ), avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) ou des 

souris nourries 16 jours avec un régime riche en DHA puis 16 jours avec un régime standard (groupe 

« wash-out » (WO) ). Les concentrations plasmatiques sont exprimées en ng/mL pour l’adiponectine et en 

pg/mL pour la leptine. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=4). Les valeurs sont 

significativement différentes du groupe contrôle pour : **P

Résultats 

I.4 Contenu en adipokines des tissus adipeux blancs 

Nous avons également mesuré le contenu en adipokines dans les trois tissus adipeux 

(sous-cutané, épididymal et rétropéritonéal) au 4 ème jour de régime. Dans chacun des trois 

tissus, le contenu en adipokines n’est pas significativement différent entre les souris du 

groupe contrôle et celles du groupe DHA (Fig. 25). Cependant, le contenu en adiponectine est 

dépendant du type de tissu adipeux ; en effet sa concentration est plus élevée dans le tissu 

adipeux épididymal et ceci aussi bien chez les souris du groupe contrôle que chez celles du 

groupe DHA. 

Figure 25: Contenu en adiponectine (A) et en leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal, sous-cutané et 

rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ) ou avec un régime 

riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours. Les contenus en adiponectine et en leptine dans les tissus 

adipeux sont exprimés, respectivement, en ng/mg de tissu adipeux et en pg/mg de tissu adipeux. Les résultats 

sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=8). Les valeurs sont significativement différentes pour : 

*P

Résultats 

L’expression génique de l’adiponectine (Fig. 26(A)) est significativement augmentée 

dans les tissus adipeux épididymal et sous-cutané des souris ayant reçu une alimentation riche 

en DHA comparativement au groupe contrôle. L'augmentation de l’expression de 

l'adiponectine est davantage prononcée dans le tissu adipeux épididymal que dans le tissu 

adipeux sous-cutané (augmentation respective de 2,2 et 1,5 fois). 

Dans le cas de la leptine (Fig. 26(B)), l’expression génique n’est pas significativement 

différente dans chacun des trois tissus, chez les souris alimentées avec le régime riche DHA 

comparativement aux souris alimentées avec le régime standard. Nous observons cependant, 

chez les souris du groupe contrôle, une expression significativement différente en fonction du 

type de tissu adipeux. 

Figure 26: Expression génique de l’adiponectine (A) et de la leptine (B) dans les tissus adipeux épididymal, 

sous-cutané et rétropéritonéal chez des souris nourries avec un régime standard (groupe contrôle ) ou 

avec un régime riche en DHA (groupe DHA ) pendant 4 jours. L’expression de l’adiponectine et de la 

leptine est normalisée par l’expression de TBP. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM 

(n=4). Les valeurs sont significativement différentes pour : *P

Résultats 

I.5 Effet d’une alimentation enrichie en EPA ou EPA/DHA sur la 

sécrétion d’adipokines 

Nous avons vu précédemment que la sécrétion plasmatique d’adipokines est 

significativement modifiée dès le 4 ème jours de régime. 

Nous avons par la suite étudié si un régime enrichi en EPA avait des effets comparables sur la 

sécrétion d’adipokines après 4 jours de régime. Pour cela, nous avons soumis les souris à 

différents régimes, un régime enrichi en EPA 0,5% (W/W), un régime enrichi en DHA 0,5% 

(W/W), un régime contenant un mélange EPA/DHA 0,5% (W/W) et un régime standard 

identitique à celui précédemment utilisé. 

Les résultats montrent que les concentrations plasmatiques d’adiponectine (Fig. 27(A)) 

sont significativement augmentées chez les souris ayant été nourries pendant 4 jours avec une 

alimentation enrichie en EPA (+17%) comparativement aux souris ayant eu une alimentation 

standard, comme cela est observé avec le DHA (+22%). Aucune différence significative n’est 

observée chez les souris nourries avec le régime enrichi avec le mélange EPA/DHA 

comparativement aux souris du groupe contrôle. 

Pour la leptine (Fig. 27(B)), les concentrations plasmatiques sont significativement diminuées 

avec les trois types de régimes : -38%, -37% et -60% pour les régimes riches, respectivement, 

en DHA, EPA et EPA/DHA. 

95

Résultats 

A 

B 

Figure 27: Concentrations plasmatiques d’adiponectine (A) et de leptine (B) chez des souris nourries 

pendant 4 jours avec un régime standard (J4 Contrôle), enrichi en DHA (J4 DHA), en EPA (J4 EPA) ou 

en mélange EPA/DHA (J4 EPA/DHA). Les concentrations plasmatiques sont exprimées en µg/mL pour 

l’adiponectine et en ng/mL pour la leptine. Les résultats sont exprimés sous forme de moyennes ± SEM (n=8). 

Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour : *P

Résultats 

I.6 Discussion-Conclusion 

Dans cette étude, nous avons démontré que le DHA augmente la sécrétion 

d’adiponectine chez les souris ayant reçu un régime enrichi en DHA comparativement aux 

souris nourries avec une alimentation standard. La seule étude qui avait étudié l’effet du DHA 

sur la sécrétion d’adiponectine avait été conduite pendant 8 semaines d’alimentation (Vemuri 

et al, 2007). Nos résultats montrent que l’augmentation de la sécrétion est significative dès le 

4 ème jour de régime. De plus, le régime riche en DHA diminue la sécrétion de leptine 

plasmatique. De manière interessante, nous montrons pour la première fois que les effets 

protecteurs du DHA sont maintenus même après l’arrêt du régime riche en DHA. En effet, les 

concentrations d’adiponectine et de leptine restent augmentées et diminuées, respectivement, 

comparativement aux sourris nourries avec l’alimentation standard. 

Lorsque les souris reçoivent pendant 4 jours un régime enrichi en EPA ou en EPA/DHA, nous 

observons une augmentation significative de la sécrétion d’adiponectine plasmatique en 

réponse à l’EPA mais pas en réponse au mélange. Ceci est en accord avec une étude réalisée 

sur des adipocytes humains en culture (Tishinsky et al, 2010) où il a été montré qu’il y a une 

augmentation de la sécrétion d’adiponectine en réponse à 100µM d’EPA mais pas avec un 

mélange d’EPA/DHA. Par ailleurs, nous constatons une diminution de la sécrétion 

plasmatique de leptine en réponse à l’EPA, diminution d’autant plus marquée avec le mélange 

EPA/DHA. 

L’adiponectine est une des adipokines les plus abondantes du plasma qui est esssentiellement 

exprimée dans le tissu adipeux et qui est capable de protéger contre le développement de 

l’athérosclérose et de l’insulino résistance. En effet, la concentration plasmatique 

d’adiponectine est diminuée chez les patients ayant des risques de maladies artérielles 

coronariennes dont le diabète de type 2 et l’obésité (Hotta et al, 2000 ; Ryan et al, 2003 ; 

Ouchi et al, 1999). 

Nous montrons que ces effets bénéfiques sont associés à une augmentation de 

l’incorporation du DHA dans les PE et PC de tous les tissus analysés, bien que les tissus 

adipeux aient montré une incorporation plus importante. Cette augmentation des proportions 

de DHA dans les tissus est observée seulement 4 jours après le début du régime enrichi en 

DHA. Contrairement aux tissus adipeux et au foie, dans le cœur, les proportions de DHA 

restent significativement plus élevées dans les deux classes de phospholipides 

97

Résultats 

comparativement aux souris du groupe contrôle même après la période de 16 jours de WO, 

suggérant un « turn-over » du DHA plus important dans les tissus adipeux. 

L’augmentation du DHA est également accompagnée d’une augmentation de l’EPA. 

Le régime donné aux souris étant exempt d’EPA, cela suggère qu’il y ait une rétroconversion 

du DHA en EPA, comme il a déjà été montré auparavant dans d’autres études (Von Schacky 

& Weber, 1985 ; Brossard et al, 1996 ; Stark & Holub, 2004). Ces modifications sont 

également acccompagnées d’une diminution des proportions d’AA dans les phospholipides 

des différents tissus analysés, ce qui est compatible avec des études précédentes indiquant que 

l’incorporation du DHA dans les phospholipides membranaires des cellules se fait en partie 

au dépend de l’AA (Lands et al, 1992 ; Sperling et al, 1993 ; Mebarek et al, 2009). Les 

modifications du profil d’acides gras dans les phospholipides membranaires peuvent modifier 

la fluidité membranaire des cellules ce qui peut affecter la structure tridimensionnelle des 

protéines membranaires et de ce fait affecter leurs fonctions (Holte et al, 1996 ; Stubbs & 

Smith, 1984 ; Hashimoto et al, 2006 ; Siener et al, 2010 ; Yehuda et al, 1999). Une altération 

du profil d’eicosanoïdes produits à partir de l’AA pourrait également expliquer la 

modification du profil de cytokines sécrétées. En effet, l’augmentation des quantités de DHA 

dans les phospholipides diminue la synthèse des eicosanoïdes formés à partir de l’AA. En 

général, les eicosanoïdes dérivés des AGPI-LC n-3 ont des propriétés anti-inflammatoires 

alors que ceux produits à partir des AGPI n-6 ont des effets pro-inflammatoires (James et al, 

2000). De plus, il a été montré que des nouveaux médiateurs lipidiques bioactifs issus des 

AGPI-LC n-3, appelés les résolvines et les protectines, possèdent des effets antiinflammatoires 

et pouvaient être responsables des actions bénéfiques des AGPI-LC n-3 

(González-Périz et al, 2009 ; Serhan et al, 2004). D’autre part, il a été montré que l’effet des 

AGPI-LC n-3 sur la sécrétion d’adiponectine se fait via leur action comme ligands de PPARγ 

(Neschen et al, 2006). 

Nos résultats confirment aussi ceux obtenus par d’autres études montrant des 

différences importantes des concentrations relatives de DHA dans les différents tissus 

(Charnock et al, 1992) et montrent clairement que les tissus répondent différemment après la 

prise de DHA. Les phospholipides du coeur ont des proportions basales en DHA plus élévées 

que ceux des autres organes, tandis que les phospholipides des tissus adipeux ont les 

proportions les plus faibles. Ceci pourrait expliquer pourquoi les tissus adipeux sont ceux qui 

ont l’augmentation la plus importante de la proportion de DHA après un régime riche en 

DHA. Ceci est en accord avec des études antérieures montrant, chez des rongeurs et des sujets 

98

Résultats 

humains, que malgré la quantité relativement faible de DHA dans les tissus adipeux 

(Andersen et al, 1999 ; Geerling et al, 1999 ; Kopecky et al, 2009), ces derniers possèdent 

une grande capacité de stockage des AGPI-LC n-3 (Kopecky et al, 2009). On peut noter que 

le tissu adipeux contenant la plus grande proportion de DHA, le tissu adipeux épididymal, est 

celui qui possède le contenu le plus important d’adiponectine, et ceci aussi bien chez les 

souris du groupe contrôle que chez celles ayant reçu le régime enrichi en DHA. Notre étude 

montre également que l’ingestion de DHA n’a pas d’effet sur le contenu en adiponectine ou 

en leptine. Nous avons aussi clairement trouvé une expression génique de l’adiponectine 

différente en réponse au DHA dans les trois tissus adipeux, avec une expression de 

l’adiponectine plus importante dans le tissu adipeux épididymal que dans les tissus 

rétropéritonéal ou sous-cutané en accord avec des études précédentes (Flachs et al, 2006 ; 

Neschen et al, 2006 ; Einstein et al, 2005) (Fig. 26). Ceci suggère que la stimulation de 

l’expression génique de l’adiponectine, spécialement dans le tissu adipeux épididymal, est 

associée à l’augmentation de la sécrétion d’adiponectine. Des données contradictoires sur les 

effets des AGPI-LC n-3 sur l’expression génique de l’adiponectine sont trouvées dans la 

littérature. Ceci pourrait être expliqué par la composition du régime, la durée du traitement et 

la quantité d’AGPI-LC n-3 dans le régime (Bueno et al, 2008). 

Nous avons montré dans notre étude que les souris alimentées avec un régime riche en 

DHA perdaient du poids comparativement aux souris du groupe contrôle. Ceci est en accord 

avec des études précédentes qui montrent que l’ingestion d’huile de poisson ou qu’une 

alimentation enrichie en EPA/DHA conduit à une perte de poids corporel significative des 

souris (Mori et al, 2007 ; Ruzickova et al, 2004). De plus, chez l’Homme, Kunesová et al. 

(2006) ont montré une perte de poids plus importante en réponse aux AGPI-LC n-3 chez des 

femmes obèses suivant un régime faiblement énergétique. Une précédente étude a également 

mis en évidence une réduction de la masse grasse corporelle après la consommation d’huile 

de poisson chez des adultes sains (Couet et al, 1997). L’effet du DHA sur la perte de poids 

corporel peut être provoqué par une augmentation de l’oxydation des acides gras et par la 

suppression de la lipogenèse dans plusieurs tissus. En effet, des études montrent que les 

AGPI-LC n-3 réduisent l’expression de gènes codant pour des enzymes lipogéniques dans les 

cellules hépatiques ou dans le foie (Xu et al, 1999 ; Yahagi et al, 1999). Le DHA régule 

négativement les gènes lipogéniques dans le tissu adipeux (Raclot et al, 1997 ; Azain, 2004 ; 

Lapillonne et al, 2004 ; Takahashi & Ide, 1999). De plus, les AGPI-LC n-3 jouent un rôle 

99

Résultats 

important dans la régulation des gènes impliqués dans l’oxydation des acides gras dans le 

muscle et le foie (Raclot et al, 1997 ; Lapillonne et al, 2004 ; Reddy & Mannaerts, 1994 ; 

Nakatani et al, 2002). Il est intéressant de noter que la perte de poids donne lieu à des 

augmentations de concentration plasmatique d’adiponectine (Hotta et al, 2000 ; Yang et al, 

2001 ; Bruun et al, 2003) 

L’étude confirme donc que l’ingestion d’AGPI n-3 peut être bénéfique pour la 

prévention ou le traitement de maladies cardiovasculaires et de maladies associées à l’obésité. 

100

Résultats 

II - Etude in vitro : Adipocytes 3T3-L1 

Le second objectif de ce travail a été de compléter l’étude in vivo précédemment 

décrite par une étude in vitro sur des adipocytes en culture afin d’étudier les mécanismes par 

lesquels les acides gras polyinsaturés n-3 (AGPI n-3), l’EPA et le DHA, peuvent modifier le 

profil de cytokines sécrétées. 

Figure 28 : Schéma général du plan expérimental de la partie In vitro sur des adipocytes 3T3-L1 

II.1 Effets du DHA et de l’EPA sur les adipocytes 3T3-L1 

II.1-1 Analyse de l’incorporation du DHA et de l’EPA dans les 

phospholipides membranaires des cellules 

Nous avons avant tout vérifié que les AGPI n-3, l’EPA et le DHA, s’incorporent 

correctement dans les deux classes de phospholipides majoritaires des cellules 3T3-L1, les 

phosphatidyléthanolamines (PE) et les phosphatidylcholines (PC). 

Une cinétique de temps a été réalisée (Fig. 29). Les adipocytes 3T3-L1 ont été incubés en 

présence de 10µM de DHA, lié à l’albumine sérique bovine (rapport DHA/albumine = 0,2), 

pendant 15min, 30min, 45min, 1h, 2h, 4h, 8h et 24h. 

101

Résultats 

+20% 

+50% 

+77% 

+95% +80% 

+93% 

Figure 29: Cinétiques d’incorporation du DHA dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1. Les adipocytes 

3T3-L1 sont incubés avec 10µM de DHA (lié à l’albumine) pendant différents temps. Les milieux sont 

prélevés, les cellules sont récupérées par grattage. Après extraction des lipides totaux, les différentes classes de 

phospholipides sont séparées par CCM et la composition en acides gras est déterminée par GC. 

Nous observons une accumulation, dépendante du temps, du DHA dans les PE (+77% 

à 24h). Dans les PC, l’incorporation du DHA atteint un plateau à 2h (+95%). 

Les adipocytes 3T3-L1 ont été également incubés avec différentes concentrations de 

DHA ou d’EPA (1µM, 10µM et 100µM) pendant 4h. Nous montrons une accumulation, 

dépendante de la concentration, du DHA (Fig. 30(A)) dans les PE (+10% pour 1µM, +52% 

pour 10µM, +170% pour 100µM) et dans les PC (+4% pour 1µM, +75 % pour 10µM, +576% 

pour 100µM). Une accumulation dépendante de la concentration en EPA est également 

observée après incubation des adipocytes 3T3-L1 pendant 4h (Fig. 30(B)) avec différentes 

concentrations d’EPA (dans les PE: +27% pour 1µM, +71% pour 10µM, +140% pour 

100µM; dans les PC: +10% pour 1µM, +99% pour 10µM, +298% pour 100µM). 

102

Résultats 

A 

+170% 

+10% 

+4% 

+52% 

+75% 

+576% 

B 

+140% 

+71% 

+27% 

+10% +99% 

+298% 

Figure 30: Proportions en DHA (A) et en EPA (B) dans les PE et les PC des cellules 3T3-L1 incubées 

pendant 4h avec des concentrations variables en DHA et EPA (liés à l’albumine). Les adipocytes 3T3-L1 

sont incubés avec 1µM, 10µM ou 100µM de DHA ou d’EPA pendant 4h. Les milieux sont prélevés, les cellules 

sont récupérées par grattage. Après extraction des lipides totaux, les différentes classes de phospholipides sont 

séparées par CCM et la composition en acides gras est déterminée par GC. 

103

Résultats 

II.1-2 Effet du DHA et de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine par 

les adipocytes 3T3-L1 

Les adipocytes 3T3-L1 ont ensuite été incubés en présence de différentes 

concentrations de DHA et d’EPA (1µM, 10µM et 100µM) pendant 2h et 4h. La sécrétion 

d’adiponectine a été mesurée par EIA (Fig. 31). 

Figure 31: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec du DHA ou de l’EPA pendant 

2h et 4h. Les adipocytes 3T3-L1 sont incubés avec 1µM, 10µM ou 100µM de DHA ou d’EPA (liés à 

l’albumine). L’adiponectine est dosée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés 

en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P

Résultats 

L’augmentation de la sécrétion d’adiponectine est également observée après 4h 

d’incubation avec le DHA et l’EPA. Cependant, l’augmentation est plus importante en 

réponse à l’EPA comparativement au DHA, en effet, elle est de +115%, +108% et +119% 

pour 1µM, 10µM et 100µM d’EPA et de +40% et +20% après incubation, respectivement 

avec 10µM et 100µM de DHA. 

L’analyse de l’expression génique a été faite en qPCR et nous n’observons pas de 

modification d’expression de l’adiponectine en réponse aux incubations aux différents temps 

et aux différentes concentrations. 

105

Résultats 

II.2 Effets de divers triènes conjugués sur les adipocytes 3T3-L1 

Il a été récemment montré que le DHA peut être oxygéné spécifiquement par la voie 

de la 15-lipoxygénase en protectine D1 (encore nommée neuroprotectine D1 dans les tissus 

neuronaux). Sa structure a été caractérisée comme étant l’acide 10(R),17(S)-dihydroxydocosa-4Z,7Z,11E,13E,15Z,19Z-hexaénoïque 

(Serhan et al, 2006 ; Ariel et al, 2005 ; Bazan 

et al, 2005). La protectine D1 est un médiateur anti-inflammatoire puissant (Serhan & Chiang, 

2008). Ce médiateur possède une structure triène conjuguée qui serait une caractéristique clé 

de cette nouvelle famille de composés dérivés du DHA. Des études du laboratoire ont 

identifié un isomère de la PD1 appelé PDX, correspondant à l’acide 10(S),17(S)-dihydroxydocosa-4Z,7Z,11E,13Z,15E,19Z-hexaénoïque 

(Chen et al, 2009) (Fig. 32). Sa structure 

diffère donc de celle de la PD1 avec une géométrie E,Z,E (PDX) au lieu de E,E,Z (PD1) au 

niveau du triène conjugué. La PDX est obtenue par incubation de DHA avec une 

lipoxygénase de soja suivie d’une extraction solide-liquide puis purification par HPLC. 

HO 

E 

E 

Z 

PD1 

OH 

COOH 

HO 

E 

Z 

E 

PDX 

OH 

COOH 

Figure 32: Représentation schématique de la PD1 et de la PDX. 

106

Résultats 

II.2-1 Effet de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les 

adipocytes 3T3-L1 

Afin de rechercher si un métabolite oxygéné du DHA pouvait être responsable de 

l’effet observé du DHA sur la sécrétion d’adiponectine, nous avons incubé les cellules avec 

1µM de PDX pendant différents temps : 2h, 4h et 24h. La sécrétion d’adiponectine a été 

ensuite mesurée dans le milieu de culture des cellules (Fig. 33). 

Figure 33: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PDX pendant 2h, 4h et 

24h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés en % 

du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P

Résultats 

II.2-2 Effets de molécules ayant une géométrie du triène conjugué 

différente de celle de la PDX sur la sécrétion d’adiponectine par les 


Dans une molécule, la géométrie d’un triène conjugué est importante pour son activité 

biologique. En effet, il a été montré au laboratoire que seules les molécules avec une 

géométrie E,Z,E au niveau du triène conjugué inhibent l’agrégation plaquettaire (Chen et al, 

2010 ; Croset & Lagarde, 1983). 

La PDX possède une géométrie E,Z,E et nous avons analysé si la géométrie de ce 

triène conjugué était importante dans l’effet observé sur la sécrétion d’adiponectine. Pour 

cela, nous avons incubé les adipocytes 3T3-L1 avec différentes molécules possédant des 

géométries différentes (Z,E,E ; E,E,E), puis avec une molécule ayant la même géométrie que 

la PDX. 

II.2-2.a) Géométrie Z,E,E : Leucotriène B 4 (LTB 4 ) 

Le leucotriène B 4 (LTB 4 ) (Fig. 34) ou l’acide 5(S),12(R)-dihydroxy-eicosa- 

6Z,8E,10E,14Z-tétraénoïque, dérivé de l’acide arachidonique par la voie de la 5-lipoxygénase, 

présente des homologies de structure avec la PDX mais il possède une géométrie Z,E,E au 

niveau de son triène conjugué. 

OH 

E 

E 

Z 

OH 

COOH 

Figure 34: Représentation schématique du Leucotriène B 4 . 

108

Résultats 

Etant donné que les effets sur la sécrétion d’adiponectine ont été observés notamment 

après l’incubation des cellules avec 1µM de PDX pendant 4h, nous avons decidé d’incuber les 

cellules pendant le même temps d’incubation et la même concentration de LTB 4 (Fig. 35). 

Figure 35: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de LTB 4 pendant 4h. 

L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés en % du 

contrôle ± sem (n=3). 

Après 4h d’incubation des cellules 3T3-L1 avec 1µM de LTB 4 , nous n’observons pas 

d’effet sur la sécrétion d’adiponectine. 

109

Résultats 

II.2-2.b) Géométrie E,E,E : 5(S),12(S)-diHETE 

Le 5(S),12(S)-diHETE (Fig. 36) ou l’acide 5(S),12(S)-dihydroxyeicosa- 

6E,8E,10E,14Z-tétraénoïque, possède une géométrie tout trans au niveau de son triène 

conjugué. 

OH 

E E E 

OH 

Figure 36: Représentation schématique du 5(S),12(S)-diHETE 

La sécrétion d’adiponectine a été mesurée après avoir incubé les cellules 4h avec 1µM 

de 5(S),12(S)-diHETE (Fig. 37). Les résultats montrent que le 5(S),12(S)-diHETE n’a pas 

d’effet sur la sécrétion d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1. 

Figure 37: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 5(S),12(S)-diHETE 

pendant 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont 

exprimés en % du contrôle ± sem (n=3). 

110

Résultats 

II.2-3 Effets de molécule ayant une géométrie du triène conjugué 

similaire de celle de la PDX : le 8(S),15(S)-diHETE, sur la sécrétion 

d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1. 

La géométrie des doubles liaisons du triène conjugué du 8(S),15(S)-diHETE (Fig. 38) 

ou l’acide 8S,15S-dihydroxyeicosa-5Z,9E,11Z,13E-tétraénoïque est similaire à celle de la 

PDX, c’est-à-dire qu’elle est E,Z,E. Par contre, le motif triène est positionné différemment sur 

la chaîne comparativement à la PDX et ce composé ne possède pas de double liaison en 

dehors de celles du triène conjugué à la différence de la PDX. 

E 

OH 

COOH 

Z 

E 

OH 

Figure 38: Représentation schématique du 8(S),15(S)-diHETE 

Les cellules ont été incubées 4h avec 1µM de 8(S),15(S)-diHETE (Fig. 39). 

Figure 39: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de 8(S),15(S)-diHETE 

pendant 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont 

exprimés en % du contrôle ± sem (n=3). 

Les résultats obtenus après le dosage par EIA ne montrent pas de modification de la 

sécrétion d’adiponectine en réponse au 8(S),15(S)-diHETE. 

111

Résultats 

II.3 Effets de métabolites oxygénés dérivés de l’EPA sur les 


Concernant l’EPA, nous faisons l’hypothèse qu’il pourrait être métabolisé en 

prostaglandine D 3 (PGD 3 ), qui est un produit du métabolisme de l’EPA par la voie des COX, 

puis en 15-désoxy-delta 12,14 -PGJ 3 (15dPGJ 3 ) (Fig. 40). 

Figure 40: Hypothèse de formation de la 15-désoxy-Δ 12,14 -PGJ 3 à partir de la PGD 3 . (Adapté des travaux de 

Shibata et al, 2002, sur la formation de la 15dPGJ 2 à partir de PGD 2 ) 

Pour rappel, la PGD 2 issue de l’acide arachidonique est le précurseur de la 15dPGJ 2 , 

molécule ayant des proprités anti-inflammatoires et décrite comme un ligand endogène de 

PPARγ (Forman et al, 1995). PPARγ régule l’expression des gènes impliqués dans la 

sensibilisation à l’insuline et l’adipogenèse. Des études récentes proposent aussi un rôle de 

PPARγ en tant que médiateur anti-inflammatoire. Des résultats d’une autre équipe de notre 

unité montrent que l’EPA est le seul AGPI n-3 capable d’activer l’expression de PPARγ1 

dans le tissu adipeux humain (Chambrier et al, 2002). 

112

Résultats 

II.3-1 Synthèse de 15dPGJ 3 à partir de PGD 3 commerciale 

II.3-1.a) Mise au point des conditions expérimentales à partir de la PGD 2 

commerciale 

L’équipe de Shibata (Shibata et al, 2002) a mis en évidence la formation in vitro de 

15dPGJ 2 après incubation de PGD 2 commerciale dans du tampon phosphate pendant 24h à 

37°C. Dans un premier temps, nous avons reproduit cette expérience afin de tester nos 

conditions expérimentales (notamment pour le dosage des prostaglandines par HPLC) dans le 

but de transposer par la suite le protocole à la PGD 3 . 

Nous avons tout d’abord injecté en HPLC un mélange de différents standards 

commerciaux : PGD 2 , PGJ 2 , 15dPGD 2 et 15dPGJ 2 . Nous obtenons le chromatogramme 

suivant (Fig. 41) qui nous montre que le système HPLC utilisé permet de séparer 

correctement les différentes molécules. Pour chacunes d’elles, nous obtenons un temps de 

rétention et un spectre UV caractéristique de chacune des prostaglandines. 

113

Résultats 

, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D) DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D) 

mAU 

60 

17.935 

PGD 2 

20.182 

17.935 

20.182 

50 

PGJ 2 

24.531 

24.531 

15dPGJ 2 

16.784 

40 

16.784 

21.918 

15dPGD 2 

21.918 

30 

20 

10 

16 18 16 20 18 22 20 24 22 26 min 24 

mAU 

1000 

800 

600 

18 20 22 24 26 

*DAD1, 17.806 (1068 mAU,Apx) Ref =17.653 & 18.073 *DAD1, of MELANGE.D 19.947 (973 mAU, - ) Ref =19.747 *DAD1, & 20.320 21.667 of MELANGE.D 

(1775 mAU, - ) Ref =21.534 & 22.027 of PGD2H1.D *DAD1, 24.133 (2366 mAU, - ) Ref =23.953 & 24.460 of MELANGE.D 

mAU 

mAU 

mAU 

PGD 2 

800 

PGJ 2 

1600 

1400 

15dPGD 2 2000 15dPGJ 2 

1200 

600 

1500 

1000 

min 

400 

400 

800 

600 

1000 

200 

200 

400 

500 

200 

0 

0 

0 

0 

200 225 250 275 300 325 350 375 200 nm225 250 275 300 325 200 350 225 375 250 nm 275 300 325 350 375 nm200 225 250 275 300 325 350 375 nm 

200 225 250 275 300 325 200 225 250 275 300 200 225 250 275 300 325 350 200 225 250 275 300 325 350 375 

Figure 41: Chromatogramme montrant la séparation par HPLC des différentes prostaglandines 

commerciales avec leurs spectres UV correspondants. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) 

acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée 

C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un détecteur à barrette de diodes. 

114

Résultats 

Après avoir vérifié que notre système HPLC permettait une séparation correcte des 

différentes prostaglandines, nous avons incubé 1mM de PGD 2 dans du tampon phosphate 

pendant 24h à 37°C ; la solution a été acidifiée à pH3, extraite puis injectée en HPLC (Fig. 

42). 

mAU 

DAD1 A, Sig=205,4 DAD1 Ref =360,100 A, Sig=205,4 (JENNIFER\JL070410\PGD2H1.D) 

Ref =360,100 (JENNIFER\JL070410\PGD2H1.D) 

mAU 

19.997 

19.997 

1200 

1200 

PGJ 2 

1000 

1000 

800 

800 

600 

600 

17.831 

PGD 2 

17.831 

400 

400 

21.670 

15dPGD 2 

21.670 

24.185 

24.185 

15dPGJ 2 

200 

200 

0 

0 

16 16 17 17 18 18 19 19 20 20 21 21 22 22 23 23 24 24 25min 

25min 

17 18 19 20 21 22 23 24 

Figure 42: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ 2 à partir de PGD 2 . 

1mM de PGD 2 a été incubé à 37°C pendant 24h dans 200µL de tampon phosphate pH7,4. Après acidification à 

pH3, la solution a été extraite puis injectée en HPLC. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) 

acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée 

C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un détecteur à barrette de diodes. 

min 

Par comparaison avec les temps de rétention et les caractéristiques spectrales (UV) des 

prostaglandines commerciales, nos résultats confirment la formation de PGJ 2 , 15dPGD 2 et 

15dPGJ 2 à partir de PGD 2 . 

115

Résultats 

Nous avons ensuite optimisé les conditions expérimentales dans le but d’augmenter la 

quantité de 15dPGJ 2 formée à partir de PGD 2 . Pour cela, nous avons incubé la PGD 2 dans du 

tampon phosphate pendant différents temps : 3h, 6h, 18h, 24h, 48h et 72h (Tableau 3). 

PGJ 2 15dPGD 2 15dPGJ 2 

3h 17 8 0,6 

6h 26 15 1 

18h 36 27 10 

24h 32 30 22 

48h 27 34 34 

72h 19 32 48 

Tableau 3: Pourcentage de prostaglandines formées à partir de 1mM de PGD 2 . 1mM de PGD 2 a été incubé 

à 37°C dans 200µL de tampon phosphate pendant différents temps. Après acidification à pH3, la solution a été 

extraite puis injectée en HPLC. La quantification est réalisée grâce à une gamme étalon de chacune des 

prostaglandines. 

La PGD 2 a été presque complètement métabolisée à 72h. Nous avons donc utilisé par 

la suite un temps d’incubation de 72h pour la synthèse de 15dPGJ 3 à partir de PGD 3 . 

Cependant, il est intéressant d’observer que la quantité maximale de PGJ 2 est obtenue après 

18h d’incubation. 

116

Résultats 

II.3-1.b) Synthèse de 15dPGJ 3 à partir de la PGD 3 commerciale. 

Les prostaglandines PGJ 3 , 15dPGD 3 et 15dPGJ 3 n’existent pas dans le commerce. 

Nous ne savons donc pas quels sont les temps de rétention de chacune des molécules. Les 

prostaglandines de la série 3 ont des structures similaires à celles de la série 2 ; pour cela nous 

supposons que leurs spectres UV seront similaires avec des temps de rétention légèrement 

différents. 

Nous avons injecté simultanément de la PGD 3 et de la PGD 2 afin d’apprécier la différence des 

temps de rétention des deux prostaglandines (Fig. 43). 

mAU 

*DAD1, 16.783 (89.7 mAU,Apx) Ref =16.543 & 17.017 of 09101501.D 

mAU 

PGD 2 

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL040610\09101501.D) 

17.935 

80 

70 

60 

PGD 3 

60 

50 

40 

20.182 

30 

50 

PGD 3 

20 

10 

40 

16.784 

0 

200 225 250 275 300 325 350 375 nm 

200 225 250 275 300 325 350 375 nm 

*DAD1, 17.937 (163 mAU,Apx) Ref =17.743 & 18.310 of 09101501.D 

mAU 

21.918 

30 

140 

120 

PGD 2 

20 

100 

80 

60 

10 

40 

20 

0 

16 

16 

18 

18 

min 

200 20 225 250 275 300 325 350 22 375 nm 

200 225 250 275 300 325 350 375 nm 

Figure 43: Séparation par HPLC de la PGD 2 et de la PGD 3 commerciales avec leurs spectres UV 

correspondants. L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à pH3 et l’éluant B de 

l’acétonitrile. Les prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée C18 (Water Xbridge). L’HPLC 

est couplée à un détecteur à barrette de diodes. 

Les deux prostaglandines se séparent correctement avec moins de 2min d’élution de 

différence entre elles deux. Leurs spectres UV sont identiques. 

117

Résultats 

Nous avons ensuite suivi le même protocole qu’avec la PGD 2 en incubant 1mM de 

PGD 3 pendant 72h à 37°C. Après acidification, extraction puis injection en HPLC, nous 

obtenons le chromatogramme suivant (Fig. 44) avec les spectres UV correspondants : 

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL070610\PGD372H.D) 

DAD1 A, Sig=205,4 Ref =360,100 (JL070610\PGD372H.D) 

mAU 

mAU 

700 

700 

18.994 

18.994 

PGJ 3 

600 

600 

500 

500 

400 

400 

300 300 

200 200 

PGD 3 15dPGD 3 

15dPGJ 3 

22.897 

100 100 

16.738 

16.738 

20.342 

20.342 

0 

0 

17 17 18 18 19 19 20 20 21 21 22 23 

17 18 19 20 21 22 23 min 

min 

*DAD1, 16.737 (211 mAU, - ) Ref =16.543 &*DAD1, 16.94318.997 of PGD372H.D (1338 mAU,Apx) Ref =18.657 & 23.323 *DAD1, of PGD372H.D 

20.343 (332 mAU,Apx) Ref =18.657 & 23.323 of PGD372H.D *DAD1, 22.897 (548 mAU,Apx) Ref =18.657 & 23.323 of PGD372H.D 

mAU 

mAU 

mAU 

mAU 

200 

PGD 3 

1200 

PGJ 3 

300 15dPGD 3 

500 15dPGJ 3 

175 

150 

1000 

250 

400 

125 

100 

800 

600 

200 

150 

300 

75 

50 

25 

400 

200 

100 

50 

200 

100 

0 

0 

0 

0 

200 225 250 275 300 325 200 350 225 375 nm 250 275 300 325 350 200 375 225 nm 250 275 300 325 350 375 nm 200 225 250 275 300 325 350 375 nm 

200 225 250 275 300 200 225 250 275 300 325 200 225 250 275 300 325 350 375 200 225 250 275 300 325 350 375 

Figure 44: Chromatogramme obtenu par HPLC montrant la formation de 15dPGJ 3 à partir de PGD 3 

commerciale avec les spectres UV correspondants. 1mM de PGD 3 a été incubé à 37°C pendant 24h dans 

200µL de tampon phosphate pH7,4. Après acidification à pH3, la solution a été extraite puis injectée en HPLC. 

L’éluant A est un mélange acétonitrile/eau (2:8 ; v/v) acidifié à pH3 et l’éluant B de l’acétonitrile. Les 

prostaglandines sont séparées sur une colonne de silice greffée C18 (Water Xbridge). L’HPLC est couplée à un 

détecteur à barrette de diodes. 

Par analogies avec les prostaglandines de la série 2 (temps d’élution et spectres UV), 

nos résultats suggèrent la formation de PGJ 3 , 15dPGD 3 et 15dPGJ 3 à partir de la PGD 3 

commerciale. 

118

Résultats 

La formation de la 15dPGJ 3 a été confirmée par analyse de la molécule en 

chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS). 

La PGD 3 a été dérivée sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime, triméthylsilyl 

éther. L’ion moléculaire de la PGD 3 ainsi dérivée est m/z 522. Les deux pics observés 

représentent les isomères O-méthyloxime syn et anti (Fig. 45) de la PGD 3 . 

A b u n d a n c e 

150 

140 


130 

Abundance 

120 

110 

1 1 0 0 

100 

(CH 3 ) 3 SiO 

S c a n 1 3 8 2 ( 2 0 . 2 2 8 m in ) : P G D 3 . D \ d a t a . m s ( - 1 3 7 3 ) ( - 1 4 0 1 ) ( - ) 

CH 3 ON 

I o n 5 2 2 . 0 0 ( 5 2 1 . 7 0 t o 5 2 2 . 7 0 ) : P G D 3 . D \ d a t a . m s 

2 0 . 7 7 0 

522 F F 

OSi(CH 3 ) 3 

COO CH 2 

F F 

F 

1 0 0 0 

9 0 0 

90 

80 

70 

60 

522 

5 2 2 . 0 

PGD 3 

8 0 0 

50 

40 

7 0 0 

30 

20 

6 0 0 

10 

5 0 0 

m / z - - > 

4 0 0 

m/z 

0 

512 514 516 518 520 522 524 526 528 530 532 534 536 538 540 

3 0 0 

2 0 0 

2 0 . 2 4 8 

Time 

T im e - - > 

1 0 0 

1 9 . 9 0 2 0 . 0 0 2 0 . 1 0 2 0 . 2 0 2 0 . 3 0 2 0 . 4 0 2 0 . 5 0 2 0 . 6 0 2 0 . 7 0 2 0 . 8 0 2 0 . 9 0 2 1 . 0 0 

Figure 45: Chromatogramme et spectre de masse de la PGD 3 obtenus en GC-MS après dérivation de la 

prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester, O-méthyloxime, triméthylsilyl éther. L’analyse est 

effectuée en mode d’ionisation chimique négative. 

119

Résultats 

La 15dPGJ 3 a été dérivée sous forme de pentafluorobenzyl ester. Son 

chromatogramme révèle un pic correspondant à l’ion moléculaire m/z 313 (Fig. 46). 


Abundance 

I o n 3 1 3 . 0 0 ( 3 1 2 . 7 0 t o 3 1 3 . 7 0 ) : 1 5 d P G J 3 S . D \ d a t a . m s 

1 5 0 0 0 

1 4 0 0 0 

1 3 0 0 0 

1 2 0 0 0 

1 1 0 0 0 

15dPGJ 3 


9000 

8000 

7000 

6000 

313 

S c a n 1 4 4 9 (2 6 .4 6 1 m in ): 1 5 d P G J 3 S .D \ d a ta .m s (-1 3 7 8 ) (-1 5 0 3 ) (-) 

3 1 3 .1 

313 F F 

COO CH 2 

F 

1 0 0 0 0 

9 0 0 0 

5000 

4000 

O 

F 

F 

8 0 0 0 

3000 

7 0 0 0 

2000 

6 0 0 0 

5 0 0 0 

4 0 0 0 

m/z 

1000 

1 8 0 .7 

2 6 5 .8 5 0 3 .3 

4 2 5 .2 5 7 2 .2 

3 7 9 .0 6 2 3 .1 

1 2 5 .8 7 1 8 .7 

0 

150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 

m / z --> 

Time 

T im e --> 

3 0 0 0 

2 0 0 0 

1 0 0 0 

0 

2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0 3 0 . 0 0 3 2 . 0 0 3 4 . 0 0 3 6 . 0 0 

Figure 46: Chromatogramme et spectre de masse de la 15dPGJ 3 obtenus en GC-MS après dérivation de la 

prostaglandine sous forme de pentafluorobenzyl ester. L’analyse est effectuée en mode d’ionisation chimique 

négative. 

120

Résultats 

II.3-2 Effets des prostaglandines de la série 3 sur la sécrétion 

d’adiponectine par les adipocytes 3T3-L1 

Comme nous l’avons fait pour le DHA, nous avons étudié si un métabolite oxygéné 

dérivé de l’EPA pouvait être responsable de l’effet observé de cet AGPI sur la sécrétion 

d’adiponectine. Nous avons donc incubé les cellules avec de la PGD 3 commerciale et de la 

15dPGJ 3 synthétisée par comparaison à la PGD 2 et à la 15dPGJ 2 . 

II.3-2.a) Comparaison des effets de la PGD 3 et de la PGD 2 . 

Nous avons incubé les cellules 3T3-L1 avec 1µM de PGD 2 ou de PGD 3 commerciale 

pendant 2h et 4h. La sécrétion d’adiponectine a été mesurée par EIA (Fig. 47). 

Figure 47: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 1µM de PGD 2 ou PGD 3 pendant 

2h et 4h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats sont exprimés 

en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle pour *P

Résultats 

II.3-2.b) Comparaison des effets de la 15dPGJ 3 et de la 15dPGJ 2 

Comme nous l’avons fait pour la PGD 2 et la PGD 3 , nous avons incubé les cellules 

avec 100nM de 15dPGJ 2 commerciale ou 100nM de 15dPGJ 3 synthétisée à partir de PGD 3 

commerciale. L’adiponectine a été mesurée dans le milieu par kit EIA (Fig. 48). 

Figure 48: Sécrétion d’adiponectine par les cellules 3T3-L1 incubées avec 100nM de 15dPGJ 2 ou de 

15dPGJ 3 pendant 2h. L’adiponectine est mesurée dans le milieu de culture à l’aide d’un kit EIA. Les résultats 

sont exprimés en % du contrôle ± sem (n=4). Les valeurs sont significativement différentes du groupe contrôle 

pour *P

Résultats 

II.4 Discussion – Conclusion 

Nous montrons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après un 

enrichissement des cellules 3T3-L1 par du DHA ou de l’EPA. Cependant, l’augmentation est 

plus importante après incubation des cellules avec l’EPA comparativement au DHA (ex : 

+115%, +108% et +119% après 4h d’incubation des cellules avec, respectivement, 1µM, 

10µM et 100µM d’EPA ; +40% et +20% après 4h d’incubation des cellules avec 10µM et 

100µM de DHA). En parallèle, nous observons une accumulation du DHA et de l’EPA dans 

les phospholipides cellulaires, accumulation qui est dépendante du temps et de la 

concentration en acide gras. L’effet des AGPI n-3 sur la sécrétion d’adiponectine par les 

adipocytes 3T3-L1 en culture est donc compatible avec celui que nous avons observé in vivo 

chez les souris nourries avec une alimentation enrichie en DHA ou en EPA. Le fait que l’EPA 

soit un inducteur plus puissant de l’adiponectine que le DHA dans les adipocytes 3T3-L1 est 

en accord avec l’étude de Tishinsky et al (2010) réalisée sur des adipocytes humains en 

culture. L’étude de Itoh et al (2007) montre que l’incubation de cellules 3T3-L1 avec de 

fortes concentrations d’EPA (200µM) n’a pas d’effet sur la sécrétion d’adiponectine. Il est 

possible que les doses utilisées soient trop importantes et qu’elles aient un effet toxique sur la 

sécrétion d’adiponectine. En effet, il a été démontré que des concentrations trop élevées 

d’acides gras polyinsaturés peuvent entraîner un stress oxydant dans les adipocytes en culture 

(Furukawa et al, 2004) qui est associé à un déréglement de la sécrétion d’adiponectine 

(Soares et al, 2005). Des études réalisées au laboratoire montrent également que les AGPI n-3 

ont un effet anti-oxydant ou pro-oxydant en fonction des concentrations (Croset et al 1990, 

Véricel et al 1999, Guillot et al 2009). Par conséquent, l’exposition des cellules à de fortes 

concentrations d’acides gras pourrait perturber le fonctionnement normal des adipocytes 

entraînant ainsi l’incapacité des AGPI n-3 à stimuler la sécrétion d’adiponectine. 

Comme nous l’avons vu précédemment dans la première discussion, différents 

mécanismes cellulaires et moléculaires ont été proposés pour expliquer les effets bénéfiques 

des AGPI n-3 sur la santé dont la modification de la structure des membranes, de la 

transduction de signaux, la régulation de l’expression génique et la conversion en 

eicosanoïdes anti-inflammatoires. Nous nous somme plus particulièrement intéressés à ce 

dernier point. Nous montrons que de nouveaux métabolites oxygénés issus du DHA et de 

l’EPA induisent une modification du profil de cytokines sécrétées. 

123

Résultats 

Concernant le DHA, nos résultats suggèrent que la PDX pourrait être en partie 

responsable de l’effet observé avec le DHA sur la sécrétion d’adiponectine. La PDX, isomère 

de la protectine D1, a été découverte très récemment au laboratoire (Chen et al, 2009 ; 2010) ; 

elle possède un triène conjugué E,Z,E. Une étude récente de l’équipe montre que la géométrie 

d’un triène conjugué est importante pour une activité biologique. En effet, seules les 

molécules avec une géométrie E,Z,E au niveau du triène conjugué, comme la PDX, inhibent 

l’agrégation plaquettaire alors que toutes les molécules testées avec un triène ayant une 

géométrie E,E,Z ou tout trans (E,E,E) sont inactives (Chen et al, 2010). Nous montrons que le 

LTB 4 (Z,E,E) et le 5(S),12(S)-diHETE (E,E,E) qui possèdent un triène conjugué ayant une 

géométrie différente de celle de la PDX, n’ont pas d’effet sur la sécrétion d’adiponectine. 

Cependant, le 8(S),15(S)-diHETE (E,Z,E), dont la géométrie de triène est identique à celle de 

la PDX mais dont la position du triène est différente, est inactif. 

Concernant l’EPA, nous avons fait l’hypothèse que la PGD 3 , issue de l’EPA, pourrait 

être métabolisée en 15dPGJ 3, comme cela avait été montré pour la 15dPGJ 2 issue de la PGD 2 

(Fitzpatrick & Wynalda, 1983 ; Kikawa et al, 1984 ; Shibata et al, 2002). Nous avons 

identifié et caractérisé, par chromatographie liquide à haute performance et par 

chromatographie gazeuse associée à la spectrométrie de masse, la 15dPGJ 3 après incubation 

de PGD 3 . La 15dPGJ 3 est donc produite par conversion non enzymatique de la PGD 3 . Nous 

détectons trois produits formés à partir de PGD 3 correspondant à la PGJ 3 , à la 15dPGD 3 et à la 

15dPGJ 3 , comme cela avait été décrit pour les métabolites formés à partir de la PGD 2 (Shibata 

et al, 2002). La fonction cétone de la PGD 3 , présent sur le carbone 11, faciliterait la - 

élimination du groupe hydroxyle du carbone 9 formant ainsi la PGJ 3 . Un proton présent au 

niveau du carbone 12, qui est simultanément allylique et en du carbonyle 11, faciliterait 

l’isomérisation de l’énone -insaturée en énone -insaturée plus stable, suivie d’une 

déshydratation formant ainsi la 15dPGD 3 . Par analogie à ce qui a été montré à partir de la 

PGD 2 , la 15dPGJ 3 serait directement formée à partir de la PGJ 3 , la formation d’une cétone 

-insaturée dans le cycle cyclopenténone facilitant la 12 -isomérisation suivie d’une 

déshydratation de l’hydroxyle présent sur le carbone 15. Nos résultats sont également en 

faveur de cette voie de synthèse étant donné que la quantité de 15dPGD 2 formée ne varie plus 

à partir de 48h d’incubation alors que celle de 15dPGJ 2 augmente au cours du temps en 

parallèle à la diminution de PGJ 2 . 

Nous montrons une augmentation de la sécrétion d’adiponectine après incubation des 

cellules avec de la 15dPGJ 3 . A la différence de la 15dPGJ 3 , la 15dPJ 2 , décrite comme une 

124

Résultats 

molécule possédant des propriétés anti-inflammatoires (Strauss & Glass, 2001 ; Mendez & 

LaPointe, 2003 ; Garg & Chan, 2004), n’a pas d’effet significatif sur la sécrétion 

d’adiponectine. Nous observons également une augmentation de la sécrétion d’adiponectine 

après incubation des cellules avec de la PGD 3 . Une partie de cet effet pourrait être dû à la 

formation de 15dPGJ 3 dans le milieu d’incubation des cellules. 

Nos résultats suggèrent donc que les prostaglandines issues de l’EPA pourraient être 

responsables, en partie, de l’effet observé de l’EPA sur la sécrétion d’adiponectine. 

125

Conclusion générales & Perspectives 

Conclusion générale & 

Perspectives 

L’ensemble de nos travaux supporte un rôle bénéfique des AGPI n-3, l’EPA et le 

DHA, in vivo chez la souris à travers une alimentation enrichie en AGPI n-3, notamment sur 

la sécrétion de cytokines, mais également in vitro dans des adipocytes 3T3-L1. 

Dans notre étude in vivo chez la souris, les objectifs principaux étaient de déterminer 

les cinétiques d’incorporation du DHA dans les phospholipides des différents tissus et les 

effets d’une supplémentation en DHA sur les sécrétions d’adiponectine et de leptine 

plasmatiques, deux adipokines plasmatiques connues pour participer à la régulation de la 

sensibilité à l’insuline. Nous montrons un rôle du DHA dans la diminution de la masse 

corporelle associée à une amélioration du profil d’adipokines secrétées. Nos résultats 

montrent que le DHA exerce des effets bénéfiques sur la production d’adipokines dès le 4 ème 

jour de régime enrichi en DHA. Cette étude confirme qu’une alimentation enrichie en DHA 

peut avoir des effets bénéfiques dans la prévention ou le traitement de maladies 

cardiovasculaires et des maladies associées à l’obésité en apportant des données nouvelles 

importantes sur les cinétiques d’enrichissement du DHA. Nous montrons en effet que 

l’incorporation du DHA dans les phospholipides membranaires des différents tissus analysés 

se fait très rapidement, seulement 4 jours après le début du régime. Nos résultats montrent 

donc que l’enrichissement du DHA et ses effets bénéfiques sont rapides, puisqu’ils sont 

observés dès le 4 ème jour de régime, et de longue durée puisqu’ils sont toujours observés 16 

jours après l’arrêt de la supplémentation en DHA. Nous montrons également une 

augmentation de la sécrétion d’adiponectine chez des souris ayant été nourries pendant 4 jours 

126


avec une alimentation enrichie en EPA. Ces résultats expliqueraient, en partie, les effets antidiabétiques 

décrits pour les AGPI n-3. 

Les résultats de nos études sur les adipocytes 3T3-L1 en culture sont en accord avec 

ceux trouvés in vivo chez la souris. Nous montrons en effet une augmentation de la sécrétion 

d’adiponectine après enrichissement des cellules en DHA ou en EPA. Il est à noter que, dans 

les conditions d’incubation réalisées, l’effet observé est plus marqué avec l’EPA. En parallèle, 

nous observons une accumulation, dépendante du temps, du DHA et de l’EPA dans les 

phospholipides cellulaires. Nos résultats révèlent que des métabolites oxygénés dérivés du 

DHA et de l’EPA pourraient être responsables, en partie, des effets observés des deux acides 

gras sur la sécrétion d’adiponectine. D’une part, nous montrons que la PDX, un métabolite 

oxygéné du DHA et isomère de la protectine D1, augmente significativement la sécrétion 

d’adiponectine. La géométrie E/Z/E des doubles liaisons du triène conjugué est requise pour 

observer cet effet et la position de ce triène dans la chaîne carbonée serait importante. D’autre 

part, nous avons identifié la 15dPGJ 3 synthétisée à partir de PGD 3, et toutes deux pourraient 

être aussi, en partie, responsables de l’effet observé avec l’EPA. 

127


Figure 49 : Schéma de conclusion générale du travail de recherche. 

128


Nos études apportent donc des données nouvelles dans le domaine de la nutrition et du 

métabolisme des AGPI n-3 et permettent de préciser le mécanisme d’action de ces lipides 

d’intérêt nutritionnel. De nombreuses perspectives de recherche peuvent être envisagées suite 

à ce travail. Notamment, in vivo, la formation putative de métabolites oxygénés dérivés de 

l’EPA ou du DHA pourrait être recherchée dans les différents tissus analysés ainsi que le 

plasma suite à un régime alimentaire enrichi en AGPI n-3 comparativement à des groupes 

contrôles. La recherche de la présence de ces métabolites est également en cours dans les 

adipocytes 3T3-L1 et des résultats préliminaires suggèrent une production de PGD 3 et de 

15dPGJ 3 après incubation des adipocytes 3T3-L1 avec l’EPA. Concernant la PDX, il est 

intéressant de noter que des résultats non publiés de l’unité montrent que les adipocytes 3T3- 

L1 possèdent l’activité 15-lipoxygénase. De plus, les relations moléculaires entre les 

métabolites oxygénés et l’adiponectine pourraient être approfondies, notamment via 

l’intervention de PPARγ. La 15dPGJ 2 , molécule ayant des propriétés anti-inflammatoires, a 

été décrite comme un ligand endogène de PPARγ (Forman et al, 1995 ; Soares et al, 2005). 

PPARγ régule l’expression de gènes impliqués dans la sensibilité à l’insuline et 

l’adipogénèse. Des études récentes proposent aussi un rôle de PPARγ en tant que médiateur 

anti-inflammatoire (Neschen et al, 2006). Des résultats d’une autre équipe de notre unité 

montrent que l’EPA est le seul AGPI n-3 capable d’activer l’expression de PPARγ1 dans le 

tissu adipeux humain (Chambrier et al, 2002). De plus, PPARγ est exprimé abondamment 

dans le tissu adipeux et son activation est associée à la stimulation de l’expression et de la 

sécrétion de l’adiponectine (Maeda et al, 2001). Plusieurs perspectives s’ouvrent dans cette 

direction. Dans un premier temps, les effets notamment de la 15dPGJ 3 sur l’expression de 

PPARγ pourraient être analysés dans les cellules en comparaison avec ceux de la 15dPGJ 2 . 

Des résultats préliminaires suggèrent une augmentation de l’expression de PPARγ après 

incubation des cellules avec de la 15dPGJ 3 . De plus, l’utilisation d’un antagoniste irréversible 

de PPARγ, en combinaison avec les différents métabolites oxygénés, puis l’analyse de la 

sécrétion d’adiponectine, nous permettraient de préciser davantage le mécanisme d’action. 

D’autre part, il avait été montré que la 15dPGJ 2 induit l’expression des gènes de la 

différenciation adipocytaire (Forman et al, 1995 ; Kliewer et al, 1995). Il serait donc 

intéressant d’étudier la capacité de la 15dPGJ 3 à induire la différenciation des cellules. 

129

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