Silica-Matrix - Bordeaux

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Die Milbengruppe
Von links nach rechts Michael Heethoff, Michael Laumann (Doktorand), Sebastian Schmelzle (Diplomand), Uwe Kurz (Diplomand), Paavo Bergmann (Doktorand).
Michael Heethoff geboren 1973 in Wiesbaden. Studium der Biologie an der TU Darmstadt. Promotion 2003 bei Prof. Dr. Scheu, Abteilung für Tierökologie. 2000–2001 Stipendiat der Landesgraduiertenförderung
des Landes Hessen. Von 2002–2004 Mitglied und studentischer Sprecher des biologisch-physikalischen Graduiertenkollegs 340. Seit 2004 als wissenschaftlicher Assistent an
der Universität Tübingen, Abteilung für Evolutionsbiologie der Invertebraten (Prof. Dr. Betz). Mehrere Forschungsaufenthalte an der European Synchrotron Radiation Facility (ESRF) in Grenoble.
Seine Forschungsschwerpunkte: Evolutionsbiologie, Entwicklungsbiologie und Funktionsmorphologie von Hornmilben.
müssen nicht präpariert werden, die Methode
ist also nicht invasiv. Folglich kann
die Lage und Struktur der allermeisten Organe
und Gewebe in ihrer natürlichen
Orientierung im Organismus untersucht
und 3-dimensional visualisiert werden.
Einblicke ins Innere
Die so gewonnenen Daten lassen sich
nun bezüglich spezifischer Gewebe
(z.B. Muskelsystem, Nervensystem, Verdauungssystem,
Reproduktionsapparat;
Abb. 3) segmentieren und darstellen.
Besonders für funktionsmorphologische
Untersuchungen ist dies hilfreich, da Muskelgruppen
in ihrer natürlichen Lage, inklusive
ihrer Arbeitswinkel, vermessen
werden können. Aber auch entwicklungsbiologisch
lassen sich wertvolle Informationen
gewinnen – der Entwicklungszustand
der Eier und Embryonen kann im Tier in
verschiedenen Stadien der Reifung beobachtet
werden – dies war bislang mit histologischen
Techniken unmöglich. Auch die
großen Kerne der Keimbahnzellen lassen
sich erkennen und deren Teilungsvorgänge
somit prinzipiell im Reproduktionssystem
verorten.
> heethoff@gmx.de
Literatur
[1] Maraun, M., Heethoff, M., Schneider, K., Scheu, S., Weigmann,
G., Cianciolo, J., Thomas, R. H., Norton, R. A.
(2004). Molecular phylogeny of oribatid mites (Oribatida,
Acari): evidence for multiple radiations of parthenogenetic
lineages Exp. Appl. Acarol. 33: 183-201.
[2] Laumann, M., Norton, R. A.,Weigmann, G., Scheu, S.,
Maraun, M., Heethoff, M. (2007). Speciation in the parthenogenetic
oribatid mite genus Tectocepheus (Acari,
Oribatida) as indicated by molecular phylogeny, Pedobiologia
51: 111-122.
[3] Heethoff, M., Domes, K., Laumann, M., Maraun, M., Norton,
R. A., Scheu, S. (2007). High genetic divergences
indicate ancient separation of parthenogenetic lineages
of the oribatid mite Platynothrus peltifer (Acari, Oribatida).
J. Evol. Biol. 20: 392-402.
[4] Heethoff, M., Laumann, M., Bergmann, P. (2007) Adding
to the reproductive biology of the parthenogenetic
oribatid mite Archegozetes longisetosus (Acari, Oribatida,
Trhypochthoniidae). Turk. J. Zool. 31: 151-159.
[5] Betz, O., Wegst, U., Weide, D., Heethoff, M., Helfen, L.,
Lee, W.-K., Cloetens, P. (2007). Imaging applications of
synchrotron x-ray micro-tomography in biological morphology
and biomaterial science. I. General aspects of the
technique and its advantages in the analysis of arthropod
structure. J. Microsc. 22: 51-71.
[6] Heethoff, M., Helfen, L., Cloetens, P. (2008). Non-invasive
3D-visualization of the internal organization of microarthropods
using synchrotron X-ray-tomography
with sub-micron resolution. JOVE 15: doi:10.3791/737
[7] Heethoff, M., Cloetens, P. (2008). A Comparison of Synchrotron
X-ray Phase Contrast Tomography and Holotomography
for Non-Invasive Investigations of the Internal
Anatomy of Mites. Soil Organisms: in press.
Das besondere Methoden-Paper
Verbessertes Northern-Blot-Protokoll
erhöht die Sensitivität für kleine RNA
In Ausgabe 3 von Nature Protocols stellen Pall und Hamilton [1] eine neue Variante
der RNA-Hybridisierung (Northern Blot) vor, die besonders bei der Untersuchung
kleiner RNA-Moleküle ein entscheidendes Plus an Sensitivität bringt.
Bei der herkömmlichen Northern-Blot-Methode wird RNA nach der Elektrophorese
auf eine Nylon-Membran übertragen und durch UV-Licht fest mit der
Membranoberfläche verbunden. Die feste Verbindung zwischen RNA und Membran
ist nötig, um 1. die RNA vor Abbau zu schützen und 2. die RNA für die
Hybridisierung mit markierten Sonden zugänglich zu machen. In der neu vorgestellten
Variante erfolgt die Vernetzung von RNA und Transfermembran nicht
mehr per UV-Licht, sondern rein chemisch mit EDC als Crosslinker. EDC
(1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)-carbodiimid) wird schon seit längerem
in Kopplungs- oder Konjugationsreaktionen eingesetzt [siehe
z. B. 2,3]. Die Autoren zeigen eindrucksvoll den Vorzug der EDCvermittelten
RNA-Bindung an Nylon-Transfermembrane:
Besonders kürzere RNA-Moleküle werden bis zu 50-fach
effizienter gebunden als mit UV-Licht. Ein bedeutender
Vorteil bei der Analyse von RNA mit regulatorischen
Funktionen wie miRNA und siRNA, denn solche regulatorischen
RNA-Moleküle sind in der Regel kleiner als
30 Nukleotide.
Übrigens: EDC hat bei AppliChem die Kat.-Nr. A1438, die
geeignete Pure Nylon Neutral Transfermembran (mit 0,45
µm Porengröße) hat Kat.-Nr. A5248. Alle weiteren Puffer und
Reagenzien (mit Ausnahme der Radioisotope) gibt’s ebenfalls
im dicken AppliChem General Catalog 2008/09.
[1] Pall, GS und Hamilton, AJ (2008) Nature Protocols 3, 1077-1084
[2] Thomas, JO et al. (1978) J. Mol. Biol. 123, 149-161
[3] Previero, A et al. (1973) FEBS Lett. 33, 135-138
> MM
Abb. 3 Beispiele von segmentierten 3D-Rekonstruktionen aus
Synchrotron-Röntgen-Tomographie-Daten
Sequenzanalyse
Raman-Spektroskopie an RNA-Einzelsträngen
Die herkömmlichen Techniken zur DNA-Sequenzierung
verwenden große Mengen an
DNA und sind nicht in der Lage, die Basenzusammensetzung
eines Stranges direkt auszulesen.
Es besteht deshalb großes Interesse, Methoden
zu entwickeln, mit deren Hilfe sich die
Informationen über die verschiedenen Basenpaare
auslesen lassen, ohne dass dazu eine
Markierung von RNA oder DNA erforderlich
ist. Arbeiten dazu wurden bisher publiziert,
wie das Ziehen von DNA-Einzelsträngen durch
Nanoporen, das Detektieren der elektrischen
Eigenschaften und die Herleitung der Sequenz
sowie Versuche zur rastertunnelmikroskopischen
Sequenzierung von DNA. Das Problem
beim letztgenannten Verfahren ist der niedrige
Kontrast, der gewöhnlich einen statistischen
Ansatz zur Evaluierung der Daten erfordert.
Elena Bailo und Volker Deckert konnten
nun zeigen, dass beim Einsatz von nahfeldoptischen
Techniken in Kombination mit Schwingungsspektroskopie
eine direkte Identifizierung
der Basen mit hohem Kontrast an isolierten
RNA-Einzelsträngen möglich ist (Angew. Chem.
2008, 120, 1-6). Sie verwendeten dazu die spitzenverstärkte
Raman-Streuung (tip-enhanced
Raman scattering, TERS), die sich mit wenigen
Sekunden Aufnahmezeit als eine schnelle und
hochempfindliche Methode mit einer lateralen
Auflösung bis hin zu einigen Nucleobasen erweist.
Spektren, die mithilfe von TERS von
einem RNA-Einzelstrang aus einem Cytosin-
Homopolymer (poly(C)) erhalten wurden,
konnten in einer Auflösung von wenigen Nuc-
leobasen gemessen werden. Die Resultate demonstrieren,
welches Potenzial dieses Prinzip
für die Identifizierung der Zusammensetzung
und die Sequenzierung polymerer Biomakromoleküle
(DNA, RNA, Peptide) haben könnte.
Die vorliegenden TERS-Experimente sind bezüglich
ihrer Empfindlichkeit sehr zufrieden
stellend. Das ermittelte Signal-/Rausch-Verhältnis
von ca. 200 stammt von 30–60 Basen unterhalb
der TERS-Spitze. Unter der Annahme, dass
eine homogene Signalverstärkung von jeder
einzelnen Nucleobase mit einem Signal-/
Rausch-Verhältnis von 3–7 zum Spektrum beiträgt,
sollte jede einzelne Base unterscheidbar
sein. > GS
A Versuchsanordnung für das TERS-
Experiment eines RNA-Einzelstranges.
B Detailansicht in Größe des Laserfokus
c Detailansicht bei Vergrößerung bis auf die
Größe der Spitze
B
200 nm
5 nm
c
RNA
Raman-
Signal
AFM-Spitze
A
Laser-
Anregung