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S A = Konz A [mg/l]
VF A [mg/]
mit: KonzA = Konzentration des Anthocyans in der Anthocyan-Stammlösung;
VFA = Verdünnungsfaktor der Anthocyan-Stammlösung
Der Wert der Farbaktivität FAA einer Substanz (CAV =
colour activity value) ist wie folgt definiert:
FAA = KonzS [mg/l]
SA [mg/]
mit: Konz S = Konzentration des Anthocyans im Saft
Somit kann eine Gewichtung der untersuchten Verbindungen
einer Lösung anhand der Größe des jeweiligen
Farbwertes erfolgen. In Bezug auf den Gesamtfarbeindruck
wird mit folgender Formel der prozentuale Farbbeitrag F A
eines Anthocyans im Saft ermittelt:
F A = FA A × 100
VF S
mit: VF S = Verdünnungsfaktor des Saftes
2.6. Semisynthese von 5-Carboxypyranoanthocyanen
Zur Synthese des Vitisin-Derivates 5-Carboxypyranocyanidin-3-(2
G -glucosylrutinosid) wird das Anthocyan Cyanidin-3-(2
G -glucosylrutinosid) mit einem 10-fachen molaren
Überschuss an Natrium-Pyruvat in McIllvaine-Puffer (pH
3,2) gelöst. Die Reaktionslösung wird mit Argon begast,
verschlossen und bei einer Raumtemperatur von 45 °C über
mehrere Wochen gelagert. Die Reaktionslösung wurde mittels
HPLC-DAD und HPLC-ESI-MS n untersucht.
2.7 Enzymatische Bestimmung des Pyruvatgehaltes in
Fruchtsäften
Hierbei handelt es sich um eine enzymatische Methode,
bei der als Enzym L-Lactatdehydrogenase (L-LDH) eingesetzt
wird, welches das in der Probe vorhandene Pyruvat
mit Hilfe von NADH + zu L-Lactat umsetzt. Die Abnahme
von NADH wird photometrisch bei einer Wellenlänge von
340 nm mittels eines Spektralphotometers (Shimadzu UV-
2101PC) gemessen (Boehringer, 1984). Abweichend von
der Literatur werden die Saftproben vor der Messung mittels
Amberlite ® XAD-7 wie folgt aufgearbeitet: 30 ml der
Saftprobe wird mehrfach (3- bis 5-mal) für 1 h unter Rühren
mit Amberlite ® XAD-7 Adsorptionsmaterial entfärbt.
2 ml des klaren und farblosen Filtrates werden für die enzymatische
Bestimmung eingesetzt. Um den Einfluss des Adsorptionsmaterials
auf die Bestimmung des Pyruvatgehaltes
in der Probe zu testen, wurden Wiederfindungsversuche
durchgeführt.
2.8 Isolierung von polymeren Pigmenten mittels High-
Speed Countercurrent Chromatography (HSCCC)
Von den eingesetzten Sauerkirschsäften wurden mittels Ad-
sorptionchromatographie an Amberlite XAD 7 anthocyanangereicherte
XAD-7 Extrakte hergestellt (Hillebrand,
2004). Zur Trennung mittels HSCCC werden Mengen von
1 bis 2 g der XAD-7 Extrakte eingesetzt. Die Fraktionierung
wurde durchgeführt unter Verwendung einer High
Speed model CCC-1000 Anlage der Fa. Pharma Tech Research
Corporation (Baltimore, Maryland, USA) mit einem
Gesamtvolumen von 850 ml, einer Jasco Biotronik-HPLC-
Pump-BT, einem Pharmacia LKB Super Frac fraction collector
und einem Knauer UV-Vis Detector. Als Fließmittelsystem
wurde ein Gemisch bestehend aus Butanol/tert-Butylmethylether/Acetonitril/Wasser
1/3/1/5 (v:v:v:v) + 0,1 %
Trifluoressigsäure verwendet. Es wurde bei einer Flussrate
von 3,0 ml/min gearbeitet. Die Detektion erfolgte bei einer
Wellenlänge von 520 nm. Gearbeitet wurde im „head to
tail“ Modus (leichte Phase als stationäre Phase). Nach erfolgter
Fraktionierung wurde anhand des aufgenommenen
CCC-Chromatogrammes die 1. Fraktion (Durchbruchfraktion)
der HSCC-Trennung abgetrennt und gefriergetrocknet.
Diese Fraktion enthält die polymeren Pigmente in ihrer
Gesamtheit. Die Auswaage dieser Fraktion und der Bezug
zur eingesetzten Gesamtmenge an XAD-7-Extrakt ermöglicht
die Berechnung des prozentualen Polymeranteils in einer
Saftprobe. Die so erhaltene Polymerfraktion wird des
Weiteren zur Bestimmung des Schwellenwertes eingesetzt.
2.9 Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy (NMR)
1 H-Spektren wurden mit einem Bruker AMX 300 Spektrometer
(Bruker Biospin, Rheinstetten) bei 300.13 MHz
aufgenommen. Die Proben wurden in einem deuterierten
Lösungsmittelgemisch bestehend aus Methanol-d 4 /TFA-d 1
(19:1, v/v) gelöst. Die Kalibrierung der Spektren erfolgte
über das Signal des Lösungsmittels (CD 3 OD) bei δ H 3,31
ppm. Die Messtemperatur betrug 298 Kelvin.
2.9.1 Cyanidin-3-(2 G -glucosylrutinosid) 2
1 H-NMR: δ = 1.15 (3H, d, J = 6.0 Hz, H6‘‘‘), 2.94 (1H,
ddd, J = 9.0 Hz, H5‘‘‘‘), 3.18 (1H, dd, J = 7.5, 9.0 Hz,
H2‘‘‘‘), 3.22-3.37 (4H, m, H3‘‘‘‘, H4‘‘‘‘, H6‘‘‘‘a, H6‘‘‘‘b),
3.50 (1H, dd, J = 9.0, 9.5 Hz, H4‘‘‘), 3.53 (1H, dd, J = 9.0,
9.5 Hz, H4‘‘), 3.55 (1H, dq, J = 9.0, 6.0 Hz, H5‘‘‘), 3.58
(1H, dd, J = 9.0, 9.5 Hz, H3‘‘), 3.61 (1H, dd, J = 3.5, 9.5
Hz, H3‘‘‘), 3.62 (1H, dd, J = 7.5, 9.5 Hz, H2‘‘), 3.67-3.75
(1H, m, H5‘‘), 3.71 (1H, d, J = 12.0 Hz, H6‘‘a), 3.77 (1H,
dd, J = 1.5, 3.5 Hz, H2‘‘‘), 4.05 (1H, dd, J = 12.0, 1.0 Hz,
H6‘‘b), 4.65 (1H, d, J = 1.5 Hz, H1‘‘‘), 4.76 (1H, d, J = 7.5
Hz, H1‘‘‘‘), 5.43 (1H, d, J = 7.5 Hz, H1‘‘), 6.68 (1H, d, J =
2.0 Hz, H6), 6.89 (1H, d, J = 2.0 Hz, H8), 7.06 (1H, d, J =
9.0 Hz, H5‘), 8.02 (1H, d, J = 2.5 Hz, H2‘), 8.19 (1H, dd, J
= 2.5, 9.0 Hz, H6‘), 8.91 (1H, s, H4).
2.9.2 5-Carboxypyranocyanidin-3-(2 G -glucosylrutinosid)
2a
1 H-NMR: δ = 1.06 (3H, d, J = 6.0 Hz, H6‘‘‘), 3.15 (1H, ddd,
J = 9.0 Hz, H5‘‘‘‘), 3.22 (1H, dd, J = 7.5, 9.5 Hz, H2‘‘‘‘),
122 ı Originalarbeiten Deutsche Lebensmittel-Rundschau ı 104. Jahrgang, Heft 3, 2008