Inaugural-Dissertation Dirk Röseling 2001

SYNTHESE VON NEO-GLYCOSYLAMINOSÄUREBAUSTEINEN
ZUM KOMBINATORISCHEN AUFBAU
EINER HETEROMORPHEN GLYCOPEPTIDBIBLIOTHEK
Inaugural-Dissertation
zur
Erlangung des Doktorgrades
der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät
der Universität zu Köln
vorgelegt von
Dirk Röseling
aus Weilerswist
2001

Berichterstatter: Professor Dr. T. Ziegler
Tag der mündlichen Prüfung: 16.11.2001
Professor Dr. A. Griesbeck

Meinen lieben Eltern
in großer Dankbarkeit gewidmet.

Mein herzlicher Dank gilt:
Herrn Prof. Dr. T. Ziegler für die Überlassung des Themas und die hervorragende Betreuung
und Förderung dieser Arbeit durch zahlreiche Anregungen und Diskussionen.
Herrn Prof. Dr. A. Griesbeck für seine Tätigkeit als Mitberichter.
Frau I. Hoven, Herrn Dr. H. Schmickler (Universität zu Köln) für die Aufnahme zahlreicher
NMR-Spektren.
Frau Dr. R. Fuchs und Dr. M. Schäfer (Universität zu Köln) für die Anfertigung der Massen-
spektren.
Herrn C. Schmitz (Universität zu Köln) für die Durchführung der Elementaranalysen.
Herrn Dr. G. Lemanski für die gute Zusammenarbeit und seine stete Diskussionsbereitschaft.
Herrn Dipl.-Chem. J. Huerttlen, Herrn Dr. C. Jurisch und Herrn Dipl.-Chem. U. Zettl für die
ausgezeichnete Zusammenarbeit und das freundliche Arbeitsklima auch über die Grenzen des
Labors hinaus.
Allen Mitarbeitern und Kollegen am Institut für Organische Chemie der Universität zu Köln
für die gute Zusammenarbeit.
Der Deutschen Forschungsgesellschaft für die finanzielle Unterstützung.

INHALTSVERZEICHNIS
1 Bezifferung der Verbindungen...................................................... 9
2 Abkürzungen ................................................................................ 18
3 Einleitung und Aufgabenstellung................................................ 21
4 Allgemeiner Teil ........................................................................... 23
4.1 Vorkommen von funktionalisierten Oligosacchariden..................................... 23
4.1.1 Glycokonjugate................................................................................................. 23
4.1.2 Lectine und Selectine........................................................................................ 26
4.2 Synthesekonzept für neo-Glycopeptide............................................................ 29
4.2.1 Allgemeiner Aufbau der neo-Glycopeptidbausteine........................................ 30
4.2.1.1 Aufbau des Zuckeranteils ................................................................................. 30
4.2.1.2 Aufbau des Spacermoleküls ............................................................................. 31
4.2.1.3 Verwendete Aminosäuren ................................................................................ 32
4.2.2 Glycosylierungsmethoden ................................................................................ 33
4.3 Darstellung der neo-Glycopeptidbausteine ...................................................... 37
4.3.1 Auswahl der Glycosylierungsmethode............................................................. 37
4.3.2 Auswahl der Peptidknüpfungsreaktion............................................................. 40
4.3.3 Darstellung von neo-Glucopeptidbausteinen.................................................... 44
4.3.4 Darstellung von neo-Galactopeptidbausteinen................................................. 44
4.3.5 Darstellung von neo-Mannopeptidbausteinen.................................................. 46
4.4 Darstellung von neo-Di- und neo-Triglycopeptiden ........................................ 47
4.4.1 Synthese eines neo-Diglycopeptids.................................................................. 47
4.4.2 Synthese eines neo-Triglycopeptides ............................................................... 55
5

4.5 Erweiterung des Synthesekonzeptes für Monoglycopeptidbausteine .............. 56
4.5.1 Synthese von neo-N-Acetyl-glucosaminopeptidbausteinen............................. 56
4.5.2 Synthese von neo-C-Glycopeptidbausteinen.................................................... 59
4.5.3 Synthese eines neo-1-Amino-1-desoxy-cellobiosylpeptides............................ 61
4.6 Konformelle Nährungsrechnungen mit MacroModell 6.5 ............................... 62
4.6.1 Allgemeines...................................................................................................... 62
4.6.2 Verwendete Parameter...................................................................................... 62
4.6.3 Berechnete neo-Glycopeptidstrukturen ............................................................ 63
4.6.4 Praktische Umsetzung der p-Aminophenol-Spacervariation ........................... 67
4.7 Anwendungsbereich Dendrimere ..................................................................... 69
4.7.1 Allgemeines...................................................................................................... 69
4.7.2 Synthese einer Dendrimervorstufe ................................................................... 69
4.8 Kombinatorische Festphasensynthesen ............................................................ 71
4.8.1 Allgemeines...................................................................................................... 71
4.8.2 Synthesemethoden der kombinatorischen Chemie........................................... 72
4.8.3 Synthesetechniken an fester Phase ................................................................... 74
4.8.3.1 Synthese von Einzelverbindungen.................................................................... 74
4.8.3.2 Pre-Mix Technik............................................................................................... 75
4.8.3.3 Split and Combine Technik .............................................................................. 75
4.8.3.4 Andere Synthesetechniken an fester Phase ...................................................... 77
4.8.4 Planung einer Festphasenbibliothek ................................................................. 77
4.8.5 Evaluierung einer Festphasenbibliothek........................................................... 78
4.8.5.1 Assays mit trägergebundenen Bibliotheken ..................................................... 78
4.8.5.2 Kodierung einer Substanzbibliothek ................................................................ 79
4.8.5.3 Assays mit Bibliotheken in Lösung.................................................................. 80
4.8.6 Übertragung des Synthesekonzeptes für neo-Glycopeptide auf die feste
Phase................................................................................................................. 81
4.8.7 Synthese einer kombinatorischen neo-Glycopeptidbibliothek......................... 92
4.8.7.1 Allgemeine Voraussetzungen........................................................................... 92
4.8.7.2 Verlaufsplan der Synthese ................................................................................ 93
4.8.7.3 Analyse der neo-Tetraglycopeptidbibliothek ................................................... 94
6

5 Experimenteller Teil..................................................................... 96
5.1 Verwendete Geräte ........................................................................................... 96
5.2 Reagenzien und Materialien ............................................................................. 98
5.3 Umsetzungen .................................................................................................... 99
5.3.1 Zu Kapitel 4.3.3.............................................................................................. 101
5.3.2 Zu Kapitel 4.3.4.............................................................................................. 113
5.3.3 Zu Kapitel 4.3.5.............................................................................................. 120
5.3.4 Zu Kapitel 4.5.1.............................................................................................. 125
5.3.5 Zu Kapitel 4.5.1.............................................................................................. 130
5.3.6 Zu Kapitel 4.5.3.............................................................................................. 134
5.3.7 Zu Kapitel 4.6.4.............................................................................................. 137
5.3.8 Zu Kapitel 4.4................................................................................................. 143
5.3.9 Zu Kapitel 4.7................................................................................................. 151
5.3.10 Zu Kapitel 4.8.6.............................................................................................. 152
5.3.11 Zu Kapitel 4.8.7.............................................................................................. 160
6 Zusammenfassung...................................................................... 167
7 Literatur...................................................................................... 171
Lebenslauf
7

Bezifferung der Verbindungen 9
1 Bezifferung der Verbindungen
1 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-glucopyranosylbromid
2 5-(Benzyloxycarbonyl)-aminopentanol
3 (5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid
4 (5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid
5 N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzylester
6 N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzylester-α-pentafluorphenylester
7 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
8 N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzylester
9 N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzyl-α-pentafluorphenylester
10 N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
11 α-([5-Aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
12 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
13 N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butyl-α-pentafluorphenyl-
ester
14 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-gluco-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
15 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-gluco-
pyranosyl)-L-asparaginsäure
16 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-gluco-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
17 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure
18 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
19 α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-
benzylester
20 1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-β-D-glucopyranose
21 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranose
22 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-glucopyranosyltrichloracetimidat
23 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-thiophenyl-β-D-glucopyranose

Bezifferung der Verbindungen 10
24 1,2,3,4,6-Penta-O-benzoyl-β-D-glucopyranose
25 2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α-D-glucopyranosylbromid
26 2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α/β-D-glucopyranose
27 2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α-D-glucopyranosyltrichloracetimidat
28 [5-(N-Benzyloxycarbonylamino)-pentyl]-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyranose
29 (5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyranose
30 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
31 1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-β-D-galactopyranose
32 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-galactopyranosylbromid
33 (5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosid
34 (5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosid
35 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
36 α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-
β-benzylester
37 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure
38 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
39 N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
40 N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butyl-α-pentafluorphenylester
41 N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
42 α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-
β-tert-butylester
43 N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
44 α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
45 α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
46 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
47 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure

Bezifferung der Verbindungen 11
48 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
49 1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-α-D-mannopyranose
50 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosylbromid
51 (5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosid
52 (5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosid
53 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
54 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure
55 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
56 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-
mannopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
57 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-
mannopyranosyl)-L-asparaginsäure
58 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-
mannopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
59 2-Desoxy-2-(p-methoxybenzylimino)-α/β-D-glucopyranose
60 1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-(p-methoxybenzylimino)-β-D-glucopyranose
61 1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-aminohydrochlorid-2-desoxy-β-D-glucopyranose
62 1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-chloracetamido-2-desoxy-β-D-glucopyranose
63 (5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-chloracetamido-2-des-
oxy-β-D-glucopyranose
64 (5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2-acetamido-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-
D-glucopyranose
65 (5-Aminopentyl)-2-acetamido-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranose
66 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-
desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
67 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
68 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure

Bezifferung der Verbindungen 12
69 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
70 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-asparaginsäurechlorid
71 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-β-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-α-pentafluorphenylester
72 4,5,6,7-Tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäure
73 4,5,6,7-Tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäurepen-
tafluorphenylester
74 N-ε-Benzyloxycarbonyl-L-lysin
75 N-α-tert-Butyloxycarbonyl-N-ε-benzyloxycarbonyl-L-lysin
76 N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-lysin
77 1-(ε-[N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-des-
oxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid
78 1-(ε-[N-α-tert-Butyloxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-ace-
tyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid
79 1-(ε-[N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-
desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid
80 1-(ε-[N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-
acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid
81 (2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosylazid
82 (2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosylamin
83 6-N-Benzyloxycarbonyl-hexansäurechlorid
84 [6-N-Benzyloxycarbonyl-1-hexansäure]-(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosylamid
85 [6-Aminohexansäure]-(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-2,3,6-tri-
O-acetyl-β-D-glucopyranosylamid
86 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([6-aminohexansäure]-{2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl}-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosylamid)-L-asparagin-
säure-β-tert-butylester
87 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-nitrophenyl)-β-D-glucopyranose
88 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-aminophenyl)-β-D-glucopyranose

Bezifferung der Verbindungen 13
89 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
90 N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
91 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure
92 N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure
93 α-(1-[p-Aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-
β-benzylester
94 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-nitrophenyl)-β-D-galactopyranose
95 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-aminophenyl)-β-D-galactopyranose
96 N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester
97 α-(1-[p-Aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagin-
säure-β-benzylester
98 N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
99 N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure
100 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester
101 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
102 N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester
103 β-tert-Butyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-
asparagyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-
acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
104 β-tert-Butyl-α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-
tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
105 α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagin-
säure

Bezifferung der Verbindungen 14
106 α-([5-Aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopen-
tyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
107 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-
D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
108 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-
asparaginsäure
109 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-
asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-
acetyl-α-D-mannopyranosyl)-L-asparaginsäure
110 N-tert-Butyloxycarbonyl-L-alanin
111 N-tert-Butyloxycarbonyl-L-alanin-pentafluorphenylester
112 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO α ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-L-alanin
113 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO α ´)-L-alanin
114 β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
115 α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-
tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
116 α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure
117 α-([5-aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-
CO β ´´)-α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
118 Tri-(2-ethylcarbonsäure)-amin (Titriplex I)
119 Tri-(2-Ethylcarbonsäurepentafluorphenolester)-amin
120 Tri-(2-Ethylcarbonyl-N-α-(β-Benzyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-amin

Bezifferung der Verbindungen 15
121 4-Methylbenzhydrylaminhydrochlorid-Harz (MBHA•HCl-Harz)
122 4-Methylbenzhydrylamin-Harz (MBHA-Harz)
123 4-Methylbenzhydrylamino-(N-tert-butyloxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-
tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz
124 4-Methylbenzhydrylamino-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz
125 4-Methylbenzhydrylamino-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl]-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz
126 p-Benzyloxybenzylalkohol-Harz (Wang-Harz)
127 p-Benzyloxybenzyl-(N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-
O-acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-ester
128 Wang-Harz-bernsteinsäureester
129 Wang-Harz-bernsteinsäurepentafluorphenolester
130 Wang-Harz-bernsteinsäure-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl]-L-asparaginsäure)-ester
131 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-fluorenylmethoxycarbonyl-aminomethyl)-phenoxyacet-
amido-norleucylaminoethyl-Harz (Rink Amide AM Harz)
132 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoethyl-
Harz
133 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopentyl)-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phen-
oxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz
134 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoe-
thyl-Harz
135 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopen-
tyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-
phenoxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz
136 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phenoxyacetamido-norleucylami-
noethyl-Harz

Bezifferung der Verbindungen 16
137 4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl}-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-ami-
nopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidome-
thyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz
138 α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginyl-
(N α -CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-
acetyl-α-D-mannopyranosyl)-L-asparaginsäure
139 4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-N-fluorenylmethoxycarbonyl-aminomethyl)-phenoxyace-
tamido-norleucyl-MBHA-Harz
140 4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz
141 4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-Aminopentyl)-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-phen-
oxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz
142 4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[α-{(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-manno-
pyranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucyl-MBHA-
Harz
143 4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[α-{(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-manno-
pyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopen-
tyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-
phenoxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz
144 α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
145 Wang-(N-fluorenyloxycarbonyl-L-alanin)-Harz
146 Wang-(L-alanin)-Harz
147 Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz
148 Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz
149 Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl]-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminope-

Bezifferung der Verbindungen 17
ntyl}-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranosyl]-L-
asparaginsäure)-Harz
150 Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl]-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-α-[{5-aminopentyl}-2-acetamindo-3,4,6-tetra-
O-acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz

Abkürzungen 18
2 Abkürzungen
AAV Allgemeine Arbeitsvorschrift
Ac Acetyl
Ac 2 O Essigsäureanhydrid
Akz. Akzeptor
Asp L-Asparaginsäure
Ber. berechnet
Bn Benzyl
Boc tert.-Butoxycarbonyl
Boc 2 O Di-tert.-butyldicarbonat
Bz Benzoyl
bzw. beziehungsweise
C-Glc 3,7-Anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäure
ClAc Chloracetyl
COSY correlated spectroskopy
d Tage
DBU 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en
DC Dunschichtchromatogramm bzw. Dünschichtchromatographie
DCC N, N´-Dicyclohexylcarbodiimid
DEAD Azodicarbonsäurediethylester
DEPT distorsionsless enhancement by polarization transfer
DIC N, N´-Diisopropylcarbodiimid
DIEPA Diisopropylethylamin
DMAP 4-Dimethylaminopyridin
DMF Dimethylformamid
EA Elementaranalyse
EE Essigsäureethylester
EEQD 1-Ethoxycarbonyl-2-ethoxy-1,2-dihydrochinolin
ESI electronic spray ionisation
Et Ethyl
Et 2O Diethylether
EtOH Ethanol
Gal Galactose

Abkürzungen 19
gef. gefunden
gem. gemessen
ges. gesättigt
Glc Glucose
GlcNAc 2-N-Acetylglucosamin
h Stunden
Hal. Halogen
HOBt 1-Hydroxybenzotriazol
HMBC heteronuclear multi-bond correlation
HMQC heteronuclear multiple quantum coherence
kat. katalytisch
konz. Konzentration
Lit. Literatur
Lsg. Lösung
Lys L-Lysin
MBHA 4-Methylbenzhydrylamin-Harz
Me Methyl
MeOH Methanol
min Minuten
MS Massenspektrometrie
Nle Norleucin
NMR Kernresonanzspektroskopie
NME N-Ethylmorpholin
NOESY nuclear overhauser effect spectroskopy
Pfp Pentafluorphenol, Pentafluorphenyl
PPh 3
Triphenylphosphin
proz. prozentige
Py Pyridin
quant. quantitativ
RT Raumtemperatur
ROESY rotating frame overhauser effect spectroscopy
Smp. Schmelzpunkt
tert. tertiär
TBTU 2-(1-H-Benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluronium-tetrafluoroborat

Abkürzungen 20
TFA Trifluoressigsäure
TFMSA Trifluormethansulfonsäure
THF Tetrahydrofuran
TMS Tetramethylsilan
TOCSY total correlation spektroskopy
verd. verdünnt
vgl. vergleiche
WSC N-ethyl-N´-(3-dimethylaminopropyl)-carbodiimid
Z Benzyloxycarbonyl
zit. zitiert

Einleitung und Aufgabenstellung 21
3 Einleitung und Aufgabenstellung
Die Bedeutung der Kohlenhydrate wurde bis in die späten sechziger Jahre auf die Rolle als
„Energiespeicher“ in Form von Glykogen, Glucose oder Stärke, bzw. als „Stützmaterial“ in
Form von Cellulose (Pflanzen) oder Chitin (Insekten) beschränkt [1], [2], [3] . Das Vorkommen
in großen Peptiden wurde lediglich als Verunreinigung postuliert [4], [5] . Erst mit der rasanten
Entwicklung auf dem Gebiet der Analytik [6], [7], [8], [9] wurde es möglich das heutzutage aner-
kannte, breitgefächerte Wirkungsgebiet [3] der Kohlenhydrate zu erschließen.
Kohlenhydrate, deren Strukturvielfalt (Hydroxylfunktionen) die der Peptide bei weitem über-
trifft, findet man in nahezu allen biologisch Prozessen als „Informationsvermittler“ wieder.
Sie treten dabei in Form von Glycokonjugaten [3], [5], [10], [11], [12], [13], [14], [15] (Glycoproteine,
Glycolipide und Glycophospholipide) auf, wobei ihnen eine dominate Rolle bei zellularen
Erkennungsprozessen, Zellwechselwirkungen und Zelldifferenzierung [15], [16], [17] zugespro-
chen wird. Ferner übernehmen komplexe Oligosaccharide die Steuerung des Zellstoffwech-
sels [18] , z.B. den Transport von Proteinen in die Zelle, und wirken dort als Signalsubstanzen.
Im Falle der Viren, Bakterien und Antikörper sowie bei Enzymen und Toxinen treten Saccha-
ride in der biologisch relevanten Rolle der Rezeptoren [19], [20] auf. Ihre Funktion als antigene
Determinanten [2], [13], [21] findet sich in den Blutgruppensystemen wieder. Auf dem Gebiet der
Waschmittelindustrie kommen Kohlenhydrate, insbesondere die Glucose, als günstige und
nachwachsende Rohstoffquelle [22] in Form von Alkylpolyglycosiden als eigenständige Ten-
sidklasse [23] zum Einsatz. Durch die Derivatisierung zu Alkylglucosiden und N-Methylglu-
camiden ließen sich nicht nur wirksame Tenside gewinnen, sondern darüberhinaus die
Verwendung als Bestandteil in Kosmetika [23] erschliessen. Die Eigenschaft als „Chirale-
Schablone“ [65] wird vielfach für stereoselektive Synthesen ausgenutzt.
Mit der Entdeckung der Lectine und Selectine konnten viele biologische Funktionen der Koh-
lenhydrate belegt werden [24], [25], [26], [27], [28], [29] . Bei Lectinen handelt es sich um Proteine, die
in der Lage sind, sehr spezifisch und reversibel mit Saccharide zu binden. Sie sind in den mei-
sten Organismen von Viren, Bakterien bis hin zu Pflanzen und Tieren anzutreffen, und besit-
zen typischerweise zwei oder mehrere Stellen, über die sie in die Lage versetzt werden, mit
Kohlenhydraten zu kombinieren und dadurch Verbindungen zwischen Zellen herzustellen [28] .
Die Selectine stellen eine spezielle Klasse der Lectine dar und übernehmen eine entscheiden-
de Rolle im Immunprozeß, der sogenannten Entzündungskaskade. An den Endothelzellen
von infiziertem oder beschädigtem Gewebe wird die Ausbildung von E- und P-Selectinen an-
geregt, die spezifische Oligosaccharide (z. B. das Sialyl-Lewis x -Tetrasaccharid [31], [32], [33] )

Einleitung und Aufgabenstellung 22
auf den Leukozyten erkennen und deren Adhäsion [24], [29], [30] einleiten können. Im Gegenzug
sind auf den Leukozyten L-Selectine vorhanden, welche ihrerseits ähnliche Saccharide auf
den Endothelzellen wahrnehmen. Dieses vereinfachte Beispiel verdeutlicht das enorme Inter-
esse der Medizin [24] an detaillierter Aufklärung dieser Prozesse auf der Suche nach Ansatz-
punkten für neue und hochwirksame Medikamente. Die Aufgabe der Chemie besteht nun
darin ein breites Spektrum an komplexen Oligosacchariden bereitzustellen, da die Isolierung
natürlich vorkommender Substanzen aufgrund ihrer geringen Menge und des hohen Kosten-
aufwandes wirtschaftlich unrentabel ist. Eine Folge ist auch die zunehmende pharmakologi-
sche Bedeutung [34] von Kohlenhydratmimetika [35], [36] , wie die nicht natürlichen Zucker.
Die klassisch chemische Synthese von Oligosacchariden [3], [37], [38], [39], [40], [41] gestaltet sich
trotz eleganter Glycosylierungsmethoden (Königs-Knorr-, Trichloracetimidat-, Thioglyco-
sidmethode oder auch die Vorverbrückung von Glycosiden) zum Teil sehr mühsam, da ein
großer Aufwand an Schutzgruppenmanipulationen [42], [43], [203] notwendig ist. Neue Synthese-
wege, wie der Einsatz von Festphasenträgern [44], [45] , sind inzwischen so weit entwickelt, daß
fast alle chemischen Reaktionen auch an festphasengebundenen Substraten durchgeführt
werden können. Als Alternative zu den klassischen Glycosylierungen sind die Festphasenre-
aktionen jedoch nur bedingt zu gebrauchen und werden daher lediglich für einfache repetie-
rende Oligosaccharide verwendet [46], [47], [48], [49], [50], [51], [52], [53] . Die eigentlichen Vorteile der
Festphasenchemie lassen sich eher auf dem Gebiet der Oligosaccharidmimetika [53] ausspie-
len. Ausgehend von einer Leitstruktur ist es möglich mit wenigen Schritten durch divergente
kombinatorische Syntheseführung eine Substratbibliothek aufzubauen. Durch die weitgehen-
de Automatisierung lassen sich auch umfangreiche Substanzbibliotheken an den verschie-
densten Akzeptormodellen testen und positive Substrate charakterisieren.
Ziel dieser Arbeit ist die Erstellung eines Synthesekonzeptes für leicht zugängliche neo-Gly-
copeptidbausteine auf naßchemischem Weg, welche in oligomerer Form die Grundvorausset-
zungen eines Saccharidfragmentmimetikas besitzten sollen. Der Nachweis soll durch die
konformelle Analyse der neo-Oligoglycopeptide in Lösung erbracht werden. Durch den
Transfer des erarbeiteten Synthesekonzeptes auf einen Festphasenträger soll im abschließen-
den Teil der Arbeit eine Diversitätssteigerung erzielt und mit der Synthese einer kombinato-
rischen neo-Glycopeptidbibliothek verifiziert werden.

Allgemeiner Teil 23
4 Allgemeiner Teil
4.1 Vorkommen von funktionalisierten Oligosacchariden
4.1.1 Glycokonjugate
Die Glycokonjugate finden sich in fast allen Organismen wieder und übernehmen dort viel-
schichtige biologische Funktionen. Ihr Stellenwert ist dem der Proteine und Nucleinsäuren
gleichzusetzen. Unter Glycokonjugaten faßt man kovalente Verbindungen aus einem Glycan
(Oligosaccharid) mit einem Protein (Glycoprotein), einem Lipid (Glycolipid [83] ) oder einem
Phospholipid (Glycophospholipide) zusammen.
Insbesondere die Glycoproteine sind in letzter Zeit in den Mittelpunkt der biologischen und
chemischen Forschung gerückt. Von Interesse ist dabei vor allem die Rolle der Kohlenhydra-
te innerhalb eines Glycoproteins. So wird die dreidimensionale Konformation von Protei-
nen [11], [56], [78] in ihrer biologisch aktiven Form durch einen Glycananteil stabilisiert, indem
dieser das Polypeptid gegenüber proteolytischen Angriffen abschirmt. Oberflächenglycane
kontrollieren die Membranpermeabilität von Zellen und wirken so als Regulatoren des Zell-
metabolismus und der Zellteilung. Diese Funktion ist eine Ursache für das entartete Verhal-
ten von Krebszellen. Strukturvariationen der Oberflächenglycane ziehen auch eine
Veränderung des Zellmetabolismus und der unkontrollierten Zellteilung mit sich. Der Oligo-
saccharidanteil übernimmt ferner die Rolle des Rezeptors gegenüber Hormonen, Enzymen,
Viren, Pilzen und Bakterien. In Form von Membranlectinen beteiligen sie sich an interzellu-
lären Erkennungsprozessen.
Der Glycananteil von Glycoproteinen setzt sich aus Monosacchariden zusammen, die sich in
vier Klassen einteilen lassen: [56]
- Neutrale Monosaccharide (D-Galactose, D-Mannose, D-Glucose, L-Fucose, L-Furano-
Arabinose, D-Xylose)
- Amino Monosaccharide (N-Acetyl-D-glucosamin, N-Acetyl-D-galactosamin)
- Uronsäure Monosaccharide (D-Glucouronsäure, L-Iduronsäure)
- Sialylsäure Monosaccharide (N-Acetylneuraminsäure, N-Glycolylneuraminsäure, N 1 -O 7 -
Diacetylneuraminsäure)
Neben diesen häufig vertretenen Monosacchariden finden sich auch seltenere organismus-
spezifische Kohlenhydrate in Glycoproteinen wieder.
Trotz der sehr unterschiedlichen Herkunft von Glycoproteinen (Tiere, Pflanzen, Mikroorga-
nismen und Viren) findet man Übereinstimmungen in der Struktur des Glycans wieder. Auf-

Allgemeiner Teil 24
grund der strukturellen Verwandschaft haben sich daher einige Konzepte und Klassen zur
Einteilung von Glycoproteinen etabliert.
Glycane können auf zwei Wegen an die Peptidkette kovalent gebunden sein (N- oder O-Gly-
cosylbindung). Daraus resultiert die Einteilung in die Klassen der N-Glycoproteine [66], [67], [79],
[86], [89] [58], [63], [70], [73], [91], [92] , bzw. die O-Glycoproteine .
Mit der Charakterisierung der GPI-Anker [56] wurde noch eine weitere Klasse der Glycopro-
teine entdeckt, in der ein Ende glycosidisch über Glucosamin-meso-inositol und das andere
Ende nichtglycosidisch an den C-Terminus einer Aminosäure über eine Ethanolaminphos-
phateinheit gebunden ist.
Ein anderes Konzept zur Einteilung von N- bzw. O-Glycoproteinen ist die Klassifizierung
nach bestimmten, nichtspezifischen Kohlenhydratsequenzen (Core-Regionen) [5], [56], [58], [92] .
Diese Core-Region finden sich als unspezifisches Element in den unterschiedlichsten Glyco-
proteinen wieder.
Tabelle 1: Klassifizierung von Glycoproteinen
Glycoproteintyp Monosaccharid Aminosäure
N-Glycoprotein GlcNAc Asn
O-Glycoprotein
Mucin Typ GalNAc Ser, Thr
Proteoglycan Typ Xyl Ser
Collagen Typ Gal OH-Lys
Extensin Typ Ara OH-Pro
Yeast Typ Man Ser, Thr
Glycogen Typ Glc Tyr
Cytosolic Typ GlcNAc Ser

Allgemeiner Teil 25
Abbildung 1: Basisstrukturen der N-Glycoproteine (markiert Core-Region)
Glc
α 1,2
Glc
α 1,2
Glc
α 1,3
Man
α 1,2
Man
α 1,2
Man
α 1,3
Man
α 1,2
Man
α 1,3
Man
β 1,4
GlcNAc
β 1,4
GlcNAc
(Abkürzungen: Asn = Asparagin, Neu5Ac = N-Acetylneuraminsäure, P-P-Dol = Dolicholpy-
rophosphat)
Man
α 1,2
Man
α 1,2
Man
α 1,6
P-P-Dol
Oligosaccharid-
Vorläufer
Man
α 1,2
Man
α 1,2
Man
α 1,3
Man
α 1,2
Man
α 1,3
Man
β 1,4
GlcNAc
β 1,4
GlcNAc
Man
α 1,2
Man
α 1,2
Man
α 1,6
Gal
β 1,4
GlcNAc Man
α 1,2 α 1,3
Man
α 1,3
Man
α 1,2
Man
Man
α 1,6
β 1,4
GlcNAc
β 1,4
GlcNAc
β 1,4
GlcNAc
Neu5Ac
α 2,6
Gal
β 1,4
GlcNAc
α 1,2
Neu5Ac
α 2,6
Gal
β 1,4
GlcNAc
α 1,2
Man Man
α 1,3 α 1,6
Man
β 1,4
GlcNAc
β 1,4
β 1,4
GlcNAc
GlcNAc
α 1,6 Fuc
Asn Asn Asn
mannosidischer
Typ
Hybridtyp komplexer Typ
Abbildung 2: Basisstrukturen der O-Glycoproteine (Core-Region-Typen markiert)
Core 1
Core 2
Core 3
Core 4
Core 5
Core 6
(β 1−4)
Gal GlcNAc
(β 1−3)
Gal GlcNAc
Gal
(β 1−6)
Gal
(β 1−3)
(β 1−3) (β 1−3) (β 1−3) (α)
GlcNAc Gal GlcNAc Ser (Thr)
(β 1−4) (β 1−3) (β 1−4)
GlcNAc Gal
(β 1−4)
Gal GlcNAc
(β 1−3)
Gal GlcNAc
(β 1−6)
Gal
(β 1−3)
GlcNAc
n
Gal
(β 1−6)
(α)
GlcNAc Ser (Thr)
(β 1−3)
(β 1−4) (β 1−3)
GlcNAc GalNAc
(β 1−4)
Gal GlcNAc
(β 1−3)
Gal GlcNAc
(β 1−6)
(β 1−3)
GalNAc
(α)
(α)
Ser (Thr)
Ser (Thr)
(β 1−4)
GlcNAc GalNAc (α)
(β 1−3)
GalNAc GalNAc (α)

Allgemeiner Teil 26
4.1.2 Lectine und Selectine
Die Lectine und Selectine [11], [12], [24], [28], [30], [56] sind Proteine oder Glycoproteine, die mit
Kohlenhydraten nicht-kovalente Wechselwirkungen eingehen. Sie sind in vielen Organismen
(Viren, Bakterien, Pflanzen und Tieren) vertreten, besitzen ein vielschichtiges Bindungsver-
halten und lassen sich in Reinform durch Chromatographie an immobilisierten Liganden aus
Organismen extrahieren oder auf dem Wege der rekombinanten DNA-Methoden synthesti-
sieren. Auf Grund dieser Eigenschaften eignen sie sich hervorragend als Modellsystem zur
Erforschung der Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen.
In der Regel besitzten Lectine zwei oder mehr Bindungsstellen, die mit den Kohlenhydraten
reversibel und spezifisch kombinieren können. Nach ihrer Spezifität ist es möglich die Lec-
tine in fünf Klassen einzuteilen, gemäß der Monosaccharide, welche die höchste Bindungs-
affinität aufweisen (Mannose, Galactose/N-Acetylgalactosamin, N-Acetylglucosamin, L-
[28], [56]
Fucose und N-Acetylneuraminsäure).
Tabelle 2: Spezifische Lectinklassen
Mannose
Quelle Name
Jackbean concanavalinA/
ConA
bevorzugte
Oligosaccharide
Man(α1-6)-Man(α1-3)-
Man
Relative
Affinität
Escherichia Coli Typ 1 Fimbriae Gal(α1-4)Gal -
Galanthus nivalis GNL Man(α1-6)-Man(α1-3)-
Man
-
Lathyrus Ochrus LOL Octasaccharid -
Ratten Serum MBP-A -
Erbsen PSL Fucose-hexasaccharid -
N-Acetylglucosamin
Griffonia simplicifolia GSII -
Weizenkeime WGA [GlcNAc-(β 1-4)] 3 3000
Galactose / N-Acetylgalactosamin
Artocarpus integrifolia Jacalin Gal-(β1-3)-GalNAc -
Dolichos Biflorus DBL GalNAc-(α1-3)-GalNAc 36
Erythrina corallodendron ECorL Gal-(β1-4)-GalNAc 30-50
130

Allgemeiner Teil 27
Tabelle 2: Spezifische Lectinklassen
Quelle Name
bevorzugte
Oligosaccharide
Limabohnen
Fucose
LBA GalNAc-(α1-3)-(Fuc-(α
1-2)-Gal
Lotus tetragonolobus LTA -
Ulex europeus
N-Acetylneuraminsäure
UEA I Fuc-(α1-2)-Gal-(β1-4)-
GlcNAc-(β1-6)
Sambucus nigra NeuAc-(α2-3)-Gal
NeuAc-(α2-6)-Gal
Relative
Affinität
Die Interaktion von Lectinen und Monosacchariden ist im allgemeinen schwach aber hoch
selektiv. Einige Lectine unterscheiden sowohl zwischen α/β-Anomeren als auch zwischen
der 1 C 4- bzw. 4 C 1-Konformation von Kohlenhydraten. Durch die Klassifizierung gemäß Mo-
nosaccharidaffinität darf man jedoch nicht das Bindungsverhalten der Lectine mit Oligosac-
charideinheiten aus den Augen verlieren, welches zumeist um den Faktor 1000 höher liegt
und einige Lectine ausschließlich mit Oligosacchariden wechselwirken. Im Vergleich zu an-
deren Kohlenhydrat-Rezeptor-Wechselwirkungen ist die Bindungsstärke trotzdem als gering
einzustufen. Die Ursache ist in der schmalen, lösungsmittelaktivierten Bindungsstelle der
Lectine begründet, die nur einen geringen Ligandenkontakt erlaubt. Durch Synthese von Clu-
stern geeigneter Saccharide [59], [61], [77], [81], [88] läßt sich aber die Affinität und Spezifität gege-
über den entsprechenden Lectinen verstärken. Lee et. al. [55] war es möglich in einer Studie zu
bestätigen, daß die Verstärkung über den Erwartungen einer lokalen Konzentrationserhöhung
[12], [54]
(statistischer Einfluß) liegt und bezeichneten dieses Phänomen als „Cluster Effekt“.
Selectine stellen eine Unterklasse der simplen Lectine (~ 40 kDa Molekulargewicht) dar und
sind auf der Außenseite von Zellmembranen in der Rolle als hochspezifische Rezeptoren an-
gesiedelt. Im Ablauf einer Entzündungskaskade wird durch die Zell-Zell-Wechselwirkung
der Selectine [24] mit den Oberflächenkohlenhydraten von im Blut zirkulierenden Leukozyten
das Eindringen in betroffenes Gewebe eingeleitet. Das Bindungsmodell dieser Leukozyten-
adhäsion ist ausführlich geklärt und das beteiligte Oligosaccharidfragment als Sialyl-Lewis x -
Gruppe charakterisiert. [31], [32], [33], [60], [64] Zur Aufklärung eines Bindungsmodells stellt sich
43
900
30-80
1600
Limulus polyphemus NeuAc-(α2-6)-GalNAc 30

Allgemeiner Teil 28
zunächst die Aufgabe der Totalsynthese des beteiligten Oligosaccharidfragments. Im Fall des
Sialyl-Lewis x -Liganden gelang die Darstellung gleich mehreren Arbeitsgruppen auf recht un-
terschiedlichen Synthesewegen. [31], [32], [95], [96], [97], [98], [99], [100], [101], [102] Die Konformations-
analyse des so erhaltenen Reinstoffes erlaubt Rückschlüsse auf bindungssignifikante
Gruppen. Weitere Informationen über die Selectin-Kohlenhydrat-Wechselwirkungen lassen
sich durch Variationen innerhalb des Oligosaccharidfragments erhalten. Aufgrund des zu-
sätzlichen Schutzgruppenaufwandes verlagert sich in neuerer Zeit das Intresse hin zu den so-
genannten Oligosaccharidmimetika [57], [72], [75], [76], [85] , die mit Hilfe neuer Synthesestrategien
(kombinatorische Festphasensynthesen [74] ) mit geringem Aufwand in großer Anzahl und ho-
her Diversität dargestellt werden können.
Abbildung 3: Bindungsdomänen für Selectine (Sialyl-Lewis x -Fragment makiert)
HO
HO
AcHN
OH
HOOC
O
OH
OH Me
HO
O
OH
HO
HO
HO
O
OH
O
AcHN
OH
OH
O
O
HOOC
O
OH
OH
NHAc
O
OH
Me
HO
O
Me
OH
HO
O
OH
HO
O
OH
O
OH
O
O
OH
PSGL-1 (E-/ P-Selectine)
OH
HO
O
OH
O
O
O
OH
OH
NHAc
GlyCAM-1 (L-Selectine)
O
O
NHAc
O
OH Me
HO
O
Glycoprotein
OH
HO
O
OH
O
O
O
OH
OH
NHAc
O
O
QATEYEYLDYDYDFLPETETP

Allgemeiner Teil 29
4.2 Synthesekonzept für neo-Glycopeptide
In der Literatur finden sich vor allem zwei Arten von Oligosaccharidmimetika, zum einen
werden vermehrt nicht-natürliche Zucker eingesetzt, zum anderen mit Hilfe von gleichfunk-
tionalisierten Fragmenten die Konformation der an der Bindung (Lectin-Kohlenhyrat-Wech-
selwirkung) beteiligten Gruppen imitiert. [24], [72], [76]
Im Rahmen dieser Dissertation soll ein Synthesekonzept für die Darstellung von neo-Gly-
copeptidbausteinen, welche die Grundlage für ein Gruppe von neuartigen Oligosaccharidmi-
metika bilden, erarbeitet werden. Der konzeptionelle Aufbau läßt sich gut an Hand eines
vereinfachten Lectin-Kohlenhydrat-Bindungsmodell verdeutlichen.
Abbildung 4: Vereinfachte Bindungsmodelle (Lectin-Kohlenhydrat-Wechselwirkung)
I II
Lectin
HO
HO
HO
O
O
O
O
O
Oligosaccharidfragment
Das klassischen Bindungsmodell (Abb. 4.I) zeigt die nicht-kovalente Wechselwirkung zwi-
schen der Core-Region eines Glycoproteins und des aktiven Zentrums eines Proteins (Lectin,
Selectin usw.). Im Gegensatz zu der glycosidischen Bindung innerhalb eines solchen Oligo-
saccharids, sollen die Zuckerreste der neo-Glycopeptide (Abb. 4.II) zunächst über ein Spa-
cermolekül mit einer Aminosäure verbunden werden. Dieser Aufbau erlaubt zur Bildung von
Oligomeren den Rückgriff auf die klassischen, nahezu quantitativen Peptidkupplungsreak-
tionen. Die Grundlage für die Funktion als Oligosaccharidmimetika bedingt jedoch eine ähn-
liche Konformation der Zuckerreste innerhalb der neo-Oligoglycopeptide. Neben dieser
Grundvoraussetzung an die Konformation soll das Synthesekonzept ferner eine hohe Flexi-
bilität bei der Wahl der Zuckerreste erlauben, umständliche Schutzgruppenmanipulationen
vermeiden und im späteren Verlauf eine Übertragung auf die Festphasenchemie, zwecks
kombinatorischen Aufbaus einer neo-Glycopeptidbibliothek, beinhalten. Der Einsatz einer
Lectin
HO
HO
HO
O
O
O
X Spacer AS
X Spacer AS
X Spacer AS
neo-Oligoglycopeptid

Allgemeiner Teil 30
Blocksynthesestrategie ermöglicht eine einfache Vervielfältigung von neo-Oligoglycopep-
tidfragmenten, so daß auch der von Lee et. al. [55] entdeckte Cluster-Effekt ausgenutzt werden
kann.
4.2.1 Allgemeiner Aufbau der neo-Glycopeptidbausteine
Um die oben besprochenen Vorgaben in ein Synthesekonzept umzusetzen, ist zunächst eine
Unterteilung in die drei Grundbestandteile des schematisch dargestellen neo-Glycopeptid-
bausteins notwendig: Zuckeranteil, Spacermolekül und Aminosäurefunktion.
Schema 1: Allgemeiner Aufbau eines neo-Glycopeptidbaustein
HO
4.2.1.1 Aufbau des Zuckeranteils
Die Core-Region natürlich vorkommender Glycoproteine setzten sich aus einer großen Viel-
falt an verbreiteten und auch einigen selteneren Monosacchariden zusammen. [5], [24], [28] Das
Synthesekonzept soll eine möglichst breitgefächerte Auswahl an Monosacchariden abdek-
ken, wie z.B. C-, N-, O- und S-Glycoside. Im Rahmen dieser Arbeit werden β-D-Cellobio-
syl-, 2-β-D-Glucopyranosylessigsäure, β-D-Galactopyranosyl, β-D-Glucopyranosyl, β-D-
Glucosamin und α-D-Mannopyranosylbausteine verwendet, die Thioglycoside jedoch zu-
nächst hinten angestellt. Um aufwendige Schutzgruppenmanipulationen am Zuckeranteil zu
vermeiden ist die Auswahl einer geeigneten Schutzgruppe von großer Bedeutung. Sie muß
sich orthogonal zu allen Schutzgruppen der Folgeschritte sowohl am Spacermolekül als auch
an der Aminosäure verhalten. Die Acetylgruppe erfüllt diese Voraussetzungen und sollte sich
auch im finalen Entschützungsschritt problemlos abspalten lassen.
O
X
Zuckeranteil Spacermolekül Aminosäurefunktion
X = C, N, O, S

Allgemeiner Teil 31
Schema 2: Verwendete Zuckerderivate
HO
HO
HO
HO
HO
OH
OH
β-D-Glucose
OH
O
OH
O
OH
β-D-Galactose
OH
OH
O
α-D-Mannose
HO
HO
4.2.1.2 Aufbau des Spacermoleküls
O
O
O
OH
O
OH
O
O
OH HO
OH
1-Amino-1-desoxy-β-D-Cellobiose
HO
HO
HO
HO
Von Roy et. al. [57], [93] wurden zur genaueren Charakterisierung von Protein-Kohlenhydrat-
Bindungsmodellen eine ganze Reihe von Glycokonjugaten unterschiedlicher Größe analog
natürlich vorkommender Verbindungen in Form von Glycopolymeren (glycosylierte poly-
mere Proteine), Glycodendrimeren (definierte, sternförmigverzweigte Oligoglycopeptide)
und Glycosylclustern dargestellt. Diese Glycosylcluster weisen eine Struktur (Oligosaccha-
rid-Spacer-Polypeptidkette) ähnlich die der neo-Oligoglycopeptide auf und lassen sich über
ihre Geometrie, Konformation und Bindungsvalenz klassifizieren. Die verwendeten Spacer-
moleküle nehmen durch ihre Kettenlänge Einfluß auf die Wechselwirkungen zwischen den
Oligosaccharidfragmenten und den Polypeptidketten (Überstrukturen β-Faltblatt oder α−He-
lix). Roy et. al. verwenden bifunktionelle Alkyl-, Ether- bzw. Thioetherketten mit einer idea-
len Länge von 4-8 Atomen. Von Sasaki et. al. [94] wurde der Einfluß der Spacerlänge von
Galactosylliposomen im Hinblick auf ihre Anreicherung in der Leber von Ratten untersucht.
Es konnte nachgewiesen werden, daß der Spacer sowohl hydrophile Eigenschaften besitzten
muß, um ein ausreichende Löslichkeit des Liganden in der Lectinbindungstasche zu gewähr-
leisten, als auch eine bestimmte Kettenlänge, die einen optimalen Abstand zwischen Glycon
und Liposomenrest gewährleistet. In vitro führte der Triethylenglycolspacer (Kettenlänge 8
OH
OH
O
NH 2
β-D-Glucosamin
OH
O
3,7-Anhydro-2-desoxy-D-glycero-
D-gulo-octonsäure
O
O
H
N

Allgemeiner Teil 32
Atome) zu einer maximalen Anreicherung in der Rattenleber.
Für das Synthesekonzept der neo-Glycopeptide wurde auf die literaturbekannten Verbindun-
gen 5-Aminopentanol und 6-Aminocapronsäure zurückgegriffen. In vielen Naturstoffen wer-
den diese beiden Verbindungen ferner als Ankergruppe zur Immobilisierung auf
Festphasenträger verwendet. Im speziellen Fall des C-Glycopyranosids konnte durch die
Wahl von L-Lysin als Aminosäurefunktion auf den Einsatz eines zusätzlichen Spacermole-
küls verzichtet werden. Mit Hilfe von semiempirischen Nährungsrechnungen (MacroModel
6.5) wurden einige Variationen im Hinblick auf Länge und Flexibilität der Spacermoleküle
untersucht. Bei der Verwendung von p-Aminophenol konnte so in der Theorie eine ideale
Konformation (räumliche Ausrichtung der Zuckerreste) erzielt werden.
Schema 3: Verwendete Spacermoleküle
O
O
4.2.1.3 Verwendete Aminosäuren
O
H
N
H
N
H
N
5-Aminopentylspacer
6-Aminocapronsäurespacer
p-Aminophenylspacer
In natürlich vorkommenden Glycoproteinen liegen im allgemeinen die Oligosaccharidfrag-
mente glycosidisch an den Seitenketten von Serin, Threonin oder Asparagin gebunden vor.
Bedingt durch die Forderung nach einer hohen Flexibilität und aus den Vorgaben, die sich
durch an die Wahl der Spacermoleküle knüpfen, kommen nur trifunktionelle Aminosäuren
mit mehreren Carboxyl- bzw. Aminofunktionen in Betracht. Diese Bedingungen werden z.
B. von L-Asparaginsäure, L-Glutaminsäure und L-Lysin erfüllt. Im Rahmen meiner Diplom-
arbeit traten vermehrt unerwünschte Zyklisierungsreaktionen bei der Verwendung von L-
Glutaminsäurederivaten auf, so daß ausschließlich L-Asparaginsäure und L-Lysin in das
Synthesekonzept für die neo-Glycopeptidbausteine aufgenommen wurden. Die Schutzgrup-
penstrategie der eingesetzten Aminosäurederivate wurde paarweise orthogonal zu der Ace-
tylschutzgruppe der Glycons gewählt (Fmoc/tert-Butyl, Boc/Benzyl, Z/tert-Butyl). Diese
Strategie erlaubt den Aufbau einer neo-Oligoglycopeptidkette in Richtung des C- und des N-

Allgemeiner Teil 33
Terminus.
Schema 4: Verwendete Aminosäurederivate
4.2.2 Glycosylierungsmethoden
Seit Anfang des 20´ten Jahrhunderts konnten sich recht unterschiedliche chemische Glyco-
sylierungsmethoden [2], [40], [104], [105], [106] etablieren. Die Problematik dieser Methoden gestaltet
sich jedoch ähnlich; ein geeigneter Glycosyldonor, dessen Hydroxylfunktionen aufgrund der
vielfältigen Verknüpfungsmöglichkeiten selektiv zu schützen sind, wird durch die Aktivie-
rung seines Anomerenzentrums auf einen Glycosylakzeptor mit einer freien nukleophilen
Gruppe übertragen. Besteht der Akzeptor nicht nur aus einem einfachen Alkohol, Thiol oder
primären Amin, sondern aus einem weiteren Kohlenhydrat, so sind im Vorfeld die nicht an
der Reaktion beteiligten Hydroxylfunktionen gezielt zu blockieren.
Eine einfache Methode zur Synthese von Glycosiden ist die Fischer-Glycosylierung, die auch
ohne vorherige Blockierung der nichtbeteiligten Hydroxylgruppen auskommt. Der unge-
schützte Zucker wird in dem jeweiligen Alkohol gelöst und unter Säurekatalyse thermodyna-
misch kontrolliert zum Glycosid umgesetzt. Im Falle der Glucose erhält man aufgrund des
anomeren Effektes das α-Glycosid [103] . Die Reaktion verläuft allerdings nur dann befriedi-
gend, wenn die Alkoholkomponente im Überschuß vorhanden ist und so das Gleichgewicht
auf die Acetalseite verschoben wird. Die Fischer-Glycosylierung ist daher für Oligosaccha-
ridsynthesen nur von geringer Bedeutung, vielmehr gehen die Bestrebungen dahin, zwei Re-
aktionpartner in äquimolaren Mengen und hohen Ausbeuten anomerenselektiv zu
verknüpfen.
Prinzipiell haben sich in den letzten Jahren vier verschiedene Typen von Donoren zur Glyco-
sidsynthese durchgesetzt: Halogenosen, Thioglycoside, Glycosyltrichloracetimidate und
Glycale. Die Aktivierung der einzelnen Donoren erfolgt dabei mit unterschiedlichen Promo-
toren.
O
O
NH
L-Asparaginsäure
N
H
L-Lysin
O
NH

Allgemeiner Teil 34
Schema 5: Glycosyldonor-Typen
Die älteste, aber immer noch häufig verwendete, Koenigs-Knorr-Methode [107] , geht von ge-
schützten Halogenosen (Br, Cl) aus, die durch Zugabe molarer Mengen an Silbersalzen akti-
viert werden. Eine spätere Variante nach Helferich [108] verwendet Quecksilber-(II)-cyanid,
dessen Reaktivität sich durch Zugabe katalytischer Mengen an Quecksilber-(II)-bromid erhö-
hen läßt, oder Silbertriflat [109] . Reaktive Glycosylbromide können auch durch in situ Anome-
risierung mit Tetraalkylammoniumbromiden [110] aktiviert werden. Die chemisch und
[111], [112]
thermisch stabileren Glycosylfluoride lassen sich mit Hilfe von Bortrifluorid-Etherat
oder auch mit Zinn-(II)-chlorid/Silberperchlorat [113] zur Reaktion bringen.
Thioglycoside besitzen im Gegensatz zu den Halogenosen eine recht hohe Stabilität, so daß
die Aktivierungsgruppe bereits am Anfang einer Synthesesequenz eingeführt werden kann
und ohne Nebenreaktionen verschiedene Schutzgruppenmanipulationen übersteht. Die Akti-
vierung der Thioglycoside erfolgt bevorzugt mit Brom, N-Brom- oder N-Iodsuccinimid
[114], [115], [116],
(NBS, NIS), teilweise in Kombination mit Trifluormethansulfonsäure (TFMSA)
[117] , durch Alkylierung mit Dimethyl(methylthio)sulfoniumtriflat oder Oxidation zu Sulfoxi-
den oder Sulfonen [118], [119], [120] .
O
OR
Hal = F, Cl, Br
O
OR
Hal
O
CCl 3
NH
In den letzten 15 Jahren hat die Trichloracetimidat-Methode nach Schmidt [2], [105] stark an Be-
deutung gewonnen. Die Glycosyldonoren lassen sich aus partiell geschützten Zuckern, deren
anomeres Zentrum frei ist, mit Trichloracetonitril unter Basenkatalyse darstellen. Die Akti-
vierung erfolgt durch Zugabe katalytischer Mengen von Lewis-Säuren, wie Bortrifluor-Ethe-
rat oder Trimethylsilyltriflat. Schließlich ist noch die Glycal-Methode von Danishefsky [106]
zu erwähnen. Glykale sind auf einfachem Wege durch reduktive Eliminierung mit Zink aus
O
OR
R´ = Alkyl, Aryl
O
SR´

Allgemeiner Teil 35
2-acetylierten Halogenosen zugänglich, und bieten vielfältige Möglichkeiten zur Synthese
von glycosylierten Desoxyzuckern oder zur Einführung anderer funktioneller Gruppen an die
gebildete Doppelbindung. Die Aktivierung kann mit N-Iodsuccinimid (NIS), protonenkata-
lysiert oder mit Dimethyldioxiran erfolgen. Neben diesen klassischen Glycosylierungsme-
thoden existieren noch enzymkatalysierte Reaktionen, auf die hier jedoch nicht weiter
eingegangen werden soll.
Die anomere Konformation läßt sich von drei Faktoren steuern: Schutzgruppenmuster des
Donors, Aktivierungsmethode des Donors und die Wahl des Lösungsmittels. Ein Acylsubsti-
tuent (Acetyl, Benzoyl, Pivaloyl) in der 2-Position erlaubt die selektive Synthese des 1,2-
trans-konfigurierten Glycosids. Der Grund liegt im Nachbargruppeneffekt der Acylgruppen,
welche die bei der Aktivierung des Glycosyldonors auftretende ionische Zwischenstufe sta-
bilisiert; als Folge greift der Akzeptor von der sterisch weniger gehinderten Seite an, und so
erhält man bei D-Glucose und D-Galactose das entsprechende β-Glycosid, während bei D-
Mannose das α-Mannosid gebildet wird.
Schema 6: Einfluß eines nachbargruppenaktiven Substituenten
O
OR
X = Austrittsgruppe, Akz = Akzeptor
X
R
Trägt der Glycosyldonor in der 2-Position einen nicht-nachbarguppenaktiven Substituenten
(Benzylgruppe), so wird die Konfiguration des anomeren Zentrums von verschiedenen Fak-
toren beeinflußt. Die β-Glycosyldonoren reagieren nach Aktivierung in unpolaren Solventi-
en, begünstigt durch den anomeren Effekt, bevorzugt zu den α-Glycosiden ab. Der
Mechanismus läßt sich an Hand einer reaktionsträgen α-Halogenose erklären. Durch die Ak-
tivierung mittels löslicher Quecksilber oder Silbersalze bildet sich ein dissoziiertes Glycosyl-
kation, welches unter Kontrolle des anomeren Effektes zum thermodynamisch günstigen α-
Glycosid reagiert. Führt man dagegen die Reaktion in polaren aprotischen Lösungsmitteln
O
O
O
R = Me, Ph, Piv
HOAkz
O
OR
OAkz

Allgemeiner Teil 36
(Acetonitril) durch, liegt das Glycosylkation solvatisiert vor und die Synthese begünstigt die
Bildung des entsprechenden β-Glycosids.
Schema 7: Mechanismus eines dissoziierten Glycosylkations
O
OR
X
Promotor
X = Austrittsgruppe, Akz = Akzeptor, R = Bn
O
OR
X
HOAkz
O
OR OAkz

Allgemeiner Teil 37
4.3 Darstellung der neo-Glycopeptidbausteine
4.3.1 Auswahl der Glycosylierungsmethode
Zunächst sollte die Synthesestrategie anhand von Glucosederivaten praktisch umgesetzt wer-
den. Als Donor dient das peracetylierte Glucopyranosylbromid (1), das in einer Eintopfsyn-
these aus Glucose mit HBr/Eisessig (33%ig) in Acetanhydrid gewonnen wird. Der Donor (1)
wird nach der Helferich-Methode mit dem Spaceraglycon (2) unter Einsatz von Quecksil-
ber(II)salzen als Promotor umgesetzt. Nach Chromatographie an Kieselgel erhält man das β-
glycosylierte Produkt (3) in einer maximalen Ausbeute von 37%. Durch Variation der Reak-
tionszeit von 5h - 72h konnte in mehreren Versuchen keine Umsatzsteigerung erzielt werden.
Schema 8:
HO
HO
OH
O
OH
OH
HBr/AcOH (33%)
Ac 2O
AcO
AcO
AcO
AcO
Die Verwendung von toxischen Schwermetallsalzen in größeren Mengen ist heutzutage nicht
mehr zeitgemäß. Daher wurde eine alternative Darstellung der Verbindung (3) via Thiogly-
cosyl-Methode durchgeführt. Ausgehend von Peracetyl-β-D-glucose [138] (20) und Thiophe-
nol wird zunächst unter Trifluorboretheratkatalyse die kristalline Verbindung (21)
dargestellt. Der 1-Thiophenyl-Donor (21), Z-Aminopentanol (2) und Molsieb 3Å werden in
Acetonitril gelöst und bei -20°C mit TMSOTf/NIS-Aktivierung umgesetzt. Nach 5 h wurde
die Reaktion abgebrochen und das Produkt (3) konnte in 48% Ausbeute gewonnen werden.
Vergleicht man nun die Gesamtausbeuten der beiden Synthesewege, so spart man bei der
Helferich-Methode nicht nur einen Zwischenschritt, sondern erzielt auch eine höhere Aus-
OAc
O
OAc
1
Br
77%
Lit. [133] : 78%
Hg(CN) 2 , HgBr 2
Molsieb 3Å HO NHZ
3
OAc
37%
O
OAc
O
2
NHZ

Allgemeiner Teil 38
beute. Ferner kam es zu Probleme bei der sich anschließenden Hydrierung mittels Palladium-
katalysator, die auf die Vergiftung des Katalysators durch Schwefelrückstände zurück-
zuführen sind und sich trotz mehrmaligem Umkristallisieren der Verbindung (3) nicht unter-
drücken ließen.
Schema 9:
HO
HO
OH
AcO
AcO
O
OH
OH
, Molsieb 3Å
Acetonitril, -20°C, 5h
3
OAc
48%
O
OAc
NaOAc / Ac 2O
135°C, 20 min
O
AcO
AcO
CH 2Cl 2, 6h
AcO
AcO
[2], [105]
Schließlich wurde als dritte Alternative die Trichloracetimidat-Methode von Schmidt
durchgeführt. Als Donor sollte das perbenzoylierte Trichloracetimidat der Glucose (27) die-
nen. Die Darstellung des Imidats (27) erfolgte aus der 2,3,4,6-Tetrabenzoyl-D-glucopyranose
(26) [143], [144], [145] mit Trichloracetonitril, wobei durch Verwendung von 1,8-Diazabi-
cyclo[5.4.0]undec-7-en anstelle von Kaliumcarbonat [147] die Reaktionsdauer ohne Ausbeute-
verlust von 6d auf 3h verkürzt wurde. Die Glycosylierung des Donors (27) mit Z-
Aminopentanol erfolgte unter Zugabe von TMSOTf (10 mol%) als Promotor bei -45°C in
Methylenchlorid. Die Reaktion konnte nach 2h abgebrochen werden, nachdem kein Edukt
mehr detektiert werden konnte. Das gewünschte Glucosid (28) konnte nach Chromatographie
OAc
O
OAc
20
81%
Lit. [138] : 84%
OAc
21
O
OAc
58%
Lit. [139] : 71%
HO NHZ
2
NHZ
OAc
S
SH

Allgemeiner Teil 39
mit 80% Ausbeute isoliert werden.
Schema 10:
BzO
Die Trichloracetimidat-Methode erbrachte die höchste Gesamtausbeute, aber auch in diesem
Fall traten bei der anschließenden Hydrierung Probleme auf. Im Gegensatz zur Thioglycosid-
Methode verlief die Hydrierung von Glucosid (28) zwar nahezu quantitativ; die entschützte
Aminogruppe wies jedoch eine so hohe Reaktivität auf, daß es zu Wanderungen von Ben-
zoylgruppen kam, und so schon nach 2h ein unbestimmbares Produktgemisch entstand. Die
Kupplung des Glucosids (29) mit einem Asparaginsäurederivat verlief mit einer Ausbeute
von lediglich 30%, was für eine Peptidknüpfungsreaktion ausgesprochen unbefriedigend
war.
BzO
26
OBz
O
OBz
OH
CCl 3CN, DBU
CH 2Cl 2, -10°C, 3h
Nach Abwägung des Zeitaufwandes mit der erzielten Gesamtausbeute lieferte die Helferich-
Glycosylierung die besten Ergebnisse.
BzO
BzO
Um das Glucosid (3) an ein Asparaginsäurederivat über den Aminopentylspacer zu knüpfen,
mußte zunächst die Benzyloxycarbonyl-Gruppe (Z-Gruppe) an der Aminofunktion des Agly-
cons entfernt werden. In verschiedenen Testansätzen wurden die optimalen Reaktionsbedin-
gungen für die Hydrierung ermittelt. Eine nahezu quantitative Ausbeute an Verbindung (4)
konnte in Ethanol bei 1 bar Wasserstoffdruck mit Palladium auf Kohle (10%, trocken) erzielt
werden. Durch den Zusatz von 1 mol% Essigsäure konnte darüberhinaus die Acetylgruppen-
wanderung weitgehend unterdrückt werden.
BzO
BzO
, CH 2 Cl 2
-45°C, 3h
OBz
28
80%
O
OBz
OBz
27
86%
Lit. [147] OBz
O CCl3 : 86%
NH
O
O
HO NHZ
2
NHZ

Allgemeiner Teil 40
4.3.2 Auswahl der Peptidknüpfungsreaktion
In der Peptidchemie, die schon lange vor der Kohlenhydratchemie große Bedeutung erlangt
hatte, kommen zahlreiche, optimierte Kupplungsmethoden zum Einsatz [129], [204] . Neben Re-
aktionen zwischen einer freien Aminofunktion (Aglycon) mit einem Carbonsäurechlorid
bzw. Carbonsäureanhydrid existieren die durch Kupplungsreagenzien gestützten Synthesen.
Eine Gruppe, die häufig für diesen Zweck als Kupplungsreagenz benutzt wird, basiert auf ei-
nem Carbodiimidgrundkörper. Die Kupplungsreaktion verläuft über einen intermediär gebil-
deten O-Acylharnstoff, der im weiteren Verlauf von der freien Aminofunktion angegriffen
wird. Die Bildung des reaktiven O-Acylharnstoffes verläuft rasch, während der Angriff der
Aminofunktion nur langsam erfolgt; so kann es zur Racemisierung der Aminosäure sowie zur
unerwünschten Umlagerung des Aktivesters in einen stabilen, inaktiven N-Acylharnstoff
kommen. Durch Zugabe von Additiven (z.B. HOBt, HOAt) generiert man im Anschluß an
die Bildung des O-Acylharnstoffes eine Aktivesterzwischenstufe, welche die Racemisierung
und die Nebenreaktion zum N-Acylharnstoff unterdrückt.
Schema 11:
O
R
N
C
N
R
R
NH
C
NH
R
R´-COOH
N
N
OH
R´´-NH 2
N
N
N
O
O
C
´R O
N
R´´-NH 2
R´
O
R
N
C
NH
R
´´R
´´R
O
O
H
N C R´
H
N C R´
O
O
R
NH
C
NH
R
R
NH
C
NH
R
N
N
OH
N

Allgemeiner Teil 41
Von Belleau und Malek [135] wurde 1-Ethoxycarbonyl-2-ethoxy-1,2-dihydrochinolin (EEQD)
als Kupplungsreagenz entwickelt. Der Mechanismus verläuft über ein langsam, intermediär
gebildetes Aminosäurekohlensäureanhydrid, welches sehr schnell mit der freien Aminofunk-
tion zum Dipeptid abreagiert.
Schema 12:
EtO
N OEt
Das Syntheseprinzip der Aktivesterbildung kann auch der eigentlichen Kupplungsreaktion
[125], [126]
als isolierbare Zwischenstufe vorgelagert werden. So wird von Kisfaludy und Schön
die Veresterung der α-Carboxylfunktion von Aminosäuren mit Pentafluorphenol unter Kata-
lyse von Dicyclohexylcarbodiimid bei 0°C beschrieben. Die isolierten Pentafluorphenolester
lassen sich in Dimethylformamid oder Essigsäureethylester ohne weitere Kupplungsreagen-
zien mit einem primären oder sekundärem Amin umsetzen.
Um die Fragestellung nach der bestgeeigneten Methode zur Synthese von neo-Glycopeptid-
bausteinen zu beantworten, wurden anhand einer Modellreaktion (Schema 13) Glucosid (4)
mit den Asparaginsäurederivaten (5) bzw. (6) unter Verwendung von verschiedenen Kupp-
lungsreagenzien umgesetzt. Die Darstellung nach der Pentafluorphenolester-Methode er-
brachte die höchsten Ausbeuten von über 90% und sollte daher in der Folge auch bei anderen
Zuckerderivaten zum Einsatz kommen.
O
N
R-COOH
O
langsam
schnell
R O OEt
R´-NH 2
O
EtO
sehr schnell
N O
O
O R
R-CO-NH-R´

Allgemeiner Teil 42
Schema 13:
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
3
OAc
4
96%
DCC/HOBt
DMF
1h 0°C -> RT
OAc
7
69%
O
OAc
O
Pd/C, Ethanol
AcOH, H 2, 1h
O
OAc
O
O
Boc-Asp-(OBn)-OH
Boc-Asp-(OBn)-OPfp
OAc
O
Tabelle 3: Variation der Peptidkupplungsreaktionen am Glucosid 4
Kupplungsreagenz Aminosäurederivat Lsm. Ausbeute
DCC/HOBt Boc-Asp-OBn-OH (5) DMF 69%
EEQD Boc-Asp-OBn-OH (5) THF 27%
TBTU Boc-Asp-OBn-OH (5) CH 3CN 20%
WSC Boc-Asp-OBn-OH (5) THF 10%
- Boc-Asp-OBn-OPfp (6) EE 92%
NHZ
NH 2
H
N
O
O
NHBoc
OBn

Allgemeiner Teil 43
Im Hinblick auf die Synthese von neo-Oligoglycopeptiden war es erforderlich unterschied-
lich blockierte Asparaginsäurepentafluorphenolester (Schema 14) darzustellen. Die Umset-
zung gelang durchweg mit Ausbeuten um 90% und lieferte kristalline Zwischstufen.
Schema 14:
O
OBn
HOOC NHBoc
5
O
HOOC NHZ
8
O
HOOC NHZ
39
O
OBn
O t Bu
O t Bu
HOOC NHFmoc
12
DCC, PfpOH
EE, 1h 0°C -> RT
DCC, PfpOH
EE, 1h 0°C -> RT
DCC, PfpOH
EE, 1h 0°C -> RT
DCC, PfpOH
EE, 1h 0°C -> RT
O
OBn
PfpOOC NHBoc
6
92%
O
PfpOOC NHZ
9
87%
O
PfpOOC
40
96%
NHZ
O
OBn
O t Bu
O t Bu
PfpOOC
13
92%
NHFmoc

Allgemeiner Teil 44
4.3.3 Darstellung von neo-Glucopeptidbausteinen
Analog der Modellreaktion (Schema 13) konnten ausgehend von Verbindung (4) mit Hilfe
der Pentafluorphenolester-Methode die acetylgeschützten neo-Glucopeptidbausteine synthe-
tisiert werden.
Schema 15:
AcO
AcO
OAc
4
AcO
O
OAc
AcO
O
Tabelle 4: Synthetisierte neo-Glucopeptidbausteine
Schutzgruppen
OAc
Edukt R 1 R 2 Reaktionszeit Produkt Ausbeute (%)
6 Bn Boc 5 h 7 92
9 Bn Z 3 h 10 95
13 t Bu Fmoc 1.5 h 14 98
4.3.4 Darstellung von neo-Galactopeptidbausteinen
O
OAc
O
Nachdem am Beispiel der Glucose die Synthesestrategie zur Darstellung der neo-Glycopep-
tidbausteine erfolgreich durchgeführt worden war, sollte nun die Ausweitung des Konzeptes
auf andere Kohlenhydrate erfolgen. Zunächst beschränkte sich die Auswahl auf weitere O-
Glycoside (Galactose und Mannose). Die Synthesesequenz der Galactosederivate unterschei-
NH 2
EE, RT
1,5 - 5 h
7 : R1 = Bn, R2 = Boc
9 : R1 = Bn, R2 = Z
13: R1 = t Bu, R2 = Fmoc
H
N
PfpOOC NHR 2
O
O
O
NHR 2
OR 1
OR 1

Allgemeiner Teil 45
det sich lediglich in der Darstellung der Acetobromgalactose (32), die im Gegensatz zum ent-
sprechenden Glucosederivat in zwei Stufen erfolgt. Nach Peracetylierung von Galactose
mittels Natriumacetat in Acetanhydrid unter Rückfluß [151] wurde das kristalline Produkt (31)
(Ausbeute 56%) in Methylenchlorid gelöst und bei 0°C mit HBr in Essigsäure (33%ig) zum
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-galactopyranosylbromid (32) umgesetzt. Bei der anschliessen-
den Helferich-Glycosylierung mit Z-Aminopentanol in Acetonitril und Quecksilber(II)cya-
nid als Promotor konnte eine erhöhte Reaktivität der Galactose festgestellt werden. Produkt
(33) konnte nach 3 h mit 44% Ausbeute isoliert werden. Die Z-Schutzgruppe wurde hydro-
genolytisch unter Katalyse von Palladium auf Kohle (10%) in Ethanol unter Zugabe von Es-
sigsäure entfernt. Das Rohprodukt (34) wurde analog der Glucose mit den verschiedenen
Asparaginsäurederivaten zu den neo-Galactopeptidbausteinen umgesetzt.
Schema 16:
AcO
OAc
AcO
OAc
OAc
31
O
OAc
OAc
34
O
AcO
OAc
OAc
OAc
HBr/AcOH (33%)
CH 2Cl 2, 0°C
AcO
O
OAc
OAc
O
OAc
OAc
33
44%
O
O
AcO
OAc
OAc
O
Pd/C,
AcOH, EtOH
1 h
NH 2
EE, RT
2 - 6 h
OAc
32
roh
O
OAc
Hg(CN) 2, HgBr 2
Z-Aminopentanol
CH 3 CN, 3 h
35: R1 = Bn, R2 = Boc
41: R1 = t Bu, R2 = Z
43: R1 = Bn, R2 = Z
46: R1 = t Bu, R2 = Fmoc
H
N
PfpOOC NHR 2
O
NHZ
O
O
NHR 2
OR 1
OR 1

Allgemeiner Teil 46
4.3.5 Darstellung von neo-Mannopeptidbausteinen
Entsprechend der Galactose wurde die Acetobrommannose (50) ausgehend von Mannose in
einer Ausbeute von 92% über zwei Schritte dargestellt. [169], [170] Die Mannose zeichnet sich
durch die axiale Stellung des Substituenten in der 2-Position aus. Durch den Einfluß der nach-
bargruppenaktiven Acetylfunktion an der 2-Position wurde bei der Umsetzung von Verbin-
dung (50) mit Z-Aminopentanol in Acetonitril unter Helferich-Bedingungen ausschließlich
das 1,2-Transprodukt (51) (J C1-H1 = 170.8 Hz, J H1-H2 = 1.7 Hz) in 39% Ausbeute erhalten.
Schema 17:
AcO
AcO
Tabelle 5: Synthetisierte neo-Galactopeptidbausteine
Schutzgruppen
Edukt R 1 R 2 Reaktionszeit Produkt Ausbeute (%)
6 Bn Boc 3 h 35 87
9 Bn Z 4 h 43 97
13 t Bu Fmoc 2 h 46 96
40 t Bu Z 6 h 41 95
OAc
OAc
O
50
Br
Z-Aminopentanol
Hg(CN) 2 /HgBr 2
Molsieb 3Å,
CH 3CN, 7h
Die Aminofunktion wurde durch Hydrierung in Ethanol mit Essigsäure unter Palladiumkata-
lyse entschützt, und das Rohprodukt (52) mit den Pentafluorphenolesterderivaten der Aspa-
raginsäure zu den entsprechenden neo-Mannopeptidbausteinen umgesetzt.
Tabelle 6: Synthetisierte neo-Mannopeptidbausteine
Schutzgruppen
AcO
AcO
OAc
OAc
O
51
39%
Edukt R 1 R 2 Reaktionszeit Produkt Ausbeute (%)
6 Bn Boc 2.5 h 53 89
13 t Bu Fmoc 3 h 56 94
O
NHZ

Allgemeiner Teil 47
4.4 Darstellung von neo-Di- und neo-Triglycopeptiden
4.4.1 Synthese eines neo-Diglycopeptids
Zum Aufbau eines dimeren neo-Glycopeptids mußten zunächst die vorhandenen Monomer-
bausteine selektiv an der Aminosäure so entschützt werden, daß eine freie Carboxylgruppe
und eine freie Aminogruppe miteinander verknüpft werden konnten. In einem ersten Testan-
satz wählten wir daher Verbindung (7), von der hydrogenolytisch die Benzylesterschutzgrup-
pe unter Palladiumkatalyse entfernt wurde, und Verbindung (35), von der die tert.-
Butyloxycarbonylgruppe mit Hilfe von Trifluoressigsäure in Methylenchlorid (50%ig) abge-
spalten wurde, aus.
Schema 18:
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
7
DCC/HOBt
pH 7 (NEt 3 )
DMF
OAc
OAc
O
OAc
O
OAc
17
quant.
OAc
36
quant.
OAc
35
O
OAc
O
OAc
O
O
O
O
Pd/C, EtOH
AcOH, 1h
AcO
TFA/CH 2 Cl 2
1h
OAc
AcO
AcO
OAc
O
OAc
OAc
H
N
H
N
O
H
N
H
N
OAc
O
O
O
O
O
O
107
O
NH 2
O
O
NHBoc
OBn
NHBoc
COOH
NHBoc
OBn
OBn
H
N
H
N
O
O
O
NH
CO
OBn
NHBoc

Allgemeiner Teil 48
Das so erhaltenen Glucosederivat (17) und das Galactosederivat (36) wurden zusammen in
DMF gelöst und mit Triethylamin auf pH 7 eingestellt, und bei 0°C mit DCC/HOBt umge-
setzt. Die Problematik der Carbodiimidmethode bei der Darstellung der Monomerbausteine
setzt sich fort, und so konnte kein Produkt dünnschichtchromatographisch detektiert werden.
Eine Alternative stellte wieder die Pentafluorphenolester-Methode dar, und so wurde das
Glucosederivat (17) zunächst mit DCC in Essigsäureethylester zum Aktivester mit einer Aus-
beute von 85% umgewandelt. Das isolierte Produkt (18) konnte durch Zugabe zu einer Lö-
sung des Galactosederivates (36) in DMF in das dimere neo-Glycopeptid (107) (78%
Ausbeute) überführt werden.
Schema 19:
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
AcO
AcO
17
OAc
OAc
OAc
18
85%
EE, RT, 12 h
OAc
O
OAc
O
OAc
O
OAc
O
OAc
AcO
OAc
O
O
PfpOH, DCC
EE, 1h 0°C -> RT
O
O
107
78%
36
OAc
O
OAc
O
H
N
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
O
COOH
NHBoc
COOPfp
NHBoc
NH
CO
OBn
NHBoc
H
N
O
O
NH 2
OBn

Allgemeiner Teil 49
Der Intressenschwerpunkt lag nun auf der Konformationsanalyse des freien Dimerglycopep-
tides in Lösung. Zur Vermeidung überflüssiger Entschützungsschritte wurde aus dem Gluco-
sepentafluorphenolesterderivat (18) und dem aminofreien Galactosederivat (42) unter
analogen Reaktionsbedingungen zu Schema 19 ein weiteres Dimerglycopeptid mit einer Aus-
beute von 85% dargestellt. Das freie Dimerglycopeptid (106) war durch Abspaltung der tert.-
Butyloxycarbonyl bzw. des tert.-Butylesters mit Hilfe von 50%iger TFA-Lösung in Methy-
lenchlorid und anschließender Entschützung der Acetylgruppen mittels ammoniakalischem
Methanol in zwei Schritten mit einer Gesamtausbeute von 95% zugänglich.
Schema 20:
AcO
AcO
HO
AcO
AcO
AcO
AcO
OH
HO
HO
OAc
OAc
OH
OAc
OAc
OH
OAc
OAc
O
OH
O
OAc
O
O
OAc
OH
O
OAc
O
OAc
O
O
O
103
85%
O
106
95%
O
42
O
18
+
EE, 3 h
1. TFA/CH 2 Cl 2 , 2h, RT
2. NH 3/MeOH, 24h, RT
H
N
H
N
H
N
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
O
O
O
O
O
NH
CO
NH
CO
NH 2
NH 2
O t Bu
NHBoc
OH
O t Bu
COOPfp
NHBoc

Allgemeiner Teil 50
Rückschlüsse über die Konformation des freien Dimers in Lösung erlaubt die Anwendung
von 2D-NMR-Experimenten (ROESY/NOESY). Das freie Dimerglycopeptid (106) wurde
daher in einer Mischung von D 2O/H 2O 1:9 gelöst und NMR-Spektroskopisch vermessen.
Anhand der ROESY-Crosspeaks ließ sich auf eine räumlich parallele Ausrichtung der Al-
kylketten ausgehend von der Aminosäureseite schließen. Das NOESY-Experiment erlaubte
die sichere Zuordnung eines Polarisationstransfers über den Raum, neben den normalen Pro-
tonenwechselwirkung innerhalb der Galactose bzw. der Glucose, zwischen der H-1-Position
der Galactose und der H-6 a,b -Position der Glucose.
Schema 21:
HO
HO
OH
HO
OH
H
O
OH
H2C OH
H
O
OH
H
Die experimentellen Daten (Abb.5 und Abb. 6) bestätigen die Annahme einer räumlichen
Nähe der beiden Zuckerreste innerhalb des dimeren Glycopeptides in Lösung; somit ist die
Voraussetzung zur Verwendung als Oligosaccharidmimetika erfüllt.
H
O
O
C
H 2
C
H 2
NOESY-Crosspeaks
ROESY-Crosspeaks
H
N
H
N
O
O
O
NH
CO
OH
NH 2

Allgemeiner Teil 51
Abbildung 5: NOESY-Spektrum (300 MHz, D 2O/H 2O 1:9) von neo-Diglycopeptid (106)
Abbildung 6: ROESY-Spektrum (300 MHz, D 2 O/H 2 O 1:9) von neo-Diglycopeptid (106)

Allgemeiner Teil 52
Variation der Aminosäurekette eines neo-Diglycopeptides
Die Charakterisierung der dreidimensionalen Struktur von Proteinen und Peptiden erfolgt
durch Unterscheidung in mehrere Strukturebenen. Unter der Primärstruktur versteht man aus-
schließlich die Aminosäuresequenz (Abfolge der Aminosäuren), ohne andere Bindungen
oder Wechselwirkungen einzubeziehen. Aufgrund der Primärsequenz bilden sich nun im
Raum verschiedene Konformationen aus, die als Sekundärstruktur bezeichnet werden. Limi-
tiert wird die Ausbildung der Sekundärstrukturen durch die eingeschränkte Drehbarkeit der
Amidbindung, die einen partiellen Doppelbindungscharakter besitzt. Obwohl die freie Dreh-
barkeit aller anderer Bindungen erlaubt ist, existieren doch nur einige energetisch bevorzugte
Konformationen (ungeordnete, helicale oder Faltblattstruktur). Diese Konformationen wer-
den vor allem durch sterische Wechselwirkungen und die Ausbildung von Wasserstoffbrück-
bindungen stabilisiert. Die Tertiärstruktur schließlich bezeichnet die Anordnung der
miteinander verbundenen Peptidketten und insbesondere der Helix im Raum. Einen großen
Einfluß auf die Tertiärstruktur übt dabei vor allem ein erhöhter Prolinanteil aus, der zu Ab-
weichungen von der Idealkonformation führt. Durch Aggregation mehrer Polypeptidketten
ergibt sich schließlich die Quartärstruktur eines Proteins, welche die eigentlich biologisch ak-
tive Form darstellt.
Betrachtet man nun die β-Faltblattstruktur genauer, so zeigt sich, daß die Seitenkette jeder
übernächsten Aminosäure dir räumlich äquivalente Ausrichtung besitzt.
Schema 22:
HC
R
O
HC
R
H
N
H
N
R
C
H
R
O
H
C
R
H
N
C
H 2
O
H
C
H
N
N
O
N
O
O
H
C
N
H
O
H
C
N
H
O
H
C
N
H
O
H
N
C
H
O
R
R
R
R
R
R
C
H 2
R
O
N
H
C
O
H
C
N CH
H
R
R

Allgemeiner Teil 53
Vergleicht man nun die Konformation der Seitenketten innerhalb der β-Faltblattstruktur mit
den experimentellen Befunden des neo-Diglycopeptides (106), so scheint unter dem Vorbe-
halt, daß die Ausbildung einer ähnlichen Sekundärstruktur erst bei höherer Kettenlänge der
neo-Oligopeptide zu erwarten wäre, ein Widerspruch zu existieren. Aus diesem Antrieb ent-
schlossen wir uns eine weiter Aminosäure zwischen die beiden Asparaginsäuren zu insertie-
ren. Glucopeptidbaustein (19), der zuvor an der α-Aminofunktion der Asparaginsäure
deblockiert worden war, wurde mit N-tert.-Butyloxycarbonyl-L-Alanin-pentafluorphenole-
ster (111) in Essigsäureethylester zu Verbindung (112) (Ausbeute 93%) umgesetzt.
Schema 23:
AcO
AcO
i
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
7 : R = Boc
19 : R = H
i
114
92%
OAc
O
OAc
O
OAc
O
EE, 3h
O
112 : R´ = Boc, 93%
113 : R´ = H
DMF, 6h
OAc
OAc
O
OAc
O
OAc
AcO
O
OAc
O
H
N
PfpOOC NHBoc
111
38
OAc
O
OAc
O
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
R´HN
HN
CO
COOBn
NHR
COOBn
NH
CO
COOBn
NH
CO
NHBoc
H
N
O
COOPfp
NHBoc
i: TFA/CH 2 Cl 2 , 45 min

Allgemeiner Teil 54
Nach Abspaltung der Boc-Gruppe des Alanins mit einer Lösung von TFA in Methylenchlorid
wird die erhaltene Verbindung (113) mit dem zum Pentafluorphenolester aktivierten Galac-
topeptidbaustein (38) in DMF verknüpft. Das alternative neo-Diglycopeptid (114) konnte mit
einer Ausbeute von 92% isoliert werden.
Das freie neo-Diglycopeptid (117) wurde durch hydrogenolytische Spaltung des Benzyl-
esters, Deblockierung der Aminofunktion und Entschützung der Hydoxylgruppen durch am-
moniakalische Methanollösung erhalten und analog Dimer (106) in einer Lösung von D 2O/
H 2 O (1:9) NMR-spektroskopisch analysiert. Es konnte jedoch kein Polarisationstransfer in
Lösung zwischen den beiden Zuckerresten festgestellt werden.
Schema 24:
AcO
AcO
AcO
OAc
HO
HO
HO
OH
114
OAc
OH
117
OAc
O
OAc
OH
O
OH
O
OAc
O
OH
O
O
1. Pd/C, , AcOH, EtOH, 3 h
2. TFA, CH 2 Cl 2 , 1 h
3. NH 3 , CH 3 OH, 1 d
O
O
H
N
H
N
H
N
O
H
N
O
O
O
HN
CO
COOBn
NH
CO
NHBoc
HN
CO
NH 2
COOH
NH
CO

Allgemeiner Teil 55
4.4.2 Synthese eines neo-Triglycopeptides
Der Aufbau von neo-Oligoglycopeptiden beschränkt sich im allgemeinen nicht nur auf zwei
Glycopeptidbausteinen. So ergab sich als nächste Fragestellung ob eine Kettenverlängerung
mit weiteren Glycopeptidbausteinen möglich ist. Ausgehend von dem schon beschriebenen
Dimer (107) wurde deshalb zunächst mit Hilfe einer 50%igen-Lösung von TFA in Methylen-
chlorid eine freie Aminogruppe erzeugt.
Schema 25:
AcO
DMF, RT, 12h
AcO
OAc
AcO
AcO
OAc
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
108
OAc
OAc
OAc
O
OAc
O
O
OAc
OAc
O
AcO
OAc
OAc
OAc
O
109
68%
O
AcO
O
O
O
O
OAc
OAc
O
Als Akzeptor wurde der Mannosebaustein (55) zu einer Lösung des aminofreien Dimers
(108) in DMF gegeben. Die Isolierung des reinen neo-Triglycopeptides gelang erst nach wie-
derholter Chromatographie an Kieselgel mit einer Ausbeute von 68%.
55
O
H
N
H
N
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
O
O
O
NH
CO
NH
NH
CO
NH
CO
OBn
H
N
OBn
NHBoc
O
COOPfp
NHBoc

Allgemeiner Teil 56
4.5 Erweiterung des Synthesekonzeptes für Monoglycopeptidbau-
steine
4.5.1 Synthese von neo-N-Acetyl-glucosaminopeptidbausteinen
Die 2-Amino-2-desoxy-glycoside nehmen durch ihr häufige Beteiligung am Aufbau von
Glycokonjugaten eine wichtige Position ein. Analog zu Kap. 3.2.2 läßt sich auch bei den 2-
Amino-2-desoxy-glycosiden die Stereochemie am Anomerenzentrum durch den Einsatz von
nachbargruppenaktiven Schutzgruppen steuern. Bevorzugt werden unter Königs-Knorr-Be-
dingungen dabei die thermodynamisch stabileren β-Glycoside gebildet. Die dazu notwendi-
gen acetylierten Bromglycoside zeichnen sich durch eine hohe Instabilität aus, welche zur
Ausbildung von 1,3-Oxazolinen führen kann. Im Gegensatz zur bei normalen Zuckern auf-
tretenden labilen Acetoxonium-Zwischenstufe ist es möglich diese Oxazoline zu isolieren.
Schema 26:
AcO
AcO
OAc
O
NHAc
Br
M +
AcO
AcO
AcO
AcO
+H +
HN
-H +
OAc
OAc
Aufgrund dieser unerwünschten Nebenreaktion wählten wir daher die FeCl 3 -katalysierte
Glycosylierungsmethode zur Darstellung der 2-Amino-2-desoxy-glucopyranosylderivate
aus. [155] Die benötigte Ausgangsverbindung (62) läßt sich in vier einfachen Schritten aus der
ungeschützten 2-Amino-2-desoxy-α/β-D-glucose mit einer Gesamtausbeute von 30% dar-
stellen. [153], [154] Durch eine FeCl 3 -katalysierte Glycosylierung von Verbindung (62) und Z-
Aminopentanol (2) in Methylenchlorid ließ sich nach 3 h das gewünschte Produkt (63) mit
N
1,3-Oxazolin
O
O
O
O
ROH
AcO
AcO
OAc
O
NHAc
OR

Allgemeiner Teil 57
einer Ausbeute von 91% isolieren. Die Umwandlung der N-Chloracetylgruppe erfolgte durch
reduktive Dehalogenierung mittels Zink in Essigsäure (Ausbeute 92%).
Schema 27:
AcO
AcO
62
OAc
Analog zu den beschriebenen Glycosiden konnte nach hydrogenolytischer Spaltung der Z-
Gruppe das erhaltene Produkt (65) mit den verschiedenen Asparaginsäurederivaten durch
Umsetzung in DMF/EE verknüpft werden.
Tabelle 7:
O
NHAcCl
AcO
AcO
Z-Aminopentanol
, CH2Cl2 OAc 3h
64
92%
OAc
Schutzgruppen
O
NHAc
AcO
AcO
Zn, AcOH
12 h, 40°C
Edukt R 1 R 2 Reaktionszeit Produkt Ausbeute (%)
6 Bn Boc 3 h 66 91
13 t Bu Fmoc 8 h 67 87
Auch die neo-2-Acetamido-2-desoxy-glucopeptide sollten zur Synthese von Oligomeren her-
angezogen werden, jedoch traten bei der Umschützung zum Pentafluorphenolesterderivat
massive Probleme auf. In einem Testansatz wurde zunächst die Carboxylfunktion von Ver-
bindung (67) durch den Einsatz von TFA in Methylenchlorid entschützt und sollte nun unter
Katalyse von DCC in DMF mit Pentafluorphenol im Überschuß (2 eq.) verestert werden.
Nach 12 h Reaktionszeit konnte keine Produktbildung detektiert werden. Auch die erneute
Zugabe der Reaktanden und das Einstellen des pH-Wertes auf 7 führte zu keinem Ergebnis.
OAc
63
91%
O
NHAcCl
O NHZ
O NHZ

Allgemeiner Teil 58
Das Edukt konnte mit einer Ausbeute von 94% reisoliert werden. In der Literatur fanden sich
für dieses Problem keine weiteren Beispiele, jedoch wurde von Bock et. al. [156] die Synthese
von 1-Amino-1-desoxy-Zucker mit einem zweifach aktivierten Asparaginsäurederivat (α-
COOPfp, β-COCl) beschrieben, wobei ausschließlich das Säurechlorid reagiert. Die Darstel-
lung des Asparaginsäurederivates (70) erfolgte durch Umsetzung des käuflich erhältlichen N-
Fmoc-L-Asparaginsäure-(O t Bu)-OPentafluorphenolesters in einer Mischung von TFA und
Thionylchlorid für 24 h bei 40°C. Verbindung (71) konnte durch die Synthese von Verbin-
dung (65) und des Asparaginsäurederivates (70) in absolutem THF bei 0°C in Gegenwart von
NME mit einer Ausbeute von 53% gewonnen werden.
Schema 28:
AcO
AcO
AcO
AcO
64
65
roh
OAc
O
NHAc
Pd/C, EtOH
AcOH,
1 h
OAc
AcO
O
NHAc
AcO
O NHZ
O NH 2
OAc
O
NHAc
O
71
53%
THF, NME
25 min, 0°C
+
H
N
O
COO t Bu
PfpOOC NHFmoc
13
SOCl 2, TFA
24 h, 40°C
COCl
PfpOOC NHFmoc
COCl
70
quant.
NHFmoc

Allgemeiner Teil 59
4.5.2 Synthese von neo-C-Glycopeptidbausteinen
Als Vertreter der Klasse der C-Glucoside wählten wir die in unserem Arbeitskreis schon be-
kannte 4,5,6,8-Tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäure aus. Das
Zuckerderivat trägt am anomeren Zentrum eine Carboxylgruppe und bildet dennoch einen
Pyranosering aus. Die Verbindung (72) ist nach Hanessian [171] durch basenkatalysierte C-C-
Knüpfung von Dibenzylmalonat an Acetobromglucose (1) [172], [173] mit nachfolgender hydo-
genolytischer Spaltung der Benzylester und Decarboxylierung mit 51% Ausbeute zugäng-
lich. Zhdanov et. al. [174] oxidierten das 3-(Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-1-propen [175],
[176], [177] mit Kaliumpermanganat in 73% Ausbeute. Wir wählten die Methode von Mata et.
al. [178] , welche die 2,3,4,6.Tetra-O-acetyl-D-glucopyranose [143], [144], [145], [179], [180] mit Mel-
trumsäure kondensiert und das Zwischenprodukt zur Verbindung (72) mit einer Gesamtaus-
beute von 60% decarboxyliert.
Schema 29:
AcO
AcO
OAc
O
OAc
OH
O
O
O
O
CH 3CN, NEt 3
45°C, 2 d
AcO
AcO
Die weitere Überlegungen galten nun dem passendem Spacermolekül, welches eine Ketten-
länge von 5-6 C-Einheiten haben sollte. Da Verbindung (72) schon 2-C-Einheiten durch die
Carboxylgruppe mit sich führt, entschlossen wir uns durch den Einsatz von Lysin als Amino-
säurekomponente auf einen zusätzliches Spacermolekül zu verzichten. Durch Verknüpfung
der Carboxylgruppe von Verbindung (72) mit der ε-Aminogruppe des Lysins erreichten wir
die gewünschte Kettenlänge. Verbindung (72) wurde mit Hilfe von DCC in Essigsäureethy-
lester bei 0°C in den entsprechenden Pentafluorphenolester (73) mit einer Ausbeute von 86%
überführt. Das passende α-N-Boc-L-Lysin (76) läßt sich nach Cernosek [157] bzw. nach Okuda
AcO
AcO
OAc
O
OAc
O
HOAc/H 2 O 10:1
100 °C, 2 h
72
60 %
OAc
O
OAc
O
O
O
COOH

Allgemeiner Teil 60
et. al. [158] selektiv in fünf Schritten darstellen. Ausgehend von L-Lysin-Hydrochlorid bildete
man zunächst mit Kupfer(II)carbonat den α,α-Cu 0.5 -L-Lysinkomplex; die freie ε-Amino-
funktion wurde mit Benzyloxycarbonylchlorid und Natronlauge in Aceton/Wasser geschützt
und schließlich das Kupfer mit Schwefelwasserstoff ausgefällt. Das Produkt (74) konnte mit
einer Gesamtausbeute von 53% kristallisiert werden. Nach Blockierung der α-Aminofunkti-
on mit tert.-Butyloxycarbonylanhydrid (Ausbeute 88%) konnte die ε-Aminogruppe selektiv
hydrogenolytisch zu Verbindung (76) (Ausbeute 87%) entschützt werden.
Die Knüpfung der Amidbindung zwischen Boc-L-Lysin (76) und C-Glucosylderivat (73) er-
folgte in DMF und lieferte das Intermediat (77). Da sich die chromatographische Aufarbei-
tung als sehr unbefriedigend erwies, setzten wir in einem zweiten Ansatz das Intermediat (77)
ohne weitere Aufarbeitung unter Promotion von DCC in DMF zum entsprechenden Pen-
tafluorphenolester (78) um. Das Produkt konnte ohne großen Aufwand säulenchromatogra-
phisch mit einer Ausbeute von 78% über beide Reaktionsschritte isoliert werden.
Schema 30:
AcO
AcO
73
OAc
O
OAc
COOPfp
Boc-L-Lysin 76
DMF, 2 h
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
Da der C-Glucosid-Baustein auch auf der festen Phase eingesetzt werden sollte, entschlossen
wir uns analog Schema 29 das Derivat (73) mit dem käuflich erhältlichen Fmoc-L-Lysin um-
zusetzten. Die folgende Generierung des Pentafluorphenolester nach bekannter Methode lie-
ferte Verbindung (80) mit einer Gesamtausbeute von 84%.
77
O
OAc
DCC, PfpOH
EE, 1 h 0°C -> RT
78
78%
OAc
O
OAc
O
O
H
N
H
N
NHBoc
NHBoc
COOH
COOPfp

Allgemeiner Teil 61
4.5.3 Synthese eines neo-1-Amino-1-desoxy-cellobiosylpeptides
Um die Flexibilität des Synthesekonzeptes zu beweisen, entschlossen wir uns durch die Ver-
wendung einer 1-Aminocellobiosylderivates nicht nur ein N-Glycosid darzustellen, sondern
auch die Beschränkung auf Monoglycoside zu durchbrechen. Peracetyliertes 1-Azido-1-des-
oxy-β-cellobiopyranosid (81), das in drei Stufen [181], [182], [183] aus Cellobiose dargestellt wer-
den kann, wurde zunächst durch Hydrierung in Essigsäureethylester mit Palladium auf Kohle
ohne Säurezusatz in das freie Amin (82) überführt (Ausbeute 96%). Als Spacermolekül wur-
de die in der Literatur bekannt 6-N-Z-Aminocapronsäure eingesetzt. Die Verbindung wurde
in einem Testansatz in den Pentafluorphenolester überführt und mit dem acetylierten Cello-
biosylamin (82) umgesetzt. Auch in diesem Fall traten wie zuvor bei der Synthese der N-Ace-
tylglucosaminbausteine Probleme auf, so daß anstelle der Pentafluorphenolester auf das
entsprechende Säurechlorid (83) [162] zurückgegriffen werden mußte.
Schema 31:
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
O
OAc
82
O
OAc
OAc
O
AcO
CH 2 Cl 2
-85 °C, 30 min
O
OAc
84
60%
O
AcO
86
31%
O
AcO
OAc
Cl
O
OAc
O
OAc
1. , H 2 , EtOAc
Nach der Amidkupplung [163] mit Verbindung (82) konnte das Produkt (84) in einer Ausbeute
von 60% isoliert werden. Die Darstellung der neo-Cellobiosylpeptide (86) erfolgte gemäß des
NH 2
O
83
OAc
H
N
2. Fmoc-Asp-(O t Bu)-OPfp 13, EtOAc
OAc
O
OAc
H
N
O
O
NHZ
N
H
O
NHZ
NHFmoc
COO t Bu

Allgemeiner Teil 62
Synthesekonzeptes durch hydrogenolytische Deblockierung der Aminofunktion und an-
schliessender Kupplung des Asparaginsäurederivates (13) nach der Pentafluorphenolester-
Methode mit einer Ausbeute von 31%.
4.6 Konformelle Nährungsrechnungen mit MacroModell 6.5
4.6.1 Allgemeines
Die Nützlichkeit von computergestützten Berechnungen in der Organischen Chemie hat mit
der rasanten Leistungssteigerung der Computer und der Erstellung neuer Kraftfeldmethoden
in den letzten 15 Jahren deutlich zugenommen. Als Anwendungsbereich [184] kommt die Syn-
theseplanung, die Berechnung von Übergangszuständen oder Molekülenergien, die Konfor-
mationsanalyse in Lösung bzw. in der Gasphase oder auch die Produktverteilung
komplizierter Reaktionen in Betracht. Die Rechnungen lassen sich grundsätzlich in drei Ka-
tegorien einteilen: die ab-initio-Molekülorbital(MO)-Methode, halbempirische MO-Metho-
de und die rein empirische Kraftfeldrechnung [185], [191], [192], [193], [194] (Molekül-
Mechanik(MM)-Rechnungen). Die beiden erstgenannten MO-Methoden erfordern bei Mole-
külen mit 100-200 Atomen, ohne vorherige Beschränkung der Freiheitsgrade durch die Fest-
legung der Symmetrie, einen solch hohen Rechenaufwand, daß er mit den heutigen
Großrechnern noch nicht in realistischen Zeiträumen ausgeführt werden kann. Mit den MM-
Kraftfeldrechnungen lassen sich hingegen durch die Auswahl geeigneter Basissätze auch gro-
ße Proteine [189], [190], [196] mit guter experimenteller Übereinstimmung berechnen. Im Rahmen
dieser Arbeit wurde mit Hilfe des Programms MacroModel 6.5 konformelle Nährungsrech-
nungen der neo-Diglycopeptide erstellt und auf Übereinstimmung mit den gefundenen expe-
rimentellen Daten analysiert. Die berechneten Strukturen sind jedoch nur als grobe Nährung
zu betrachten, da ein geeigneter Basissatz nicht zu Verfügung stand.
4.6.2 Verwendete Parameter
Die Rechnungen wurden auf einer Workstation O2 der Firma Silicon-Graphics (Irix 6.3) mit
Hilfe des Programms MacroModel 6.5 durchgeführt. Als Kraftfeld wurde AMBER [186], [187],
[188] verwendet, das speziell für die Berechnung von Proteinen ausgelegt ist. Die Energiemi-
nimierung der einzelnen Strukturen wurde im virtuellen wässrigen Medium durchgeführt,
wobei mit 1000 Montecarlo-Zyklen [195] und einer Konvergenz von +/- 0.1 kJ/mol gearbeitet
worden ist. Die einzelnen Berechnungen wurden bis zur mehrfachen Auffindung der Ener-
gieminima wiederholt.

Allgemeiner Teil 63
4.6.3 Berechnete neo-Glycopeptidstrukturen
Der Schwerpunkt der Nährungsrechnungen lag bei der Simulation der beiden neo-Digly-
copeptide (106) und (117), da in diesem Fall auch die NMR-Spektroskopischen Daten zu
Verfügung standen.
Abbildung 7: Konformations-Nährungsrechnung von neo-Diglycopeptid (106)
Tabelle 8: Konformationsisomerenverteilung des neo-Diglycopeptids (106)
Globales Minimum: E = -355.29 kJ/mol
∆E (kJ/mol) Anzahl der Isomere
4.18 4
8.37 6
12.55 10
20.92 25
41.84 153
Das in Abb. 7 dargestellte neo-Diglycopeptid (106) zeigt eine relativ unverzerrte Anordnung
der Aminosäurekette, wodurch die Aminopentyleinheiten gleichgerichtet zu einer räumli-

Allgemeiner Teil 64
chen Nähe der Zuckerreste führen.
Durch die Insertion eines Alanins in die Aminosäurekette führten die Nährungsrechnungen
des neo-Glycopeptids (117) zu der in Abb. 8 dargestellten Struktur. Die Aminosäurekette
liegt in einer helicalen Konformation vor, so daß die Aminopentylspacer und somit auch die
Zuckerreste eine räumlich antiparallele Ausrichtungen einnehmen.
Abbildung 8: Konformations-Nährungsrechnung von neo-Diglycopeptid (117)
Tabelle 9: Konformationsisomerenverteilung des neo-Diglycopeptids (117)
Globales Minimum: E = -453.93 kJ/mol
∆E (kJ/mol) Anzahl der Isomere
4.18 4
8.37 7
12.55 10
20.92 28
41.84 169

Allgemeiner Teil 65
Aufgrund der guten Übereinstimmungen zwischen den experimentell ermittelten Daten
(NOESY/ROESY), die im Falle des neo-Diglycopeptids (106) eine räumliche Nähe der bei-
den Zuckerreste ergaben, die sich auch in der berechneten Konformationen (Abb. 7) wieder-
fand, entschlossen wir uns einige Spacervariationen zunächst nur anhand von weiteren
Konformationsnährungsrechnungen durchzuführen. In der Literatur der Kohlenhydratmime-
tika zur Untersuchung von Lectinwechselwirkungen kommen vermehrt Ethylether- oder
auch Ethylthioetherspacer zum Einsatz. Diese Etherketten sorgen für eine erhöhte Hydrophi-
lie der Kohlenhydratimetika, die speziell bei den in wäßrigem Medium stattfindenden Lectin-
Kohlenhydrat-Wechselwirkung notwendig ist. Weitere Variationen sind in Schema 31 aufge-
führt.
Schema 32:
O
X
HO
n = 1-3
HO
OH
HO
OH
OH
O
OH
O
OH
X
X
H
N
H
N
Mono-, Di- und Tri(ethylether)spacer
O 2,4-Dienylpentylspacer
O 3,3-Dimethylpentylspacer
O Permethylpentylspacer
O
p-Phenylspacer
O
O
O
NH
CO
OH
NH 2
Energieminimum [kJ/mol] (Anzahl)
n = 1 : -437.18 (2)
n = 2 : -428.31 (3)
n = 3 : -419.94 (3)
-427.55 (2)
-279.13 (2)
+220.20 (2)
-251.91 (2)

Allgemeiner Teil 66
Durch einfügen von Doppelbindungen bzw. sterisch hindernden Methylgruppen sollte die
eingeschränkte Flexibilität des Aminopentylspacers simuliert werden. Die Konformations-
rechnungen wurden mit den in Abschnitt 3.6.2 aufgeführten Parametern erstellt. Die berech-
neten Konformationen besaßen als gemeinsames Strukturmerkmal eine helicale Anordnung
der Aminosäurekette, wobei die Spacer und Zuckerreste räumlich entfernt voneinander ange-
ordnet waren.
Abbildung 9: Beispiel mit helicaler AS-Kettenanordnung (Di-(ethylether)-spacer)
Einzige Ausnahme stellte die Konformation des neo-Diglycopeptides dar, bei dem als Spacer
der aromatische p-Aminophenolspacer verwendet worden ist. Die aromatischen Ringe ord-
nen sich in Schichten übereinander, so daß auch die Zuckerreste in räumliche Nähe kommen.
Die Simulation eines trimeren neo-Glycopeptides bestätigte die schichtartige Anordnung der
Aminosäureseitenketten.
Abbildung 10: Trimeres neo-Glycopeptid mit p-Aminophenolspacer

Allgemeiner Teil 67
4.6.4 Praktische Umsetzung der p-Aminophenol-Spacervariation
Die berechnete Konformation des trimeren neo-Glycopeptides bei Verwendung eines p-Ami-
nophenolspacers brachte uns zu der Fragestellung, ob diese Strukturvariation zu realisieren
wäre. In der Literatur finden sich einige Beispiele, in der Zuckerderivate mit Hilfe von p-Ni-
trophenol derivatisiert und für enzymatische Umsetzungen aktiviert werden. Von Seidman
und Link [165] wird die einfache Umsetzung von Acetobromgalactose mit p-Nitrophenol in
Aceton/Wasser mit 1 N Natronlauge beschrieben, die selektiv zu dem kristallinen β-Anomer
führt. Analog wurden die entsprechenden β-p-Nitrophenolderivate von 2,3,4,6-Tetra-O-ace-
tyl-β-D-glucose (87) (Ausbeute 71%) und 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-galactose (94) (Aus-
beute 65%) dargestellt. Die Nitrogruppe wurde hydrogenolytisch zum Amin reduziert und
konnte nach der bekannten Pentafluorphenolester-Methode mit den verschieden geschützten
Asparaginsäurederivaten gekuppelt werden.
Schema 33:
R 1
R2 AcO
OAc
O
1 : R 1 =H, R 2 =OAc
32 : R 1 =OAc, R 2 =H
R 1
R2 AcO
OAc
Br
OAc
+
PfpO
O
OAc
O
OH
NO 2
O
O
Aceton, 1 N NaOH
16 h , RT
OR 3
NHR 4
R 1
R2 AcO
R 1
R2 AcO
EE, RT, 3-12 h
H
N
O
OAc
OAc
O
OAc
87 : R 1=H, R 2=OAc (71%)
94 : R 1=OAc, R 2=H (65%)
Pd/C, H 2, EtOH
AcOH, 2 h
O
O NO 2
O NH2 OAc
88 : R1 =H, R2 =OAc (roh)
95 : R1 =OAc, R2 =H (roh)
O
OR 3
NHR 4

Allgemeiner Teil 68
Tabelle 10:
Die Dargestellten p-Aminophenol-neo-Glycopeptidbausteine wiesen eine hohe Empfindlich-
keit gegenüber Temperatur und Licht auf, und mußten dunkel unter Kühlung aufbewahrt wer-
den. Zur Synthese eines dimeren Bausteins wurde die Verbindung (89) in das freie Amin (93)
mit Hilfe einer Lösung von TFA in Methylenchlorid überführt. Bei der Bildung eines Pen-
tafluorphenolesterderivates traten massive Probleme auf, die am Beispiel von Verbindung
(100) eingehender untersucht wurden.
Schema 34:
Schutzgruppen
R 1 R 2 R 3 R 4 Reaktionszeit Produkt Ausbeute (%)
H OAc Bn Boc 12 h 89 96
H OAc t Bu Z 4 h 90 88
OAc H Bn Boc 12 h 96 95
OAc H t Bu Z 3 h 98 74
OAc H t Bu Fmoc 4 h 100 71
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
OAc
100
101
roh
102
76%
OAc
OAc
OAc
O
OAc
O
OAc
O
OAc
O
TFA/CH 2Cl 2
45 min
O
PfpOH, DCC
DMF, 0°C
O
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
O
O
O t Bu
NHFmoc
O t Bu
NHFmoc
OPfp
NHFmoc

Allgemeiner Teil 69
Nach Abspaltung des tert-Butylester mit TFA erfolgte die Umsetzung mit Pentafluorphenole-
ster unter DCC-Katalyse in DMF bei 0°C. Die Synthese eines dimeren Bausteins aus der iso-
lierten Verbindung (102) (Ausbeute 76%) und dem freien Amin (93) führte jedoch zu keiner
Produktbildung; es konnten lediglich die Edukte reisoliert werden. Im Rahmen dieser Arbeit
war es leider nicht möglich nach Variation gemäß klassischer DCC-Kupplung zwischen dem
freien Amin (97) und der freien Carboxylgruppe an Verbindung (91), das gewünschte p-Ami-
nophenol-neo-Diglycopeptid darzustellen.
4.7 Anwendungsbereich Dendrimere
4.7.1 Allgemeines
Die Bedeutung von multivalenten Neoglycokonjugaten wurde das erste mal von Lee et. al. [55]
im Zusammenhang der Asialoglycoproteinrezeptoren von Rattenleberzellen festgestellt. Er
konnte zeigen, daß ein linearer Anstieg der Monosaccharidkonzentration einen logarithmi-
sche Zunahme der Bindungsstärke zur Folge hat. Diese Beobachtung wurde als Cluster-Ef-
fekt [200] definiert. Seit dieser Entdeckung wurden viele Cluster- oder auch Dendrimere-
Glycokonjugate dargestellt. [61], [76], [77], [81], [88], [93], [197], [198], [199], [201], [202] Den Glycodendrime-
ren liegt ein allgemeines Aufbauprinzip zugrunde, bei dem um ein multivalentes Zentralmo-
lekül mit Hilfe von Spacermolekülen ein wohldefinierter weitverzweigter Grundkörper
einheitlicher Endfunktionalität (Hydroxygruppe) aufgebaut wird. Durch vollständige Glyco-
sylierung mit dem Überschuß eines Kohlenhydratfragmentes erhält man das entsprechende
Glycodendrimer. Die Mehrzahl der auf diesem Weg dargestellten Dendrimere setzen sich je-
doch lediglich aus einem bestimmten Monosaccharid zusammen. Nach unseren Überlegun-
gen sollte es möglich sein, das Synthesekonzept für den Aufbau von neo-Glycopeptiden mit
der Dendrimersynthesen zu verbinden, so daß auf diesem Weg Dendrimere mit sehr unter-
schiedlichen Saccharidfragmenten in definierter Menge zugänglich sein sollten.
4.7.2 Synthese einer Dendrimervorstufe
Als Zentralmolekül wählten wir das trivalente Titriplex I (118), das nach bekannter Methode
in den kristallinen Tripentafluorphenolester (119) mit einer Ausbeute von 88% überführt
wurde. Das erhaltene Produkt (119) wurde zu einer Lösung des aminofreien Glycopeptidbau-
steins (19) in DMF hinzugefügt und für 24 h gerührt. Nach einer aufwendigen Chromatogra-
phie an Kieselgel konnte schließlich die Dendrimervorstufe (120) mit 84% Ausbeute isoliert

Allgemeiner Teil 70
werden.
Schema 35:
HOOC
AcO
HOOC
AcO
N
118
OAc
O
COOH
OAc
3 eq. PfpOH, DCC
EE/DMF, 0°C -> RT
O
120
84%
DMF, RT, 24h
O
AcO
PfpOOC
OBn
O
OAc
PfpOOC
3 eq. 19
H
N
HN
O
AcO
HN
O
OAc
O
N
119
88%
O
C
O
NH
OC
COOPfp
OBn
N
O
C
O
AcO
NH
O
OAc
BnO
NH O
AcO
O
OAc

Allgemeiner Teil 71
4.8 Kombinatorische Festphasensynthesen
4.8.1 Allgemeines
Der entscheidende Schritt der Wirkstoff- und Arzneimittelforschung stellt die Identifizierung
von Leitstrukturen das, die an ein bestimmtes biologisches Target wie einen Rezeptor oder
ein Enzym binden. Die rasanten Fortschritte der Molekularbiologie hat zur Folge, das einer-
seits eine ständig wachsende Zahl solcher biologischer Targets zugänglich werden, und auf
der anderen Seite vollautomatische Screening-Assays etabliert worden sind. Somit ist es
möglich in immer kürzerer Zeit viele Verbindungen auf eine bestimmte biologische Wirkung
hin zu untersuchen, so daß ein großer Bedarf an neuen Substanzen entsteht. Neben den „klas-
sischen“ Screeningsubstanzen, Naturstoffen und den schon existierenden Verbindungspools,
werden in Screening-Assays auch neue Pools eigens hierfür synthetisierter Verbindungen
eingesetzt. Mit Hilfe der parallelen, kombinatorischen Synthese [205]-[218] sind in kurzer Zeit
sehr viel Verbindungen mit hoher Diversität zugänglich. Die so erzeugten Substanzpools um-
fassen neben gentechnisch erzeugten Phagenbibliotheken, synthetischen Peptidbibliotheken
und Bibliotheken andere Biopolymeranaloga wie Peptoide oder Glycopeptoide auch immer
häufiger Bibliotheken kleinerer, organischer Moleküle.
Die Idee zum Konzept der kombinatorischen Chemie ist der Natur entlehnt, die durch Kom-
bination von nur 20 Grundbausteinen, den natürlichen Aminosäuren, eine unbeschränkte An-
zahl von Peptiden und Proteinen aufzubauen vermag. Betrachtet man ein Heptamer, so liefert
die Kombination bereits 20 7 = 1.280.000.000 verschiedene Heptapeptide. Analog erfolgt die
kombinatorische Synthese, anstelle der gezielten Umsetzung von den Edukten (A, B) zu ei-
nem Produkt (AB), werden unterschiedliche Sets von Bausteinen (building blocks) (A i, B j)
kombinatorisch miteinander umgesetzt. Die so synthetisierten Verbindungsbibliotheken ent-
halten eine große Anzahl von strukturell verschiedenen Einzelsubstanzen (A iB j). Es können
Arrays von Einzelverbindungen erhalten werden, wenn die Synthese multipel, parallel aber
räumlich getrennt erfolgt. Werden definierte Substanzgemischungen synthetisiert, spricht
man von Bibliotheken oder Verbindungskollektionen.
Die kombinatorische Synthese bedeutet eine Grundsätzliche Abkehr von der klassischen
Synthese wohlcharakterisierter, einzelner Verbindungen; statt der Optimierung der Reakti-
onssequenz auf ein einzelnes Produkt hin, muß vielmehr eine allgemeine Reaktionsmethode
entwickelt werden, die eine kompatible und effiziente Verknüpfung der Edukte erlaubt, so
daß die einzelnen Komponenten eines Arrays oder einer Bibliothek in äquivalenter Menge
und ohne Nebenprodukte vorliegen. Diese Verteilung einer kombinatorischen Synthese ana-

Allgemeiner Teil 72
lytisch zu charakterisieren, stellt ein Hauptproblem der kombinatorischen Chemie dar. Die
einzelnen Komponenten einer Substanzbibliothek werden nicht nach klassischen Methoden
auf Reinheit oder vollständiger Anwesenheit untersucht, sondern erst die Testung auf eine
mögliche aktive Substanz identifiziert und charakterisiert ein neues Syntheseprinzip. Neben
der Synthese bildet das biologische Screening-Assay den anderen elementaren Bestandteil
der kombinatorischen Strategie. Erst nach Durchführung eines Screenings sind die Informa-
tionen einer Substanzbibliothek zugänglich. Die beiden Bestandteile, Synthese und Scree-
ning, unterligen einem wechselseitigen Einfluß, und legen die Grenzen des jeweils anderen
fest. So schränkt die sensibilität des Assays die Komplexität der Bibliothek ein, da die Ein-
zelverbindungskonzentration mit zunehmenden Umfang sinkt. Ferner wird durch das Scree-
ning-Assay die Art der Substanzbibliothek bestimmt, d.h. ob die Verbindungen einzeln oder
als definierte Mischung, trägergebunden oder in Lösung vorliegen muß.
In den Anfängen beschränkte sich die kombinatorische Synthese zunächst auf die Wirkstoff-
suche innerhalb der Peptide und Nucleotide, in jüngerer Zeit erfährt jedoch diese Synthese-
prinzip eine Anwendung auf die verschiedensten Problemstellungen, wie z. B. die
Optimierung von Moleküleigenschaften von Katalysatoren [219] , Liganden [220] oder auch Su-
praleiter [221] .
4.8.2 Synthesemethoden der kombinatorischen Chemie
Es haben sich zwei mögliche Methoden zu Durchführung einer kombinatorischen Synthese
herauskristallisiert: festphasengebundene Synthese (SPOC, Solid Phase Organic Synthesis)
und die Synthese in Lösung. Die weitaus meisten Arbeiten zur kombinatorischen Chemie be-
ruhen jedoch auf der Methode der Festphasensynthesen, die sich neben einer erleichterten
Reaktionsführung auch durch eine hohe Effizienz auszeichnet, da sie einen exzessiven Über-
schuß an Edukten erlaubt ohne die normalen Folgen einer erschwerten Reinigung. Ferner be-
steht die Möglichkeit, das viele Screening-Assays auch an polymergebundenen
Substanzbibliotheken vorgenommen werden können. Das Konzept der festphasengebunde-
nen Synthese wurde erstmals von Merrifield [222] 1963 in die Peptidchemie (SPPS, Solid Pha-
se Peptide Synthesis) eingeführt und in den letzten Jahrzehnten bis hin zur Automatisierung
von Peptidbibliotheken [223] weiterentwickelt worden ist. Dabei lag das Peptid C-Terminal an
einen unlöslichen, leichtfiltrierbaren polymeren Träger kovalent gebunden vor, während die
Peptidsequenz N-terminal sukzessive mit weiteren Aminosäure verlängert worden ist. Das
Peptid ist am Ende der Reaktion von dem Trägerharz, das quasi als polymere Schutzgruppe
fungiert, freigesetzt worden. Die Vorteile einer solchen Festphasensynthese lassen sich wie

Allgemeiner Teil 73
folgt zusammenfassen:
Vereinfachte Reaktionsführung: Zeitaufwendige Reinigungs- und Isolierungsschritte
entfallen durch kovalente Bindung an den polymere Träger.
Thermodynamischer und kinetischer Einfl uß des Reaktionsverlaufs: Durch die Ver-
wendung von großen Überschüssen kann ein hoher Umsetzungsgrad erzwungen wer-
den.
Mögliche Automatisierung der Synthese: Analog zu den etablierten Peptidsynthesen,
sollten parallele Synthesen auf diese Weise leichter zu automatisieren sein.
Prinzip der hohen Verdünnung: Bei Ve rwendung von polymeren Trägern geringer Be-
legung (< 0.8 mmol/g) können durch räumliche Isolation reaktiver Gruppen die in der
Lösungssynthese eventuell auftretende Nebenreaktionen vermieden werden.
Neben den aufgezählten Vorteilen führt die Synthese an fester Phase natürlich auch einige
Nachteile mit sich:
Die allgemeinen Reaktionsbedingungen der Synthesesequenz müssen mit dem Träger-
material und dem Anker (Linker) kompatibel sein bzw. dementsprechend angepaßt
werden.
Die analytische Reaktionsverfolgung von Festphasenreaktionen ist durch den polyme-
ren Träger stark eingeschränkt.
Trotz exzessiven Einsatzes an Edukten verlaufen die Um setzung praktisch nie quanti-
tativ. Trägergebundene Nebenprodukte sind nicht immer vollständig auszuschließen,
und da die Synthesen zumeist auf eine aufwendige Zwischenreinigung verzichten, ak-
kumuliert sich die Anzahl der am Harz verbleibenden Nebenprodukte mit jedem fol-
genden Syntheseschritt.
Abbildung 11: Ausbeuteabhängigkeit in Relation zu der Zahl der Syntheseschritte und
deren Umsetzungsgrad am Beispiel der Peptidsynthese. [224]
Ausbeute pro Schritt
99,9 %
99,0 %
98,0 %
95,0 %
90,0 %
80,0 %
70,0 %
2
4
6
8
10
12
14
16
18
Syntheseschritte
20
20%
0%
80%
60%
40%
100%
Ausbeute

Allgemeiner Teil 74
Inzwischen wurde eine Vielzahl organischer Reaktionen bereit auf die feste Phase Übertra-
gen, so daß das Repertoire der organischen Festphasenchemie schnell anwächst. Die Varia-
blen die bei der Übertragung eine Rolle spielen lassen sich wie folgt zusammenfassen [209] :
Ausgangspunkt sind die Reaktionsbedingungen der Lösungsreaktion, z. B. Reagenzien,
Lösungsmittel, und Temperatur, insofern sie mit dem Polymerenträgern und Linkern
konvenieren.
Auswahl der geeigneten Träger harze, sowie der benötigten Linker.
Optimierung der Reaktionsbedingungen auf der festen Phase, hinsichtlich Reinheit und
Ausbeute. (Ein möglicher Einsatz von automatisierten Systemen erleichtert die Opti-
mierung und erlaubt eine schnelle Variation des Multiparametersystems (z. B. Anwen-
dung verschiedener Lösungsmittel, Konzentrationen, Überschüsse, Temperaturen,
unterschiedlich reaktiver Edukte.)
[253], [254], [257], [281]
Anwendungsmöglichkeiten träger gebundener Analytik (z. B. FT-IR
oder MAS-NMR-Spektren [244], [250], [258], [259], [260], [264], [268], [280], [284] von Polymer-Beads,
UV-Spektren [282] von Zwischen- oder Endprodukten)
Entwicklung schneller und einfacher Aufr einigungsmethoden (Festphasenextraktion).
Die zweite, jedoch weit weniger verbreitete Methode stellt die kombinatorische Synthese in
Lösung dar. Diese Variante besitzt gegenüber der Festphasensynthese auch einige Vorteile:
Der Entwicklungsaufwand, den man zur Übertragung einer organischen Reaktion auf die fe-
ste Phase betreiben muß entfällt, sowie die Notwendige Anknüpfung des Startmaterials auf
einen polymeren Träger. Für die großtechnische Anwendung ist es wesentlich einfacher ein
Scale-up in präparativen Maßstäben durchzuführen. Die große Problematik liegt jedoch vor
allem in der Aufreinigung von Rohprodukten (Flüssig-Flüssig-Extraktion). Aus diesem
Grund sind zur Zeit die Synthesen in Lösung auf ein bis zwei Stufen beschränkt. Die verwen-
deten Reaktionen sollten eine hohe Ausbeute liefern und eine simple Aufreinigung ermögli-
chen. Prädestiniert zur Erstellung von Bibliotheken hoher Diversität bieten z. B. Mehrkom-
ponentenreaktionen wie die Ugi-Eintopfsynthese.
4.8.3 Synthesetechniken an fester Phase
4.8.3.1 Synthese von Einzelverbindungen
Durch die Entwicklung von Syntheserobotern [265] ist es möglich mittels multipler, paralleler
Synthese ein Array darzustellen, das in N Einzelgefäßen N Verbindungen enthält. Als homo-

Allgemeiner Teil 75
gene Einzelverbindungen ist eine leichte analytische Charakterisierung möglich und die Ein-
bindung in ein Screening-Assay deutlich vereinfacht. Diese Technik eignet sich für kleine
Substanzbibliotheken mit bis zu 1000 Komponenten.
4.8.3.2 Pre-Mix Technik
Bei dieser Technik wird ein Cocktail aus verschiedenen Monomeren äquimolaren zusam-
mengestellt und mit einem trägergebundenem Substrat umgesetzt. [225] Die Produktverteilung
wird bei dieser Technik entscheidend von den unterschiedlichen Reaktionskonstanten der be-
teiligten Monomere beeinflußt, was zu einer erheblichen Verzerrung der Gleichverteilung der
Produkte innerhalb einer Substanzbibliothek führen kann. Auswirkung hat das Ungleichge-
wicht von Verbindungen in einer Bibliothek insbesondere bei der Validierung des Screening-
Assays. Ein maßgeblicher Vorteil der Festphasensynthese, der Einsatz eines hohen Reaktan-
den- Überschuß, geht bei dieser Technik verloren. Im allgemeinen sind die Reaktivitätsun-
terschiede der Substrate organischer Festphasensynthesen so groß, das diese Technik vor
allem, durch die Umsetzung von Aminosäuremischungen mit polymeren Trägern, zum Auf-
bau von Peptidbibliotheken genutzt wird.
4.8.3.3 Split and Combine Technik
Das Problem der konkurrierenden Kupplungsreaktionen ist von Furka et. al. [226], [261] durch
die Aufteilung des Trägers in räumlich getrennten Reaktionsgefäßen gelöst worden. Die Split
and Combine Technik stellt eine Synthesestrategie dar, mit effizient komplexe Bibliotheken
synthetisiert werden können. Der schematische Ablauf ist in Abb. 12 dargestellt. Das Träger-
harz wird in äquimolaren Mengen auf die Reaktionsgefäße verteilt und jedes Reaktionsgefäß
wird mit nur einem Synthesebaustein umgesetzt. Nach jedem Reaktionsschritt wird das ge-
samte Harz vermischt, so daß nach erneuter Aufteilung des Harzes alle trägergebundenen Re-
aktanden statistisch verteilt in den Reaktionsgefäßen vorliegen. Die erstellten Bibliotheken
zeichnen sich durch eine äquimolare Verteilung aller Komponenten aus. Dabei enthält jeder
Harzpartikel (Bead) als kleinste, nicht teilbare Einheit genau eine einzige Verbindung in viel-
facher Kopie (one bead-one compound). Die Zahl der Bibliothekskomponenten N wächst ex-
ponentiell mit der Zahl der Reaktionsschritte m an:
Es gilt: N = n 1 x n 2 x n 3 x n 4 x .... n m mit N: Zahl der Bibliothekskomponenten
n: Zahl der building blocks bei den Reak-
tionsschritten 1-m
Für die gleiche Zahl an building blocks n bei den Reaktionsschritten m gilt: N = n m

Allgemeiner Teil 76
Erreicht die Bibliothek eine gewisse größe, so müssen statistische einschränkungen der Split
and Combine Methode beachtet werden. Die Zahl der Komponenten einer Bibliothek darf die
Zahl der Harz-Beads nicht überschreiten. Aus statistischen Gründen muß die Zahl der Beads
die der Komponenten mindestens um den Faktor 10 übersteigen, damit jede Komponente in
der Bibliothek enthalten ist. Um eine äquimolare Verteilung aller Komponenten zu gewähr-
leisten sollte der Faktor sogar bei 100 liegen. Für die Praxis hat das zur Folge, das Bibliothe-
ken, die eine größere Diversität als N = 10 6 aufweisen, nicht mehr nach der Split and Combine
Technik synthetisiert werden können, da die zu handhabende Harzmenge, z. B. für eine Hep-
tapeptidbibliothek (20 7 ) ca. 400g Polystyrol-Harz bei einem Bead-Durchmesser von 40 µm,
unpraktikabel wird. [227], [228] Diese Größenordnung wird jedoch bei Bibliotheken niedermole-
kularer organischer Moleküle kaum überschritten werden.
Abbildung 12: Verlaufsplan der Split and Combine Methode
B1 B1
A1 A2
Polymer-Bead
A 1 A 2 A 3
A1 A2 A 3
Pool
B 1 B 2 B 3
B1
A3
B2
A1
B2
A2
Pool
B2
A3
B3
A1
B3
A2
C 1 C 2 C 3
C1 C1 C1
B1 B1 B1
A1 A2 A3
C1 C1 C1
B2 B2 B2 A1 A2 A3
C1 C1 C1
B3 B3 B3
A1 A2 A3 C2 C2 C2
B1 B1 B1
A1 A2 A3
C2 C2 C2
B2 B2 B2 A1 A2 A3
C2 C2 C2
B3 B3 B3
A1 A2 A3
B3
A3
C3 C3 C3
B1 B1 B1
A1 A2 A3 C3 C3 C3
B2 B2 B2
A1 A2 A3
C3 C3 C3 B3 B3 B3 A1 A2 A3
Reaktion mit building blocks Ai
3 Produkte
Reaktion mit building blocks B i
9 Produkte
Reaktion mit building blocks Ci
27 Produkte

Allgemeiner Teil 77
4.8.3.4 Andere Synthesetechniken an fester Phase
Weitere Synthesetechniken von unterschiedlichen Arbeitsgruppen sollen noch in aller Kürze
erwähnt werden. Terrett et. al. [229] entwickelte die Laminarsynthese, welche eine Kombinati-
on aus Split/Combine- und Einzelverbindungssynthese darstellt. Als polymerer Träger wer-
den inerte Polypropylennetze verwendet, in denen die Harzkuglen eingebettet vorliegen.
Diese Netze werden entsprechen der Anzahl der Komponenten in gleichgroße Felder unter-
teilt und gekennzeichnet. Nach dem ersten Reaktionsschritt zerschneidet man die Netze ge-
mäß der vertikalen Unterteilung und fügt die jeweiligen Spalten zu sogenannten Stacks
zusammen. Im Anschluß an die zweite Umsetzung erfolgt die Zerteilung und die Vereinigung
der entstandenen Felder in horizontaler Richtung. Auch so erhält man z. B. in drei Schritten
mit 3 building blocks eine Bibliothek mit 27 Komponenten. In Anlehnung an die Verwen-
dung von Netzen kann durch Funktionalisierung von Cellulosepapier auch auf diesen Träger
eine kombinatorische Synthese durchgeführt werden. Mit der Entwicklung der Piezo-Tech-
nik konnte auf solchen Celluloseträgern eine extreme Miniaturisierung erzielt werden.
Geysen et. al. [225] entwickelten die multiple, parallele Synthese von Peptiden an Polyethylen-
stäbchen (Pins), die mit Polyacrylsäure an der Oberfläche funktionalisiert sind. Durch Anord-
nung der Arrays im ELISA-Format, ermöglichen sie Synthesen von Einzelverbindungen.
Durch die Weiterentwicklung polymerer Träger ist auch mit der Pin-Technik ein kombinato-
rischer Ansatz möglich.
Mit lithographischen Masken und photolabilen Schutzgruppen (z. B. Nitroveratryloxycarbo-
nyl-Gruppe) erarbeitete Fodor et. al. [230] die multiple parallel Synthese von Peptid- und Oli-
gomer-Bibliotheken auf funktionalisierten Glasoberflächen oder Silizium-Wafern. Das
Muster der Masken und die Abfolge der Reaktanden bestimmt Struktur und Ort auf dem Trä-
ger. Nach einer Screening-Assay können daraus die Komponenten abhängig von ihrer räum-
lichen Anordnung identifiziert werden.
4.8.4 Planung einer Festphasenbibliothek
Die Planung der Festphasensynthese wird maßgeblich von dem Verwendungszweck der zu
erstellenden Bibliothek beeinflußt. Die Bibliotheken lassen sich bezüglich ihrer Diversität in
zwei Gruppen einteilen:
Random-Library: Bibliotheken, die in einem Random-Screening nach neuen Leitstruk-
turen eingesetzt werden, zeichnen sich durch eine hohen Grad an Diversität aus.
Focused oder Biased Library: Zur Optimierung einer bekannten Leitstruktur oder bei
bereits vorhandenen Informationen über den Wirkungsort, sind Bibliotheken geringe-

Allgemeiner Teil 78
rer Diversität besser geeignet, da sie einen Ausschnitt eines „chemischen Raumes“
dicht abdecken (building blocks weisen ein enges Eigenschaftsspektrum auf).
Da durch geeignete Planung der Umfang einer Substanzbibliothek und somit auch der Syn-
theseaufwand stark eingegrenzt werden kann, hat sich in jüngerer Zeit der Einsatz von Com-
putern [231], [232], [233], [246], [247], [263] sehr bewährt, durch den es möglich ist auf eine Vielzahl von
bereits vorhandenen Bibliotheken zurückzugreifen. Mit Hilfe Molecular Modelling lassen
sich physikalische und chemische Eigenschaften von Molekülen wie topologische Kriterien
und chemische Funktionalitäten in Deskriptoren erfassen. Es ist somit möglich Bibliotheks-
komponenten oder auch buildings blocks anhand ihrer Deskriptoren auf Ähnlichkeiten hin zu
untersuchen und Aussagen über ihre Diversität zu treffen. Vor der praktischen Umsetzung ei-
ner Substanzbibliothek lassen sich auf diesem Wege rationale Einschränkungen vornehmen,
die den Arbeitsaufwand minimieren.
4.8.5 Evaluierung einer Festphasenbibliothek
Wird mit Hilfe eines Screening-Assays [255] innerhalb einer Substanzbibliothek eine aktive
Verbindung identifiziert, steht man im Anschluß vor großen Problem der Strukturaufklärung.
Die genaue Identifizierung der aktiven Substanz in einem Array von Einzelverbindungen ver-
läuft problemlos, da zu jedem Zeitpunkt der Synthese die Struktur aller beteiligten Kompo-
nenten bekannt ist. Liegt jedoch die aktive Substanz in einer komplexen Mischung vor, so
gestaltet sich die Struktursuche deutlich schwieriger. In diesem Fall muß mit Hilfe eines De-
konvolutionsprozesses die aktive Substanz ermittelt werden, dies erfordert die Synthese we-
niger komplexer Unterbibliotheken (Sublibraries).
4.8.5.1 Assays mit trägergebundenen Bibliotheken
Die Split/Combine-Synthese erzeugt Bibliotheken, bei der jedes Bead nur eine Verbindung
definierter Struktur trägt (one bead-one compound Ansatz). Die harzgebundene Substanzbi-
bliothek kann mit einem gelabelten Akzeptormolekül (z. B. Fluorezens-Assay) [234], [235] inku-
biert werden, wobei das Bead mit der aktiven Substanz selektiert und anschließend deren
Struktur ermittelt werden kann. Eine nützliche Eigenschaft bieten dabei Trägerharze (PEG-
Harze), die sich sowohl in organischen Lösungsmittel solvatisieren (quellen) lassen, wie sie
in der Synthese gebräuchlich sind, als auch in wäßrigem Milieu, in dem der Assay durchge-
führt wird. Nicht-selektive Wechselwirkungen zwischen löslichem Rezeptor und Träger-
Harz können bei trägergebundenen Assays häufig störend sein. Die größte Anforderungen

Allgemeiner Teil 79
werden bei dieser Verfahrensweise an die Microanalytik gestellt, im Falle von Peptiden bzw.
Oligonukleotiden kann dies mit Edman-Sequenzierung oder DNA-Sequenzierung gesche-
hen. Massenspektrometrische Methoden besitzen ebenfalls eine ausreichende Sensitivität,
um Einzelbeaduntersuchungen vornehmen zu können.
4.8.5.2 Kodierung einer Substanzbibliothek
Durch Kodierung einer Bibliothek kann das Problem der Strukturaufklärung kleinster Sub-
stanzmengen umgangen werden. [252] Zu diesem Zweck wird auf einem zweiten, orthogonalen
Syntheseweg auf dem Träger (Bead) ein molekularer Code (tag) angebracht, der die Identität
der eigentlich interessierenden Substanz auf dem Bead verschlüsselt. Die tags können entwe-
der parallel zu der Bibliothekssynthese in einer Sequenz aufgebaut werden, in der die Se-
quenzposition Syntheseschritt und Struktur des building blocks repräsentiert, oder aber die
die Synthese erfolgt individuell an den Träger, wobei in diesem Fall ein einzelner tag sowohl
Reaktionsschritt als auch building block verschlüsselt.
In der Literatur sind verschiedene Vorschläge für die Struktur solcher tags zu finden. Der Ein-
satz von Oligonukleotiden und Peptiden scheitert an der Instabilität unter den Bedingungen
mancher organischer Synthesen. Von Still et. al. [236] wird der Einsatz von polyhalogenierten
Kohlenwasserstoffen berichtet, die nach photolytischer Spaltung vom Träger über GC analy-
siert werden können. Eine Weiterentwicklung dieser Methode stellt die Verwendung von ha-
logenierten Arenen dar, die zum Aufbau eines binären, nichtsequenziellen Codes durch eine
[Rh(tfa) 2]-katalysierte Carbeninsertion über Alkoxyalkohole direkt an den polymeren Träger
gebunden werden. [237] Die Aryloxyalkohole lassen sich oxidativ spalten und nach Silylierung
durch GC analysieren. Auch nichtchemische Codes, wie die von Nicolaou et. al. [238] oder Mo-
ran et. al. [239] vorgeschlagenen Speicher-Chips, die in den Harzpartikeln oder den „Tea-bags“
eingebettet sind und während der Synthese hochfrequente Signale aussenden, kommen zum
Einsatz.
Wenn die Notwendigkeit besteht, daß das Assay einer polymergebundenen Bibliothek nur in
Lösung angewendet werden kann, geht durch die Abspaltung vom Trägerharz auch die Ko-
dierungsinformation verloren. Im Falle von Peptidbibliotheken wurden multivalente Linker-
system [240], [241] (Schema 35) entwickelt, die eine selektive Abspaltung der einzelnen Linker-
positionen erlauben.

Allgemeiner Teil 80
Schema 36:
PeptidO
4.8.5.3 Assays mit Bibliotheken in Lösung
H
N
Bei der Verwendung löslicher Substanzmischungen in Screening-Assay kann die aktive
Komponente in einem iterative Verfahren identifiziert werden. Bei dieser Dekonvolution [242]
der Bibliothek werden Sets von Sublibraries nachsynthestisiert, die an einer Position definier-
te building blocks besitzen, während die anderen Positionen randomisiert bleiben. Nach einer
ersten Testung kann so der optimale building block der definierten Position ermittelt und bei
der weiteren Synthese beibehalten werden. Der Prozeß wiederholt sich für die restlichen Po-
sitionen. Diese iterative Methode (verdeutlicht in Abb. 13) wird für Bibliotheken kleiner, or-
ganischer Verbindungen angewendet.
O
HN
Abbildung 13: Deconvolutionsprozeß am Beispiel einer Verbindungsbibliothek
C1 C1 C1
B1 B1 B1 A1 A2 A3
C1 C1 C1
B2 B2 B2 A1 A2 A3
C1 C1 C1
B3 B3 B3 A1 A2 A3
C2 C2 C2 B1 B1 B1 A1 A2 A3
C2 C2 C2 B2 B2 B2 A1 A2 A3
C2 C2 C2
B3 B3 B3 A1 A2 A3
O
C3 C3 C3 B1 B1 B1 A1 A2 A3
C3 C3 C3 B2 B2 B2 A1 A2 A3
C3 C3 C3 B3 B3 B3 A1 A2 A3
H
N
Position 3 X-X-C1 X-X-C2 X-X-C3 1. Screening
2. Auswahl von Pool C 2
3. Nachsynthese und Abspaltung
Position 2 X-B1-C2 X-B2-C2 X-B3-C2 1. Screening
2. Auswahl von Pool B 1
3. Nachsynthese und Abspaltung
Position 1 X-B1-C2 X-B1-C2 X-B1-C2 1. Screening
2. Auswahl von Substanz
A 3-B 1-C 2
O
O
O
OMe
OPeptid
95% TFA
Nach Abspaltung vom Träger liegen 3
Sublibaries mit definierter Position 3 vor,
während Position 1,2 randomisiert sind (X)
C 1 C 2 C 3
B 1 B 2 B 3
A 1 A 2 A 3
1% TFA
OPeptid

Allgemeiner Teil 81
Es ist zu bedenken, das mit dieser Methode nicht immer die wirksamste Substanz detektiert
wird, jedoch nach Modellrechnungen zumindest eine nur unwesentlich weniger aktive Sub-
stanz. Ferner ist ein großer Arbeits- und Zeitaufwand mit dem Dekonvolutionsprozesses ver-
bunden.
Um die Zeitaufwendige Nachsynthese einzuschränken, schlug Janda [243] eine modifizierte
Strategie vor, wobei die Bibliothek nach der Split/Combine-Strategie erstellt wird. Nach je-
der Reaktionsstufe wird vor der Vereinigung der Harzportionen ein gewisser Anteil zurück-
behalten (1/x der Harzmenge mit x = Zahl der noch durchzuführenden Reaktionsschritte).
Am Ende der Synthese erfolgt ebenfalls keine Vereinigung der Harzportionen. Die erhaltenen
Sublibraries werden einem separaten Screening unterzogen und die Detektion der aktive Sub-
library ermöglicht die sofortige Identifizierung des aktiven Monomers des letzten Reaktions-
schrittes. Durch die zurückgehaltene Harzportion läßt sich der Reaktionspfad der aktive
Komponente rekonstruieren.
Die von van Houghten et. al. entwickelte Positional Scanning-Strategie ist ein nicht-iteratives
Verfahren, bei dem Sets von Sublibraries synthetisiert werden, in denen eine Position defi-
nierte building blocks enthält, während die restlichen Positionen randomisiert sind (sog. po-
sitional libraries). Im Assay kann im jeweiligen Library-Set der aktivste building block
ermittelt werden, und nach Testung aller Sublibraries ist eine aktive Komponente identifi-
ziert, die sich aus den selektierten building blocks zusammensetzt. Der Vorteil gegenüber der
Deconvolutionsmethode liegt darin, nur eine Bibliothekssynthese durchzuführen. Herrscht
allerdings in einer Position keine klare Präferenz eines bestimmten buildung blocks, so müs-
sen alle möglichen Kombinationen synthetisiert werden, um die aktivsten Verbindung zu er-
mitteln.
4.8.6 Übertragung des Synthesekonzeptes für neo-Glycopeptide auf
die feste Phase
Im Anschluß an diese allgemeine Einführung der kombinatorischen Festphasenchemie wird
klar, welche Vielzahl an Variablen zu beachten sind und welche Voraussetzungen geschaffen
werden müssen, um eine organische Synthese auf die Festphase zu übertragen. Meine primä-
re Aufgabe sollte sich daher auf die Realisierung der Synthese von neo-Glycopeptiden an po-
lymeren Trägern [251], [256], [272], [274], [277] und die Darstellung einer kombinatorischen neo-
Glycopeptidbibliothek aus vier verschiedenen Bausteinen beschränken.
Zu Beginn der Planung der Festphasensynthese stand die Analyse der vorhandenen neo-Gly-
copeptid building blocks, denn die strukturellen Voraussetzungen bestimmen die Auswahl

Allgemeiner Teil 82
des Trägerharzes, Linkers und die Kupplungsmethode. [245], [249] Die dargestellten neo-Gly-
copeptidbausteine liessen sich gemäß der Schutzgruppenkombination an dem Aminosäure-
rest in drei Typen einteilen.
Schema 37:
Bedingt durch die drei unterschiedlichen neo-Glycopeptidbaustein-Typen sollten die Pen-
tafluorphenol-Kupplungsmethode, wobei der Aktivester entweder am building block oder an
dem Trägerharz sitzen sollte, sowie die Carbodiimidderivat [271] katalysierte Kupplung gete-
stet werden. Der Aufbau von neo-Oligopeptiden an fester Phase konnte durch die Verwen-
dung einer trifunktionellen Aminosäure (Asp, Lys) sowohl N-terminal als auch C-terminal
erfolgen. [266] In Anlehnung an die Synthesen in Lösung sollten nach Möglichkeit ähnliche
Lösungsmittel verwendet werden.
Zusammenfassend mußte das Trägerharz die folgende Eigenschaften erfüllen:
Die Ankergruppe (Linker) muß sich orthogonal zu den Bedingungen der Schutzgrup-
penspaltung (entweder Basenstabil oder Säurestabil), und zu den Kupplungsreaktione-
nen verhalten.
Das Trägerharz sollte gute Quelleigenschaften [273] in DMF besitzen und sich durch ei-
nen hohen Beladungsgrad (≥ 0.6 mmol/g) auszeichnen.
Die Voraussetzungen für eine qualita tive und quantitative Reaktionsverfolgung sollten
gegeben sein.
AcO
O
X
Zur finalen Abspaltung des Subst rates vom polymeren Träger sollten milde Bedingun-
gen ausreichen, die keine Veränderungen des Substrates zur Folge haben.
Passend zu den aufgezählten Eigenschaften wählten wir unterschiedliche Festphasenträger
aus, die als aktive Funktion entweder eine Hydroxylgruppe, eine Carboxylgruppe oder eine
Spacer
H
N
Typ I: R 1 = R 2 = H
Typ II: R 1 = H; R 2 = Boc, Fmoc
Typ III: R 1 = Pfp; R 2 = Boc, Fmoc
O
O
NHR 2
OR 1

Allgemeiner Teil 83
Aminogruppe am Linker trugen.
Schema 38:
121
In einem ersten Vorversuch entschlossen wir uns zunächst einen Baustein des Typs II mit Hil-
fe der DIC/HOBt-Kupplungsmethode an das günstig zu erwerbende Wang-Harz
zu knüpfen, um mit dem allgemeinen Ablauf der Festphasensynthesen vertraut zu
werden. Die Reaktionen wurden in angefertigten „mini“-Glassäulen (Volumen 5 ml) mit ein-
gearbeiteter Glasfritte und Abgangshahn durchgeführt, so daß der polymere Träger während
der gesamten Reaktionssequenz (Kupplung, Waschvorgang und Spaltungsreaktion) nicht
transferiert werden mußte. Da die polymeren Träger in Form von kleinen Harzkugeln (Beads)
mit bestimmter Korngröße vorliegen, wurden die Reaktionen geschüttelt, um eine Zerstörung
der Beads zu vermeiden.
O
NH2 HCl
OCH 3
OH
CH 2 NH Nle CO CH 2 O
CH 3
126
131
CH NH Nle CO CH 2 O
139
Wang-Harz
- mittlerer Beladungsgrad 0.76 mmol/g
- Abspaltung mit 95%iger TFA
- Eintrittsgruppe R-COOH
- Austrittsgruppe R-COOH
MBHA-Harz
- mittlerer Beladungsgrad 0.64 mmol/g
- Abspaltung mit TFMSA/Thioanisol oder HF/Anisol
- Eintrittsgruppe R-COOH
- Austrittsgruppe R-CONH 2
NHFmoc
OCH 3
OCH 3
Rink-Amid-AM-Harz
- mittlerer Beladungsgrad 0.69 mmol/g
- Abspaltung 95%ige TFA
- Eintrittsgruppe R-COOH
- Austrittsgruppe R-CONH2 NHFmoc
OCH 3
Rink-Amid-MBHA-Harz
- mittlerer Beladungsgrad 0.8 mmol/g
- Abspaltung 95%ige TFA
- Eintrittsgruppe R-COOH
- Austrittsgruppe R-CONH2 OCH 3

Allgemeiner Teil 84
Das Wang-Harz besitzt als aktive Gruppe eine Hydroxylfunktion, und erlaubt die Freisetzung
des synthetisierten Substrates durch den Einsatz einer 95%igen Lösung von TFA [262] in Me-
thylenchlorid. Zur Umsetzung wurde das Wang-Harz (126) in eine Glassäule eingewogen
und für 30 min in DMF vorgequollen. Nach Filtration des Lösungsmittel wurde der Baustein
(15) und HOBt in einem dreifachen Überschuß zum mittleren Beladungsgrad der eingewo-
genen Harzmenge in DMF gelöst hinzugegeben und unter DIC-Katalyse für 1 h geschüttelt.
Nach zweimaliger Wiederholung des Knüpfungszyklus wurde das Trägerharz ausgiebig ge-
waschen und im Vakuum getrocknet.
Schema 39:
Das getrocknete Harz (127) wies einen Massenzuwachs von 74 mg auf (Ausbeute 37%).
Durch die Analyse des MAS- 13 C-NMR-Spektrums konnten die charakteristischen Kohlenhy-
dratsignale identifiziert werden. Vergleichbar mit den Erfahrungen der Synthese in Lösung
erbrachte die Carbodiimid-katalysierte Umsetzung auch in diesem Fall eine recht niedrige
Ausbeute.
AcO
OAc
AcO
OAc
15
OAc
O
OAc
OAc
O
O
OAc
O
3 x
127
37% Massenzuwachs
DIC, HOBt (3 eq.)
DMF, 1 h
In der Literatur fand sich von Krepinski [168] et. al. eine Methode das Wang-Harz in den ent-
sprechenden Bernsteinsäureester zu derivatisieren, so daß als aktive Funktion eine Carboxyl-
gruppe zu Verfügung stand. Diese Säurefunktion sollte nach Aktivierung mit
Pentafluorphenol durch Umsetzung mit neo-Glycopeptidbausteinen des Typs I einen Aufbau
vom C-terminalen Ende erlauben. Auf diesem Syntheseweg könnte ganz auf Schutzgruppen
am Aminosäurerest verzichtet werden. Das derivatisierte Wang-Harz (129) wurde mit einer
Lösung von Verbindung (44) in DMF für 24 h geschüttelt. Nach Trocknung des Trägerharzes
H
N
O
H
N
O
OH
NHFmoc
O
O
O
NHFmoc
126
OH

Allgemeiner Teil 85
konnte die Umsetzung mit MAS-NMR-Spektroskopie verifiziert werden, jedoch wies der be-
rechnete Massenzuwachs lediglich eine Ausbeute von 22% aus.
Schema 40:
AcO
126
OAc
Aufgrund der nur geringen Ausbeuten am Wang-Harz entschlossen wir uns parallel Knüp-
fungen von neo-Glycopeptidbausteinen des Typs III (Pfp/Boc) am 4-Methylbenzhydrylamin-
Harz (MBHA) (121) durchzuführen. [270] Das MBHA-Harz, mit einem mittleren Beladungs-
grad von 0.64 mmol/g, besitzt als aktive Funktion eine Aminogruppe, die zunächst als Hy-
drochlorid geschützt vorlag, und zeichnet sich durch eine hohe Säurestabilität aus. Nach
Freisetzung der Aminogruppe mit Hilfe einer 5%igen Lösung von DIEPA in Methylenchlo-
rid [248] wurde das erhaltene MBHA-Harz (122) mit einem Überschuß an Verbindung (18) um-
gesetzt. Das Produkt (123) konnte mit einer Ausbeute von 97% erhalten werden. Zur
Darstellung eines dimeren Bausteins wurde der polymergebundene Galactosebaustein (123)
Abspaltung der Boc-Gruppe [267] mit dem neo-Glucopeptidbaustein (15) nach bekannter Me-
thode verknüpft. Ausgehend von der ersten Umsetzung wurde eine Ausbeute von 87% erzielt.
Eine qualitative Analyse des polymergebundenen Produktes konnte mittels MAS-NMR-
Spektroskopie durchgeführt (101.4 ppm (C-1´), 100.4 ppm (C-1)) werden.
Schema 41:
OH
+
OAc
130
22%
O
O
OAc
O
O
O
Pyridin/CH 2Cl 2 (1:1)
DMAP, 24 h, RT
44
H
N
DMF, 24 h
O
O
128
O
129
O
COOH
O
N
H
O
O
OH
PfpOH, DIC
CH 2Cl 2
1h 0°C -> 23h RT
O
O
OPfp
O

Allgemeiner Teil 86
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
121
OAc
123
97%
OAc
OAc
125
87%
NH2 HCl
O
OAc
O
OAc
O
OAc
OCH 3
DIEPA, CH 2 Cl 2
2 h, RT
Ernste Probleme traten bei der Freisetzung des synthetisierten Dimers vom MBHA-Harz auf.
Durch Umsetzung mit TFMSA unter Zusatz von 1,2-Ethandithiol und Thioanisol in TFA ge-
lang es nicht den freie Dimerbaustein zu isolieren. Die alternativ beschriebene Methode ver-
wendet HF/Anisol, welches jedoch nicht zu Verfügung stand. [269] Zusammenfassen ließ sich
feststellen, das der Einsatz des MBHA-Harzes und der Pentafluorphenol-Kupplungsmethode
zwar zu einer deutlichen Ausbeutesteigerung führte, ohne die Möglichkeit einer Freisetzung
der Substrate jedoch genauso ungeeignet wie erschien wie die zuerst getesteten Wang-Harz-
Derivate. Hinzu kam die unbefriedigende qualitative und quantitative Reaktionsverfolgung
durch MAS-NMR-Spektroskopie und die mit großen Fehlern behaftete Berechnung der Aus-
beute über den Massenzuwachs des getrockneten Harzes.
O
18
1. TFA/CH 2Cl 2, 45 min
2. 38, DMF, 12 h, RT
O
O
DMF, 12 h
Mangels analytischer Voraussetzungen, wie z. B. FT-IR-Spektroskopie, mit der eine quanti-
tative „single-bead“ Analyse möglich ist, entschlossen wir uns auf die Fmoc-Schutzgruppen-
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
N
H
NHBoc
O
NH
CO
N
H
NHBoc
122
NH 2
OCH 3

Allgemeiner Teil 87
strategie zurückzugreifen. Diese Methode erlaubt eine einfache quantitative
Reaktionsbetrachtung mittels UV-Spektroskopie des abgespaltenen Fmoc-Zwischenproduk-
tes, welches eine charakteristische Absorptionbande bei 300.1 nm besitzt. [282] Eine quantita-
tive Beziehung zwischen Absorption und Konzentration konnte durch das Aufnehmen einer
Eichkurve hergestellt werden. Dazu wurde von definierten Fmoc-Alanin-Lösungen die
Schutzgruppe mit 20%igem Piperidin in DMF abgespalten und vermessen. Die erhaltene
Eichkurve eröffnete eine Konzentrationsbereich bis 0.35 mM, oberhalb dieser Maximalkon-
zentrationen trat eine Sättigung ein.
Abbildung 14:
Absorption [mM -1 cm -1 ]
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
0,5
Eichkurve der Fmoc-Alanin-Absorption bei 300.1 nm
H
N
300.1 nm
0,0
0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40
Konzentration [mM]
Lineare Regression : y = 8,1406*x
R 2 = 0,9944
Mit dem Einsatz von Rinkamid-AM- und Rinkamid-MBHA-Harz [279] konnten die überaus
guten Quelleigenschaften des MBHA-Harzes mit den simplen Abspaltungsbedingungen des
Wang-Harzes vereint werden. Die Synthese eines dimeren neo-Glycopeptides erfolgte nach
dem standardisierten Fmoc-Protokoll am Rinkamid-MBHA-Harz. In einem ersten Schritt
wurde mit 20%iger Piperindin/DMF Lösung die Fmoc-Gruppe des eingewogenen Trägerhar-
zes (139) abgespalten. Das nach gründlicher Spülung mit DMF erhaltene Filtrat wurde auf 25

Allgemeiner Teil 88
ml mit DMF verdünnt, 0.5 ml entnommen und erneut auf 25 ml verdünnt. Die vorbereitete
Lösung konnte in einem UV-Spektrometer gegen reines DMF gemessen werden. Aus der
umgerechneten Absorption war es nun möglich den exakten Beladungsgrad der eingewoge-
nen Harzmenge vor der eigentlichen Bausteinsynthese zu bestimmen.
Schema 42:
139
NHFmoc
AcO
AcO
AcO
OAc
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
Piperidin/DMF (20% v/v)
45 min, RT
OAc
OAc
141
97 %
143
OAc
OAc
OAc
OAc
144
95%
O
OAc
O
OAc
O
OAc
O
OAc
O
OAc
O
O
O
O
O
Der erste Kupplungsschritt erfolgte in drei Zyklen a 30 min mit einer Lösung von Verbin-
dung (58) in DMF. Das beladene Harz (141) wurde nach den Kupplungszyklen für 1 h mit
NH 2
140
Beladungsgrad 0.2561 mmol
1. 3 Zyklen (1.2 eq. 58, DMF, RT, 30 min)
2. Ac2O/MeOH (10% v/v), 60 min
H
N
1. Piperidin/DMF (20% v/v), 45 min
O
O
N
H
NHFmoc
2. 3 Zyklen (1.2 eq. 16, DMF, RT 30 min)
H
N
H
N
O
TFA/CH 2Cl2(95%, v/v), RT, 45 min
H
N
H
N
O
O
O
O
NH
CO
N
H
NHFmoc
O
NH
CO
NH 2
NHFmoc

Allgemeiner Teil 89
einer 10%igen Lösung von Acetanhydrid in Methanol geschüttelt, um Nebenreaktionen an
nichtumgesetzten Aminofunktionen auszuschließen. Die Ausbeute der ersten Kupplung
konnte nach erneuter Abspaltung der Fmoc-Gruppe im UV mit 97% ermittelt werden. Analog
der ersten Kupplung wurde das aminofreie Harz (142) in einem zweiten Schritt mit dem neo-
Glucopeptidbaustein (16) umgesetzt. Die Abspaltung von dem neo-Diglycopeptid (144) er-
folgte durch Behandlung des beladenen Rinkamid-MBHA-Harzes (143) mit einer 95%igen
Lösung von TFA in Methylenchlorid für 45 min bei RT. Nach Aufreinigung wurden das Di-
mer (144) mit einer Ausbeute von 95% erhalten.
Analog entschlossen wir uns zu der Synthese eines trimeren neo-Glycopeptides am Rinka-
mid-AM-Harz. Die Synthese folgte dem schon bekannten Protokoll und erlaubte die Darstel-
lung des neo-Triglycopeptides (138), das nach Abspaltung vom polymeren Träger mit einer
Gesamtausbeute von 72%, bestehend aus einem Glucose-, Galactose- und Mannosebaustein,
isoliert wurde.
Schema 43:
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
AcO
OAc
OAc
O
OAc
O
OAc
OAc
138
72%
OAc
O
O
O
O
131
NHFmoc
Die beiden Trägerharze (131) und (139) lieferten zufriedenstellende Ergebnisse hinsichtlich
Ausbeute und Handhabung, jedoch störte uns etwas die Freisetzung der fertig synthetisierten
neo-Glycopeptidderivate als Säureamide. Als besonders schwierig gestaltete sich das Verhal-
H
N
H
N
H
N
O
O
O
O
NH
CO
NH
CO
NH 2
NHFmoc

Allgemeiner Teil 90
ten der Substrate in den gängigen NMR-Lösungsmitteln wie d 6-Aceton, d 4-Methanol und
CDCl 3 . Die Substanzen ließen sich nur durch Wärmezufuhr auflösen, und bildeten nach Ab-
kühlung ein festes Gel aus. Im Hinblick auf die Darstellung einer kombinatorischen Festpha-
senbibliothek hielten wir die Verwendung eines weiteren Harzes für zweckmäßig. Neben den
reinen, unterschiedlichen Harzderivaten wurden inzwischen von verschiedenen Firmen
schon vorfunktionalisierte Polymerträger angeboten. Darunter befand sich unter anderem ein
Wang-Harz, welches bereits mit einem Fmoc-geschützten Alanin beladen war. Versuche das
noch vorhandenen Wang-Harzes (126) mit Fmoc-Alanin nach verschiedenen Vorschriften zu
derivatisieren erbrachte nur einen unzureichenden Beladungsgrad.
Schema 44:
126
OH
+
Tabelle 11: Methoden zur Derivatisierung von Wang-Harz (126)
Promotor Lsm. Dauer Ausbeute Literatur
DIC/HOBt DMF 4h 19% Carbodiimid-Variante [271]
2,6-Dichlorobenzoylchlorid
FmocHN
COOH
Pyridin/
DMF
FmocHN
8h 2.6% Sieber-Variante [276]
PPh3, DEAD THF 24h 1% Mitsunobu-Variante [275], [278]
Da die Derivatisierungsversuche nicht mit dem angestrebten Erfolgt verliefen, wurde für wei-
tere Synthesen das käuflich erhältliche Wang-Harz-Derivat (145) verwendet. [283] Als Testver-
bindung sollte ein neo-Diglycopeptid aus einem Galactosebaustein (48) und dem bis zu
diesem Zeitpunkt problematischen Glucosaminbaustein (68) synthetisiert werden. Aus die-
sem Grund wurde nach Abspaltung der Fmoc-Gruppe die Beladung der eingesetzten Harz-
menge (146) nach erprobter Methode ermittelt (0.1275 mmol auf 200 mg Harz). Analog des
Syntheseprotokolls konnte der Pentafluorphenol-aktivierte Galactosebaustein (48) in drei
Kupplungszyklen mit eine Ausbeute von 98% an das Wang-Harz (146) geknüpft werden. Zu
O
145
O

Allgemeiner Teil 91
diesem Zeitpunkt war es noch nicht gelungen den Pentafluorphenolester eines Glucosamin-
bausteins zu synthetisieren, daher wurde versucht in einer Eintopfreaktion diesen Aktivester
zu generieren und in situ mit dem aminofreien Galactopeptid-Wang-Harz-Derivat (148) um-
zusetzten. Die UV-spektroskopische Analyse ergab eine Ausbeute von 6%, was die Schluß-
folgerung erlaubt, das die Knüpfungsreaktion nicht über einen intermediär gebildeten
Aktivester, sondern vielmehr über die direktkatalysierte Carbodiimid-Methode verlief.
Schema 45:
O
FmocHN
145
O
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
Piperidin/DMF (20% v/v)
45 min, RT
OAc
147
98%
150
6%
OAc
OAc
O
OAc
O
OAc
O
NHAc
O
O
O
O
H 2 N
O
146
Beladungsgrad 0.1275 mmol/200 mg
(92% der Herstellerangaben)
1. 3 Zyklen (1.2 eq. 48, DMF, 30 min, RT)
2. Ac 2O, MeOH, 60 min, RT
H
N
O
O
O
N
H
NHFmoc
1. Piperidin/DMF (20% v/v), 45 min, RT
2. 3 Zyklen (DIC/HOBt, PfpOH, 68, 60 min, RT)
3. Piperidin/DMF (20% v/v), 45 min, RT
H
N
H
N
O
O
O
NH
CO
NH 2
O
N
H
O
O

Allgemeiner Teil 92
4.8.7 Synthese einer kombinatorischen neo-Glycopeptidbibliothek
4.8.7.1 Allgemeine Voraussetzungen
Die Generierung einer kombinatorischen neo-Glycopeptidbibliothek sollte exemplarisch für
den erfolgreichen Transfer des erarbeiteten Synthesekonzeptes stehen, daher genügte eine
Begrenzung der Anzahl der verwendeten Bausteine auf vier. Mit Hilfe der split/combine-
Strategie sollten in ebenfalls vier Reaktionsgefäßen somit eine Bibliothek von 256 möglichen
Komponenten synthetisiert werden. Als Bausteine wurden ein Glucosederivat (16), ein Ga-
lactosederivat (48), ein Mannosederivat (58) und ein C-Glucosylderivat (80) verwendet. Aus
den gesammelten Erfahrungen der durchgeführten Festphasensynthesen entschlossen wir uns
für das mit Fmoc-Alanin beladene Wang-Harz als polymeren Träger. Die Synthese erfolgte
nach dem schon erprobten Festphasenprotokoll mit einem dreifachen Knüpfungszyklus, so-
wie angeschlossenem Verkappungsschritt zur Minimierung von Nebenreaktionen. Die Aus-
beuteberechnung erfolgte nach UV-Analyse der abgespaltenen Fmoc-Zwischenstufe.
Schema 46:
AcO
AcO
AcO
AcO
58
OAc
OAc
16
AcO
O
O
OAc
OAc
OAc
O
AcO
AcO
O
145
O
OAc
48
80
OAc
O
OAc
O
OAc
O
H
N
O
O
H
N
O
H
N
NHFmoc
O
O
Wang-Ala-Fmoc-Harz
- mittlerer Beladungsgrad 0.84 mmol/g
H
N
OPfp
NHFmoc
O
OPfp
NHFmoc
O NHFmoc
O
O
OPfp
NHFmoc
COOPfp

Allgemeiner Teil 93
4.8.7.2 Verlaufsplan der Synthese
Den vier Reaktionsgefäße wurde je ein bestimmter Baustein zugewiesen, der während der ge-
samten Synthese beibehalten worden war.
Reaktionsgefäß 1 (RG1)Verbindung (16)
Reaktionsgefäß 2 (RG2)Verbindung (48)
Reaktionsgefäß 3 (RG3)Verbindung (58)
Reaktionsgefäß 4 (RG4)Verbindung (80)
Pro Reaktionsgefäß wurde zunächst eine Harzmenge von ca. 300 mg eingewogen, der Kupp-
lungsschritt erfolgte pro Zyklus mit 2 eq. des jeweiligen Glycopeptidbausteins. Die Ausbeu-
teberechnung kann nur für alle vier Reaktionsgefäße pro Knüpfungsschritt gemeinsam
rekursiv zum vorausgehenden Schritt angegeben werden, da die Abspaltung der Fmoc-Grup-
pe und damit auch die Bestimmung der Ausbeute erst nach dem Durchmischen der Gesamt-
harzmenge erfolgte.
Tabelle 12: Syntheseverlauf der kombinatorischen Tetraglycopeptidbibliothek
Deblockierung des
Ausgangsharzez
Gesamtharzmenge
(g)
Beladungsgrad
(mmol)
Ausbeute
(%)
1.234 0.789 76 a
Syntheseschritt 1 1.616 0.660 84
Syntheseschritt 2 1.889 0.518 79
Syntheseschritt 3 2.072 0.483 93
a. Im Bezug zu den Herstellerangaben, für ersten Syntheseschritt entsprechen die 0.7893 mmol
100%, welches sich rekursiv fortsetzt.
Von einer Entschützung der Fmoc-Gruppe nach dem vierten Syntheseschritt wurde im Hin-
blick auf die Handhabung der Substanz für die Analytik abgesehen. Die Ermittlung der Ge-
samtausbeute erfolgte durch Berechnung des Massenzuwachs des Trockenharzes. Nach
Abschluß des vierten Kupplungsschrittes wurden die Harzportionen nicht wieder vermischt.

Allgemeiner Teil 94
4.8.7.3 Analyse der neo-Tetraglycopeptidbibliothek
Die Analyse gliedert sich in drei Teile: Berechnung der Gesamtausbeute, NMR-Spektrosko-
pie und Massenspektrometrie.
Gesamtausbeute:
Auswaage der Harzmenge nach 4. Kupplungsschritt:2.6765 g
Einwaage der unbeladenen Harzmenge: 1.2339 g
Massenzuwachs (Gesamtausbeute): 1.4426 g (54%)
NMR-Spektroskopie:
Aus den vier Reaktionsgefäßen wurden jeweils 50 mg beladenes Harz entnommen und mit
95%iger TFA umgesetzt. Das abgespaltene Substratgemisch konnte mit einer Ausbeute von
38 mg isoliert werden. Im angefertigten 13 C-NMR-Spektrum konnten die vier signifikanten
C-1-Signale durch Vergleich der Monomerspektren zugewiesen werden (δ = 101.6 (C-1 Ga-
lactose), 100.8 (C-1 Glucose), 97.4 (C-1 Mannose), 73.9 (C-1 C-Glucosid).
Massenspektrometrie:
Von den vier verwendeten neo-Glycopeptidbausteinen hatten drei die identische molekulare
Masse (Glucose, Galactose, Mannose). Theoretisch sollten bei Gleichverteilung aller 256
möglichen Komponenten fünf verschiedene Massenpeaks zu finden sein, die sich durch den
Anteil an C-Glucosid unterscheiden. Das Produkt aus vier C-Glucosidbausteinen sollte stati-
stisch mit einer Häufigkeit von 1/256 vorhanden sein, und da auf eine Vereinigung der Harz-
portionen nach dem letzten Syntheseschritt verzichtet worden war, konnte sich dieser
Tetrabaustein nur in Reaktionsgefäß 4 vorkommen. Zur massenspektrometrischen Untersu-
chung war es daher ausreichend zwei Proben (RG1 und RG4) anzufertigen. Erneut wurden je
50 mg Harz entnommen und getrennt das Substrat mit 95%iger TFA freigesetzt.

Allgemeiner Teil 95
Tabelle 13: Auswertung der beiden ESI-Massenspektren
Anzahl der C-
Glucoside
Summenformel
Masse
(theoretisch)
Weitere Analytik bezüglich eines Screenings nach Deblockierung der Zuckerreste am Harz
gegen ein fluoreszensgelabelten Akzeptor konnten leider im Rahmen dieser Promotion nicht
mehr durchgeführt werden. Trotzdem gelang der Transfer des erarbeiteten Synthesekonzep-
tes für den Aufbau von neo-Glycopeptiden in Lösung auf die Festphase, und wurde durch die
Synthese der neo-Tetraglycopeptidbibliothek bestätigt.
[M+H] +.
gefunden
[M+Na] +.
gefunden
0 C 106H 145N 9O 48 2311.92 2314 2336
1 C 107H 147N 9O 49 2341.93 2344 2366
2 C 108H 149N 9O 50 2371.94 2374 2396
3 C 109 H 151 N 9 O 51 2401.95 2404 2426
4 C 110 H 153 N 9 O 52 2431.96 2434 2456

Experimenteller Teil 96
5 Experimenteller Teil
5.1 Verwendete Geräte
NMR-Spektren
1 H-NMR-Spektren: Bruker AC 300F (300 MHz)
Bruker DRX 500 (500 MHz)
13 C-NMR-Spektren: Bruker AC 300F (75.5 MHz)
Bruker DRX 500 (126 MHz)
Die chemischen Verschiebungen sind auf Tetramethylsilan (TMS) als inneren Standard be-
zogen und in δ-Werten [ppm] angegeben. Als Lösungsmittel wurde in der Regel Deutero-
chloroform mit TMS verwendet. Falls andere Lösungsmittel, wie Deuteromethanol
(CD 3 OD), deuteriertes Wasser (D 2 O) oder deuteriertes Aceton (Aceton-d 6 ), benutzt wurden,
wurde dies an der entsprechenden Stelle vermerkt. Die Auswertung der Protonenspektren er-
folgte nach erster Ordnung. Die Multiplizitäten, Integrale, Kopplungskonstanten [Hz] und die
strukturelle Zuordnung sind in Klammern angegeben. Für die Multiplizitäten gelten folgende
Abkürzungen:
s: Singulett m: Multiplett
b: breites Signal dd: Dublett vom Dublett
d: Dublett ddd: Dublett vom Dublett vom Dublett
t: Triplett dt: Dublett vom Triplett
q: Quartett dq: Dublett vom Quartett
quint: Quintett tt: Triplett vom Triplett
Für zwei magnetisch nicht äquivalente geminale Protonen wurde dasjenige mit der Resonanz
bei tieferem Feld mit dem Index a und das andere mit dem Index b gekennzeichnet. Die 13 C-
NMR-Signale sind 1 H-breitbandentkoppelt. Als Hilfsmittel bei der Zuordnung von Signalen
dienten korrelierte Spektren ( 1 H- 1 H-COSY, 13 C- 1 H-COSY), Spektren ähnlicher Verbindun-
gen sowie im Falle von 13 C-Signalen auch DEPT 135-Spektren. Als Grundlage der Anome-
renzuordnung wurden 1 H- 13 C-gekoppelte Spektren (INEPT) verwendet. Im Falle der
vollentschützen Glycopeptidderivate wurden zusätzlich noch weitere 2D-NMR-Experimente
herangezogen (TOCSY, NOESY, ROESY, HMQC, HMBC). Als qualitativer Beladungs-

Experimenteller Teil 97
nachweis von Festphasenreaktionen wurden auch MAS-Spektren verwendet. Bei Verbindun-
gen von Kohlenhydraten wurden die Aglycone von Glycosiden bzw. die Aminosäure-
komponenten von Glycopeptidderivaten zusätzlich mit einem bzw. zwei Strichen gekenn-
zeichnet.
Drehwerte:
Perkin-Elmer Polarimeter, Modell 241, Glasküvette (l= 1 dm), Messung bei 20°C.
Elementaranalysen:
C-H-N-Analysator Vario EL der Firma Elementar.
Schmelzpunkte:
Büchi Apparatur, Modell SMP-20 mit Siliconölbad. Alle Schmelzpunkte sind unkorrigiert.
IR-Spektroskopie:
Perkin Elmer Registerphotometer 457.
UV-Spektroskopie:
Beckman DU 640, Einstrahltgerät. Messung der Absorption der Fmoc-Gruppe bei 300.1 nm.
Massenspektrometrie:
Elektronen Spray Ionisation (ESI): Massenspektrometer Finnigan MAT 900 S. Massenfein-
bestimmung erfolgte nach der Peak-Matching-Methode und der Ionisierungsmethode PI-ESI.
Analytische Dünnschichtchromatographie:
Kieselgel-Polygram SIL G/UV 254 -Fertigfolien (Macherey & Nagel). Die Detektion erfolgte
durch Fluoreszenslöschung und /oder durch Verkohlung nach Besprühen der Plättchen mit
einer 5-vol%igen Lösung von Schwefelsäure in Ethanol. In einigen Fallen wurde auch eine
2%ige Lösung von Ninhydrin in Ethanol verwendet.
Präparative Säulenchromatographie:
Glassäulen verschiedener Größe, gepackt mit Kieselgel S der Korngöße 0.032-0.063 mm
(Macherey & Nagel). Die Laufmittel werden in den einzelnen Arbeitsvorschriften angege-
ben.

Experimenteller Teil 98
Festphasenreaktionen:
Die Festphasenreaktionen wurden in kleinen Glassäulen (5 ml Volumen) durchgeführt. Ver-
wendet wurde der Schüttler IKA-Vibrax VXR.
Arbeitsweise:
Alle Lösungsmittel wurden nach literaturbekannten Methoden gereinigt und getrocknet. Alle
feuchtigkeitsempfindlichen Reaktionen wurden in einer im Vakuum ausgeglühten und mit
Argon belüfteten Apparatur durchgeführt. Jede Lösung wurde vor Entfernung des Lösungs-
mittels mit wasserfreiem Natriumsulfat getrocknet und bei einer Wasserbadtemperatur von

Experimenteller Teil 99
5.3 Umsetzungen
Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)
[123], [124]
AAV 1: Glycosylierung nach Helferich
Eine Lösung der zu glycosylierenden Verbindung (1.0 mmol), dem Aglycon (1.1 mmol) und
Molsieb 3Å in Acetonitril gibt man im Argongegenstrom in einer Portion Quecksilber(II)cy-
anid (1.1 mmol) und die Spatelspitze Quecksilber(II)bromid zu. Anschließend rührt man bei
RT (5-12h). Nach beendeter Reaktion wird mit Methylenchlorid verdünnt und vom Molsieb
abfiltriert. Nach Neutralisation des Filtrats mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung
wird die organische Phase nacheinander mit 15%iger Natriumiodidlösung, Wasser, 20%iger
Natriumthiosulfatlösung und Wasser gewaschen. Nach Trocknung der organischen Phase
über Natriumsulfat entfernt man das LM im Vakuum und chromatographiert den erhaltenen
Rückstand.
AAV 2: Veresterung mit Pentafluorphenol [125], [127], [128]
Eine Lösung der Carbonsäurekomponente (1.0 mmol) und dem Pentafluorphenol (1.2 mmol)
in dem angegebenen Lösungsmittel (Essigsäureethylester oder Dimethylformamid) wird zu-
nächst auf 0°C gekühlt. Anschließend gibt man in einer Portion Dicyclohexylcarbodiimid
(1.2 mmol) zu und rührt für 1 h bei 0°C, danach bei RT weiter. Nach beendeter Reaktion fil-
triet man den ausgefallenen N-Hexylharnstoff ab und entfernt das Lösungsmittel im Vakuum.
Der erhaltene Rückstand wird gegebenenfalls chromatographiert oder kristallisiert.
AAV 3: Spaltung der Benzyloxycarbonylgruppe bzw. Benzylesters mittels Hydrie-
[94], [129], [130], [131]
rung
In einem Zweihalskolben wird eine Lösung der Benzyloxycarbonyl~ bzw. der Benzylester-
komponente (1.0 mmol) in Ethanol mit Essigsäure (0.1 ml / 1 mmol Komponente) versetzt
und nach dem Evakuieren mit Argon gespült. Der Katalysator (Palladium auf Kohle 10%,
trocken, 0.1 mmol) suspendiert man in wenig Ethanol und tropft diese Suspension im Argon-
gegenstrom zu. Nach erneutem Evakuieren schließt man den Kolben an eine Hydrierbürette
mit Wasserstoff an und rührt bei RT (45 min - 2h). Nach beendeter Reaktion wird der Kata-
lysator über Celite abfiltriert und das Filtrat im Vakuum eingeengt. Der erhaltene Rückstand
wird ohne weitere Aufarbeitung sofort weiterverwendet.

Experimenteller Teil 100
[129], [131], [132]
AAV 4: Spaltung der tert-Butyloxycarbonylgruppe bzw. des tert-Butylesters
Eine Lösung der tert-Butyloxycarbonyl~ bzw. der tert-Butylesterkomponente (1.0 mmol)
wird mit einer 50-vol%igen Lösung von Trifluoressigsäure in Methylenchlorid (10 ml) ver-
setzt und bei RT gerührt (30 min - 2.5 h). Nach Reaktionsende verdünnt man mit Toluol und
entfernt das Lösungsmittel im Vakuum. Der Rückstand wird noch dreimal mit Toluol koeva-
poriert und das erhaltene Derivat im Vakuum getrocknet und ohne Reinigung weiter umge-
setzt.
AAV 5: Kupplungsschritt auf fester Phase mit Pentafluorphenolesterkomponente
Das Trägerharz wird in Dimethylformamid für 30 min vorgequellt und nach Entfernung des
Lösungsmittels mit einer Lösung von der Pentafluorphenolesterkomponente (3 eq. zum Be-
ladungsgrad des Trägerharzes) in Dimethylformamid für 30 min bei RT geschüttel. Anschlie-
ßend entfernt man die überstehende Lösung vom Harz und wiederholt den
Kupplungsvorgang noch zweimal. Das Trägerharz wird von der überstehenden Lösung be-
freit und nacheinander mit Dimethylformamid, Methylenchlorid und Methanol gewaschen.
Entweder schlißt sich nun die Spaltung des Produktes vom Trägerharz oder der Verkappungs-
schritt an.
AAV 6: Verkappung von freien Amingruppen des Trägerharzes
Nach der Kupplungsschritt wird das beladene Harz mit einer 10-vol%igen Lösung von Ace-
tanhydrid in Methanol für 1 h bei RT geschüttel. Anschließend filtriet man die Lösung im va-
kuum ab und trocknet das beladene Harz im Vakuum.
AAV 7: Spaltung der Fluorenylmethyloxycarbonylgruppe (FMOC-Gruppe) [129]
Das beladene Harz wird in Dimthylformamid für 30 min vorgequellt und nach Entfernung
des Lösungsmittels mit einer 20-vol%igen Lösung von Pyrimidin in DMF für 45min bei RT
geschüttelt. Die überstehende Lösung wird im Vakuum filtriert und in einem Maßkolben auf
25 ml mit Dimethylformamid verdünnt. Von dieser Lösung werden 0,5 ml entnommen und
erneut mit Dimethylformamid auf 25 ml verdünnt. Diese Lösung wird im UV-Spektrosko-
pisch bei 300.1 nm gegen Dimethylformamid gemessen. Aus dem Meßwert [mM] wird der
Beladungsgrad [mmol] errechnet (Umrechnungsfaktor 0.0982729, aus Eichkurve ermittelt).
Der errechnete Beladungsgrad bildet die Grundlage für einen weiteren Kupplungsschritt.

Experimenteller Teil 101
5.3.1 Zu Kapitel 4.3.3
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-glucopyranosylbromid (1)
Zu einer Suspension von α-D-Glucosemonohydrat (30 g, 150 mmol) in 150 ml Acetanhydrid
tropft man bei 0°C zunächst 40 ml einer 33%igen Lösung von Bromwasserstoff in Essigsäure
zu und rührt für 45 min. Anschließend entfernt man das Eisbad, tropft weitere 205 ml der
Bromwasserstoff in Essigsäure Lösung zu und rührt 3 h bei RT. Die Reaktionslösung wird
mit 200 ml Methylenchlorid verdünnt und auf Eiswasser gegossen. Die organische Phase
wäscht man nacheinander mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und Wasser,
trocknet über Natriumsulfat und kristallisiert das aufkonzentrierte Rohprodukt aus absolutem
Diethylether. Man erhält farblose Kristalle.
Ausbeute: 47 g (77%, 0.12 mol)
Smp.: 88°C (86-88°C , [133] )
5-(Benzyloxycarbonyl)-aminopentanol (2)
Zu einer Lösung von 5-Aminopentanol (12.5 g, 0.12 mol) und Natriumcarbonat (25.7 g, 0.24
mol) in 200 ml Wasser gibt man bei 0°C eine Lösung von Benzyloxycarbonylchlorid (16.8
ml, 20.4 g, 0.12 mol) in 150 ml Methylenchlorid in einer Portion zu und rührt für 45 min wei-
ter. Nachdem man die wäßrige Phase zweimal mit je 100 ml Methylenchlorid extrahiert hat
werden die vereinigten organischen Phasen nacheinander mit gesättigter Natriumhydrogen-
carbonatlösung und Wasser gewaschen. Nach Trocknung über Natriumsulfat und Aufkon-
zentration im Vakuum kristallisiert man das Produkt aus absolutem Diethylether.
Ausbeute: 22 g (76%, 0.1 mol)
Smp.: 44°C (44°C [134] )
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid (3)
Nach AAV 1 werden Verbindung 1 (20 g, 51 mmol), Verbindung 2 (13.2 g, 56 mmol) und
Molsieb 3Å (1 g) in Acetonitril (100 ml) gelöst und in einer Portion mit Quecksilber(II)cya-
nid (14 g, 56 mmol) und Quecksilber(II)bromid (Spatelspitze) versetzt. Nach Aufarbeitung
wird das erhaltene Öl chromatographisch gereinigt (Toluol-Aceton 10:1).
Ausbeute: 10.4 g (37%, 18.3 mmol)
Smp.: 71°C (72-73°C [123], [124] )
[α] D : -10.8° (c (1.0), CHCl 3 )

Experimenteller Teil 102
(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid (4)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 3 (1.5 g, 2.65 mmol), Essig-
säure (0.3 ml) in Ethanol (50 ml) wird eine Suspension von Palladium auf Kohle (150 mg) in
Ethanol (2 ml) getropft und für 1 h unter Wasserstoffatmosphäre gerührt. Nach Aufarbeitung
erhält man ein blaßgelbes Öl, welches ohne Aufarbeitung sofort weiter umgesetzt wird.
Rohausbeute: 1.3 g
N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzylester-α-pentafluorphenylester
(6)
Nach AAV 2 wird Verbindung 5 (1.62 g, 5 mmol) und Pentafluorphenol (1.1 g, 6 mmol) in
Essigsäureethylester (20 ml) gelöst und bei 0°C mit einer Lösung von DCC (1.24 g, 6 mmol)
in Essigsäureethylester (5 ml) versetzt. Nach Aufarbeitung wird das Produkt aus Essigsäure-
ethylester- n-Hexan (5:1) kristallisiert.
Ausbeute: 2.25 g (92%, 4.6 mmol)
Smp.: 80°C (80-81°C [128] )
[α] D : -19.5° (c (1.0), Dioxan)
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.35 (m, 5 H, PhCH 2 ), 5.65 (d, 1 H, J NH-CH = 8.9 Hz, NH), 5.17 (d,
2 H, PhCH 2), 4.98 (ddd, 1 H, J Ha-CH = 4.7 Hz, J Hb-CH = 4.5 Hz, CHα), 3.22 (dd, 1 H, J Ha-Hb
= 17.3 Hz, CH 2 a), 3.01 (dd, 1H, CH 2 b), 1.46 (s, 9 H, -(CH 3 ) 3 ).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 173.9, 170.4, 167.4 (CO), 155.1 (CH 2-Ph), 135.1 (CH 2-Ph), 128.6
(CH 2 -Ph), 80.8 (C(CH 3 ) 3 ), 67.2 (CH 2 -Ph), 49.8 (CH), 36.7 (CH-CH 2 ), 28.2 ((CH 3 ) 3 ).
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (7)
Ansatz 1: DCC/HOBt-Kupplung [129]
Zu einer Lösung von Verbindung 4 (2.34 g, 3.5 mmol), Verbindung 5 (1.37 g, 4.24 mmol)
und HOBt (0.96 g, 4.24 mmol) in Dimethylformamid (25 ml) gibt man bei 0°C DCC (0.95 g,
4.24 mmol) und rührt für 1 h weiter. Anschließend läßt man die Reaktion auf RT auftauen
und rührt für 3 h weiter. Nach Reaktionende wird der ausgefallene N-Hexylharnstoff abfil-
triert, das Filtrat in Ölpumpenvakuum aufkonzentriert und der erhaltene Rückstand chroma-
tographiert (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 2.1 g (69%, 2.85 mmol)

Experimenteller Teil 103
[α] D: -8.2° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.34 (m, 5 H, PhCH 2), 6.52 (t, 1 H, J = 5.6 Hz, CH 2-NH-CO), 5.69
(d, 1 H, CH-NH-CO), 5.21 (t, 1 H, J3-4 = 9.41, H-3), 5.13 (d, 2 H, CH2-Ph), 5.07 (t, 1 H, J4- 5 = 9.85, H-4), 4.98 (dd, 1 H, J2-3 = 9.56, H-2), 4.48 (d, 1 H, J1-2 = 7.94, H-1), 4.48 (b unter
H-1, 1 H, CH-Asp), 4.29 (dd, 1 H, J6a-6b = 12.34, H-6a), 4.10 (dd, 1 H, H-6b), 3.85 (dt, 1 H,
O-CH 2), 3.68 (ddd, 1 H, J 5-6a = 4.7, J 5-6b = 2.5, H-5), 3.48 (dt, 1 H, O-CH 2), 3.19 (m, 2 H,
CH 2 -NH), 2.92 (m, 2 H, CH 2 -Asp), 2.07, 2.04, 2.01, 1.99 (s, 12 H, COCH 3 ), 1.57-1.33 (m, 6
H, -CH 2-CH 2-CH 2-), 1.45 (s, 9 H, -(CH 3) 3).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.5, 170.4, 170.3, 170.0, 169.2, 169.1 (CO), 155.4 (CH 2 -Ph),
135.4, 135.3, 128.8, 128.4, 128.1, 125.1 (CH 2-Ph), 100.6 (C-1), 80.4 (C(CH 3) 3), 72.7 (C-3),
71.7 (C-5), 71.3 (C-2), 69.7 (O-CH 2 -CH 2 -), 68.4 (C-4), 66.7 (O-CH 2 -Ph), 61.9 (C-6), 50.7
(CH-Asp), 39.3 (-CH 2-NH), 36.1 (-CH-CH 2-), 28.9, 28.8 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-
), 28.2 (-(CH 3 ) 3 ), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.6 (4 CO-CH 3 ).
Ansatz 2: EEQD-Kupplung [135]
Zu einer Lösung von Verbindung 4 (1.08 g, 2.48 mmol) und Verbindung 5 (802 mg, 2.48
mmol) in Tetrahydrofuran (25 ml) gibt man bei RT in einer Portion EEQD (614 mg, 2.48
mmol) zu. Nach Reaktionsende wird die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und chromato-
graphiert (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 492 mg (27%, 0.67 mmol)
Ansatz 3: TBTU-Kupplung [136]
Zu einer Lösung von Verbindung 4 (1.45 g, 3.34 mmol), Verbindung 5 (1.04 g, 3.21 mmol)
und Triethylamin (0.65 g, 0.89 ml, 6.42 mmol) in Acetonitril (20 ml) fügt man bei RT in einer
Portion TBTU (1.07 g, 3.34 mmol) hinzu. Nach Reaktionsende konzentriert man die Lösung
im Vakuum auf und chromatographiert an Kieselgel (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 480 mg (20%, 0.65 mmol)
Ansatz 4: WSC-Kupplung [137]
Verbindung 4 (1.49 g, 3.4 mmol) wird mit Verbindung 5 (1.22 g, 3.8 mmol) in Tetrahydro-
furan (20 ml) gelöst und mit WSC (0.73 g, 3.8 mmol) bei 0°C gerührt. Nach Reaktionsende
verdünnt man mit Methylenchlorid (50 ml) und wäscht nacheinander mit 1 M Salzsäure,
Wasser, gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und Wasser. Die über Natriumsulfat ge-

Experimenteller Teil 104
trocknete Lösung wird im Vakuum aufkonzentriert und an Kieselgel chromatographiert (To-
luol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 252 mg (10%, 0.34 mmol)
Ansatz 5: Pentafluorphenolester-Kupplung [128]
Verbindung 4 (1.6 g, 3.5 mmol) und Verbindung 6 (1.72 g, 3.5 mmol) werden in Essigsäure-
ethylester (25 ml) gelöst und für 5 h bei RT gerührt. Nach Reaktionende wird die Lösung im
Vakuum aufkonzentriert und das erhaltene Rohprodukt an Kieselgel chromatographiert (To-
luol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 2.38 g (92%, 3.2 mmol)
[α] D: -8.1° (c (1.0), CHCl 3)
N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-benzyl-α-pentafluorphenylester (9)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 8 (2 g, 5.6 mmol) und Pen-
tafluorphenol (1.03 g, 5.6 mmol) in Essigsäureethylester gibt man bei 0°C DCC (1.15 g, 5.6
mmol). Nach Aufarbeitung kristallisiert man das Produkt aus Essigsäureethylester-Hexan.
Ausbeute: 2.54g (87%, 4.85 mmol)
Smp.: 95°C (96°C, Ethanol [128] )
[α] D: -3.5° (c (1.0), Dioxan)
N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-
L-asparaginsäure-β-benzylester (10)
Verbindung 4 (1.56 g, 3.5 mmol) wird zusammen mit Verbindung 9 (1.85 g, 3.5 mmol) in
Essigsäureethylester gelöst und für 3 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert man
die Lösung im Vakuum und reinigt das Rohprodukt chromatographisch auf (Toluol-Aceton
4:1).
Ausbeute: 2.58 g (95%, 3.3 mmol, farbloser Schaum)
[α] D : -4.3° (c (1.0), CHCl 3 )
α-([5-Aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (11)
Nach AAV 3 löst man Verbindung 10 (0.5 g, 0.65 mmol), Essigsäure (0.1 ml) in Ethanol (15
ml) und Wasser (15 ml) und tropft im Argongegenstrom eine Suspension von Palladium auf
Kohle (100 mg) zu. Die Reaktionslösung wird unter Wasserstoffatmosphäre für 2 h bei RT
gerührt. Nach Aufarbeitung wird das Rohprodukt im Vakuum aufkonzentriert und ohne Rei-

Experimenteller Teil 105
nigung weiter umgesetzt.
Das Rohprodukt wird in Methanol (5 ml) aufgenommen und bei RT mit einer gesättigten Lö-
sung von Ammoniak in Methanol (10 ml) für 24 h gerührt. Nach Reaktionskontrolle (Lauf-
mittel Ethanol-Wasser-Essigsäure 8:2:2, R f : 0.46) engt man das Produkt im Vakuum ein und
trocknet über Phosphorpentoxid.
Ausbeute: 200 mg, roh
1 H-NMR (D2 O-H 2 O 1:9): δ = 4.46 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 4.21 (t, 1 H, CH-Asp), 3.96
(m, 1 H, H-6a), 3.91 (m, 1 H, -O-CH 2-a), 3.74 (m, 1 H, J 6a-6b = 12.34 Hz, H-6b), 3.67 (m, 1
H, -O-CH 2 -b), 3.51 (t, 1 H, J 3-4 = 9.1, H-3), 3.45 (m, 1 H, H-5), 3.39 (t, 1 H, H-4), 3.23 (m,
1 H, J 2-3 = 8.1, H-2), 3.21 (m, 2 H, CH 2-NH-), 2.79 (m, 2 H, CH-CH 2-Asp), 1.64 (m, 2 H, O-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 1.56 (m, 2 H, O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 1.38 (m, 2
H, O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
13 C-NMR (D2 O-H 2 O 1:9): δ = 177.5, 176.1, 169.4 (CO), 102.5 (C-1), 76.3 (C-5), 76.2 (C-3),
73.5 (C-2), 70.6 (-O-CH 2-), 70.1 (C-4), 61.2 (C-6), 51.1 (CH-Asp), 39.8 (-CH 2-NH-), 37.4
(CH-CH 2 -Asp), 28.7 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 28.2 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-NH-), 22.8 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butyl-α-pentafluorphenyl-
ester (13)
Nach AAV 2 wird Verbindung 12 (2 g, 4.8 mmol) und Pentafluorphenol (895 mg, 4.8 mmol)
in Essigsäureethylester (20 ml) gelöst und bei 0°C mit einer Lösung von DCC (993 mg, 4.8
mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) versetzt. Nach Aufarbeitung wird das Produkt im Va-
kuum aufkonzentriert und der Rückstand aus n-Hexan kristallisiert.
Ausbeute: 2.59 g (92%, 4.5 mmol)
Smp.: 98°C (98-100°C [126] )
[α] D: -2.1° (c (1.0), CHCl 3 [126] )
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (14)
Verbindung 4 (1.56 g, 3.5 mmol) wird zusammen mit Verbindung 13 (2 g, 3.5 mmol) in Es-
sigsäureethylester gelöst und für 1.5 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert man
die Lösung im Vakuum und reinigt das Rohprodukt chromatographisch auf (Toluol-Aceton
4:1).

Experimenteller Teil 106
Ausbeute: 2.8 g (98%, 3.4 mmol, farbloser Schaum)
[α] D : -1.06° (c (1.0), CHCl 3 )
1H-NMR (CDCl 3 ): δ = 7.77 (d, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 7.58 (d, 2 H, H-aromantisch-
Fmoc), 7.41 (t, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 7.31 (tt, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 6.39 (b, 1 H,
-CH 2 -NH-CO-), 5.88 (d, 1 H, -CH-NH-CO-), 5.20 (t, 1 H, J 3-4 = 9.4 Hz, H-3), 5.05 (t, 1 H,
J 4-5 = 9.8 Hz, H-4), 4.95 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.6 Hz, H-2), 4.70 (b, 1 H, CH-Asp), 4.47 (m, 2 H,
CH 2 -Fmoc), 4.44 (d, 1 H, J 1-2 = 7.9 Hz, H-1), 4.24 (m, 1 H, CH-Fmoc), 4.24 (dd, 1 H, J 6a-6b
= 12.34 Hz, J 6a-5 = 4.6 Hz, H-6a), 4.12 (dd, 1 H, J 6b-5 = 2.35 Hz, H-6b), 3.85 (m, 1 H, O-
CH 2 -), 3.66 (m, 1 H, H-5), 3.44 (m, 1 H, O-CH 2 -), 3.2 (m, 2 H, -CH 2 -NH-), 3.2 (m, 2 H, -
CH-CH 2-Asp), 2.07, 2.04, 2.02, 1.99 (4 s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.56 (m, 2 H, -CH 2-CH 2-NH-
), 1.46 (m, 2 H, O-CH 2 -CH 2 -), 1.44 (s, 9 H, CH 3 -tert-Butyl), 1.32 (m, 2 H, O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH2-CH2-NH-). 13
C-NMR (CDCl3 ): δ = 169.4, 169.3, 167.6, 156.1 (CO), 143.5, 141.3, 127.7, 127.1, 119.9
(12 C, Fmoc-Gruppe aromatische C), 100.8 (C-1, J C1-H1 = 158.5 Hz), 81.8 (C q-tert-Butyl),
72.7 (C-3), 71.7 (C-5), 71.4 (C-2), 69.7 (O-CH 2 -), 68.4 (C-4), 67.4 (-CH 2 -Fmoc), 51.1 (CH-
Asp), 39.6 (CH-CH 2-Asp), 35.5 (-CH 2-NH-), 28.9 (O-CH 2-CH 2-), 28.8 (-CH 2-CH 2-NH-),
27.9 (C(CH 3 ) 3 ), 23.0 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.7, 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure (15)
Nach AAV 4 löst man Verbindung 14 (1.65 g, 2 mmol) in Methylenchlorid (4 ml) und gibt
bei RT Trifluoressigsäure (2 ml) zu. Nach Aufarbeitung erhält man gelbes Öl, welches ohne
weitere Aufarbeitung umgesetzt wird.
Ausbeute: 1.5 g (roh)
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (16)
Durchführung nach AAV 2. Eine Lösung von Verbindung 15 (1.5 g, roh) und Pentafluorphe-
nol (400 mg, 2.17 mmol) in Essigsäureethylester (15 ml) wird auf 0°C gekühlt und mit einer
Lösung von DCC (450 mg, 2.18 mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) versetzt. Nach 1 h bei
0°C läßt man die Reaktion auf RT auftauen und rührt für weitere 2 h. Nach Aufarbeitung wird
das Produkt an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 1.74 g (93%, 1.85 mmol)

Experimenteller Teil 107
[α] D: -8.6° (c (1.0), CHCl 3)
1H-NMR (CDCl3): δ = 7.77 (d, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 7.58 (d, 2 H, H-aromantisch-
Fmoc), 7.41 (t, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 7.31 (tt, 2 H, H-aromantisch-Fmoc), 6.39 (b, 1 H,
-CH2-NH-CO-), 5.88 (d, 1 H, -CH-NH-CO-), 5.20 (t, 1 H, J3-4 = 9.4 Hz, H-3), 5.05 (t, 1 H,
J4-5 = 9.8 Hz, H-4), 4.95 (dd, 1 H, J2-3 = 9.6 Hz, H-2), 4.70 (b, 1 H, CH-Asp), 4.47 (m, 2 H,
C H2-Fmoc), 4.44 (d, 1 H, J1-2 = 7.9 Hz, H-1), 4.24 (m, 1 H, CH-Fmoc), 4.24 (dd, 1 H, J6a- 6b = 12.34 Hz, J6a-5 = 4.6 Hz, H-6a), 4.12 (dd, 1 H, J6b-5 = 2.35 Hz, H-6b), 3.85 (m, 1 H, O-
CH2-), 3.66 (m, 1 H, H-5), 3.44 (m, 1 H, O-CH2-), 3.2 (m, 2 H, -CH2-NH-), 3.2 (m, 2 H, -
CH-CH 2 -Asp), 2.07, 2.04, 2.02, 1.99 (4 s, 12 H, CH 3 -Acetyl), 1.56 (m, 2 H, -CH 2 -CH 2 -NH-
), 1.46 (m, 2 H, O-CH 2-CH 2-), 1.32 (m, 2 H, O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 169.4, 169.3, 167.6, 156.1 (CO), 143.5, 141.3, 127.7, 127.1, 119.9
(12 C, Fmoc-Gruppe aromatische C), 100.8 (C-1, J C1-H1 = 158.5 Hz), 72.7 (C-3), 71.7 (C-5),
71.4 (C-2), 69.7 (-O-CH 2 -), 68.4 (C-4), 67.4 (-CH 2 -Fmoc), 51.1 (CH-Asp), 39.6 (CH-CH 2 -
Asp), 35.5 (-CH 2-NH-), 28.9 (O-CH 2-CH 2-), 28.8 (-CH 2-CH 2-NH-), 23.0 (O-CH 2-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.7, 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl)
19 F-NMR (CDCl3): δ = -153.9 (m, 2 F, 2x ortho-F), -159.3 (t, 1 F, J F-para-F-meta = 21.8 Hz,
para-F), -163.6 (m, 2 F, 2x meta-F).
Analyse: C 44 H 45 F 5 N 2 O 15 (936.82)
Ber.: C: 56.41 H: 4.84 N: 2.99
Gem.: C: 56.10 H: 4.78 N: 2.83
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure (17)
Nach AAV 3 wird Verbindung 7 (1.63 g, 2.2 mmol) in Ethanol (50 ml) gelöst, gibt eine Sus-
pension von Palladium auf Kohle (160 mg) in Ethanol (2 ml) im Argongegenstrom zu und
rührt für 2 h unter Wasserstoffatmosphäre.Nach Aufarbeitung erhält man ein gelbes Öl.
Ausbeute: 1.49 g (roh)
[α] D : -10.5° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.2 (b, 1 H, COOH), 6.8 (b, 1 H, CH 2 -NH-CO), 5.84 (d, 1 H, CH-NH-
CO), 5.21 (t, 1 H, J 3-4 = 9.41, H-3), 5.08 (t, 1 H, J 4-5 = 9.85, H-4), 4.98 (dd, 1 H, J 2-3 =
9.56, H-2), 4.57 (b unter H-1, 1 H, CH-Asp), 4.50 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.26 (dd, 1 H,

Experimenteller Teil 108
J 6a-6b = 12.34, H-6a), 4.14 (dd, 1 H, H-6b), 3.85 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.70 (ddd, 1 H, J 5-6a =
4.7, J 5-6b = 2.5, H-5), 3.47 (m, 1 H, O-CH 2 -), 3.22 (m, 2 H, -CH 2 -NH), 2.92 (m, 2 H, CH 2 -
Asp), 2.09, 2.06, 2.03, 2.01 (s, 12 H, COCH 3), 1.57-1.33 (m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-), 1.45 (s,
9 H, -(CH 3 ) 3 ).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 174.4 (COOH), 171.3, 170.8, 170.3, 169.8, 169.4 (CO), 100.7 (C-
1), 72.7 (C-3), 71.7 (C-5), 71.4 (C-2), 69.7 (-O-CH 2 -), 68.4 (C-4), 61.9 (C-6), 50.5 (CH-Asp),
39.4 (-CH 2-NH-), 36.2 (-CH-CH 2-), 28.8, 28.7 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 28.2 (-
(CH 3 ) 3 ), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.6 (4x CO-CH 3 ).
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (18)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 17 (1.49 g, 2.2 mmol) und Pen-
tafluorphenol (407 mg, 2.2 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) wird bei 0°C eine Lösung
von DCC (455 mg) in Essigsäureethylester (5 ml) und für 1 h gerührt. Nach Aufarbeitung
konzentriert man die Lösung im Vakuum und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel
(Toluol -Aceton 5:1).
Ausbeute: 1.59 g (85%, 1.95 mmol)
[α] D : -14.24° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 6.52 (t, 1 H, CH 2 -NH-CO), 5.59 (d, 1 H, CH-NH-CO), 5.21 (t, 1 H,
J 3-4 = 9.41, H-3), 5.08 (t, 1 H, J 4-5 = 9.85, H-4), 4.97 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.56, H-2), 4.62 (b,
1 H, CH-Asp), 4.48 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.26 (dd, 1 H, J 6a-6b = 12.34, H-6a), 4.14 (dd,
1 H, H-6b), 3.86 (dt, 1 H, O-CH 2), 3.68 (ddd, 1 H, J 5-6a = 4.7, J 5-6b = 2.5, H-5), 3.47 (m, 1
H, O-CH 2 ), 3.27 (m, 2 H, -CH 2 -NH), 3.17 (m, 2 H, CH 2 -Asp), 2.09, 2.05, 2.03, 2.01 (s, 12
H, COCH 3), 1.62-1.28 (m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-), 1.47 (s, 9 H, -(CH 3) 3).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.6, 170.3, 169.8, 169.4, 167.6, 155,6 (CO), 100.8 (C-1), 80.9 (C q -
Boc), 72.7 (C-3), 71.7 (C-5), 71.4 (C-2), 69.7 (O-CH 2-CH 2-), 68.4 (C-4), 61.9 (C-6), 50.6
(CH-Asp), 39.4 (-CH 2 -CH 2 -NH-), 35.2 (-CH-CH 2 -), 28.8, 28.7 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-NH-), 28.2 (-(CH 3) 3), 22.9 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.6 (4x CO-CH 3).
α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-
benzylester (19)
Nach AAV 4 gibt man zu Verbindung 7 (300 mg, 0.41 mmol) in Methylenchlorid (1 ml) bei
RT Trifluoressigsäure (1 ml) und rührt für 45 min. Nach Aufarbeitung konzentriert man die

Experimenteller Teil 109
Lösung im Vakuum auf.
Ausbeute: 260 mg (roh)
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.35 (m, 5 H, Aromaten), 5.21 (t, 1 H, J 3-4 = 9.41, H-3), 5.14 (s, 2 H,
Phenyl-CH 2-), 5.06 (t, 1 H, J 4-5 = 9.85, H-4), 4.94 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.56, H-2), 4.49 (b, 1
H, CH-Asp), 4.46 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.25 (dd, 1 H, J 6a-6b = 12.34, H-6a), 4.13 (dd, 1
H, H-6b), 3.82 (dt, 1 H, O-CH 2), 3.68 (ddd, 1 H, J 5-6a = 4.7, J 5-6b = 2.5, H-5), 3.45 (m, 1 H,
O-CH 2 -), 3.17 (m, 2 H, -CH 2 -NH), 3.04 (m, 2 H, CH 2 -Asp), 2.08, 2.06, 2.03, 1.99 (s, 12 H,
COCH 3), 1.55 (m, 2 H, -CH 2-CH 2-CH 2-NH), 1.43 (m, 2 H, O-CH 2-CH 2-CH 2-) 1.28 (m, 2
H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.2, 170.6, 170.4, 170.3, 169.6 (CO), 134.6, 128.7, 128.6, 128.4
(C-Aromaten), 100.8 (C-1), 72.7 (C-3), 71.7 (C-5), 71.5 (C-2), 69.8 (O-CH 2 -), 68.5 (C-4),
67.8 (CH 2-Phenyl), 62.0 (C-6), 50.1 (CH-Asp), 39.7 (-CH 2-NH-), 34.8 (-CH-CH 2-), 28.8,
28.7 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.6
(4x CO-CH 3).
1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-β-D-glucopyranose (20)
Zu einer Lösung von Natriumacetat (25 g) in Acetanhydrid (350 ml) gibt man bei 135 °C Glu-
cosemonohydrat (50 g, 0.25 mol) portionsweise so zu, daß die Reaktionslösung selbstständig
weiter siedet. Nach beendeter Zugabe der Glucose erhitzt man die Lösung zum Rückfluß und
gießt sie dann auf 1 l Eiswasser. Nach 3 h im Kühlschrank wird das ausgefallene Rohprodukt
filtriert und aus Ethanol kristallisiert.
Ausbeute: 88 g (81%, 0.23 mol)
Smp.: 131°C (132 °C [138] )
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-thiophenyl-β-D-glucopyranose (23)
Verbindung 20 (50 g, 128 mmol) wird zusammen mit Thiophenol (15.8 ml, 128 mmol) in
Methylenchlorid (250 ml) gelöst und unter rühren tropft man langsam Trifluorboretherat (80
ml) zu. Nach Reaktionsende wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung
und Wasser, trocknet über Natriumsulfat und konzentriert im Vakuum auf. Das Produkt wird
aus Ethanol kristallisiert.
Ausbeute: 32 g (58%, 72.7 mmol)
Smp.: 116°C (117°C [139] )
[α] D : -15.8° (c (1.0), CHCl 3 )

Experimenteller Teil 110
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid (3)
Analog nach [140], [141] wird Verbindung 23 (5 g, 11.3 mmol), Verbindung 2 (2.59 g, 11.3
mmol) und Molsieb 3Å (1 g) in Acetonitril (50 ml) gelöst. Bei -20 °C gibt man unter Inertbe-
dingungen NIS (4.5 g, 56 mmol) und TMSOTf (0.3 ml) zu. Nach Reaktionskontrolle (DC, 5
h, Toluol-Aceton 3:1, R f 0.39) tropft man zunächst einige Tropfen Pyridin zu und konzen-
triert im Vakuum auf. Den Rückstand wird in Methylenchlorid (150 ml) aufgenommen und
nacheinander mit 15%iger Natriumthiosulfatlösung, ges. Natriumhydrogencarbonatlösung
und Wasser gewaschen. Das im Vakuum konzentrierte Rohprodukt wird aus Ethanol kristal-
lisiert.
Ausbeute: 3.1 g (48%, 5.5 mmol)
Smp.: 70°C (71-72°C [124] )
1,2,3,4,6-Penta-O-benzoyl-β-D-glucopyranose (24)
Zu einer Lösung von Glucosemonohydrat (45 g, 0.25 mol) in einer Mischung von Pyridin
(125 ml, 1.55 mol) und Chloroform (200 ml) tropft man bei 0°C Benzoylchlorid (185 ml, 1.55
mol) zu. Nach beendeter Zugabe wird die Lösung für 1 h auf 65 °C erhitzt. Nachdem die Lö-
sung auf RT abgekühlt ist, verdünnt man mit Chloroform (250 ml) und wäscht nacheinander
mit Eiswasser (125 ml), 2N Salzsäure (125 ml), ges. Natriumhydrogencarbonatlösung (2x
125 ml) und nochmals Eiswasser (250 ml). Das im Vakuum aufkonzentrierte Rohprodukt
wird aus Methanol kristallisiert.
Ausbeute: 154 g (88%, 0.22 mol)
Smp.: 180 °C
Die 1 H- und 13 C-NMR-Daten stimmen mit den Literaturwerten [142] überein.
2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α-D-glucopyranosylbromid (25)
Einer Lösung von Verbindung 24 (15 g, 21 mmol) in Methylenchlorid (50 ml) wird bei 0°C
Bromwasserstoff in Essigsäure (33%ig, 12 ml, 68 mmol) zugetropft und anschließend 2 h bei
RT gerührt. Die Lösung wird nacheinander mit Eiswasser, ges. Natriumhydrogencarbonatlö-
sung und Eiswasser gewaschen, über Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum aufkonzen-
triert.
Ausbeute: 13.5 g (95%, 20 mmol, farbloser Schaum)
Die 1 H- und 13 C-NMR-Daten stimmen mit den Literaturwerten [142] überein.

Experimenteller Teil 111
2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α/β-D-glucopyranose (26)
Verbindung 25 (13.5 g, 20 mmol) wird in einer Mischung von Aceton (50 ml) und Wasser
(50 ml) gelöst, mit festem Natriumiodid (10 g) und für 24 h bei 40°C gerührt. Den im Vakuum
aufkonzentrierten Rückstand nimmt man in Methylenchlorid (100 ml) auf und wäscht mit
Wasser, ges. Natriumhydrogencarbonatlösung, Natriumthiosulfatlösung und Wasser. Die
Lösung wird über Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum eingeengt. Das Produkt fällt als
farbloser Schaum an und wird ohne Reinigung weiter umgesetzt.
Ausbeute: 11.4 g (93%, 19 mmol) ==> Anmerkung Lit. [143], [144], [145], [147] .
2,3,4,6-Tetra-O-benzoyl-α-D-glucopyranosyltrichloracetimidat (27)
Zu einer Lösung von Verbindung 26 (11.4 g, 19 mmol) in Methylenchlorid (150 ml) tropft
man bei -10 °C unter Inertbedingungen nacheinander Trichloracetonitril (4.23 ml, 42 mmol)
und DBU (0.5 ml, 3.3 mmol). Nach 3 h wird die inzwischen braune Reaktionslösung im Va-
kuum aufkonzentriert und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 10:1).
Ausbeute: 12.2 g (86%, 16.5 mmol)
Smp.: 72°C
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.64 (s, 1 H, NH), 8.18-7.81 (m, 8 H, Benzoyl-H), 7.64-7.15 (m, 12
H, Benzoyl-H), 6.84 (d, 1 H, J 1-2 = 3.7 Hz, H-1), 6.28 (t, 1 H, J 2-3 = 10 Hz, H-3), 5.82 (t, 1
H, J 3-4 = 9.76 Hz, H-4), 5.62 (dd, 1 H, H-2), 4.65 (m, 2 H,H-6a, H-5), 4.5 (dd, 1 H, J 5-6b =
5.59 Hz, J 6a-6b = 12.6 Hz, H-6b).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 166.0, 165.6, 165.3, 165.2 (CO), 160.5 (-C=NH), 133.5, 133.3,
133.1, 129.5, 128.8, 128.7, 128.6, 128.5 (Aromaten-C-Benzoyl), 93.1 (C-1, α-Kopplung),
91.7 (CCl 3 ), 70.7 (C-3), 70.68 (C-5), 70.2 (C-2), 68.7 (C-4), 62.5 (C-6).
[5-(N-Benzyloxycarbonylamino)-pentyl]-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyranose
(28)
Unter Inertbedingungen löst man Verbindung 27 (5.5 g, 7.42 mmol) und Verbindung 2 (1.59
g, 6.75 mmol) in Methylenchlorid (100 ml), kühlt auf -45°C ab und spritzt TMSOTf (123 µl,
0.68 mmol) zu. Nach Reaktionsende tropft man Pyridin (0.5 ml) zu, konzentriert im Vakuum
auf und chromatographiert an Kieselgel (Toluol-Aceton 10:1).
Ausbeute: 4.82 g (80%, 5.9 mmol) Anmerkung: analog Lit.
[148], [149], [150]

Experimenteller Teil 112
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.05-7.8 (m, 8 H, Benzoyl-H), 7.55-7.10 (m, 17 H, Benzoyl-H und
Phenyl-H), 5.91 (t, 1 H, J 3-4 = 9.71 Hz, J 4-5 = 9.55 Hz, H-4), 5.68 (t, 1 H, J 2-3 = 9.7 Hz, H-
3), 5.51 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.71 Hz, J 1-2 = 7.79 Hz, H-2), 4.82 (d, 1 H, J 1-2 = 7.79 Hz, H-1),
4.65 (dd, 1 H, J 6a-6b = 12.05 Hz, J 6a-5 = 3.23 Hz, H-6a) 4.65(b, 1 H, NH), 4.5 (dd, 1 H, J 5-6b
= 5.14 Hz, H-6b) 4.15 (ddd, 1 H, J 4-5 = 9.55 Hz, H-5), 3.91 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.52 (dt, 1 H,
O-CH 2 -), 2.94 (m, 1 H, -CH 2 -NH), 1.54, 1.31, 1.23 (m, 6 H, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
NH-).
13
C-NMR (CDCl3 ): δ = 166.1, 165.8, 165.2, 165.0, 156.2 (CO), 136.6, 133.4, 133.2, 133.1,
129.8, 129.7, 129.6, 129.4, 129.3, 128.9, 128.8, 128.5, 128.4, 128.3, 128.2, 128.1, 128.0,
125.3 (Aromaten-C-Benzoyl, Aromaten-C-Phenyl), 101.3 (C-1), 72.8 (C-3), 72.2 (C-5), 71.9
(C-2), 69.9 (CH 2-Phenyl) 69.8 (C-4), 66.5 (O-CH 2-), 63.1 (C-6).40.8 (-CH 2-NH), 29.3, 28.9
(O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 23.0 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-).
(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyranose (29)
Nach AAV 3 wird zu einer Lösung von Verbindung 28 (2 g, 2.46 mmol) und Essigsäure (1
ml) in Ethanol (50 ml) unter Inertbedingungen eine Suspension von Palladium auf Kohle
(10%, 200 mg) in Ethanol (2 ml) getropft und für 2 h unter Wasserstoffatmosphäre gerührt.
Nach Aufarbeitung erhält man gelbes Öl.
Ausbeute: 2g (roh).
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-benzoyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (30)
Eine Lösung von Verbindung 29 (2 g, roh), Verbindung 5 (1.28 g, 3.95 mmol) und HOBt
(1.07 g, 7.8 mmol) in DMF (20 ml) wird auf 0°C gekühlt und mit DCC (1.22 g, 5.93 mmol)
versetzt. Nach Reaktionsende filtriert man den ausgefallenen N-Hexylharnstoff ab, konzen-
triert das Filtrat im Vakuum und nimmt den Rückstand in Methylenchlorid auf. Die Lösung
wird nacheinander mit 2N Zitronensäure, ges. Natriumhydrogencarbonatlösung und Wasser
gewaschen, getrocknet und eingeengt. Der Rückstand wird an Kieselgel chromatographiert
(Toluol-Aceton 8:1).
Ausbeute: 720 mg (30%, 0.74 mmol)
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.03-7.88 (m, 8 H, Benzoyl-H), 7.56-7.23 (m, 17 H, Benzoyl-H und
Phenyl-H), 6.36 (t, 1 H, NH-Pentyl), 5.91 (t, 1 H, J 3-4 = 9.71 Hz, J 4-5 = 9.55 Hz, H-4), 5.68
(t, 1 H, J 2-3 = 9.7 Hz, H-3), 5.68 (b unter H-4, 1 H, NH-Asp), 5.52 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.71 Hz,

Experimenteller Teil 113
J 1-2 = 7.79 Hz, H-2), 5.12 (d, 2 H, Phenyl-CH 2), 4.82 (d, 1 H, J 1-2 = 7.79 Hz, H-2), 4.65 (dd,
1 H, J 6a-6b = 12.05 Hz, J 6a-5 = 3.23 Hz, H-6a), 4.5 (dd, 1 H, J 5-6b = 5.14 Hz, H-6b), 4.45 (b,
1 H, CH-Asp), 4.15 (ddd, 1 H, J 4-5 = 9.55 Hz, H-5), 3.90 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.52 (dt, 1 H, O-
CH 2 -), 3.01 (dd, 1 H, CH 2 -Asp), 2.94 (m, 1 H, -CH 2 -NH-), 2.70 (dd, 1 H, CH 2 -Asp), 1.54,
1.31, 1.23 (m, 6 H, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 1.44 (s, 9 H, H-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.7, 170.3, 166.1, 165.8, 165.2, 165.0 (CO), 135.4, 133.4, 133.2,
133.1, 129.8, 129.7, 129.6, 129.4, 129.3, 128.9, 128.8, 128.5, 128.4, 128.3, 128.2, 128.1,
128.0, 125.3 (Aromaten-C-Benzoyl, Aromaten-C-Phenyl), 101.3 (C-1), 80.4 (C q -Boc), 72.8
(C-3), 72.2 (C-5), 71.9 (C-2), 69.9 (CH 2-Phenyl) 69.8 (C-4), 66.7 (O-CH 2-), 63.1 (C-6), 50.1
(CH-Asp), 39.3 (-CH 2 -NH-), 36.2 (CH 2 -Asp), 28.8, 28.2 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-
), 23.0 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
5.3.2 Zu Kapitel 4.3.4
1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-β-D-galactopyranose (31)
Eine Suspension von Galactose (40 g, 0.22 mol) und Natriumacetat (20 g, 0.24 mmol) in Ace-
tanhydrid (300 ml) werden für 20 min auf 130°C zum Rückfluß erhitzt. Die Reaktionslösung
wird im Vakuum eingeengt und dreimal mit Ethanol koevaporiert.Den Rückstand nimmt man
in Methylenchlorid (250 ml) auf und wäscht nacheinander mit Wasser, ges. Natriumhydro-
gencarbonat und Wasser. Das getrocknete und eingeengte Rohprodukt wird aus Ethanol kri-
stallisiert.
Ausbeute: 42.4 g (56%, 0.11 mmol)
Smp.: 143°C (142-144°C [151] )
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-galactopyranosylbromid (32)
Zu einer Lösung von Verbindung 31 (10 g, 25.6 mmol) in Methylenchlorid (70 ml) tropft man
über 15 min bei 0°C Bromwasserstoff in Essigsäure (33%ig, 40 ml) zu. Anschließend rührt
man für 3 h bei RT weiter. Die Lösung verdünnt man mit Methylenchlorid (200 ml), rührt sie
in Eiswasser und wäscht die organische Phase nacheinander mit ges. Natriumhydrogencarbo-
natlösung und Wasser. Das getrocknete und im Vakuum aufkonzentrierte Produkt wird ohne
weitere Aufarbeitung weiter umgesetzt.
Ausbeute: 10.8 g (roh)

Experimenteller Teil 114
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosid (33)
Durchführung nach AAV 1. Einer Lösung von Verbindung 32 (10.76 g, 26.2 mmol), Verbin-
dung 2 (5.9 g, 26.1 mmol) und Molsieb 3Å (1 g) in Acetonitril wird im Argongegenstrom bei
RT in einer Portion Quecksilber(II)cyanid (6.3 g, 26.1 mmol) und Quecksilber(II)bromid
(Spatelspitze) zu. Nach Aufarbeitung erhält man ein gelbes Rohöl, das chromatographisch an
Kieselgel (Toluol-Aceton 6:1) gereinigt wird.
Ausbeute: 6.38 g (44%, 11.3 mmol)
[α] D : -7.37° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.36-7.30 (m, 5 H, Phenyl-aromaten), 5.38 (d, 1 H, J 3-4 = 3.38 Hz, H-
4), 5.19 (dd, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, J 2-3 = 3.38 Hz, H-2), 5.09 (s, 2 H, CH 2-Phenyl), 5.01 (dd,
1 H, J 3-4 = 3.38 Hz, J 3-4 = 10.4 Hz, H-3), 4.86 (b, 1 H, NH), 4.44 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-
1), 4.15 (m, 2 H, H-6a, H-6b), 3.88 (m, 2 H, H-5, O-CH 2-), 3.47 (m, 1 H, O-CH 2-), 3.17 (m,
2 H, -CH 2 -NH), 2.14, 2.04, 2.03, 1.98 (s, 4 H, CH 3 -Acetyl), 1.59, 1.51, 1.36 (m, 6 H, -CH 2 -
CH2-CH2-CH2-CH2). 13
C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.3, 170.2, 170.1, 169.3, 156.3 (CO), 136.6, 128.9, 128.6, 128.1,
127.9, 125.2 (Phenyl-C-aromatisch), 101.2 (C-1), 70.8 (C-5), 70.5 (C-3), 69.8 (CH 2-Phenyl),
68.8 (C-2), 67.0 (C-4), 66.5 (O-CH 2 -), 61.2 (C-6), 40.8 (-CH 2 -NH), 29.5, 28.9 (O-CH 2 -CH 2 -
CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 23.0 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.7, 20.6, 20.5 (CH 3-Ace-
tyl).
(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosid (34)
Nach AAV 3 löst man Verbindung 33 (3 g, 5.3 mmol) in Ethanol (50 ml) mit Essigsäure (0.6
ml) und tropft eine Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 280 mg) in Ethanol (2 ml) zu
und rührt für 2 h unter Wasserstoffatmosphäre. Nach Aufarbeitung erhält man blaßgelbes Öl,
welches ohne weitere Reinigung umgesetzt wird.
Ausbeute: 2.14 g (94%, roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (35)
Zu einer Lösung von Verbindung 34 (3.1 g, 7 mmol) in Essigsäureethylester gibt man Ver-
bindung 6 (3.45 g, 7 mmol) und rührt für 3 h bei RT. Nach Reaktionsende konzentriert man
die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert an Kieselgel (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 4.53 g (87%, 6.1 mmol)

Experimenteller Teil 115
[α] D: -6.1° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.36-7.31 (m, 5 H, Phenyl-aromaten), 6.52 (t, 1 H, CH 2-NH), 5.71 (d,
1 H, NH-Asp), 5.38 (d, 1 H, J 3-4 = 3.39 Hz, J 4-5 = 0.9 Hz, H-4), 5.20 (dd, 1 H, J 1-2 = 7.95
Hz, J 2-3 = 3.39 Hz, H-2), 5.13 (d, 2 H, CH 2-Phenyl), 5.02 (dd, 1 H, J 3-4 = 3.39 Hz, J 3-4 =
10.43 Hz, H-3), 4.48 (b, 1 H, CH-Asp), 4.45 (d, 1 H, J 1-2 = 7.95 Hz, H-1), 4.15 (m, 2 H, H-
6a, H-6b), 3.88 (m, 2 H, H-5 und O-CH 2-), 3.46 (m, 1 H, O-CH 2-), 3.21 (m, 2 H, -CH 2-NH-
), 3.01 (dd, 1 H, CH 2 -Asp), 2.73 (dd, 1 H, CH 2 -Asp), 2.14, 2.06, 2.04, 1.98 (s, 4 H, CH 3 -Ace-
tyl), 1.61-1.29 (m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2), 1.45 (s, 9 H, CH 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.6, 170.4, 170.3, 170.2, 170.1, 169.4, 155.5 (CO), 135.3, 128.9,
128.6, 128.5, 128.4, 128.3, 128.2, 128.1, 125.2 (Phenyl-C-aromatisch), 101.2 (C-1), 80.3
(C q -Boc), 70.8 (C-5), 70.5 (C-3), 69.8 (CH 2 -Phenyl), 68.8 (C-2), 67.0 (C-4), 66.7 (O-CH 2 -),
61.2 (C-6), 50.6 (CH-Asp), 39.3 (-CH 2-NH-), 36.1 (-CH-CH 2-), 29.0, 28.8 (-O-CH 2-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 28.2 (-(CH 3 ) 3 ), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.7, 20.6,
20.5, 20.4 (CO-CH 3).
α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-
benzylester (36)
Durchführung nach AAV 4. Zu einer Lösung von Verbindung 35 (1 g, 1.35 mmol) in Methy-
lenchlorid (4 ml) gibt man bei RT Trifluoressigsäure (2 ml) und rührt für 2 h. Nach Aufarbei-
tung erhält man ein blaßgelbes Öl.
Ausbeute: 1 g (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure (37)
Nach AAV 3 gibt man zu einer Lösung von Verbindung 35 (1 g, 1.35 mmol) in Ethanol (50
ml) mit Essigsäure (0.1 ml) unter Inertbedingung eine Suspension von Palladium auf Kohle
(10%, 100 mg) in Ethanol (2 ml) und rührt für 1 h unter Wasserstoffatmosphäre. Nach Auf-
arbeitung erhält man farbloses Öl.
Ausbeute: 950 mg (roh)

Experimenteller Teil 116
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (38)
Durchführung nach AAV 2. Einer Lösung von Verbindung 37 (950 mg) und Pentafluorphe-
nol (374 mg, 1.8 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) wird bei 0°C eine Lösung von DCC
(420 mg, 1.8 mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) zugegeben und für 1 h gerührt. Anschlie-
ßend wird für weitere 2 h bei RT weitergerührt. Nach Aufarbeitung chromatographiert man
den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 1.05 g (95%, 1.29 mmol)
[α] D: -10.4° (c (1.0), CHCl 3)
N-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butyl-α-pentafluorphenylester (40)
Einer Lösung von N-α-Benzyloxycarbonyl-L-asparaginsäure-β-tert-butylester 39 (2 g, 6.2
mmol) und Pentafluorphenol (1.14 g, 6.2 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) wird nach
AAV 2 eine Lösung von DCC (1.27 g, 6.2 mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) bei 0°C zu-
gegeben und für 1 h, danach für weitere 3 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung erhält man
ein blaßgelbes Öl. Das Produkt wird aus Essigsäureethylester-Hexan kristallisiert.
Ausbeute: 2.93 g (96%, 6.0 mmol)
Smp.: 77°C (76.5-77.5°C [146] )
[α] D: -43.1° (c (1.0), CHCl 3 [146] )
N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (41)
Eine Lösung von Verbindung 34 (800 mg, 1.76 mmol) und Verbindung 40 (863 mg, 1.8
mmol) in Essigsäureethylester (15 ml) rührt man für 6 h bei RT. Nach Reaktionsende wird
die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton
5:1).
Ausbeute: 1.63 g (95%, 2.21 mmol)
[α] D : +2.5° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.34 (m, 5 H, Phenyl-Aromaten-H), 6.53 (t, 1 H, CH 2 -NH), 5.99 (d,
1 H, NH-Asp), 5.38 (d, 1 H, J 3-4 = 3.39 Hz, H-4), 5.20 (dd, 1 H, J 1-2 = 7.95 Hz, J 2-3 = 3.39
Hz, H-2), 5.13 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 5.01 (dd, 1 H, J 3-4 = 3.39 Hz, J 3-4 = 10.43 Hz, H-3),
4.49 (b, 1 H, CH-Asp), 4.44 (d, 1 H, J 1-2 = 7.95 Hz, H-1), 4.16 (m, 2 H, H-6a, H-6b), 3.87
(m, 2 H, H-5 und O-CH 2 -), 3.46 (m, 1 H, O-CH 2 -), 3.21 (q, 2 H, -CH 2 -NH), 2.89 (dd, 1 H,

Experimenteller Teil 117
CH 2-Asp), 2.62 (dd, 1 H, CH 2-Asp), 2.14, 2.05, 2.04, 1.98 (s, 4 H, CH 3-Acetyl), 1.61-1.29
(m, 6 H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 ), 1.43 (s, 9 H, CH 3- tert-Butyl).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 170.2, 170.1, 169.4, 156.0 (CO), 136.0, 128.9, 128.6, 128.5, 128.3,
128.2, 128.1, 128.0, 125.2 (Phenyl-C-aromatisch), 101.2 (C-1), 81.7 (C q -tert-Butyl), 70.9 (C-
5), 70.5 (C-3), 69.8 (CH 2-Phenyl), 68.9 (C-2), 67.1 (C-4), 67.0 (O-CH 2-), 61.2 (C-6), 51.2
(CH-Asp), 39.4 (-CH 2 -NH-), 37.4 (-CH-CH 2 -), 29.0, 28.8 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
NH-), 27.9 (-(CH 3) 3), 22.9 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.7, 20.6, 20.5, 20.4 (CO-
CH 3 ).
α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-
tert-butylester (42)
Nach AAV 3 löst man Verbindung 41 (911 mg, 1.23 mmol) in Ethanol (50 ml) mit Essigsäure
(0.2 ml) und fügt eine Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 100 mg) im Argongegen-
strom zu. Die Reaktionslösung wird für 3 h bei RT unter Wasserstoffatmosphäre gerührt.
Nach Aufarbeitung erhält man ein farbloses Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 1.04 g (roh)
N-Benzyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (43)
Eine Lösung von Verbindung 34 (250 mg, 0.53 mmol) und Verbindung 9 (290 mg, 0.55
mmol) in Essigsäureethylester (10 ml) wird für 4 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende kon-
zentriert man die Lösung im Vakuum und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel
(Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 409 mg (97%, 0.53 mmol)
α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure
(44)
Nach AAV 3 wird Verbindung 43 (409 mg, 0.53 mmol) in Ethanol (50 ml) gelöst und mit
einer Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 40 mg) in Ethanol (2 ml) im Argongegen-
strom versetzt. Die Reaktionslösung rührt man für 2 h bei RT unter Wasserstoffatmosphäre.
Nach Aufarbeitung erhält man ein Rohöl, das sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 300 mg (roh)

Experimenteller Teil 118
α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure (45)
Das Rohöl 44 (300 mg) wird in einer gesättigten Lösung von Ammoniak in Methanol (10 ml)
für 12 h bei RT gerührt. Nach Reaktionskontrolle (DC, 12 h, Ethanol-Essigsäure-Wasser
8:2:2, R f 0.53) engt man die Lösung im WSV ein und trocknet den Rückstand über Phosphor-
pentoxid.
Ausbeute: 260 mg (roh)
1 H-NMR (D2 O-H 2 O 1:9): δ = 3.91 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 3.70 (t, 1 H, CH-Asp), 3.45
(m, 2 H, H-4 und O-CH 2), 3.28 (m, 2 H, H-6a und H-6b) 3.2 (m, 1 H, H-5), 3.18 (m, 1 H, O-
CH 2 ), 3.16 (m, 1 H, H-3), 3.02 (dd, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, J 2-3 = 9.7 Hz, H-2), 2.77 (m, 2 H, -
CH 2-NH), 2.28 (m, 2 H, CH 2-Asp), 1.16 (m, 2 H, CH 2-CH 2-NH), 1.07 (m, 2 H, O-CH 2-CH 2-
), 0.90 (m, 2 H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -).
13 C-NMR (D2O-H 2O 1:9): δ = 103.0 (C-1), 75.3 (C-5), 73.1 (C-3), 71.0 (C-2), 70.4 (O-CH 2),
68.9 (C-4), 61.4 (C-6), 51.0 (CH-Asp), 39.7 (-CH 2 -NH), 37.4 (CH 2 -Asp), 28.6 (-CH 2 -CH 2 -
NH-), 28.2 (-O-CH 2-CH 2-), 22.7 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (46)
Eine Lösung von Verbindung 34 (1.76 g, 3.53 mmol) wird zusammen mit Verbindung 13
(2.13 g, 3.64 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) für 2 h bei RT gerührt. Nach Reaktions-
ende engt man die Lösung im Vakuum ein und reinigt den Rückstand durch Chromatographie
an Kieselgel (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 2.82 g (96%, 3.4 mmol)
[α] D : +0.6° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.59 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H),
7.41 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.31 (tt, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 6.51 (b, 1 H, NH-Pentyl),
6.01 (d, 1 H, NH-Asp), 5.38 (dd, 1 H, J 3-4 = 3.38 Hz, J 4-5 = 0.74 Hz, H-4), 5.19 (dd, 1 H,
J 1-2 = 7.94, Hz, J 2-3 = 10.43 Hz, H-4), 5.00 (dd, 1 H, J 2-3 = 10.43 Hz, J 3-4 = 3.38 Hz, H-3),
4.48 (b, 1 H, CH-Asp), 4.42 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.41 (m, 2 H, Fmoc-CH 2 ), 4.22 (t, 1
H, Fmoc-CH), 4.14 (m, 2 H, H-6a und H-6b), 3.88 (m, 1 H, H-5), 3.88 (m, 1 H, O-CH 2-), 3.43
(m, 1 H, O-CH 2 -), 3.22 (q, 2 H, -CH 2 -NH), 2.87 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.62 (dd, 1 H, CH 2 -
b-Asp), 2.10, 2.05, 2.04, 1.97 (4x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.57 (m, 2 H, CH 2-CH 2-NH), 1.49
(m, 2 H, -O-CH 2 -CH 2 -), 1.45 (s, 9 H, CH 3 -tert-Butyl), 1.35 (m, 2 H, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -

Experimenteller Teil 119
CH 2-NH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.1, 170.32, 170.25, 170.2, 170.1, 169.5, 156.0 (CO), 143.6, 141.2,
128.9, 128.1, 127.7, 127.0, 125.2, 124.9, 119.9 (Fmoc-Aromaten-C-), 101.2 (C-1), 81.7 (C q-
tert-Butyl), 70.8 (C-5), 70.5 (C-3), 69.8 (O-CH 2 -), 68.9 (C-2), 67.1 (CH 2 -Fmoc), 66.9 (C-4),
61.1 (C-6), 51.1 (CH-Asp), 47.1 (CH-Fmoc), 39.4 (-CH 2-NH), 37.5 (CH 2-Asp), 29.0, 28.9 (-
O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 27.9 (CH 3 -tert-Butyl), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-NH-), 20.7, 20.6, 20.5, 20.5 (CO-CH 3).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl)-L-asparaginsäure (47)
Entsprechend AAV 4 gibt man zu einer Lösung von Verbindung 46 (2.39 g, 2.89 mmol) in
Methylenchlorid (5 ml) Trifluoressigsäure (3 ml) und rührt bei RT für 3 h. Nach Aufarbeitung
erhält man ein gelbes Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 2.3 g (roh)
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (48)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 47 (2.5 g, 3.23 mmol) und Pen-
tafluorphenol (779 mg, 4.23 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) gibt man bei 0°C eine Lö-
sung von DCC (872 mg, 4.23 mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) und rührt für 1 h, danach
bei RT für weitere 3 h. Nach Aufarbeitung chromatographiert man den Rückstand an Kiesel-
gel (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 2.87 g (95%, 3.06 mmol)
[α] D : -7.1° (c (1.0), CHCl 3 )
ESI-MS für C 44 H 45 F 5 N 2 O 15 (m/z = 936.2): 937.1 [M+H] + , 959.1 [M+Na] + .
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.59 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H),
7.41 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.31 (tt, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 6.51 (b, 1 H, NH-Pentyl),
6.01 (d, 1 H, NH-Asp), 5.38 (dd, 1 H, J 3-4 = 3.38 Hz, J 4-5 = 0.74 Hz, H-4), 5.19 (dd, 1 H,
J 1-2 = 7.94, Hz, J 2-3 = 10.43 Hz, H-4), 5.00 (dd, 1 H, J 2-3 = 10.43 Hz, J 3-4 = 3.38 Hz, H-3),
4.48 (b, 1 H, CH-Asp), 4.42 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.41 (m, 2 H, Fmoc-CH 2 ), 4.22 (t, 1
H, Fmoc-CH), 4.14 (m, 2 H, H-6a und H-6b), 3.88 (m, 1 H, H-5), 3.88 (m, 1 H, O-CH 2-), 3.43
(m, 1 H, O-CH 2 -), 3.22 (q, 2 H, -CH 2 -NH), 2.87 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.62 (dd, 1 H, CH 2 -

Experimenteller Teil 120
b-Asp), 2.10, 2.05, 2.04, 1.97 (4x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.57 (m, 2 H, CH 2-CH 2-NH), 1.49
(m, 2 H, -O-CH 2 -CH 2 -), 1.35 (m, 2 H, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.1, 170.32, 170.25, 170.2, 170.1, 169.5, 156.0 (CO), 143.6, 141.2,
128.9, 128.1, 127.7, 127.0, 125.2, 124.9, 119.9 (Fmoc-Aromaten-C-), 101.2 (C-1), 70.8 (C-
5), 70.5 (C-3), 69.8 (O-CH 2), 68.9 (C-2), 67.1 (CH 2-Fmoc), 66.9 (C-4), 61.1 (C-6), 51.1 (CH-
Asp), 47.1 (CH-Fmoc), 39.4 (CH 2 -NH), 37.5 (CH 2 -Asp), 29.0, 28.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-CH 2-NH-), 22.9 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.7, 20.6, 20.5, 20.5 (CO-CH 3).
19 F-NMR (CDCl3 ): δ = -153.8 (m, 2 F, 2x ortho-F), -159.3 (t, 1 F, J F-para-F-meta = 21.8 Hz,
para-F), -163.7 (m, 2 F, 2x meta-F).
Analyse: C 44H 45F 5N 2O 15 (936.82)
Ber.: C: 56.41 H: 4.84 N: 2.99
Gem.: C: 56.74 H: 4.99 N: 2.80
5.3.3 Zu Kapitel 4.3.5
1,2,3,4,6-Penta-O-acetyl-α-D-mannopyranose (49)
Eine Lösung von Mannose (20 g, 111 mmol) wird zusammen mit Natriumacetat (10 g, 122
mmol) in Acetanhydrid (150 ml) gelöst und für 30 min auf 120°C erhitzt. Die Lösung wird
auf Eiswasser (1 l) gegossen, dreimal mit Methylenchlorid (je 150 ml) extrahiert und mit ges.
Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Die organische Phase wird über Natriumsulfat
getrocknet und im Vakuum aufkonzentriert. Man erhält ein farbloses Öl.
Ausbeute 42 g (97%, 108 mmol)
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosylbromid (50)
Zu einer Lösung von Verbindung 49 (28 g, 72 mmol) in Methylenchlorid (50 ml) wird bei
0°C Bromwasserstoff in Essigsäure (33%ig, 40 ml, 227 mmol) getropft. Nach Reaktionsende
verdünnt man die Lösung mit Methylenchlorid (300 ml), gießt die Lösung auf Eiswasser (1
l) und trennt die organische Phase ab. Die organische Phase wird mit ges. Natriumhydrogen-
carbonatlösung neutralisiert, über Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum aufkonzentriert.
Das blaßgelbe Öl wird ohne weitere Aufarbeitung direkt umgesetzt.
Ausbeute: 28 g (95%, 68 mmol)

Experimenteller Teil 121
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosid (51)
Nach AAV 1 wird zu einer Lösung von Verbindung 50 (28.3 g, 69 mmol), Verbindung 2
(18.7 g, 69 mmol) und Molsieb 3Å (1 g) in Acetonitril (150 ml) im Argongegenstrom Queck-
silber(II)cyanid (19.9 g, 69 mmol) und Quecksilber(II)bromid (Spatelspitze) gegeben und für
7 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung erhält man ein Öl, welches an Kieselgel chromatogra-
phiert wird (Toluol-Aceton 8:1).
Ausbeute: 15.2 g (39%, 26.8 mmol)
[α] D : 29.2 (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.36-7.32 (m, 5 H, Phenyl-aromaten), 5.35 (dd, 1 H, J 3-4 = 10.1 Hz,
H-3), 5.29 (dd, 1 H, J 4-5 = 9.56 Hz, H-4), 5.22 (dd, 1 H, J 1-2 = 1.7 Hz, J 2-3 = 3.3 Hz, H-2),
5.10 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 4.93 (b, 1 H, NH), 4.79 (d, 1 H, J 1-2 = 1.7 Hz, H-1), 4.27 (dd, 1
H, J 5-6a = 5.4 Hz, J 6a-6b = 12.3 Hz, H-6a), 4.10 (dd, 1 H, J 5-6b = 2.6 Hz, H-6a), 3.88 (ddd,
1 H, H-5), 3.68 (dt, 1 H, O-CH 2 -), 3.44 (dt, 1 H, O-CH 2 -), 3.20 (m, 2 H, -CH 2 -NH), 2.15,
2.09, 2.03, 1.98 (s, 4 H, CH 3-Acetyl), 1.63, 1.54, 1.39 (m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.5, 170.0, 169.8, 169.4, 156.3 (CO), 136.6, 128.9, 128.4, 128.1,
127.9, 125.2 (Phenyl-C-aromatisch), 97.2 (C-1, J C1-H1 = 170.8 Hz, α-Kopplung), 69.6 (C-2),
69.0 (C-3), 68.3 (C-5), 68.1 (CH 2 -Phenyl), 66.5 (O-CH 2 -), 66.2 (C-4), 62.5 (C-6), 40.8 (-
CH 2-NH), 29.6, 28.8 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 23.3 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-
CH 2 -NH-), 20.8, 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl).
(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosid (52)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 51 (3 g, 5.3 mmol) in Ethanol
(50 ml) und Essigsäure (0.3 ml) gibt man unter Inertbedingungen eine Suspension von Palla-
dium auf Kohle (10%, 300 mg) und rührt für 1 h unter Wasserstoffatmosphäre. Nach Aufar-
beitung erhält man ein farbloses Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 2.5 g (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (53)
Eine Lösung von Verbindung 52 (2.5 g, 5.3 mmol) und Verbindung 6 (2.59 g, 5.3 mmol) in
Essigsäureethylester (25 ml) wird für 2.5 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende engt man die
Lösung im Vakuum ein und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton
5:1).

Experimenteller Teil 122
Ausbeute: 3.4 g (89%, 4.6 mmol)
[α] D : 27.8 (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.36-7.32 (m, 5 H, Phenyl-aromaten), 6.55 (t, 1 H, NH-Pentyl), 5.71
(d, 1 H, NH-Asp), 5.34 (dd, 1 H, J 3-4 = 10.1 Hz, H-3), 5.29 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 10.1 Hz,
H-4), 5.23 (dd, 1 H, J 1-2 = 1.7 Hz, J 2-3 = 3.3 Hz, H-2), 5.12 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 4.79 (d, 1
H, J 1-2 = 1.7 Hz, H-1), 4.49 (b, 1 H, CH-Asp) 4.29 (dd, 1 H, J 5-6a = 5.4 Hz, J 6a-6b = 12.3
Hz, H-6a), 4.10 (dd, 1 H, J 5-6b = 2.6 Hz, H-6a), 3.97 (ddd, 1 H, H-5), 3.68 (dt, 1 H, O-CH 2 -
), 3.43 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.23 (m, 2 H, -CH 2-NH), 3.00 (dd, 1 H, CH 2-a-Asp), 2.74 (dd, 1
H, CH 2 -b-Asp), 2.15, 2.10, 2.04, 1.98 (s, 4 H, CH 3 -Acetyl), 1.66 - 1.32 (m, 6 H, -CH 2 -CH 2 -
CH 2-CH 2-CH 2), 1.45 (s, 9 H, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.6, 170.6, 170.5, 170.0, 169.9, 169.7 (CO), 135.4, 128.9, 128.5,
128.3, 128.1, 125.2 (Phenyl-C-aromatisch), 97.4 (C-1, J C1-H1 = 171.1 Hz, α-Kopplung), 69.6
(C-2), 69.1 (C-3), 68.4 (C-5), 68.1 (CH 2 -Phenyl), 66.7 (O-CH 2 -), 66.2 (C-4), 62.5 (C-6), 50.6
(CH-Asp), 39.3 (-CH 2-NH), 36.1 (CH 2-Asp), 29.1, 28.7 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-),
23.3 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.8, 20.7. 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl).
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure (54)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 53 (600 mg, 0.81 mmol) in
Ethanol (50 ml) gibt man unter Inertbedingungen eine Suspension von Palladium auf Kohle
(10%, 60 mg) in Ethanol (2 ml) und rührt unter Wasserstoffatmosphäre für 1 h. Nach Aufar-
beitung erhält man ein blaßgelbes Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 620 mg (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (55)
Nach AAV 2 wird zu einer Lösung von Verbindung 54 (620 mg, roh) und Pentafluorphenol
(160 mg, 0.87 mmol) in Essigsäureethylester (25 ml) gibt man bei 0°C DCC (180 mg, 0.87
mmol) zu und rührt für 1 h, danach bei RT für weitere 5 h. Nach Aufarbeitung wird der Rück-
stand an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 510 mg (78%, 0.63 mmol)
[α] D: 22.9 (c (1.0), CHCl 3)

Experimenteller Teil 123
1 H-NMR (CDCl3): δ = 6.55 (t, 1 H, NH-Pentyl), 5.71 (d, 1 H, NH-Asp), 5.34 (dd, 1 H, J 3-4
= 10.1 Hz, H-3), 5.29 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 10.1 Hz, H-4), 5.23 (dd, 1 H, J 1-2 = 1.7 Hz, J 2-
3 = 3.3 Hz, H-2), 4.79 (d, 1 H, J1-2 = 1.7 Hz, H-1), 4.49 (b, 1 H, CH-Asp) 4.29 (dd, 1 H, J5- 6a = 5.4 Hz, J6a-6b = 12.3 Hz, H-6a), 4.10 (dd, 1 H, J5-6b = 2.6 Hz, H-6a), 3.97 (ddd, 1 H,
H-5), 3.68 (dt, 1 H, O-CH2-), 3.43 (dt, 1 H, O-CH2-), 3.23 (m, 2 H, -CH2-NH), 3.00 (dd, 1
H, CH 2 -a-Asp), 2.74 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.15, 2.10, 2.04, 1.98 (s, 4 H, CH 3 -Acetyl), 1.66
- 1.32 (m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2), 1.45 (s, 9 H, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.6, 170.6, 170.5, 170.0, 169.9, 169.7 (CO), 97.4 (C-1, J C1-H1 =
171.1 Hz, α-Kopplung), 69.6 (C-2), 69.1 (C-3), 68.4 (C-5), 66.7 (O-CH 2-), 66.2 (C-4), 62.5
(C-6), 50.6 (CH-Asp), 39.3 (-CH 2 -NH), 36.1 (CH 2 -Asp), 29.1, 28.7 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-NH-), 23.3 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.8, 20.7. 20.6, 20.5 (CH 3-Acetyl).
19 F-NMR (CDCl3 ): δ = -153.7 (m, 2 F, 2x ortho-F), -159.2 (t, 1 F, J F-para-F-meta = 21.7 Hz,
para-F), -163.7 (m, 2 F, 2x meta-F).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-manno-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (56)
Eine Lösung von Verbindung 52 (2.8 g, 4.76 mmol) und Verbindung 13 (2.7 g, 4.7 mmol) in
Essigsäureethylester (20 ml) wird für 3 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert
man die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel (Toluol-
Aceton 4:1).
Ausbeute: 3.69 g (94%, 4.5 mmol)
[α] D : +27.3 (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.58 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H),
7.40 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.31 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 6.55 (b, 1 H, NH-Pentyl),
6.02 (d, 1 H, NH-Asp), 5.34 (dd, 1 H, J 3-4 = 10.1 Hz, H-3), 5.31 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 10.1
Hz, H-4), 5.23 (dd, 1 H, J 1-2 = 1.6 Hz, J 2-3 = 3.3 Hz, H-2), 4.79 (d, 1 H, J 1-2 = 1.6 Hz, H-1),
4.48 (b, 1 H, CH-Asp), 4.43 (d, 2 H, CH 2 -Fmoc), 4.28 (dd, 1 H, J 6a-5 = 5.15 Hz, J 6a-6b = 12.2
Hz, H-6a), 4.22 (t, 2 H, CH-Fmoc), 4.03 (dd, 1 H, J 6a-5 = 2.5 Hz, H-6b), 3.97 (ddd, 1 H, H-
5), 3.67 (dt, 1 H, O-CH 2 -), 3.43 (dt, 1H, O-CH 2 -), 3.27 (m, 2 H, -CH 2 -NH), 2.86 (dd, 1 H,
CH 2-a-Asp), 2.63 (dd, 1 H, CH 2-b-Asp), 2.15, 2.10, 2.04, 1.99 (4x CH 3-Acetyl), 1.66 - 1.33
(m, 6 H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 ), 1.45 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 -Boc).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.1, 170.6, 170.3, 170.0, 170.0, 169.7, 156.0 (CO), 143.6, 141.2,
128.9, 128.1, 127.7, 127.0, 125.2, 124.9, 119.9 (Fmoc-Aromaten-C-), 97.4 (C-1), 81.7 (C q -

Experimenteller Teil 124
tert-Butyl), 69.6 (C-2), 69.1 (C-3), 68.4 (C-5), 68.1 (O-CH 2-), 67.0 (-CH 2-Fmoc), 66.2 (C-
4), 62.5 (C-6), 51.1 (CH-Asp), 47.1 (CH-Fmoc), 39.4 (CH 2 -NH), 37.5 (CH 2 -Asp), 29.2, 28.7
(-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 28.0 ((CH 3) 3-Boc), 23.3 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-
CH 2 -NH-), 20.8, 20.7, 20.6 (CH 3 -Acetyl).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-manno-
pyranosyl)-L-asparaginsäure (57)
Entsprechend AAV 4 gibt man zu einer Lösung von Verbindung 56 (3.69 g, 4.46 mmol) in
Methylenchlorid (5 ml) Trifluoressigsäure (3 ml) und rührt bei RT für 2 h. Nach Aufarbeitung
erhält man ein gelbes Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 3.6 g (roh)
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-manno-
pyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (58)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 57 (3.6 g, roh) und Pentafluor-
phenol (1.06 g, 5.7 mmol) in Essigsäureethylester (25 ml) gibt man bei 0°C eine Lösung von
DCC (1.18 g, 5.7 mmol) in Essigsäureethylester (5 ml) und rührt für 1 h, danach bei RT für
weitere 3 h. Nach Aufarbeitung chromatographiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-
Aceton 4:1).
Ausbeute: 3.91 g (93%, 4.18 mmol)
[α] D: +19.9° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.58 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H),
7.40 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.31 (t, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 6.55 (b, 1 H, NH-Pentyl),
6.02 (d, 1 H, NH-Asp), 5.34 (dd, 1 H, J 3-4 = 10.1 Hz, H-3), 5.31 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 10.1
Hz, H-4), 5.23 (dd, 1 H, J 1-2 = 1.6 Hz, J 2-3 = 3.3 Hz, H-2), 4.79 (d, 1 H, J 1-2 = 1.6 Hz, H-1),
4.48 (b, 1 H, CH-Asp), 4.43 (d, 2 H, CH 2-Fmoc), 4.28 (dd, 1 H, J 6a-5 = 5.15 Hz, J 6a-6b = 12.2
Hz, H-6a), 4.22 (t, 2 H, CH-Fmoc), 4.03 (dd, 1 H, J 6a-5 = 2.5 Hz, H-6b), 3.97 (ddd, 1 H, H-
5), 3.67 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.43 (dt, 1H, O-CH 2-), 3.27 (m, 2 H, -CH 2-NH), 2.86 (dd, 1 H,
CH 2 -a-Asp), 2.63 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.15, 2.10, 2.04, 1.99 (4x CH 3 -Acetyl), 1.66 - 1.33
(m, 6 H, -CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.6, 170.3, 170.1, 169.7, 169.2, 167.5 (CO), 143.6, 143.5, 141.2,
139.4, 128.9, 128.2, 127.8, 127.0, 125.2, 124.9, 120.0 (Fmoc-Aromaten-C-), 97.4 (C-1), 69.7
(C-2), 69.2 (C-3), 68.4 (C-5), 68.2 (-CH 2 -O), 67.2 (-CH 2 -Fmoc), 66.1 (C-4), 62.5 (C-6), 51.1

Experimenteller Teil 125
(CH-Asp), 47.1 (CH-Fmoc), 39.5 (CH 2-NH), 35.6 (CH 2-Asp), 29.1, 28.6 (-O-CH 2-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 23.4 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.8, 20.7, 20.6 (CH 3 -Ace-
tyl).
19
F-NMR (CDCl3 ): δ = -153.8 (m, 2 F, 2x ortho-F), -159.3 (t, 1 F, JF-para-F-meta = 21.8 Hz,
para-F), -163.7 (m, 2 F, 2x meta-F).
Analyse: C 44H 45F 5N 2O 15 (936.82)
Ber.: C: 56.41 H: 4.84 N: 2.99
Gem.: C: 56.75 H: 5.01 N: 2.94
5.3.4 Zu Kapitel 4.5.1
2-Desoxy-2-(p-methoxybenzylimino)-α/β-D-glucopyranose (59)
Eine Lösung von 2-Aminohydrochlorid-2-desoxy-α/β-D-glucopyranose (20 g, 93 mmol) und
p-Methoxybenzaldehyd (12.8 g, 120 mmol) in 1 N Natronlauge (94 ml) wird für 20 min kräf-
tig geschüttelt und danach für 1 h im Eisschrank gekühlt. Das ausgefallene Produkt wird ab-
filtriert, mehrfach mit kleinen Portionen Eiswasser und danach mit einer eisgekühlten
Mischung von Aceton-Diethylether (1:1) gewaschen. Die farblosen Kristalle trocknet man
über Phosphorpentoxid.
Ausbeute: 19.2 g (70%, 64.6 mmol)
Smp.: 164°C (166°C [153] )
1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-(p-methoxybenzylimino)-β-D-glucopyranose (60)
Unter Eiskühlung wird zu Verbindung 59 (18.5 g, 62.3 mmol) eine Mischung von Pyridin
(108 ml) und Acetanhydrid (60 ml) gegeben und für 1 h bei 0°C gerührt. Anschließend wird
die Reaktion für weitere 2 h bei RT weitergerührt. Nach Reaktionsende trägt man die Lösung
in Eiswasser ein, filtriert das Rohprodukt und kristallisiert aus Ethanol.
Ausbeute: 17.4 g (60%, 37.4 mmol)
Smp.: 187°C (188°C [153] )
1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-aminohydrochlorid-2-desoxy-β-D-glucopyranose (61)
Zu einer Lösung von Verbindung 60 (15 g, 32.3 mmol) in Aceton (75 ml) gibt man bei RT 5
N HCl (6.6 ml, 32.3 mmol) und schüttelt für 20 min. Die Reaktionslösung wird mit Diethy-
lether (50 ml) verdünnt und für 1 h im Eisfach gekühlt. Das Produkt wird filtriert und mit kal-
tem Diethylether gewaschen. Die farblosen Kristalle werden über Phosphorpentoxid

Experimenteller Teil 126
getrocknet.
Ausbeute: 12.2 g (98%, 31.8 mmol)
Smp.: >225°C (Zersetzung, >230°C [153] )
1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-chloracetamido-2-desoxy-β-D-glucopyranose (62)
Zu einer Lösung von Verbindung 61 (12 g, 31.3 mmol) in Methylenchlorid (150 ml) gibt man
Triethylamin (9.6 ml, 70 mmol) und tropft bei 0°C Chloracetylchlorid (3.8 ml, 46 mmol) zu.
Nach Reaktionsende wird die braune Lösung mit 1 M Salzsäure, Wasser, ges. Natriumhydro-
gencarbonatlösung und Wasser, über Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum aufkonzen-
triert. Das Produkt kristallisiert man aus Ethanol.
Ausbeute: 9.4 g (71%, 22.2 mmol)
Smp.: 170°C (172°C [154] )
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-chloracetamido-2-desoxy-
β-D-glucopyranose (63)
Zu einer Suspension von Verbindung 62 (2.34 g, 5.5 mmol), Verbindung 2 (1.31 g, 5.5 mmol)
und Molsieb 3Å (0.5 g) in Methylenchlorid (20 ml) gibt man im Argongegenstrom trockenes
Eisen(III)chlorid (0.89 g) und rührt für 3 h bei RT. Nach Reaktionsende wird die Lösung über
Celite filtriert und das Filtrat mit 1 M Salzsäure und ges. Natriumhydrogencarbonatlösung
gewaschen. Das im Vakuum aufkonzentrierte Rohprodukt wird aus Aceton-n-Hexan kristal-
lisiert.
Ausbeute: 3 g (91%, 5 mmol)
Smp.: 125°C (125°C [155] )
(5-[Benzyloxycarbonylamino]-pentyl)-2-acetamido-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-D-
glucopyranose (64)
Eine Lösung von Verbindung 63 (2.4 g, 4 mmol) in Essigsäure (50 ml) wird mit aktiviertem
Zink (4 g) versetzt und für 12 h bei RT gerührt. Die Lösung wird über Celite filtriert und das
Filtrat im Vakuum mehrfach mit Toluol koevaporiert. Den Rückstand nimmt man in Wasser
(100 ml) auf, extrahiert mit Methylenchlorid (200 ml) und wäscht die organische Phase nach-
einander mit 1 M Salzsäure, ges. Natriumhydrogencarbonatlösung und Wasser. Das getrock-
nete und aufkonzentrierte Rohprodukt wird aus Aceton-n-Hexan kristallisiert.
Ausbeute: 2.14 g (94%, 3.8 mmol)
Smp.: 138°C (139°C [155] )

Experimenteller Teil 127
[α] D: -7.9° (c (1.0), CHCl 3)
Die 1 H- und 13 C-NMR-Daten stimmen mit den Literaturwerten [155] überein.
(5-Aminopentyl)-2-acetamido-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranose (65)
Nach AAV 3 wird einer Lösung von Verbindung 64 (3 g, 5.3 mmol) in Ethanol (50 ml) und
Essigsäure (0.6 ml) eine Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 300 mg) unter Inertbe-
dingung zugesetzt und für 1 h unter Wasserstoffatmosphäre gerührt. Nach Aufarbeitung er-
hält man ein farbloses Öl, welches sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 2.9 g (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-des-
oxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (66)
Eine Lösung von Verbindung 65 (1 g, roh) und Verbindung 6 (1.12 g, 2.29 mmol) in Essige-
ster (15 ml) und Dimethylformamid (7 ml) wird für 3 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende
wird die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-
Aceton 4:1).
Ausbeute 1.54 g (91%, 2.1 mmol)
Smp.: 152-153°C
[α] D: -4.4° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.34 (m, 5 H, Phenyl-), 6.67 (t, 1 H, NH-Pentyl), 6.35 (d, 1 H, NH-
Glycon), 5.78 (d, 1 H, NH-Asp), 5.32 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.55 Hz, J 3-4 = 9.41 Hz, H-3), 5.13 (s,
2 H, CH 2-Phenyl), 5.03 (t, 1 H, J 4-5 = 9.9 Hz, H-4), 4.68 (d, 1 H, J 1-2 = 8.23 Hz, H-1), 4.49
(b, 1 H, CH-Asp), 4.26 (dd, 1 H, J 6a-5 = 4.7 Hz, J 6a-6b = 12.2 Hz, H-6a), 4.26 (dd, 1 H, J 6a-5
= 2.35 Hz, H-6b), 3.86 (m, 2 H, O-CH 2- und H-2), 3.71 (ddd, 1 H, H-5), 3.46 (dt, 1 H, O-
CH 2 -), 3.20 (q, 2 H, -CH 2 -NH), 2.99 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.78 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.07,
2.02, 2.01, 1.95 (4x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.60-1.33 (m, 6 H, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-
NH-), 1.46 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 )-Boc).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.5, 170.7, 170.6, 170.5, 169.5, 169.4, 155.5 (CO), 135.3, 128.5,
128.4, 128.3, 128.1, 127.9 (aromatische-C-Phenyl), 100.6 (C-1), 80.3 (C q -Boc), 72.3 (C-3),
71.6 (C-5), 69.4 (O-CH 2-), 68.7 (C-4), 66.7 (CH 2-Phenyl), 62.1 (C-6), 54.7 (C-2), 50.7 (CH-
Asp), 39.4 (-CH 2 -NH), 36.2 (CH 2 -Asp), 28.8, 28.6 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 28.2
((CH 3) 3)-Boc), 23.1 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 20.7, 20.6, 20.5 (CH 3-Acetyl).

Experimenteller Teil 128
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (67)
Eine Lösung von Verbindung 65 (1.6 g, 3.62 mmol) und Verbindung 13 (2.09 g, 3.62 mmol)
in Essigsäureethylester (25 ml) wird für 8 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung chromatogra-
phiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 2.6 g (87%, 3.2 mmol)
[α] D: +3.9° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.60 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-
H), 7.40 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.31 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 6.68 (t, 1 H, NH-
Pentyl), 6.39 (d, 1 H, NH-Glycon), 6.16 (d, 1 H, NH-Asp), 5.28 (t, 1 H, J 2-3 = 9.55 Hz, J 3-4
= 9.41 Hz, H-3), 5.03 (t, 1 H, J 4-5 = 9.9 Hz, H-4), 4.61 (d, 1 H, J 1-2 = 8.23 Hz, H-1), 4.51 (b,
1 H, CH-Asp), 4.41 (m, 2 H, CH 2-Fmoc), 4.24 (m, 1 H, CH-Fmoc), 4.22 (dd, 1 H, J 6a-5 = 4.7
Hz, J 6a-6b = 12.2 Hz, H-6a), 4.10 (dd, 1 H, J 6a-5 = 2.35 Hz, H-6b), 3.87 (m, 2 H, O-CH 2 - und
H-2), 3.65 (ddd, 1 H, H-5), 3.40 (dt, 1 H, O-CH 2-), 3.22 (q, 2 H, -CH 2-NH), 2.85 (dd, 1 H,
CH 2 -a-Asp), 2.69 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.06, 2.00, 1.98, 1.95 (4x s, 12 H, CH 3 -Acetyl),
1.59-1.34 (m, 6 H, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 1.45 (s, 9 H, (CH 3) 3)-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.8, 170.7, 170.6, 170.5, 169.3, 162.6, 156.1 (CO), 143.6, 141.2,
127.7, 127.0, 125.4, 125.0, 120.0, 119.8 (aromatische-C-Phenyl), 100.7 (C-1), 81.7 (C q-Boc),
72.3 (C-3), 71.6 (C-5), 69.4 (O-CH 2 -), 68.6 (C-4), 67.1 (CH 2 -Fmoc), 62.1 (C-6), 54.6 (C-2),
51.3 (CH-Asp), 47.0 (CH-Fmoc), 39.4 (-CH 2-NH), 37.6 (CH 2-Asp), 28.8, 28.6 (-O-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 28.2 ((CH 3 ) 3 )-Boc), 23.0 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-),
20.7, 20.6, 20.5 (CH 3-Acetyl).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (68)
Nach AAV 4 löst man Verbindung 67 (1.01 g, 1.22 mmol) in Methylenchlorid (5 ml) und gibt
bei RT Trifluoressigsäure (3 ml) zu. Nach Aufarbeitung erhält man ein gelbes Öl, welches
sofort weiter umgesetzt wird.
Ausbeute: 950 mg (roh)

Experimenteller Teil 129
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (69)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 68 (950 mg, roh) und Pen-
tafluorphenol (269 mg, 1.5 mmol) in Essigsäureethylester (15 ml) gibt man bei 0°C DCC
(302 mg, 1.5 mmol) zu und rührt für 1 h, danach bei RT für 8 h. Nach Reaktionskontrolle
konnte kein Umsatz detektiert werden. Die Reaktionslösung wird im Vakuum aufkonzen-
triert und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 1:4).
Ausbeute: 580 mg (Verbindung 68)
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.77 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.64 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-
H), 7.37 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.29 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 5.18 (dd, 1 H, J 2-3
= 9.55 Hz, J 3-4 = 9.41 Hz, H-3), 4.94 (t, 1 H, J 4-5 = 9.9 Hz, H-4), 4.55 (d, 1 H, J 1-2 = 8.23 Hz,
H-1), 4.47 (t, 1 H, CH-Asp), 4.36 (m, 2 H, CH 2-Fmoc), 4.23 (m, 1 H, CH-Fmoc), 4.21 (dd, 1
H, J 6a-5 = 4.7 Hz, J 6a-6b = 12.2 Hz, H-6a), 4.06 (dd, 1 H, J 6a-5 = 2.35 Hz, H-6b), 3.80 (m, 2
H, O-CH 2- und H-2), 3.69 (ddd, 1 H, H-5), 3.44 (dt, 1 H, O-C H 2-), 3.16 (t, 2 H, -CH 2-NH),
2.85 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.69 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.01, 1.97, 1.95, 1.91 (4x s, 12 H,
CH 3-Acetyl), 1.59-1.34 (m, 6 H, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 174.9, 173.4, 173.2, 172.3, 171.9, 171.3, 171.2, 158.2, 156.1 (CO),
145.2, 142.5, 129.9, 129.1, 128.8, 128.2, 126.3, 126.2, 120.9 (aromatische-C-Phenyl), 102.1
(C-1), 74.1 (C-3), 72.8 (C-5), 70.7 (O-CH 2 -), 70.2 (C-4), 68.1 (CH 2 -Fmoc), 63.2 (C-6), 55.4
(C-2), 53.1 (CH-Asp), 48.3 (CH-Fmoc), 40.4 (-CH 2-NH), 37.2 (CH 2-Asp), 30.1, 29.8 (-O-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 22.8 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.7, 20.6, 20.5,
20.4 (CH 3-Acetyl).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-asparaginsäurechlorid (70)
Eine Lösung von Verbindung 13 (500 mg, 0.87 mmol) in einer Mischung von Trifluoressig-
säure (0.65 ml, 8.7 mmol) und Thionylchlorid (6.25 ml, 86.7 mmol) wird für 24 h bei 40 °C
gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert man die Lösung im WSV auf und koevaporiert den
Rückstand mehrfach mit Tetrahydrofuran. Man erhält einen farbloses und geruchsloses Pro-
dukt.
Ausbeute: 340 mg (73%, 0.63 mmol)

Experimenteller Teil 130
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-β-([5-aminopentyl]-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-
2-desoxy-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-α-pentafluorphenylester (71)
Zu einer Lösung von Verbindung 70 (320 mg, 0.6 mmol) in Tetrahydrofuran (abs., 8 ml)
tropft man bei 0°C eine Lösung von Verbindung 65 (325 mg, 0.57 mmol) und NME (76 µl)
in Tetrahydrofuran (abs., 5 ml) zu. Nach Reaktionsende konzentriert man das Produkt im Va-
kuum auf und chromatographiert an Kieselgel (Toluol-Aceton 1:1).
Ausbeute: 370 mg (53%, 0.4 mmol)
ESI-MS für C 44H 46F 5N 3O 14 (m/z = 935.8): 936.8 (schwach) [M+H] + , 774.6 [M+Na-OPfp] + .
1 H-NMR (Aceton-d6): δ = 7.86 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.70 (d, 2 H, Fmoc-aromti-
sche-H), 7.41 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.32 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 5.22 (dd, 1 H,
J 2-3 = 9.55 Hz, J 3-4 = 9.41 Hz, H-3), 4.95 (t, 1 H, J 4-5 = 9.9 Hz, H-4), 4.75 (d, 1 H, J 1-2 = 8.23
Hz, H-1), 4.56 (t, 1 H, CH-Asp), 4.39 (m, 2 H, CH 2 -Fmoc), 4.27 (m, 1 H, CH-Fmoc), 4.23
(dd, 1 H, J 6a-5 = 4.7 Hz, J 6a-6b = 12.2 Hz, H-6a), 4.06 (dd, 1 H, J 6a-5 = 2.35 Hz, H-6b), 3.80
(m, 2 H, O-CH 2 - und H-2), 3.75 (ddd, 1 H, H-5), 3.51 (dt, 1 H, O-CH 2 -), 3.22 (t, 2 H, -CH 2 -
NH), 2.97 (dd, 1 H, CH 2-a-Asp), 2.69 (dd, 1 H, CH 2-b-Asp), 2.01, 1.97, 1.93, 1.85 (4x s, 12
H, CH 3 -Acetyl), 1.59-1.34 (m, 6 H, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-).
13 C-NMR (Aceton-d6): δ = 170.3, 170.1, 169.7, 169.5, 156.1 (CO), 144.5, 141.6, 128.1,
127.5, 125.6, 120.3 (aromatische-C-Phenyl), 101.2 (C-1), 73.1 (C-3), 71.9 (C-5), 69.5 (O-
CH 2-), 69.3 (C-4), 68.9 (CH 2-Fmoc), 62.1 (C-6), 54.1 (C-2), 53.1 (CH-Asp), 47.3 (CH-
Fmoc), 38.9 (-CH 2 -NH), 35.2 (CH 2 -Asp), 29.2, 28.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-
),22.8 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 19.7, 19.6, 19.5, 19.4 (CH 3-Acetyl).
19 F-NMR (Aceton-d6 ): δ = -153.9 (m, 2 F, 2x ortho-F), -159.3 (t, 1 F, J F-para-F-meta = 21.8
Hz, para-F), -164.0 (m, 2 F, 2x meta-F).
5.3.5 Zu Kapitel 4.5.1
4,5,6,7-Tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäurepentafluor-
phenylester (73)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 72 (3 g, 7.68 mmol) und Pen-
tafluorphenol (1.41 g, 7.68 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) gibt man bei 0°C DCC
(1.58 g, 7.68 mmol) zu und rührt für 1 h, danach bei RT für weitere 3 h. Nach Aufarbeitung
wird das Produkt im Vakuum aufkonzentriert und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-

Experimenteller Teil 131
Aceton 4:1).
Ausbeute: 3.68 g (86%, 6.6 mmol)
[α] D: -3.7° (c (1.0), CHCl 3)
Smp.: 115°C
1H-NMR (CDCl3): δ = 5.25 (t, 1 H, J4-5 = J5-6 = 9.4 Hz, H-5), 5.09 (t, 1 H, J5-6 = J6-7 = 9.7
Hz, H-6), 4.99 (t, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 9.7 Hz, H-4), 4.27 (dd, 1 H, J 8a-8b = 12.5, J 8a-7 = 5.1 Hz,
H-8a), 4.08 (dd, 1 H, J 8a-8b = 12.5, J 8b-7 = 2.2 Hz, H-8b), 4.08-4.01 (m, 1 H, H-3), 3.75 (ddd,
1 H, J 7-8a = 5.0, J 7-8b = 2.2 Hz, J 7-6 = 10.0 Hz, H-7), 2.89 (d, 2 H, H-2), 2.08, 2.07, 2.04, 2.02
(4 s, 12 H, CH 3-Acetyl).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.7, 170.2, 169.7, 169.4 (CO), 166.0 (C-1), 165.9, 149.4, 149.2,
139.4, 134.5, 123.9 (C 6F 5-), 76.0 (C-7), 74.2 (C-5), 73.9 (C-3), 71.3 (C-4), 68.3 (C-6), 62.0
(C-8), 36.6 (C-2), 20.6 (4 x CH 3 -Acetyl).
N-ε-Benzyloxycarbonyl-L-lysin (74)
a) α,α-Cu 1/2-Lysinkomplex
Zu einer Lösung von L-Lysin-Hydrochlorid (20 g, 110 mmol) in Wasser (200 ml) gibt man
Kupfer(II)carbonat (30 g) und erhitzt die Lösung für 1 h zum Rückfluß. Das Reaktionsge-
misch wird heiß filtriert und ausgiebig mit heißem Wasser gewaschen.
b) α,α-Cu 1/2 -Lysin-(Benzyloxycarbonyl)-komplex
Das Filtrat (400 ml) wird mit 2 N Natronlauge (84 ml, 168 mmol) versetzt und auf 0°C ge-
kühlt. Unter starkem Rühren tropft man Benzyloxycarbonylchlorid (20 ml, 119 mmol) zu.
Das ausgefallene Produkt wird filtriert und mit Wasser-Aceton (1:1) gewaschen.
c) N-ε-Benzyloxycarbonyl-L-Lysin
Der Filterrückstand wird in 2 N Salzsäure (240 ml) suspendiert und auf 40 °C erwärmt. Zu
dieser Suspension leitet man über 1 h Schwefelwasserstoff ein und filtriert das ausgefallene
Kupfersulfid ab. Die Lösung wird im Vakuum aufkonzentriert, der Rückstand in einer Mi-
schung von Wasser (200 ml) und Methanol (60 ml) und mit Hilfe von Ammoniklösung
(25%ig) auf pH 7 eingestellt. Nach 24 h bei 0°C filtriert man das kristalline, farblose Produkt
ab und trocknet über Phosphorpentoxid.
Ausbeute: 16.4 g (53%, 58.6 mmol)
Smp.: >200°C (>220°C [157] )
[α] D : +14.2° (c (1.0), CHCl 3 [158] )

Experimenteller Teil 132
N-α-tert-Butyloxycarbonyl-N-ε-benzyloxycarbonyl-L-lysin (75)
Eine Lösung von Verbindung 74 (1 g, 3.57 mmol) in 1 N Natronlauge (10 ml), Dioxan (20
ml) und Wasser (10 ml) wird auf 0°C gekühlt und unter kräftigem Rühren mit tert-Butyloxy-
carbonylanhydrid (856 mg, 3.93 mmol) versetzt. Nach 30 min wird die Lösung für weitere
2h bei RT weitergerührt. Nach Reaktionsende engt die Lösung im Vakuum ein, überschichtet
die Lösung mit Essigsäureethylester und stellt unter Eiskühlung mit Hilfe von einer konzen-
trierten Kaliumhydrogensulfatlösung den pH-Wert auf 7 ein. Die wäßrige Phase wird noch
zweimal mit Essigsäureethylester extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden
über Natriumsulfat getrocknet und im Vakuum aufkonzentriert. Man erhält einen farblosen
Schaum.
Ausbeute: 1.16 g (88%, 31.5 mmol)
[α] D : -3.5° (c (1.0), Methanol)
N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-lysin (76)
Nach AAV 3 wird zu einer Lösung von Verbindung 75 (2.37 g, 6.23 mmol) in Ethanol (50
ml) eine Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 200 mg) in Ethanol (2 ml) unter Inert-
bedingungen zugetropft. Die Reaktionslösung wird für 3 h unter Wasserstoffatmosphäre ge-
rührt. Nach Aufarbeitung wird die lösung im Vakuum aufkonzentriert und das Produkt aus
Ethanol kristallisiert.
Ausbeute: 1.34 g (87%, 5.4 mmol)
Smp.: 203°C (205°C [160] )
[α] D : -10.4° (c (1.0), Eisessig [159] )
1-(ε-[N-α-tert-Butyloxycarbonyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-des-
oxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid (77)
Eine Lösung von Verbindung 73 (1.5 g, 2.69 mmol) und Verbindung 76 (664 mg, 2.69 mmol)
in Dimethylformamid (15 ml) wird für 2 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende engt man die
Lösung in Vakuum ein und setzt den Rückstand ohne weitere Aufarbeitung um.
Ausbeute: 2 g (roh)
[α] D : +3.0° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.02 (b, 1 H, COOH), 6.56 (b, 1 H, ε-NH), 5.41 (b, 1 H, α-NH), 5.20
(t, 1 H, J 4-5 = J 5-6 = 9.4 Hz, H-5), 5.05 (t, 1 H, J 5-6 = J 6-7 = 9.7 Hz, H-6), 4.87 (t, 1 H, J 3-4 =
J 4-5 = 9.7 Hz, H-6), 4.21 (dd, 1 H, J 8a-8b = 12.4, J 8a-7 = 4.4 Hz, H-8a), 4.17-4.12 (m, 2 H, H-

Experimenteller Teil 133
8b und CH-Lys), 3.99-3.92 (m, 1 H, H-3), 3.73 (m, 1 H, H-7), 3.24 (t, 1 H, -NH-CH 2-), 2.41
(m, 2 H, H-2), 2.08, 2.04, 2.03, 2.00 (4 x s, 12 H, CH 3 -Acetyl), 1.84 (m, 1 H, NH-CH 2 -CH 2 -
), 1.69 (m, 1 H, NH-CH 2-CH 2-), 1.55-1.38 (m, 4 H, NH-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH-), 1.44 (s,
9 H, Boc).
13C-NMR (CDCl3): δ = 178.4 (COOH), 170.7, 170.1, 169.9, 169.5 163.0, 155.7 (CO), 75.6
(C-7), 74.6 (C-3), 73.9 (C-5), 71.4 (C-4), 68.3 (C-6), 61.9 (C-8), 53.1 (CH-Lys), 39.2 (NH-
CH 2-), 38.9 (C-2), 32.0, 28.6, 22.3 (NH-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH-), 28.2 ((CH 3) 3-Boc), 20.6,
20.5 (4 x CH 3 -Acetyl).
1-(ε-[N-α-tert-Butyloxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-acetyl-
3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid (78)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 77 (2 g, roh) und Pentafluor-
phenol (596 mg, 3.24 mmol) in Essigsäureethylester (20 ml) wird bei 0°C unter Rühren DCC
(667 mg, 3.24 mmol) zugegeben und für 1 h, danach für weitere 3 h bei RT gerührt. Nach
Aufarbeitung wird der erhaltene Rückstand an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton
3:2).
Ausbeute: 1.98 g (78%, 2.5 mmol)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 6.56 (b, 1 H, ε-NH), 5.41 (b, 1 H, α-NH), 5.20 (t, 1 H, J 4-5 = J 5-6 =
9.4 Hz, H-5), 5.05 (t, 1 H, J 5-6 = J 6-7 = 9.7 Hz, H-6), 4.87 (t, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 9.7 Hz, H-6),
4.21 (dd, 1 H, J 8a-8b = 12.4, J 8a-7 = 4.4 Hz, H-8a), 4.17-4.12 (m, 2 H, H-8b und CH-Lys),
3.99-3.92 (m, 1 H, H-3), 3.73 (m, 1 H, H-7), 3.24 (t, 1 H, -NH-CH 2 -), 2.41 (m, 2 H, H-2),
2.08, 2.04, 2.03, 2.00 (4 x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.84 (m, 1 H, NH-CH 2-CH 2-), 1.69 (m, 1 H,
NH-CH 2 -CH 2 -), 1.55-1.38 (m, 4 H, NH-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH-), 1.44 (s, 9 H, Boc).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 170.7, 170.1, 169.9, 169.8, 169.5 163.0, 155.7 (CO), 149.4, 149.2,
139.4, 134.5, 123.9 (schwach, C 6 F 5 -), 75.6 (C-7), 74.6 (C-3), 73.9 (C-5), 71.4 (C-4), 68.3
(C-6), 61.9 (C-8), 53.1 (CH-Lys), 39.2 (NH-CH 2-), 38.9 (C-2), 32.0, 28.6, 22.3 (NH-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH-), 28.2 ((CH 3 ) 3 -Boc), 20.6, 20.5 (4 x CH 3 -Acetyl).
1-(ε-[N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-acetyl-3,7-anhydro-2-
desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid (79)
Eine Lösung von Verbindung 73 (3.68 g, 6.6 mmol) und N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-L-
lysin (2.38 g, 7.68 mmol) in Dimethylformamid (15 ml) wird für 3 h bei RT gerührt. Nach
Reaktionsende engt man die Lösung in Vakuum ein und setzt den Rückstand ohne weitere

Experimenteller Teil 134
Aufarbeitung um.
Ausbeute: 3.8 g (roh)
1-(ε-[N-α-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-pentafluorphenyl-L-lysin])-4,5,6,7-tetra-O-
acetyl-3,7-anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulo-octonsäureamid (80)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 79 (3.8 g, roh) und Pentafluor-
phenol (1.46 mg, 7.94 mmol) in Essigsäureethylester (25 ml) wird bei 0°C unter Rühren DCC
(1.63 g, 7.94 mmol) zugegeben und für 1 h, danach für weitere 2 h bei RT gerührt. Nach Auf-
arbeitung wird der erhaltene Rückstand an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 8:1).
Ausbeute: 4.86 g (84%, 5.4 mmol)
[α] D: -11.5° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.76 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 7.62 (d, 2 H, Fmoc-aromtische-
H), 7.40 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H) 7.31 (t, 2 H, Fmoc-aromtische-H), 6.05 (t, 1 H, ε-NH),
5.76 (d, 1 H, α-NH), 5.18 (t, 1 H, J 4-5 = J 5-6 = 9.4 Hz, H-5), 5.04 (t, 1 H, J 5-6 = J 6-7 = 9.7 Hz,
H-6), 4.87 (t, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 9.7 Hz, H-6), 4.68 (q, 1 H, CH-Lys) 4.53-4.39 (m, 2 H, CH 2 -
Fmoc) 4.27-4.10 (m, 3 H, CH-Fmoc, H-8a, H-8b), 3.94-3.89 (m, 1 H, H-3), 3.65 (m, 1 H, H-
7), 3.29 (t, 1 H, -NH-CH 2 -), 2.45-2.26 (m, 2 H, H-2), 2.04, 2.01, 1.99, 1.98 (4 x s, 12 H, CH 3 -
Acetyl), 1.95 (m, 1 H, CH-CH 2-), 1.60-1.50 (m, 4 H, NH-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.7, 170.1, 169.8, 169.5, 168.8, 156.0 (CO), 143.7, 143.6, 141.3,
(C-aromatisch-Fmoc), 139.4, 137.8 (schwach, C 6F 5-), 128.2, 127.7, 127.1, 125.2, 125.0,
124.6, 120.0 (C-aromatisch-Fmoc), 75.8 (C-7), 74.8 (C-3), 73.9 (C-5), 71.3 (C-4), 68.3 (C-
6), 67.2 (CH 2-Fmoc), 61.8 (C-8), 53.7 (CH-Lys), 47.1 (CH-Fmoc), 39.2 (C-2), 38.9 (NH-
CH 2 -), 31.3, 29.0, 22.3 (NH-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH-), 20.6, 20.5 (4 x CH 3 -Acetyl).
Analyse: C 43 H 43 F 5 N 2 O 14 (906.80)
Ber.: C: 56.95 H: 4.78 N: 3.09
Gem.: C: 57.40 H: 4.88 N: 3.05
5.3.6 Zu Kapitel 4.5.3
(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosylamin (82)
Einer Lösung von Verbindung 81 (500 mg, 0.78 mmol) in Essigsäureethylester (50 ml) wird
unter Inertbedingungen eine Suspension von Palladium auf Kohle (10%, 50 mg) zugetropft

Experimenteller Teil 135
und für 1 h unter Wasserstoffatmosphäre gerührt. Der Katalysator wird über Celite abfiltriert
und die Lösung im Vakuum aufkonzentriert. Das farblose Öl wird ohne weitere Aufarbeitung
umgesetzt.
Ausbeute: 480 mg (96%, 0.75 mmol)
6-N-Benzyloxycarbonyl-hexansäurechlorid (83)
Eine Lösung von N-Z-Benzyloxycarbonylhexansäure [161] (1 g, 3.77 mmol) in Methylenchlo-
rid (30 ml) und Thionylchlorid (1.38 ml, 2.25 g, 18.9 mmol) wird für 24 h zum Rückfluß er-
hitzt. Nach Reaktionsende wird die Lösung im WSV aufkonzentriert und mehrmals mit
Methylenchlorid koevaporiert. Den Rückstand trocknet man im Ölpumpenvakuum bis kein
Thionylchloridgeruch mehr wahrgenommen werden kann.
Ausbeute: 980 mg (92%, 3.5 mmol) [162]
[6-N-Benzyloxycarbonyl-1-hexansäure]-(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-
(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosylamid (84)
Zu einer Lösung von Verbindung 82 (480 mg, roh), Triethylamin (325 µl, 2.34 mmol) in Me-
thylenchlorid gibt man im Argongegenstrom bei -85 °C Verbindung 83 (350 mg, 1.17 mmol)
zu und rührt für 15 min, danach bei RT für weiter 30 min. Nach Reaktionsende wird das im
Vakuum aufkonzentrierte Produkt in Essigsäureethylester (50 ml) aufgenommen und nach-
einander mit 1 M Salzsäure, ges. Natriumhydrogencarbonatlösung und Wasser gewaschen.
Die organische Phase wird über Natriumsulfat getrocknet und erneut im Vakuum eingeengt.
Den Rückstand chromatographiert man an Kieselgel (Toluol-Aceton 2:1).
Ausbeute 405 mg (60%, 0.47 mmol)
ESI-MS für C 40H 54N 2O 20(m/z = 882.33): 882.37 [M+H] + , 905.37 [M+Na] +
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.36-7.31 (m, 5 H, Phenyl-H), 6.20 (d, 1 H, NH-Aglycon), 5.27 (m,
1 H, H-3´), 5.19 (m, 1 H, H-1´), 5.14 (m, 1 H, H-3), 5.09 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 5.06 (m, 1 H,
H-4), 4.92 (t, 1 H, J 1-2 = 8.0 Hz, J 2-3 = 9.0 Hz, H-2), 4.89 (b, 1 H, -CH 2-NH-), 4.82 (t, 1 H,
J 1´-2´ = J 2´-3´ = 9.6 Hz, H-2´), 4.50 (d, 1 H, J 1-2 = 7.93 Hz, H-1), 4.48 (m, 1 H, H-6a´), 4.37
(dd, 1 H, J 5-6a = 4.41 Hz, J 6a-6b = 12.5 Hz, H-6a), 4.12 (dd, 1 H, J 5´-6b´ = 4.11 Hz, J 6a´-6b´ =
12.2 Hz, H-6b´), 4.04 (dd, 1 H, J 5-6b = 2.05 Hz, J 6a-6b = 12.4 Hz, H-6b), 3.75 (m, 1 H, H-4‘),
3.72 (m, 1 H, H-5´), 3.64 (ddd, 1 H, H-5), 3.17 (q, 1 H, -CH 2-NH-), 2.14 (m, 2 H, -NH-CO-
CH 2 -), 2.11, 2.09, 2.04, 2.03, 2.02, 2.01, 1.98 (7 x s, 21 H, CH 3 -Acetyl), 1.59 (m, 2 H, -NH-

Experimenteller Teil 136
CO-CH 2-CH 2-), 1.49 (m, 2 H, -CH 2-CH 2-NH-), 1.30 (m, 2 H, -CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.4, 170.2, 170.1, 169.3, 169.2, 168.9, 156.4 (CO), 136.6, 129.0,
128.5, 128.1, 128.0, 125.2 (C-Phenyl), 100.6 (C-1), 78.0 (C-1´), 74.4 (C-5´), 72.8 (C-4´), 72.1
(C-3), 71.9 (C-3´), 71.5 (C-5), 70.9 (C-2), 67.8 (C-2´), 66.5 (C-4), 61.8 (C-6´), 61.6 (C-6),
40.7 (-CH 2-NH-), 36.2 (-CO-CH 2-), 29.5 (-CH 2-CH 2-NH-), 26.0 (-CH 2-CH 2-CH 2-NH-),
24.5 (-CO-CH 2 -CH 2 -), 20.8, 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl).
[6-Aminohexansäure]-(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-2,3,6-tri-O-
acetyl-β-D-glucopyranosylamid (85)
Nach AAV 3 wird zu einer Lösung von Verbindung 84 (300 mg, 0.34 mmol) in Ethanol (50
ml) mit Essigsäure (0.1 ml) unter Argongegenstrom eine Suspension von Palladium auf Koh-
le (10%, 50 mg) in Ethanol (2 ml) getropft und für 90 min unter Wasserstoffatmosphäre ge-
rührt. Nach Aufarbeitung konzentriert man die Lösung im Vakuum auf und setzt den
Rückstand ohne weitere Aufarbeitung um.
Ausbeute: 290 mg (roh)
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-([6-aminohexansäure]-{2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl}-(1→4)-2,3,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosylamid)-L-asparaginsäu-
re-β-tert-butylester (86)
Eine Lösung von Verbindung 85 (290 mg, roh) und Verbindung 13 (300 mg, 0.52 mmol) in
Essigsäureethylester (20 ml) wird für 12 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung chromatogra-
phiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 3:1).
Ausbeute: 184 mg (31%, 0.16 mmol)
[α] D : +0.7° (c (1.0))
ESI-MS für C 55 H 71 N 3 O 23 (m/z = 1141.45): 1142.46 [M+H] + , 1164.56 [M+Na] + , 1180.56
[M+K] + .
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.76 (d, 2 H, Aromaten-H-Fmoc), 7.58 (d, 2 H, Aromaten-H-Fmoc),
7.40 (t, 2 H, Aromaten-H-Fmoc), 7.31 (t, 2 H, Aromaten-H-Fmoc), 6.57 (b, 1 H, NH-Agly-
con) 6.20 (d, 1 H, NH-Glycon-1´), 5.96 (d, 1 H, NH-Asp), 5.27 (m, 1 H, H-3´), 5.19 (m, 1 H,
H-1´), 5.14 (m, 1 H, H-3), 5.06 (m, 1 H, H-4), 4.92 (t, 1 H, J 1-2 = 8.0 Hz, J 2-3 = 9.0 Hz, H-2),
4.89 (b, 1 H, -CH 2-NH-), 4.82 (t, 1 H, J 1´-2´ = J 2´-3´ = 9.6 Hz, H-2´), 4.50 (d, 1 H, J 1-2 = 7.93
Hz, H-1), 4.47 (b, 1 H, CH-Asp), 4.45 (m, 1 H, H-6a´), 4.41 (m, 2 H, CH 2 -Fmoc), 4.37 (dd,

Experimenteller Teil 137
1 H, J 5-6a = 4.41 Hz, J 6a-6b = 12.5 Hz, H-6a), 4.23 (t, 1 H, CH-Fmoc), 4.12 (dd, 1 H, J 5´-6b´
= 4.11 Hz, J 6a´-6b´ = 12.2 Hz, H-6b´), 4.04 (dd, 1 H, J 5-6b = 2.05 Hz, J 6a-6b = 12.4 Hz, H-6b),
3.75 (m, 1 H, H-4‘), 3.72 (m, 1 H, H-5´), 3.64 (ddd, 1 H, H-5), 3.22 (q, 1 H, -CH 2-NH-), 2.86
(dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.61 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.14 (m, 2 H, -NH-CO-CH 2 -), 2.11, 2.09,
2.04, 2.03, 2.02, 2.01, 1.98 (7 x s, 21 H, CH 3-Acetyl), 1.58 (m, 2 H, -NH-CO-CH 2-CH 2-),
1.49 (m, 2 H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 1.44 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 -Boc), 1.30 (m, 2 H, -CH 2 -CH 2 -
CH2-NH-). 13
C-NMR (CDCl3 ): δ = 173.0, 171.0, 170.4, 170.3, 170.1, 169.3, 169.2, 168.9, 156.4 (CO),
143.6, 141.2, 137.8, 128.9, 128.1, 127.7, 127.0, 125.2, 124.9, 119.9 (Fmoc-Aromaten-C),
100.6 (C-1), 81.7 (C q -Boc), 78.0 (C-1´), 76.2 (C-5´), 74.5 (C-4´), 72.9 (C-3), 72.2 (C-3´),
71.9 (C-5), 71.5 (C-2), 70.8 (C-2´), 67.7 (C-4), 67.1 (CH 2-Fmoc), 61.8 (C-6´), 61.5 (C-6),
51.2 (CH-Asp), 47.1 (CH-Fmoc), 39.2 (-CH 2 -NH-), 37.6 (CH 2 -Asp), 36.2 (-CO-CH 2 -), 28.9
(-CH 2-CH 2-NH-), 27.9 ((CH 3) 3-Boc), 26.0 (-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 24.5 (-CO-CH 2-CH 2-),
20.8, 20.6, 20.6, 20.5, 20.4 (CH 3 -Acetyl).
5.3.7 Zu Kapitel 4.6.4
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-nitrophenyl)-β-D-glucopyranose (87)
Zu einer Lösung von Verbindung 1 (20 g, 48 mmol) in Aceton (140 ml) gibt man eine Lösung
von p-Nitrophenol (9.5 g, 68 mmol) in 1 M Natronlauge (95 ml) und rührt für 16 h bei RT.
Nach Reaktionsende konzentriert man die Lösung im Vakuum auf und kristallisiert das Pro-
dukt aus Ethanol.
Ausbeute: 16.2 g (71%, 34.5 mmol)
Smp.: 172-173°C
[α] D: -37.0° (c (1.0))
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.23-8.19 (m, 2 H, Aromaten), 7.11-7.08 (m, 2 H, Aromaten), 5.35
(m, 1 H, J 2-3 = 9.25 Hz, J 3-4 = 9.4 Hz, H-3), 5.31 (m, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-2), 5.25 (d, 1 H,
J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 5.19 (t, 1 H, J 3-4 = 9.4 Hz, J 4-5 = 9.85 Hz, H-4), 4.30 (dd, 1 H, J 6a-5 =
5.4 Hz, J 6a-6b = 12.35 Hz, H-6a), 4.19 (dd, 1 H, J 6b-5 = 2.5 Hz, H-6b), 3.95 (ddd, 1 H, H-5),
2.08, 2.07, 2.06, 2.05 (4 x s, 12 H, CH 3-Acetyl).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 170.3, 170.0, 169.3, 169.1 (CO), 161.1, 143.2, 125.7, 116.6 (C-Aro-
maten), 98.0 (C-1), 72.3 (C-3 und C-5), 70.8 (C-2), 67.9 (C-4), 61.7 (C-6), 20.6, 20.5, 20.4,
20.2 (CH 3 -Acetyl).

Experimenteller Teil 138
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-aminophenyl)-β-D-glucopyranose (88)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 87 (500 mg, 1.05 mmol), in
Ethanol (50 ml) mit Essigsäure (0.1 ml) wird im Argongegenstrom eine Suspension von Pal-
ladium auf Kohle (10%, 100 mg) zugetropft und für 90 min unter Wasserstoffatmosphäre ge-
rührt. Nach Aufarbeitung erhält man ein farbloses Öl, welches sofort umgesetzt wird.
Ausbeute: 600 mg (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (89)
Eine Lösung von Verbindung (88) (600 mg, roh) und Verbindung (6) (630mg, 1.28 mmol) in
Essigsäureethylester (15 ml) wird für 12 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert
man Die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel (Toluol-
Aceton 4:1).
Ausbeute: 910 mg (96%, 1.2 mmol)
[α] D: -24.4° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.54 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.42-7.39 (m, 2 H, Aglycon), 7.33 (m, 5
H, H-Phenyl) 6.96-6.93 (m, 2 H, Aglycon), 5.83 (d, 1 H, NH-Asp), 5.30 (m, 1 H, J 2-3 = 9.25
Hz, J 3-4 = 9.4 Hz, H-3), 5.27 (m, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-2), 5.19 (t, 1 H, J 3-4 = 9.4 Hz, J 4-5 =
9.85 Hz, H-4), 5.11 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 5.01 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 4.65 (b, 1 H,
CH-Asp), 4.28 (dd, 1 H, J 6a-5 = 5.4 Hz, J 6a-6b = 12.35 Hz, H-6a), 4.16 (dd, 1 H, J 6b-5 = 2.5
Hz, H-6b), 3.84 (ddd, 1 H, H-5), 3.04 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.80 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.07,
2.06, 2.04, 2.03 (4 x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.46 (s, 9 H, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.7, 170.5, 170.1, 169.3, 169.2, 168.7, 155.5 (CO), 135.2, 133.1,
128.9, 128.5, 128.3, 128.2, 125.2, 121.4, 117.6 (C-Aromaten), 99.5 (C-1), 80.7 (C q-Boc),
72.6 (C-3), 72.0 (C-5), 71.1 (C-2), 68.2 (C-4), 66.9 (CH 2 -Phenyl), 61.7 (C-6), 51.2 (CH-Asp),
35.7 (CH 2-Asp), 28.2 ((CH 3) 3-Boc), 20.6, 20.5, 20.4, 20.3 (CH 3-Acetyl).
N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (90)
Verbindung 88 (320 mg, roh) wird zusammen mit Verbindung 40 (625 mg, 1.28 mmol) in
Essigsäureethylester gelöst und für 4 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung wird der Rück-
stand an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 703 mg (88%, 0.95 mmol)

Experimenteller Teil 139
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.49 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.41-7.39 (m, 2 H, Aglycon), 7.34 (m, 5
H, H-Phenyl) 6.96-6.93 (m, 2 H, Aglycon), 6.10 (d, 1 H, NH-Asp), 5.27 (m, 2 H, H-3 und H-
2), 5.16 (t, 1 H, J 3-4 = 9.4 Hz, J 4-5 = 9.85 Hz, H-4), 5.14 (s, 2 H, CH 2-Phenyl), 5.01 (d, 1 H,
J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 4.65 (b, 1 H, CH-Asp), 4.28 (dd, 1 H, J 6a-5 = 5.4 Hz, J 6a-6b = 12.35 Hz,
H-6a), 4.16 (dd, 1 H, J 6b-5 = 2.5 Hz, H-6b), 3.84 (ddd, 1 H, H-5), 2.95 (dd, 1 H, CH 2-a-Asp),
2.69 (dd, 1 H, CH 2 -b-Asp), 2.07, 2.06, 2.04, 2.03 (4 x s, 12 H, CH 3 -Acetyl), 1.43 (s, 9 H,
(CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.3, 170.5, 170.2, 169.4, 169.3, 168.5, 153.6 (CO), 135.9, 133.0,
129.0, 128.6, 128.3, 128.2, 128.1, 125.2, 121.4, 117.6 (C-Aromaten), 99.5 (C-1), 82.1 (C q-
Boc), 72.7 (C-3), 72.0 (C-5), 71.1 (C-2), 68.2 (C-4), 67.4 (CH 2 -Phenyl), 61.9 (C-6), 51.7
(CH-Asp), 37.2 (CH 2-Asp), 28.0 ((CH 3) 3-Boc), 20.6, 20.5, 20.4, 20.3 (CH 3-Acetyl).
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure (91)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 89 (300 mg, 0.4 mmol) in
Ethanol (50 ml) tropft man unter Inertbedingung eine Suspension von Palladium auf Kohle
(10%, 50 mg) in Ethanol (2 ml) und rührt für 90 min unter Wasserstoffatmosphäre. Nach Auf-
arbeitung engt man die Lösung im Vakuum ein und setzt das gelbe Öl sofort um.
Ausbeute: 270 mg (roh)
N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyrano-
syl)-L-asparaginsäure (92)
Zu einer Lösung von Verbindung 90 (703 mg, 0.95 mmol) in Methylenchlorid (4 ml) gibt
man nach AAV 4 bei RT Trifluoressigsäure (2 ml) und rührt für 1 h. Nach Aufarbeitung wird
die Lösung im WSV aufkonzentriert und mehrfach mit Toluol koevaporiert. Das erhaltene Öl
wird sofort weiter umgesetzt.
Ausbeute: 750 mg (roh)
α-(1-[p-Aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure-
β-benzylester (93)
Durchführung nach AAV 4. Verbindung 89 (300 mg, 0.4 mmol) in Methylenchlorid (4 ml)
gelöst und mit Trifluoressigsäure (2 ml) bei RT für 2 h gerührt. Nach Aufarbeitung wird das
Rohprodukt sofort weiter umgesetzt.
Ausbeute: 310 mg (roh)

Experimenteller Teil 140
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-nitrophenyl)-β-D-galactopyranose (94)
Einer Lösung von Verbindung 32 (21 g, 51.2 mmol) in Aceton (150 ml) wird p-Nitrophenol
(10 g, 72 mmol) in 1 N Natronlauge (100 ml) zugegeben und für 24 h gerührt. Nach Reakti-
onsende wird die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und der Rückstand aus Ethanol kristal-
lisiert. Das Produkt fällt in farblosen Nadeln an.
Ausbeute: 15.6 g (65%, 33.2 mmol)
Smp.: 142°C
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.23-8.19 (m, 2 H, Aromaten), 7.11-7.08 (m, 2 H, Aromaten), 5.45
(m, 2 H, H-2 und H-4), 5.16 (t, 1 H, J 2-3 = 9.3 Hz, J 3-4 = 3.4 Hz, H-3), 4.98 (d, 1 H, J 1-2 =
7.94 Hz, H-1), 4.25-4.14 (m, 2 H, H-6a und H-6b), 3.95 (t, 1 H, H-5), 2.17, 2.07, 2.05, 2.01
(4 x s, 12 H, CH 3 -Acetyl).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 170.3, 170.1, 169.3, 168.8 (CO), 161.1, 143.2, 125.7, 116.6 (C-Aro-
maten), 100.0 (C-1), 70.9 (C-5), 70.7 (C-3), 68.6 (C-2), 66.8 (C-4), 61.3 (C-6), 20.6, 20.5,
20.4, 20.3 (CH 3-Acetyl).
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-1-(p-aminophenyl)-β-D-galactopyranose (95)
Durchführung nach AAV 3. Zu einer Lösung von Verbindung 94 (600 mg, 1.28 mmol), in
Ethanol (50 ml) mit Essigsäure (0.1 ml) wird im Argongegenstrom eine Suspension von Pal-
ladium auf Kohle (10%, 60 mg) zugetropft und für 90 min unter Wasserstoffatmosphäre ge-
rührt. Nach Aufarbeitung erhält man ein farbloses Öl, welches sofort umgesetzt wird.
Ausbeute: 580 mg (roh)
N-tert-Butyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopy-
ranosyl)-L-asparaginsäure-β-benzylester (96)
Eine Lösung von Verbindung (95) (580 mg, roh) und Verbindung (6) (680 mg, 1.39 mmol)
in Essigsäureethylester (15 ml) wird für 12 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzen-
triert man Die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel
(Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 900 mg (95%, 1.1 mmol)
[α] D: -10.2° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 8.56 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.42-7.39 (m, 2 H, Aglycon), 7.33 (m, 5
H, H-Phenyl) 6.96-6.94 (m, 2 H, Aglycon), 5.84 (d, 1 H, NH-Asp), 5.50-5.44 (m, 1 H, H-2

Experimenteller Teil 141
und H-4), 5.14 (s, 2 H, CH 2-Phenyl), 5.09 (t, 1 H, H-3), 4.98 (d, 1 H, H-1), 4.66 (b, 1 H, CH-
Asp), 4.25-4.13 (m, 2 H, H-6), 4.05 (t, 1 H, H-5), 3.04 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.82 (dd, 1 H,
CH 2-b-Asp), 2.17, 2.07, 2.05, 2.01 (4 x s, 12 H, CH 3-Acetyl), 1.46 (s, 9 H, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.6, 170.2, 170.1, 170.0, 169.3, 168.7, 153.6 (CO), 135.2, 133.0,
128.9, 128.5, 128.3, 128.1, 125.2, 121.3, 117.4 (C-Aromaten), 99.9 (C-1), 80.8 (C q-Boc),
70.9 (C-3), 70.7 (C-5), 68.8 (C-4), 68.6 (C-2), 66.9 (CH 2 -Phenyl), 61.3 (C-6), 51.2 (CH-Asp),
35.8 (CH 2-Asp), 28.2 ((CH 3) 3-Boc), 20.6, 20.5, 20.4, 20.3 (CH 3-Acetyl).
α-(1-[p-Aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäu-
re-β-benzylester (97)
Durchführung nach AAV 4. Verbindung 96 (270 mg, 0.36 mmol) in Methylenchlorid (2 ml)
gelöst und mit Trifluoressigsäure (1 ml) bei RT für 1 h gerührt. Nach Aufarbeitung wird das
Rohprodukt sofort weiter umgesetzt.
Ausbeute: 240 mg (roh)
N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (98)
Verbindung 95 (915 mg, 2.1 mmol) wird zusammen mit Verbindung 40 (1.1 g, 2.25 mmol)
in Essigsäureethylester gelöst und für 3 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung wird der Rück-
stand an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 6:1).
Ausbeute: 1.17 g (74%, 1.6 mmol)
[α] D : +3.9° (c (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.49 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.42-7.39 (m, 2 H, Aglycon), 7.33 (m, 5
H, H-Phenyl) 6.96-6.94 (m, 2 H, Aglycon), 6.08 (d, 1 H, NH-Asp), 5.50-5.44 (m, 1 H, H-2
und H-4), 5.14 (s, 2 H, CH 2 -Phenyl), 5.09 (t, 1 H, H-3), 4.98 (d, 1 H, H-1), 4.66 (b, 1 H, CH-
Asp), 4.25-4.13 (m, 2 H, H-6), 4.05 (t, 1 H, H-5), 3.04 (dd, 1 H, CH 2-a-Asp), 2.82 (dd, 1 H,
CH 2 -b-Asp), 2.17, 2.07, 2.05, 2.01 (4 x s, 12 H, CH 3 -Acetyl), 1.43 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 -Boc).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.3, 170.5, 170.3, 170.0, 169.3, 168.7, 153.6 (CO), 135.2, 133.0,
128.9, 128.5, 128.3, 128.1, 125.2, 121.3, 117.4 (C-Aromaten), 99.9 (C-1), 82.1 (C q -Boc),
70.9 (C-3), 70.7 (C-5), 68.8 (C-4), 68.6 (C-2), 67.4 (CH 2-Phenyl), 61.3 (C-6), 51.7 (CH-Asp),
37.2 (CH 2 -Asp), 28.0 ((CH 3 ) 3 -Boc), 20.6, 20.5, 20.4, 20.3 (CH 3 -Acetyl).

Experimenteller Teil 142
N-Benzyloxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyra-
nosyl)-L-asparaginsäure (99)
Zu einer Lösung von Verbindung 98 (500 mg, 0.67 mmol) in Methylenchlorid (2 ml) gibt
man nach AAV 4 bei RT Trifluoressigsäure (1.5 ml) und rührt für 1.5 h. Nach Aufarbeitung
wird die Lösung im WSV aufkonzentriert und mehrfach mit Toluol koevaporiert. Das erhal-
tene Öl wird sofort weiter umgesetzt.
Ausbeute: 490 mg (roh)
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure-β-tert-butylester (100)
Eine Lösung von Verbindung 95 (1.06 g, 2.43 mmol) und Verbindung 13 (1.4 g, 2.43 mmol)
in Essigsäureethylester (20 ml) wird für 4 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung chromatogra-
phiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 5:1).
Ausbeute: 1.42 g (71%, 1.71 mmol)
1
H-NMR (CDCl3): δ = 8.54 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.75 (d, 2 H, Fmoc), 7.57 (d, 2 H, Fmoc),
7.43-7.36 (m, 4 H, Fmoc und Phenyl-Aglycon), 7.30-7.22 (t, 2 H, Fmoc), 6.98-6.93 (m, 2 H,
Phenyl-Aglycon), 6.12 (d, 1 H, NH-Asp), 5.50-5.44 (m, 2 H, H-2 und H-4), 5.10 (dd, 1 H,
J 2-3 = 10.4 Hz, J 3-4 = 3.38 Hz, H-3), 4.96 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 4.65 (b, 1 H, CH-Asp),
4.45 (d, 2 H, CH 2-Fmoc), 4.24-4.12 (m, 3 H, CH-Fmoc und H-6), 4.03 (t, 1 H, H-5), 2.93 (dd,
1 H, CH 2 -a-Asp), 2.70 (dd, 1 H, CH 2 -a-Asp), 2.18, 2.06, 2.04, 2.01 (4 x s, 12 H, CH 3 -Acetyl),
1.45 (s, 9 H, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.2, 170.3, 170.2, 170.0, 169.3, 168.5, 156.9, 156.2, 153.7 (CO),
143.5, 141.2, 132.9, 128.9, 128.1, 127.7, 127.0, 125.2, 124.9, 121.4, 119.9, 117.5 (Aromaten
von Aglycon und Fmoc), 100.0 (C-1), 82.1 (C q -Boc), 71.0 (C-5), 70.7 (C-3), 68.6 (C-2), 67.2
(CH 2-Fmoc), 66.9 (C-4), 61.3 (C-6), 51.6 (CH-Asp), 47.0 (CH-Fmoc), 37.4 (CH 2-Asp), 27.9
((CH 3 ) 3 -Boc), 20.6, 20.5, 20.4 (CH 3 -Acetyl).
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure (101)
Zu einer Lösung von Verbindung 100 (500 mg, 0.6 mmol) in Methylenchlorid (4 ml) gibt
man nach AAV 4 bei RT Trifluoressigsäure (2 ml) und rührt für 1.5 h. Nach Aufarbeitung
wird die Lösung im WSV aufkonzentriert und mehrfach mit Toluol koevaporiert. Das erhal-
tene Öl wird sofort weiter umgesetzt.
Ausbeute: 520 mg (roh)

Experimenteller Teil 143
N-Fluorenylmethoxycarbonyl-α-(1-[p-aminophenyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galac-
topyranosyl)-L-asparaginsäure-β-pentafluorphenylester (102)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 101 (520 mg, roh) und Pen-
tafluorphenol (132 mg, 0.72 mmol) in Essigsäureethylester (10 ml) gibt man bei 0°C DCC
(148 mg, 0.72 mmol) und rührt 1 h, danach bei RT für weitere 3 h. Nach Aufarbeitung wird
die Lösung im Vakuum eingeengt und an Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 4:1).
Ausbeute: 435 mg (76%, 0.46 mmol)
ESI-MS für C 45H 39F 5N 2O 15(m/z = 942.23): 776.1 [M-Pfp+H] + , 781.0 [M-OPfp+Na] + , 797.0
[M-OPfp+K] + , 798.1 [M-Pfp+Na] + , 797.0 [M-OPfp+K] +
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 8.36 (b, 1 H, NH-Aglycon), 7.74 (d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.54
(d, 2 H, Fmoc-Aromaten-H), 7.38 (m, 4 H, Fmoc-Aromaten-H und H-Aglycon), 7.25 (m, 2
H, Fmoc-Aromaten-H), 6.93 (m, 2 H, H-Aglycon), 6.00 (d, 1 H, NH-Asp), 5.49-5.44 (m, 2
H, H-2 und H-4), 5.10 (dd, 1 H, J 2-3 = 10.4 Hz, J 3-4 = 3.38 Hz, H-3), 4.95 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94
Hz, H-1), 4.87 (b, 1 H, CH-Asp), 4.51 (d, 2 H, CH 2 -Fmoc), 4.24-4.12 (m, 3 H, CH-Fmoc und
H-6), 4.03 (t, 1 H, H-5), 3.32 (m, 2 H, CH 2-Asp), 2.18, 2.06, 2.04, 2.02 (4 x s, 12 H, CH 3-
Acetyl).
13
C-NMR (CDCl3): δ = 170.3, 169.6, 167.7, 167.5, 156.5, 153.9 (CO), 142.4, 139.4, 136.3
133.8 (4 x m, schwach, -C 6 F 5 ), 143.3, 141.3, 132.4, 128.9, 128.1, 127.9, 127.1, 125.2, 124.8,
121.9, 120.1, 117.5 (Aromaten von Aglycon und Fmoc), 99.9 (C-1), 71.0 (C-5), 70.8 (C-3),
68.6 (C-2), 67.6 (CH 2 -Fmoc), 66.9 (C-4), 61.4 (C-6), 51.7 (CH-Asp), 47.0 (CH-Fmoc), 35.1
(CH 2-Asp), 20.6, 20.5, 20.4 (CH 3-Acetyl).
5.3.8 Zu Kapitel 4.4
β-tert-Butyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspa-
ragyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-
β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (103)
Eine Lösung von Verbindung 18 (529 mg, 0.64 mmol) und Verbindung 42 (460 mg, 0.54
mmol) in Dimethylformamid (25 ml) wird mit Hilfe von Triethylamin (75 µl) auf pH 7 ein-
gestellt und für 8 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzentriert man die Lösung im Va-
kuum auf und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 2:1→1:3).
Ausbeute: 566 mg (85%, 0.34 mmol)

Experimenteller Teil 144
[α] D: -15.7° (c (1.0), CHCl 3)
ESI-MS für C 55H 86N 4O 27(m/z = 1234.55): 1235.55 [M+H] + , 1257.55 [M+Na] +
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.11 (d, 1 H, NH´-Asp), 6.98 (t, 1 H, NH-Pentyl), 6.82 (b, 1 H, NH´-
Phenyl), 5.39 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 2.6 Hz, H-4), 5.24-4.95 (m, 5 H, Reihenfolge: H-2, H-3´,
H-4´, H-3, H-2´), 4.70 (q, 1 H, CH-Asp´), 4.49 (d, 1 H, J 1´-2´ = 7.96 Hz, H-1´), 4.47 (b, 1 H,
CH-Asp), 4.44 (d, 1 H, J 1-2 = 7.87 Hz, H-1), 4.27 (dd, 1 H, J 6a´-5´ = 4.67 Hz, J 6a´-6b´ = 12.3
Hz, H-6a´), 4.21-4.09 (m, 3 H, H-6a, H-6b, H-6a´), 3.92 (m, 3 H, H-5, O-CH 2, O-CH 2´), 3.25-
3.16 (m, 4 H, -CH 2 -NH, -CH 2 -NH´), 2.90 (dd, 1 H, CH 2 -Asp-a´), 2.77-2.57 (m, 3 H, CH 2 -
Asp-a, CH 2-Asp-b, CH 2-Asp-b´), 2.15, 2.08, 2.06, 2.05, 2.04, 2.02, 2.01, 1.99 (8 x s, 24 H,
CH 3 -Acetyl), 1.60-1.32 (m, 12 H, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -´),
1.45, 1.44 (2 x s, 18 H, (CH 3) 3-tert-Butyl, (CH 3) 3-Boc´).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 171.4, 171.2, 170.6, 170.4, 170.2, 170.1, 170.0, 169.5, 169.4 (CO),
101.3 (C-1), 100.7 (C-1´), 81.7 (C q-tert-Butyl), 80.4 (C q-Boc), 101.3 (C-1), 100.8 (C-1´),
72.8 (C-3´), 71.7 (C-5´), 71.3 (C-2´), 70.8 (C-5), 70.5 (C-3), 69.9 (-O-CH 2 -), 69.7 (-O-CH 2 -
´), 68.9 (C-2), 68.4 (C-4´), 67.0 (C-4), 61.9 (C-6´), 61.1 (C-6), 51.3 (CH-Asp), 49.3 (CH-
Asp´), 39.4, 39.3 (-CH 2 -NH, -CH 2 -NH´), 37.8, 36.9 (CH 2 -Asp, CH 2 -Asp´), 29.1, 29.0, 28.9,
28.8 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-´), 28.2, 28.0
((CH 3 ) 3 -tert-Butyl, (CH 3 ) 3 -Boc´), 23.1, 23.0 (-CH 2 -CH 2 -CH 2 -, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -´), 20.7,
20.6, 20.5, 20.4, 20.3, 20.3, 20.2, 20.1 (CH 3-Acetyl).
β-tert-Butyl-α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-
tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure
(104)
Verbindung 103 (250 mg, 0.2 mmol) wird in mit Ammoniak gesättigtem Methanol (10 ml)
gelöst und für 2 d gerührt. Nach Reaktionsende engt man die Lösung im WSV ein und trock-
net den Rückstand über Phosphorpentoxid.
Ausbeute: 176 mg (97%, 0.19 mmol)
1 H-NMR (D2O): δ = 4.51 (t, 1 H, CH-Asp´), 4.28 (d, 1 H, J 1´-2´ = 8.1 Hz, H-1´), 4.23 (d, 1
H, J 1-2 = 7.8 Hz, H-1), 4.22 (b, 1 H, CH-Asp), 3.77-3.73 (m, 4 H, H-4, H-6a´, O-CH 2 -a, O-
CH 2-a´) 1 , 3.66-3.46 (m, 7 H, H-6a, H-6b, O-CH 2-b, O-CH 2-b´, H-5, H-6b´, H-3) 1 , 3.38-3.22
1. Reihenfolge kann vertauscht sein.

Experimenteller Teil 145
(m, 4 H, H-2, H-3´, H-5´, H-4´) 1 , 3.13-3.01 (m, 5 H, H-2´, CH 2-NH, CH 2´-NH), 2.71-2.41
(m, 4 H, CH 2 -Asp, CH 2 -Asp´), 1.51-1.20 (m, 12 H, O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 1.29,
1.28 (2 x s, 18 H, (CH 3) 3-Boc, (CH 3) 3-Boc).
13 C-NMR (D2 O): δ = 172.2, 172.0, 171.7 (CO), 103.2 (C-1), 102.6 (C-1´), 83.8 (C q -tert-Bu-
tyl), 82.1 (C q-Boc), 76.3 (C-5´), 76.2 (C-3´), 75.5 (C-3), 73.6 (C-2´), 73.2 (C-5), 71.2 (C-2),
70.7 (O-CH 2 ), 70.6 (O-CH 2 ´), 70.1 (C-4´), 69.0 (C-4), 61.3 (C-6´), 61.2 (C-6), 52.3 (CH-
Asp), 50.8 (CH-Asp´), 39.8, 39.7 (-CH 2-NH, -CH 2-NH´), 37.8, 37.7 (CH 2-Asp, CH 2-Asp´),
28.8, 28.5 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-´), 28.0,
27.6 ((CH 3) 3-tert-Butyl, (CH 3) 3-Boc´), 22.8 (-CH 2-CH 2-CH 2-, -CH 2-CH 2-CH 2-´).
α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagin-
säure (105)
Nach AAV 4 wird zu einer Lösung von Verbindung 103 (184 mg, 0.15 mmol) in Methylen-
chlorid (4 ml) bei RT Trifluoressigsäure (2.5 ml) gegeben und für 2 h bei RT gerührt. Nach
Aufarbeitung wird der Rückstand mehrfach mit Toluol koevaporiert und ohne weitere Auf-
arbeitung umgesetz.
Ausbeute: 160 mg (roh)
α-([5-Aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopen-
tyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (106)
Das Rohprodukt 105 (160 mg) wird in mit Ammoniak gesättigtem Methanol (15 ml) für 24
h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende (DC: 24h, Ethanol-Wasser-Essigsäure 8:2:2, R f: 0.51)
wird die Lösung im WSV aufkonzentriert und der Rückstand im Ölpumpenvakuum getrock-
net. Der getrocknete Rohprodukt wird in bidestilliertem Wasser aufgenommen und an Biogel
chromatographiert. Das Filtrat wird im Vakuum aufkondensiert.
Ausbeute: 104 mg (95%, 0.14 mmol)
1 H-NMR (D2O-H 2O 1:9): δ = 8.48 (d, 1 H, NH-Asp´), 8.25 (t, 1 H, NH-Pentyl), 8.05 (t, 1 H,
NH-Pentyl), 4.46 (q, 1 H, CH-Asp´), 4.35 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1´), 4.29 (d, 1 H, J 1-2 =
7.93 Hz, H-1), 4.21 (t, 1 H, CH-Asp), 3.81-3.78 (m, 4 H, H-4, H-6a´, O-CH 2-a, O-CH 2-a´),
3.64-3.50 (m, 7 H, H-6a, H-6b, H-6b´, H-5, H-3, -O-CH 2 -b, -O-CH 2 -b´), 3.42-3.23 (m, 4 H,
H-3´, H-2, H-4´, H-5´), 3.16-3.05 (m, 5 H, H-2´, -CH 2-NH-, -CH 2-NH-´), 2.96-2.78 (m, 2 H,
CH 2 -Asp), 2.65-2.48 (m, 2 H, CH 2 -Asp´), 1.58-1.34 (m, 8 H, -CH 2 -Pentyl), 1.31-1.17 (m, 4

Experimenteller Teil 146
H, -CH 2-Pentyl).
13 C-NMR (D2 O-H 2 O 1:9): δ = 177.5 (-COOH), 173.8, 171.3, 169.4 (CO), 103.8 (C-1), 103.2
(C-1´), 77.1 (C-5´), 77.0 (C-3´), 76.2 (C-5), 74.4 (C-2´), 74.0 (C-3), 72.1 (C-2), 71.4 (-O-
CH 2 -, -O-CH 2 ´-), 70.9 (C-4), 69.9 (C-4´), 61.1 (C-6), 61.0 (C-6´), 52.6 (CH-Asp´), 51.3 (CH-
Asp), 40.8 (CH 2-NH), 40.6 (CH 2-NH´), 39.3 (CH 2-Asp´), 36.9 (CH 2-Asp), 29.5, 29.4, 29.2,
29.1, 23.6, 23.5 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH).
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-
D-glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (107)
Eine Lösung von Verbindung 18 (1.1 g, 1.35 mmol) und Verbindung 36 (865 mg, 1.36 mmol)
in Dimethylformamid (20 ml) wird für 12 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung chromatogra-
phiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 1:3).
Ausbeute: 1.28 g (78%, 1.01 mmol)
[α] D: -18.1° (c (1.0), CHCl 3)
ESI-MS für C 58H 84N 4O 27(m/z = 1268.55): 1269.55 [M+H] + , 1291.55 [M+Na] +
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.35 (m, 5 H, Phenyl), 7.11 (d, 1 H, NH´-Asp), 6.98 (t, 1 H, NH-Pen-
tyl), 6.82 (b, 1 H, NH´-Phenyl), 5.39 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 2.6 Hz, H-4), 5.24-4.95 (m, 5 H,
Reihenfolge: H-2, H-3´, H-4´, H-3, H-2´), 5.12 (s, 2H, CH 2 -Phenyl), 4.70 (q, 1 H, CH-Asp´),
4.49 (d, 1 H, J 1´-2´ = 7.96 Hz, H-1´), 4.47 (b, 1 H, CH-Asp), 4.44 (d, 1 H, J 1-2 = 7.87 Hz, H-
1), 4.27 (dd, 1 H, J 6a´-5´ = 4.67 Hz, J 6a´-6b´ = 12.3 Hz, H-6a´), 4.21-4.09 (m, 3 H, H-6a, H-6b,
H-6a´), 3.92 (m, 5 H, H-5, O-CH 2-, O-CH 2-´), 3.25-3.16 (m, 4 H, -CH 2-NH, -CH 2-NH´), 2.90
(dd, 1 H, CH 2 -Asp-a´), 2.77-2.57 (m, 3 H, CH 2 -Asp-a, CH 2 -Asp-b, CH 2 -Asp-b´), 2.15,
2.08, 2.06, 2.05, 2.04, 2.02, 2.01, 1.99 (8 x s, 24 H, CH 3-Acetyl), 1.60-1.32 (m, 12 H, -CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -´), 1.44 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 -Boc´).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.4, 171.2, 170.6, 170.4, 170.2, 170.1, 170.0, 169.5, 169.4 (CO),
135.3, 128.5, 128.4, 128.3, 128.1, 127.9 (aromatische-C-Phenyl), 101.3 (C-1), 100.7 (C-1´),
80.4 (C q-Boc), 72.8 (C-3´), 71.7 (C-5´), 71.3 (C-2´), 70.8 (C-5), 70.5 (C-3), 69.9 (-O-CH 2-),
69.7 (-O-CH 2 -´), 68.9 (C-2), 68.4 (C-4´), 67.0 (C-4), 61.9 (C-6´), 61.1 (C-6), 51.3 (CH-Asp),
49.3 (CH-Asp´), 39.4, 39.3 (-CH 2-NH, -CH 2-NH´), 37.8, 36.9 (CH 2-Asp, CH 2-Asp´), 29.1,
29.0, 28.9, 28.8 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-, -O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-´),
28.0 ((CH 3) 3-Boc´), 23.1, 23.0 (-CH 2-CH 2-CH 2-, -CH 2-CH 2-CH 2-´), 20.7, 20.6, 20.5, 20.4,
20.3, 20.3, 20.2, 20.1 (CH 3 -Acetyl).

Experimenteller Teil 147
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspa-
raginsäure (108)
Durchführung nach AAV 4. Zu einer Lösung von Verbindung 107 (550 mg, 0.45 mmol) in
Methylenchlorid (2 ml) wird bei RT Trifluoressigsäure (1 ml) zugegeben und für 6 h gerührt.
Nach Aufarbeitung wird die Lösung im WSV eingeengt und mehrfach mit Toluol koevapo-
riert. Der farblose Schaum wird ohne weitere Aufarbeitung eingesetzt.
Ausbeute: 500 mg (roh)
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-aspara-
gyl-(N α -CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-aspa-
ragyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-
α-D-mannopyranosyl)-L-asparaginsäure (109)
Die Verbindung 108 (500 mg, roh) wird zusammen mit Verbindung 55 (330 mg, 0.41 mmol)
in Dimethylformamid (10 ml) gelöst und für 12 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende kon-
zentriert man die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert an Kieselgel (Toluol-Ace-
ton 1:1).
Ausbeute: 534 mg (68%, 0.3 mmol)
[α] D: +13.1° (c (1.0), CHCl 3)
ESI-MS für C 81H 118N 6O 39(m/z = 1798.74): 1821.22 [M+Na] +
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.41 (m, 1 H, NH-Asp), 7.35 (m, 5 H, Phenyl), 7.22 (m, 1 H, NH-
Asp´), 6.87 (b, 1 H, NH-Aglycon), 6.22 (d, 1 H, NH-Asp´´), 5.38 (d, 1 H, J 3-4 = J 4-5 = 2.65
Hz, H-4), 5.35-4.94 (m, 8 H, Reihenfolge: H-3´´, H-4´´, H-2´´, H-3´, H-2, H-4´, H-3, H-2´),
5.12 (s, 2 H, Phenyl-H), 4.80 (d, 1 H, J 1´´-2´´ = 1.62 Hz, H-1´´), 4.79 (b, 2 H, CH-Asp, CH-
Asp´), 4.49 (d, 1 H, J 1´-2´ = 7.93 Hz, H-1´), 4.47 (b, 1 H, CH-Asp´´), 4.45 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94
Hz, H-1), 4.32-4.25 (m, 2 H, H-6a´´, H-6a´), 4.21-4.09 (m, 4 H, H-6a, H-6b, H-6b´, H-6b´´),
3.97 (m, 1 H, H-5´´), 3.91 (m, 1 H, H-5), 3.89-3.82 (m, 2 H, -O-CH 2-a , -O-CH 2-a) 1 , 3.70 (m,
1 H, H-5´), 3.67 (m, 1 H, -O-CH 2 -a) 1 , 3.51-3.40 (m, 3 H, -O-CH 2 -b, -O-CH 2 -b, -O-CH 2 -b) a ,
3.27-3.15 (m, 6 H, -NH-CH 2-, -NH-CH 2-´, -NH-CH 2-´´) 1 , 3.09-2.56 (m, 6 H, CH 2-Asp, CH 2-
Asp, CH 2 -Asp) a , 2.16, 2.14, 2.10, 2.08, 2.06, 2.04, 2.03, 2.02, 2.01, 2.00, 1.99, 1.98 (12 x s,
36 H, CH 3-Acetyl), 1.66-1.26 (m, 18 H, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-) a , 1.45 (s, 9 H,
(CH 3 ) 3 -Boc´´).

Experimenteller Teil 148
13 C-NMR (CDCl3): δ = 171.7, 171.3, 171.2, 170.7, 170.6, 170.3, 170.2, 170.2, 170.1, 170.0,
169.9, 169.6, 169.5, 169.4, 169.3, 156.1, 156.0 (CO), 135.4, 128.9, 128.5, 128.1, 128.0, 125.2
(Aromaten-C-Phenyl), 101.3 (C-1), 100.7 (C-1´), 97.4 (C-1´´), 80.4 (C q-Boc), 72.7 (C-3´),
71.7 (C-5´), 71.4 (C-2´), 70.9 (C-5), 70.5 (C-3), 69.9 (CH 2 -Phenyl´´), 69.7 (-O-CH 2 -´), 69.6
(C-2´´), 69.1 (C-3´´), 68.9 (C-2), 68.4 (C-4´) a , 68.3 (C-5´´) 1 , 68.0 (-O-CH 2-), 67.0 (C-4), 66.6
(-O-CH 2 -´´), 66.1 (C-4´´), 62.4 (C-6´´), 61.9 (C-6´), 61.1 (C-6), 51.5, 50.4, 49.3 (-CH-Asp, -
CH-Asp´,-CH-Asp´´) a , 39.5, 39.4, 39.2 (-CH 2-NH-, -CH 2-NH-´, -CH 2-NH-´´), 38.0, 37.3,
35.7 (CH 2 -Asp, CH 2 -Asp´, CH 2 -Asp´´) 1 , 29.1, 28.9, 28.8, 28.7, 28.7 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -
CH 2-CH 2-NH-), 28.2 ((CH 3) 3)-Boc´´), 23.3, 23.2, 23.0 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-),
21.3, 20.8, 20.7, 20.6, 20.6, 20.5, 20.4 (CH 3 -Acetyl).
N-tert-Butyloxycarbonyl-L-alanin-pentafluorphenylester (111)
Nach AAV 2 wird zu einer Lösung von Verbindung 110 (1 g, 5.3 mmol) und Pentafluorphe-
nol (0.97 g, 5.3 mmol) in Essigsäureethylester (10 ml) bei 0°C DCC (1.08 g, 5.3 mmol) ge-
geben und für 1 h, danach für weitere 4 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung kristallisiert man
das Produkt aus Essigsäureethylester-n-Hexan.
Ausbeute: 1.6 g (85%, 4.5 mmol)
[α] D : -31.2° (c (1.0), Dioxan [166] )
Smp.: 82°C (81-82°C [166] )
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-
(N α -CO α ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-L-alanin (112)
Eine Lösung von Verbindung 19 (290 mg, 0.41 mmol) und Verbindung 111 (146 mg, 0.41
mmol) in Essigsäureethylester (10 ml) wird für 3 h bei RT gerührt. Nach Aufarbeitung chro-
matographiert man den Rückstand an Kieselgel (Toluol-Aceton 3:1).
Ausbeute: 307 mg (93%, 0.38 mmol)
[α] D: -15.1° (c (1.0), CHCl 3)
1 H-NMR (CDCl3): δ = 7.44 (d, 1 H, NH-Asp), 7.35 (m, 5 H, Aromaten), 6.90 (b, 1 H, NH-
Pentyl), 5.21 (t, 1 H, J 3-4 = 9.41, H-3), 5.12 (s, 2 H, Phenyl-CH 2 -), 5.08 (t, 1 H, J 4-5 = 9.85,
H-4), 4.98 (dd, 1 H, J 2-3 = 9.56, H-2), 4.97 (b, 1 H, NH-Ala), 4.78 (m, 1 H, CH-Asp), 4.48
(d, 1 H, J 1-2 = 7.94, H-1), 4.26 (dd, 1 H, J 6a-6b = 12.34, H-6a), 4.15-4.02 (m, 2 H, H-6b, CH-
Ala), 3.85 (dt, 1 H, -O-CH 2-a), 3.69 (ddd, 1 H, J 5-6a = 4.7, J 5-6b = 2.5, H-5), 3.45 (m, 1 H, -
1. Signale können vertauscht sein.

Experimenteller Teil 149
O-CH 2-b), 3.29-3.05 (m, 3 H, -CH 2-NH-, CH 2-a-Asp), 2.69 (dd, 1 H, CH 2-b-Asp), 2.08,
2.04, 2.02, 2.00 (s, 12 H, COCH 3 ), 1.59-1.31 (m, 6 H, O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH), 1.46
(s, 9 H, (CH 3) 3-Boc) 1.36 (s, 3 H, CH 3-Ala).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 172.5, 171.8, 170.6, 170.2, 169.7, 169.3 (CO), 135.3, 128.5, 128.3,
128.1 (C-Aromaten), 100.7 (C-1), 80.7 (C q-Boc), 72.8 (C-3), 71.6 (C-5), 71.2 (C-2), 69.8 (O-
CH 2 -CH 2 -), 68.4 (C-4), 66.6 (CH 2 -Phenyl), 61.9 (C-6), 51.2 (CH-Ala), 49.1 (CH-Asp), 39.5
(-CH 2-CH 2-NH-), 35.2 (-CH-CH 2-), 28.8, 28.7 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-), 28.1
((CH 3 ) 3 -Boc), 22.9 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-), 20.7, 20.6, 20.5, 20.5 (4x CO-CH 3 ),
17.7 (CH 3-Ala).
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-
(N α -CO α ´)-L-alanin (113)
Durchführung nach AAV 4. Zu einer Lösung von Verbindung 112 (255 mg, 0.32 mmol) in
Methylenchlorid (1 ml) gibt man bei RT Trifluoressigsäure (1 ml) und rührt für 1 h. Nach
Aufarbeitung erhält man ein blaßgelbes Öl, welches mehrfach mit Toluol koevaporiert wird.
Ausbeute: 240 mg (roh)
β-Benzyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-
(N α -CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure (114)
Verbindung 113 (240 mg, roh) wird zusammen mit Verbindung 38 (270 mg, 0.33 mmol) in
Dimethylformamid (10 ml) gelöst und für 6 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende konzen-
triert man die Lösung im Vakuum auf und chromatographiert den Rückstand an Kieselgel
(Toluol-Aceton 1:1).
Ausbeute: 388 mg (92%, 0.29 mmol)
[α] D : -28.5° (1.0), CHCl 3 )
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.72 (NH-Asp), 7.35 (m, 5 H, Phenyl), 6.82 (m, 2 H, NH-Pentyl, NH-
Pentyl´), 6.78 (d, 1 H, NH-Alanin), 5.99 (d, 1 H, NH´-Asp), 5.39 (d, 1 H, J 3´-4´ = J 4´-5´ = 2.6
Hz, H-4), 5.24-4.96 (m, 5 H, Reihenfolge: H-3, H-2´, H-4, H-3´, H-2), 5.12 (s, 2H, CH 2 -Phe-
nyl), 4.86 (q, 1 H, CH-Asp), 4.49 (d, 1 H, J 1-2 = 7.96 Hz, H-1), 4.47 (b, 1 H, CH-Asp´), 4.44
(d, 1 H, J 1´-2´ = 7.87 Hz, H-1´), 4.27 (dd, 1 H, J 6a-5 = 4.67 Hz, J 6a-6b = 12.3 Hz, H-6a), 4.25-
4.09 (m, 4 H, CH-Alanin, H-6a´, H-6b´, H-6a), 3.90 (m, 1 H, H-5´), 3.88-3.81 (m, 2 H, O-
CH 2 -a, O-CH 2 -a´), 3.70 (ddd, 1 H, H-5), 3.52-3.41 (m, 2 H, O-CH 2 -b, O-CH 2 -b´), 3.25-3.28-

Experimenteller Teil 150
3.01 (m, 5 H, -CH 2-NH, -CH 2-NH´, CH 2-a-Asp), 2.87 (dd, 1 H, CH 2-b-Asp), 2.72 (dd, 1 H,
CH 2 -Asp-a´), 2.56 (dd, 1 H, CH 2 -Asp-b´), 2.14, 2.08, 2.05, 2.04, 2.02, 2.01, 1.99 (9 x s, 27
H, CH 3-Acetyl, CH 3-Alanin), 1.60-1.26 (m, 12 H, -CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-, -CH 2-CH 2-
CH 2 -CH 2 -CH 2 -´), 1.46 (s, 9 H, (CH 3 ) 3 -Boc´).
13 C-NMR (CDCl3): δ = 172.0, 171.6, 171.5, 171.1, 170.6, 170.3, 170.1, 170.1, 170.0, 169.9,
169.5, 169.4, 169.3, 155.7, 148.8 (CO), 135.3, 128.9, 128.4, 128.2, 128.1, 125.2 (aromati-
sche-C-Phenyl), 101.2 (C-1´), 100.8 (C-1), 80.6 (C q-Boc´), 72.7 (C-3), 71.7 (C-5), 71.1 (C-
2), 70.8 (C-5´), 70.5 (C-3´), 70.2 (-O-CH 2 -), 69.8 (Phenyl-CH 2 -´), 68.9 (C-2´), 68.4 (C-4),
67.0 (C-4´), 66.4 (-O-CH 2-´), 61.8 (C-6), 61.1 (C-6´), 51.4 (CH-Alanin), 50.2 (CH-Asp´),
49.8 (CH-Asp), 39.4, 39.3 (-CH 2 -NH, -CH 2 -NH´), 37.5, 35.9 (CH 2 -Asp, CH 2 -Asp´), 29.1,
28.9, 28.8, 28.7 (-O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-, -O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-´),
28.2 ((CH 3 ) 3 -Boc´), 23.0, 22.9 (-CH 2 -CH 2 -CH 2 -, -CH 2 -CH 2 -CH 2 -´), 21.3, 20.7, 20.6, 20.5,
20.4, 20.3, 20.3, 20.2, 20.1 (CH 3-Acetyl), 17.1 (CH 3-Alanin),.
Analyse: C 61 H 89 N 5 O 28 (1340.38)
Ber.: C: 54.66 H: 6.69 N: 5.22
Gem.: C: 54.72 H: 6.72 N: 5.09
α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-te-
tra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure (115)
Nach AAV 3 wird zu einer Lösung von Verbindung 114 (300 mg, 0.23 mmol) in Ethanol (50
ml) mit Essigsäure (0.1 ml) unter Inertbedingungen eine Suspension von Palladium auf Kohle
(10%, 50 mg) getropft und für 3 h unter Wasserstoffatmosphäre gerührt. Nach Aufarbeitung
wird die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und ohne besondere Aufarbeitung weiterver-
wendet.
Ausbeute: 280 mg (roh)
α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-CO β ´´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl)-L-asparaginsäure (116)
Durchführung nach AAV 4. Zu einer Lösung von Verbindung 115 (280 mg, roh) in Methy-
lenchlorid (5 ml) gibt man bei RT Trifluoressigsäure (2.5 ml) und rührt für 1 h bei RT. Nach
Reaktionsende wird das Produkt mehrfach mit Toluol koevaporiert.
Ausbeute: 240 mg (roh)

Experimenteller Teil 151
α-([5-aminopentyl]-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -CO α ´)-L-alaninyl-(N α ´-
CO β ´´)-α-([5-aminopentyl]-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginsäure (117)
Die Verbindung 116 (240 mg, roh) wird in mit Ammoniak gesättigtem Methanol (10 ml) für
24 h bei RT gerührt. Nach Reaktionsende (DC: 24h, Ethanol-Essigsäure-Wasser 8:2:2, R f =
0.66) wird die Lösung im WSV aufkonzentriert und im Ölpumpenvakuum über Phosphor-
pentoxid getrocknet.
Ausbeute: 170 mg (91%, 0.2 mmol)
ESI-MS für C 33H 59N 5O 18(m/z = 813.39): 814.12 [M+H] + , 836.12 [M+Na] + , 852.12 [M+K] + ,
858.12 [M+2 Na-H] +
ESI-MS (PI-ESI): Exakte Masse (m/z = 814.39333)
Gemessen (m/z = 814.39316)
1 H-NMR (D2 O-H 2 O 1:9): δ = 4.24 (t, 1 H, CH-Asp), 4.16 (d, 1 H, J 1-2 = 7.94 Hz, H-1), 4.11
(d, 1 H, J 1-2 = 7.93 Hz, H-1´), 3.67-3.62 (m, 4 H, H-4´, H-6a, O-CH 2-a, O-CH 2-a´), 3.51-3.49
(m, 3 H, H-6b, H-6a´, H-6b´), 3.45-3.35 (m, 4 H, H-5´, H-3´, -O-CH 2 -b, -O-CH 2 -b´), 3.26-
3.13 (m, 4 H, H-3, H-2´, H-4, H-5), 3.02-2.89 (m, 5 H, H-2, -CH 2-NH-, -CH 2-NH-´), 2.79-
2.64 (m, 2 H, CH 2 -Asp´), 2.46-2.29 (m, 2 H, CH 2 -Asp), 1.44-1.20 (m, 8 H, -CH 2 -Pentyl),
1.12 (s, 3 H, CH3-Alanin), 1.15-1.04 (m, 4 H, -CH2-Pentyl). 13
C-NMR (D2O-H2O 1:9): δ = 177.4 (-COOH), 174.7, 173.0, 170.7, 168.4 (CO), 103.1 (C-
1´), 102.5 (C-1), 76.1 (C-5), 76.1 (C-3), 75.3 (C-5´), 73.5 (C-2), 73.1 (C-3´), 71.1 (C-2´), 70.5
(-O-CH 2 -´), 70.5 (-O-CH 2 -), 70.0 (C-4), 69.0 (C-4´), 61.1 (C-6´), 61.0 (C-6), 52.0 (CH-Asp),
50.2 (CH-Asp´), 50.1 (CH-Alanin), 39.8 (CH 2-NH), 39.5 (CH 2-Asp´), 38.7 (CH 2-NH´), 35.6
(CH 2 -Asp), 28.6, 28.3, 28.2, 22.7, 22.6, 21.6 (-O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH), 16.6 (CH 3 -
Alanin).
5.3.9 Zu Kapitel 4.7
Tri-(2-Ethylcarbonsäurepentafluorphenolester)-amin (119)
Durchführung nach AAV 2. Zu einer Lösung von Verbindung 118 (500 mg, 2.65 mmol) und
Pentafluorphenol (1.47 g, 7.96 mmol) in Dimethylformamid (20 ml) gibt man bei 0°C DCC
(1.64 g, 7.96 mmol) und rührt für 1 h, danach für weitere 3 h bei RT. Nach Aufarbeitung er-
hält man einen farblosen Feststoff.
Ausbeute: 1.67 g (88%, 2.4 mmol)

Experimenteller Teil 152
Tri-(2-Ethylcarbonyl-N-α-(β-Benzyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-amin (120)
Verbindung 19 (1.3 g, 2.04 mmol) und Verbindung 119 (433 mg, 0.63 mmol) werden in Di-
methylformamid (10 ml) bei RT für 24 h gerührt. Nach Reaktionsende (DC: 24h, Toluol-
Aceton 1:3, R f = 0.46) wird die Lösung im Vakuum aufkonzentriert und der Rückstand an
Kieselgel chromatographiert (Toluol-Aceton 1:3).
Ausbeute: 1.08 g (83%, 0.52 mmol)
ESI-MS für C 96H 129N 7O 42(m/z = 2051.82): 2053.1 [M+H] + , 2075.1 [M+Na] +
5.3.10 Zu Kapitel 4.8.6
4-Methylbenzhydrylamin-Harz (MBHA-Harz) (122)
In einer Glassäule (Volumen 5 ml) wird Verbindung 121 (200 mg, mittlere Beladung 0.64
mmol/g) eingewogen, mit Methylenchlorid (5 ml) versetzt und für 30 min vorgequellt. Nach-
dem das Lösemittel entfernt wurde, gibt man eine Lösung von Diethylpropylamin in Methy-
lenchlorid (5-vol%ig, 5 ml) zu und schüttel für 2 h bei RT. Nach Reaktionsende saugt man
das Lösemittel ab und wäscht das Harz nacheinander mit Methylenchlorid, Methanol-Methy-
lenchlorid (1:1) und Methanol. Das Harz wird im Vakuum über Phosphorpentoxid getrock-
net.
Auswaage: 170 mg (122)
4-Methylbenzhydrylamino-(N-tert-butyloxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-te-
tra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (123)
In einer Glassäule (Volumen 5 ml) wird Verbindung 122 (300 mg, mittlere Beladung 0.64
mmol/g) eingewogen und in Dimethylformamid vorgequellt. Nach Entfernung des Lösemit-
tels wird das Harz mit einer Lösung von Verbindung 18 (390 mg, 0.48 mmol) in Dimethyl-
formamid (4 ml) versetzt und für 12 h bei RT geschüttelt. Die überstehende Lösung wird im
Vakuum abgesaugt, nacheinander mit Dimethylformamid, Methylenchlorid und Methanol
gewaschen und das Harz im Vakuum über Phosphorpentoxid getrocknet.
Auswaage: 446 mg (146 mg Massenzuwachs, 97%)

Experimenteller Teil 153
4-Methylbenzhydrylamino-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (124)
Die Verbindung 123 (446 mg) wird in einer Glassäule (Volumen 5 ml) mit einer Lösung von
Trifluoressigsäure in Methylenchlorid (50-vol%ige, 4 ml) für 45 min bei RT geschüttelt.
Nach Reaktionsende entfernt man im WSV die überstehende Lösung und wäscht das inzwi-
schen dunkelrote Harz nacheinander mit Methylenchlorid und Methanol. Das nun blaßgelbe
Harz wird ohne Trocknung weiter umgesetzt.
4-Methylbenzhydrylamino-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyra-
nosyl]-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-tert-butyloxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-te-
tra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (125)
Das entschützte Harz 124 wird für 30 min in Dimthylformamid (5 ml) vorgequellt. Nach Ent-
fernung des Lösemittels versetzt man das Harz mit einer Lösung von Verbindung 38 (390
mg, 0.48 mmol) im Dimethylformamid (4 ml) und schüttelt für 12 h bei RT. Die überstehende
Lösung wird abgesaugt, das Harz mit Dimethylformamid, Methylenchlorid und Methanol ge-
waschen und im Vakuum über Phosphorpentoxid getrocknet.
Auswaage: 576 mg (130 mg Massenzuwachs, 87%)
MAS- 13 C-NMR (500 MHz) 1 : δ = 101.4 (C-1´), 100.9 (C-1), 72.9 (C-3), 71.7 (C-5), 71.2 (C-
2), 70.8 (C-5´), 70.5 (C-3´), 68.7 (C-2´), 68.5 (C-4), 67.4 (C-4´), 62.1 (C-6), 61.6 (C-6´).
p-Benzyloxybenzyl-(N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-
acetyl-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-ester (127)
In eine Glassäule (Volumen 5 ml) wird Verbindung 126 (350 mg, mittlere Beladung 0.76
mmol/g) eingewogen und für 30 min in Dimethylformamid (5 ml) vorgequellt. Das Lösemit-
tel wird abfiltriert und das Harz mit einer Lösung von Verbindung 15 (500 mg, 0.53 mmol)
und 1-Hydroxybenzotriazol (216 mg, 1.6 mmol) in Dimethylformamid (4 ml) für 30 min ge-
schüttelt. Zu der Reaktionslösung tropft man Diisopropylcarbodiimid (248 µl, 1.6 mmol) und
schüttelt für weitere 60 min. Nach Entfernung der Reaktionslösung wiederholt man den
Knüpfungszyklus noch zweimal. Nach Reaktionsende wird das Harz ausgiebig mit Dime-
thylformamid, Methylenchlorid und Methanol gewaschen und im Vakuum über Phosphor-
pentoxid getrocknet.
Auswaage: 424 mg (74 mg Massenzuwachs, 37%)
1. Genaue Zuordnung des 1 H-NMR-Spektrums nicht möglich, da die Auflösung nicht ausreichend ist

Experimenteller Teil 154
MAS- 13 C-NMR (500 MHz) 1 : δ = 100.9 (C-1), 72.9 (C-3), 72.0 (C-5), 71.6 (C-2), 68.7 (C-4),
62.2 (C-6)
Wang-Harz-bernsteinsäureester (128)
Verbindung 126 (1 g, mittlere Beladung 0.64 mmol/g) wird mit einer Lösung von Bernstein-
säureanhydrid (500 mg, 6.57 mmol) und DMAP (Spatelspitze) in einer Mischung von Pyri-
din-Methylenchlorid (1:1, 30 ml) wird für 24 bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsende filtriert
man das Harz ab, wäscht mit Methylenchlorid und Methanol und trocknet im Vakuum über
Phosphorpentoxid.
Wang-Harz-bernsteinsäurepentafluorphenolester (129)
Nach AAV 2 wird Verbindung 128 (995 mg) mit Pentafluorphenol (700 mg, 3.8 mmol) in
Methylenchlorid (10 ml) suspendiert und bei 0°C mit Diisopropylcarbodiimid (0.58 ml, 3.8
mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird für 1 h, danach für weiter 23 h bei RT geschüt-
telt. Nach Reaktionsende filtriert man das Harz ab, wäscht mit Methylenchlorid-Methanol
und trocknet im Vakuum über Phosphorpentoxid.
Auswaage: 1.12 g
Wang-Harz-bernsteinsäure-(α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopy-
ranosyl]-L-asparaginsäure)-ester (130)
Verbindung 129 (300 mg) wird in einer Lösung von Verbindung 44 (374 mg, 0.685 mmol)
in Dimethylformamid (4 ml) suspendiert und für 24 h bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsen-
de filtriert man das Lösungsmittel ab und wäscht den Rückstand mit Methylenchlorid und
Methanol. Das Harz wird im Vakuum über Phosphorpentoxid getrocknet.
Auswaage: 328 mg (28 mg Massenzuwachs, 22%)
MAS- 13 C-NMR (500 MHz): δ = 101.2 (C-1), 73.0 (C-5), 72.1 (C-3), 71.8 (C-2), 68.9 (C-4),
62.3 (C-6).
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoethyl-
Harz (132)
Durchführung nach AAV 7. Zur vorgequellten Verbindung 131 (350 mg, mittlere Beladung
0.69 mmol/g) wird eine Lösung von Piperidin in Dimethylformamid (20-Vol%ig, 4 ml) ge-
geben und für 45 min bei RT geschüttelt. Die Reaktionslösung wird abfiltriert, das Filtrat
nach AAV 7 verdünnt und im UV-Spektroskop vermessen. Das Harz wird mehrfach mit Di-

Experimenteller Teil 155
methylformamid gewaschen und ohne weitere Aufarbeitung umgesetzt.
UV-Messung: 1.7114 [mM]
Beladung: 0.1682 mmol
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopentyl)-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phen-
oxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz (133)
Zu Verbindung 132 wird eine Lösung von Verbindung 48 (295 mg, 0.315 mmol) in Dime-
thylformamid (4 ml) gegeben und für 30 min bei RT geschüttelt. Die Reaktionslösung wird
abfiltriert und der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt. Nach Reaktionsende wäscht
man das Harz mit Dimethylformamid, Methylenchlorid und Methanol.Ohne weitere Aufar-
beitung schüttelt man das Harz für 1 h mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-
vol%ig, 4 ml). Erneut wird die Reaktionslösung abfiltriert, der Rückstand mit Methanol ge-
waschen und das Harz im Vakuum getrocknet.
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoe-
thyl-Harz (134)
Nach AAV 7 wird Verbindung 133 mit einer Lösung von Piperidin in Dimethylformamid
(20-vol%ig, 4 ml) für 45 min bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsende verdünnt man das Fil-
trat nach AAV 7 und vermißt die Lösung im UV-Spektroskop.
UV-Messung: 1.3135 [mM]
Beladung: 0.1291 mmol (Ausbeute: 77% zu Beladungsgrad von Verbindung 132)
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopentyl)-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phen-
oxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz (135)
Verbindung 134 wird nach AAV 5 in drei Zyklen a 30 min bei RT mit einer Lösung von Ver-
bindung 16 (260 mg, 0.28 mmol) in Dimethylformamid (4 ml) umgesetzt. Nach Aufarbeitung
wird das Harz gemäß AAV 6 mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-vol%ig, 5
ml) für 60 min bei RT geschüttelt. Die Reaktionslösung filtriert man ab, wäscht das Harz mit
Methylenchlorid und trocknet es im Vakuum.

Experimenteller Teil 156
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glu-
copyranosyl}-L-asparaginsäure]-amidomethyl)-phenoxyacetamido-
norleucylaminoethyl-Harz (136)
Durchführung nach AAV 7. Verbindung 135 wird mit einer Lösung von Piperidin in Dime-
thylformamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsende wird das
Filtrat gemäß AAV 7 verdünnt und im UV-Spektroskop vermessen.
UV-Messung: 1.2827 [mM]
Beladung: 0.1261 mmol (Ausbeute: 98% zu Beladungsgrad von Verbindung 134)
4-(2´,4´-Dimethoxyphenyl-N-[α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-α-{(5-aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glu-
copyranosyl}-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-
aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl}-L-asparaginsäure]-amido-
methyl)-phenoxyacetamido-norleucylaminoethyl-Harz (137)
Nach AAV 5 schüttelt man Verbindung 136 in einer Lösung von Verbindung 58 (230 mg,
0.25 mmol) in Dimethylformamid (4 ml) für 30 min bei RT. Der Knüpfungszyklus wird noch
zweimal wiederholt. Nach Aufarbeitung wird das Harz im Vakuum über Phosphorpentoxid
getrocknet.
Auswaage: 584 mg (234 mg Massenzuwachs, 74% zu Beladungsgrad von Verbindung 132)
α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl)-L-asparaginyl-(N α -
CO β ´)-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-L-asparagyl-
(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-
α-D-mannopyranosyl)-L-asparaginsäure (138)
Verbindung 137 (584 mg) wird zusammen mit Trifluoressigsäure in Methylenchlorid
(95vol%, 5 ml) für 45 min bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsende wäscht man das Harz
mehrfach mit Methylenchlorid und konzentriert die vereinigte Lösung im Vakuum auf. Der
Rückstand wird dreimal mit Toluol koevaporiert.
Ausbeute: 230 mg (72%, 0.12 mmol)
ESI-MS für C 84 H 115 N 7 O 38 (m/z = 1829.73): 1830.7 [M+H] + , 1852.7 [M+Na] +

Experimenteller Teil 157
4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz
(140)
Verbindung 139 (330 mg, mittlere Beladung 0.8 mmol/g) wird nach AAV 7 in eine Glassäule
(Volumen 5 ml) eingewogen und für 45 min mit einer Lösung von Piperidin in Dimethyl-
formamid (20-vol%ig, 4 ml) geschüttelt. Nach Reaktionsende filtriert man die Reaktionslö-
sung ab, verdünnt gemäß AAV 7 und ermittelt den Beladungsgrad durch Messung im UV-
Spektroskop. Das Harz wird mehrfach mit Dimethylformamid gewaschen.
UV-Messung: 2.6058 [mM]
Beladung: 0.2561 mmol (Ausbeute: 98% zum Beladungsgrad von Verbindung 139)
4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-
tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-phenoxyacet-
amido-norleucyl-MBHA-Harz (141)
Nach AAV 5 schüttelt man das in Dimethylformamid vorgequollene Harz 140 zusammen mit
einer Lösung von Verbindung 58 (280 mg, 0.3 mmol) in Dimethylformamid (4 ml) bei RT
für 30 min. Nachdem man die Reaktionslösung abgesaugt hat wird der Kupplungsschritt noch
zweimal wiederholt. Nach Reaktionsende wäscht man das Harz mit Dimethylformamid und
Methanol, schüttelt für 60 min gemäß AAV 6 das Harz mit einer Lösung von Acetanhydrid
in Methanol (10-vol%ig, 4 ml) und wäscht erneut mit Dimethylformamid.
4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[α-{(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopy-
ranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-phenoxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz
(142)
Durchführung nach AAV 7. Das feuchte Harz 141 wird zusammen mit einer Lösung von
Piperidin in Dimethylformamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min bei RT geschüttelt. Nach Re-
aktionsende verdünnt man abgesaugte Reaktionslösung gemäß AAV 7 und vermißt die
Fmoc-Konzentration im UV.
UV-Messung: 2.5278 [mM]
Beladung: 0.2484 mmol (Ausbeute: 97% zum Beladungsgrad von Verbindung 140)

Experimenteller Teil 158
4-(2´, 4´-Dimethoxyphenyl-[α-{(5-Aminopentyl)-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopy-
ranosyl}-L-asparagyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-{(5-aminopentyl)-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl}-L-asparaginsäure]-aminomethyl)-phen-
oxyacetamido-norleucyl-MBHA-Harz (143)
Verbindung 141 wird zusammen mit einer Lösung von Verbindung 16 (280 mg, 0.3 mmol)
in Dimethylformamid (4 ml) nach AAV 5 für 30 min bei RT geschüttelt. Die überstehende
Lösung wird im Vakuum abgesaugt und der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt.
Nach Reaktionsende entfernt man die Reaktionslösung im Vakuum, wäscht mehrfach mit Di-
methylformamid und Methanol, und trocknet das beladene Harz im Vakuum.
α-([5-Aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-L-asparagyl-(N α -
CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-([5-aminopentyl]-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-
glucopyranosyl)-L-asparaginsäure (144)
Das beladene Harz 143 wird in Methylenchlorid aufgequellt, und dann mit einer Lösung von
Trifluoressigsäure in Methylenchlorid (95-vol%ig, 4 ml) bei RT für 45 min geschüttelt. Nach
Reaktionsende konzentriert man die abgesaugte Lösung im WSV auf und koevaporiert den
Rückstand mehrfach mit Toluol. Man erhält einen blaßgelben Schaum.
Ausbeute: 294 mg (95% über zwei Schritte, 0.23 mmol)
ESI-MS für C 61 H 81 N 5 O 26 (m/z = 1299.52): 1322.2 [M+Na] +
1 H-NMR (CDCl3 ): δ = 7.76 (d, 2 H, Aromaten-Fmoc), 7.58 (d, 2 H, Aromaten-Fmoc), 7.40
(b, 1 H, CONH 2), 7.39 (m, 2 H, Aromaten-Fmoc), 7.28 (m, 2 H, Aromaten-Fmoc), 6.97 (b,
1 H, NH-Pentyl), 6.82 (b, 1 H, NH-Pentyl´), 6.60 (d, 1 H, NH-Asp), 6.45 (d, 1 H, NH-Asp´),
5.31 (m, 1 H, H-3), 5.29 (m, 1 H, H-4), 5.23 (m, 1 H, H-2), 5.21 (m, 1 H, H-3´), 5.08 (m, 1
H, H-4´), 4.97 (m, 1 H, H-2´), 4.78 (s, 1 H, H-1), 4.78 (b, 1 H, C H-Asp´), 4.52 (b, 1 H, CH-
Asp), 4.47 (m, 1 H, H-1´), 4.40 (m, 2 H, CH 2-Fmoc), 4.31-4.19 (m, 3 H, H-6a´, H-6a, CH-
Fmoc), 4.15-4.08 (m, 2 H, H-6b, H-6b´), 3.97 (m, 1 H, H-5), 3.83 (m, 1 H, O-CH 2 -a´), 3.74-
3.66 (m, 2 H, H-5´, O-CH 2-a), 3.43 (m, 2 H, O-CH 2-b´, O-CH 2-b), 3.19 (m, 4 H, -CH 2-NH-
, -CH 2 -NH-´), 2.91-2.57 (m, 4 H, CH 2 -Asp, CH 2 -Asp´), 2.02, 2.00, 1.98, 1.96, 1.95, 1.94,
1.93, 1.91 (8 x s, 24 H, CH 3-Acetyl), 1.54-1.19 (m, 12 H, O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-).
13 C-NMR (CDCl3 ): δ = 173.4, 171.0, 170.8, 170.8, 170.7, 170.7, 170.3, 170.2, 170.1, 169.7,
169.4, 169.4, 156.5 (CO), 143.6, 141.2, 137.8, 129.7, 128.9, 128.9, 128.4, 128.2, 127.8,
127.1, 125.2, 125.0, 120.0 (Aromaten-C-Fmoc), 100.7 (C-1´), 97.4 (C-1), 72.8 (C-3´), 71.7

Experimenteller Teil 159
(C-5´), 71.3 (C-2´), 69.8 (O-CH 2´), 69.6 (C-2), 69.2 (C-3), 68.4 (C-4´), 68.4 (C-5), 68.1 (O-
CH 2 ), 67.3 (CH 2 -Fmoc), 66.1 (C-4), 62.5 (C-6), 61.9 (C-6´), 50.0 (CH-Asp´), 48.3 (CH-Asp),
47.0 (CH-Fmoc), 39.6, 39.5 (-CH 2-NH, -CH 2-NH´), 37.9, 37.5 (CH 2-Asp, CH 2-Asp´), 29.1,
29.0, 28.9, 28.7 (O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-, O-CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -CH 2 -NH-´),
23.3, 23.0 (O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-, O-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-CH 2-NH-´), 20.8,
20.7, 20.6, 20.6, 20.5 (CH 3 -Acetyl).
Wang-(L-alanin)-Harz (146)
(Anmerkung: Derivatisierungsversuch im Allgm. Teil)
Nach AAV 7 wird Verbindung 145 (200 mg, mittlere Beladung 0.69 mmol/g) in einer Lösung
von Piperidin in Dimethylformamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min geschüttelt. Nach Reakti-
onsende filtriert man die Lösung ab und verdünnt sie gemäß AAV 7. Die verdünnte Lösung
wird im UV-Spektroskop gegen Dimethylformamid vermessen.
UV-Messung: 1.2971 [mM]
Beladung: 0.1275 mmol (Ausbeute: 92% zu Herstellerangaben von Verbindung 145)
Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminopentyl}-
2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galactopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (147)
Durchführung nach AAV 5. In einer Glassäule (Volumen 5 ml) wird Verbindung 146 mit ei-
ner Lösung von Verbindung 48 (143 mg, 0.15 mmol) in Dimethylformamid (4 ml) für 30 min
geschüttelt. Dieser Kupplungszyklus wird noch zweimal wiederholt. Nach Reaktionsende fil-
triert man die Lösung ab, wäscht mit Methylenchlorid und schüttelt das Harz gemäß AAV 6
für 1 h mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10vol%, 5 ml). Das Harz wird noch-
mals mit Methylenchlorid, Methanol und Dimethylformamid gewaschen. Das feuchte Harz
wird direkt weiter umgesetzt.
Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (148)
Nach AAV 7 wird Verbindung 147 mit einer Lösung von Piperidin in Dimethylformamid
(20-vol%ig, 4 ml) für 45 min bei RT geschüttelt. Nach Reaktionsende filtriert man die Lö-
sung ab und verdünnt sie gemäß AAV 7. Die verdünnte Lösung wird im UV-Spektroskop ge-
gen Dimethylformamid vermessen.
UV-Messung: 1.2788 [mM]
Beladung: 0.1257 mmol (Ausbeute: 98% zum Beladungsgrad von Verbindung 146)

Experimenteller Teil 160
Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl]-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-N-fluorenylmethoxycarbonyl-α-[{5-aminopen-
tyl}-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranosyl]-L-
asparaginsäure)-Harz (149)
Die in Dimethylformamid vorgequellte Verbindung 148 wird mit einer Lösung von Verbin-
dung 68 (248 mg, 0.3 mmol) und Pentafluorphenol (66 mg, 0.36 mmol) im Dimethylforma-
mid (3 ml) suspendiert und mit Diisopropylcarbodiimid (56 µl, 0.36 mmol) versetzt. Nach 1
h schütteln bei RT wiederholt man den Knüpfungszyklus noch zweimal. Die Reaktionslösung
wird abfiltriert, mit Dimethylformamid gewaschen und für 1 h gemäß AAV 6 mit einer Lö-
sung von Acetanhydrid in Methanol (10vol%, 4 ml) geschüttelt. Nach Reaktionsende wird
das Harz ausgiebig mit Dimethylformamid gewaschen.
Wang-(L-alaninyl-(N α -CO β ´)-α-[{5-aminopentyl}-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-β-D-galacto-
pyranosyl]-L-asparagyl-(N α ´-CO β ´´)-α-[{5-aminopentyl}-2-acetamindo-3,4,6-tetra-O-
acetyl-2-desoxy-β-D-glucopyranosyl]-L-asparaginsäure)-Harz (150)
Durchführung nach AAV 7. Das feuchte Harz 149 wird mit einer Lösung von Piperidin in
Dimethylformamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min geschüttelt. Nach Reaktionsende filtriert
man die überstehende Lösung ab, verdünnt sie gemäß AAV 7 und mißt den Beladungsgrad
im UV-Spektroskop.
UV-Messung: 0.07434 [mM]
Beladung: 0.00731 mmol (Ausbeute: 6% zum Beladungsgrad von Verbindung 148)
5.3.11 Zu Kapitel 4.8.7
Allgemeine Vorraussetzungen
Verwendetes Harz: Wang-L-Alanin-Harz 145 (mittlere Beladung 0.84 mmol/g)
Verwendete Glycopeptide: Glucopeptidbaustein 16 (Reaktionsgefäß 1)
Galactopeptidbaustein 48 (Reaktionsgefäß 2)
Mannopeptidbausteine 58 (Reaktionsgefäß 3)
C-Glucopeptidbaustein 80 (Reaktionsgefäß 4)
Reaktionsgefäße: Miniglassäulen (5 ml Volumen)
Einwaage des Wang-L-Alanin-Harzes
In die Reaktionsgefäße wiegt man jeweils Verbindung 145 (ca. 300 mg) ein und spaltet die

Experimenteller Teil 161
Fmoc-Schutzgruppe gemäß AAV 7 ab. Nach Reaktionsende saugt man jeweils die überste-
hende Lösung ab und verdünnt sie analog AAV 7. Die verdünnten Lösungen werden im UV
gegen reines Dimethylformamid gemessen.
Reaktionsgefäß 1: Einwaage 310.4 mg
UV 1.9485 mM
Beladung 0.1915 mmol
Reaktionsgefäß 2: Einwaage 308.2 mg
UV 1.9704 mM
Beladung 0.1936 mmol
Reaktionsgefäß 3: Einwaage 307.1 mg
UV 2.0596 mM
Beladung 0.2024 mmol
Reaktionsgefäß 4: Einwaage 308.2 mg
Kupplungsschritt 1
UV 2.0189 mM
Beladung 0.1984 mmol
Zu dem vorgequollenen Harz 146 in den Reaktionsgefäßen 1-4 gibt man nach AAV 5 jeweils
eine Lösung von den Glycopeptidbausteinen (je 250 mg, 0.27 mmol) in Dimethylformamid
(4 ml) und schüttelt für 30 min bei RT. Die überstehende Lösung wird im Vakuum abgesaugt
und der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt.
Reaktionsgefäß 1: pro Zyklus Verbindung 16 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 2: pro Zyklus Verbindung 48 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 3: pro Zyklus Verbindung 58 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 4: pro Zyklus Verbindung 80 (245 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min

Experimenteller Teil 162
Nach Reaktionsende wird die überstehende Lösung abgesaugt und die Reaktionsgefäße 1-4
analog AAV 6 mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-vol%ig, 4 ml) für 60 min
geschüttelt. Im Anschluß wird das Harz ausgiebig mit Methanol und Dimethylformamid ge-
waschen und im Vakuum getrocknet. Die vereinigten Harze werden gut vermischt und zu
gleichen Teilen wieder auf die vier Reaktionsgefäße verteilt.
Einwaage : 423 mg (Reaktionsgefäß 1)
Entschützung
399 mg (Reaktionsgefäß 2)
393 mg (Reaktionsgefäß 3)
401 mg (Reaktionsgefäß 4)
Nach AAV 7 werden die Reaktionsgefäße 1-4 mit einer Lösung von Piperidin in Dimethyl-
formamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min geschüttelt. Die überstehenden Lösungen werden ab-
gesaugt, gemäß AAV 7 verdünnt und im UV gegen Dimethylformamid vermessen.
Reaktionsgefäß 1: UV 1.5727 mM
Beladung 0.1546 mmol
Reaktionsgefäß 2: UV 1.6956 mM
Beladung 0.1666 mmol
Reaktionsgefäß 3: UV 1.8839 mM
Beladung 0.1851 mmol
Reaktionsgefäß 4: UV 1.5637 mM
Kupplungsschritt 2
Beladung 0.1537 mmol
Zu dem vorgequollenen Harz in den Reaktionsgefäßen 1-4 gibt man nach AAV 5 jeweils eine
Lösung von den Glycopeptidbausteinen (je 250 mg, 0.27 mmol) in Dimethylformamid (4 ml)
und schüttelt für 30 min bei RT. Die überstehende Lösung wird im Vakuum abgesaugt und
der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt.
Reaktionsgefäß 1: pro Zyklus Verbindung 16 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 2: pro Zyklus Verbindung 48 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min

Experimenteller Teil 163
Reaktionsgefäß 3: pro Zyklus Verbindung 58 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 4: pro Zyklus Verbindung 80 (245 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Nach Reaktionsende wird die überstehende Lösung abgesaugt und die Reaktionsgefäße 1-4
analog AAV 6 mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-vol%ig, 4 ml) für 60 min
geschüttelt. Im Anschluß wird das Harz ausgiebig mit Methanol und Dimethylformamid ge-
waschen und im Vakuum getrocknet. Die vereinigten Harze werden gut vermischt und zu
gleichen Teilen wieder auf die vier Reaktionsgefäße verteilt.
Einwaage: 473 mg (Reaktionsgefäß 1)
Entschützung
474 mg (Reaktionsgefäß 2)
473 mg (Reaktionsgefäß 3)
469 mg (Reaktionsgefäß 4)
Nach AAV 7 werden die Reaktionsgefäße 1-4 mit einer Lösung von Piperidin in Dimethyl-
formamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min geschüttelt. Die überstehenden Lösungen werden ab-
gesaugt, gemäß AAV 7 verdünnt und im UV gegen Dimethylformamid vermessen.
Reaktionsgefäß 1: UV 1.2386 mM
Beladung 0.1217 mmol
Reaktionsgefäß 2: UV 1.3570 mM
Beladung 0.1334 mmol
Reaktionsgefäß 3: UV 1.2440 mM
Beladung 0.1223 mmol
Reaktionsgefäß 4: UV 1.4249 mM
Kupplungsschritt 3
Beladung 0.1401 mmol
Zu dem vorgequollenen Harz in den Reaktionsgefäßen 1-4 gibt man nach AAV 5 jeweils eine
Lösung von den Glycopeptidbausteinen (je 250 mg, 0.27 mmol) in Dimethylformamid (4 ml)
und schüttelt für 30 min bei RT. Die überstehende Lösung wird im Vakuum abgesaugt und
der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt.

Experimenteller Teil 164
Reaktionsgefäß 1: pro Zyklus Verbindung 16 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 2: pro Zyklus Verbindung 48 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 3: pro Zyklus Verbindung 58 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 4: pro Zyklus Verbindung 80 (245 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Nach Reaktionsende wird die überstehende Lösung abgesaugt und die Reaktionsgefäße 1-4
analog AAV 6 mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-vol%ig, 4 ml) für 60 min
geschüttelt. Im Anschluß wird das Harz ausgiebig mit Methanol und Dimethylformamid ge-
waschen und im Vakuum getrocknet. Die vereinigten Harze werden gut vermischt und zu
gleichen Teilen wieder auf die vier Reaktionsgefäße verteilt.
Einwaage: 525 mg (Reaktionsgefäß 1)
Entschützung
523 mg (Reaktionsgefäß 2)
524 mg (Reaktionsgefäß 3)
500 mg (Reaktionsgefäß 4)
Nach AAV 7 werden die Reaktionsgefäße 1-4 mit einer Lösung von Piperidin in Dimethyl-
formamid (20-vol%ig, 4 ml) für 45 min geschüttelt. Die überstehenden Lösungen werden ab-
gesaugt, gemäß AAV 7 verdünnt und im UV gegen Dimethylformamid vermessen.
Reaktionsgefäß 1: UV 1.1616 mM
Beladung 0.1142 mmol
Reaktionsgefäß 2: UV 1.2363 mM
Beladung 0.1215 mmol
Reaktionsgefäß 3: UV 1.2216 mM
Beladung 0.1201 mmol
Reaktionsgefäß 4: UV 1.2926 mM
Beladung 0.1271 mmol

Experimenteller Teil 165
Kupplungsschritt 4
Zu dem vorgequollenen Harz in den Reaktionsgefäßen 1-4 gibt man nach AAV 5 jeweils eine
Lösung von den Glycopeptidbausteinen (je 250 mg, 0.27 mmol) in Dimethylformamid (4 ml)
und schüttelt für 30 min bei RT. Die überstehende Lösung wird im Vakuum abgesaugt und
der Kupplungszyklus noch zweimal wiederholt.
Reaktionsgefäß 1: pro Zyklus Verbindung 16 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 2: pro Zyklus Verbindung 48 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 3: pro Zyklus Verbindung 58 (250 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Reaktionsgefäß 4: pro Zyklus Verbindung 80 (245 mg, 0.27 mmol)
Dimethylformamid (4 ml)
30 min
Nach Reaktionsende wird die überstehende Lösung abgesaugt und die Reaktionsgefäße 1-4
analog AAV 6 mit einer Lösung von Acetanhydrid in Methanol (10-vol%ig, 4 ml) für 60 min
geschüttelt. Im Anschluß wird das Harz ausgiebig mit Methanol und Dimethylformamid ge-
waschen und im Vakuum getrocknet.
Analyse der Festphasenbibliothek
1. Gewichtszunahme
Auswaage der Reaktionsgefäße 1-4: 2.6765 g
Einwaage des unbeladenen Harzes: 1.2339 g
Massenzuwachs: 1.4426 g (53.9%)
2. NMR-Spektroskopie
In eine Glassäule (5 ml Volumen) werden 100 mg des beladenen Harzes der Festphasenbi-
bliothek eingewogen und für 45 min mit einer Lösung von TFA in Methylenchlorid (95-

Experimenteller Teil 166
vol%ig, 4 ml) geschüttelt. Nach Reaktionsende saugt man die Lösung ab, konzentriert sie im
Vakuum auf und koevaporiert der Rückstand mehrfach mit Toluol.
Ausbeute: 38 mg
13
C-NMR (CDCl3 ): δ = 101.6 (C-1 Galactose), 100.8 (C-1 Glucose), 97.4 (C-1 Mannose),
73.9 (C-3 C-Glucosid).
3. Massenspektrometrie
Aus den Reaktionsgefäßen 1-4 werden jeweils 50 mg entnommen und in einer Glassäule (5
ml Volumen) mit einer Lösung von Trifluoressigsäure in Methylenchlorid (95-vol%ig, 4 ml)
für 45 min geschüttelt. Die Reaktionslösung wird im Vakuum abgesaugt, eingeengt und
mehrfach mit Toluol koevaporiert.
ESI-MS für Produkt 1: C 106H 145N 9O 48(m/z = 2311.92): 2314.3 [M+H] + , 2336.3 [M+Na] +
ESI-MS für Produkt 2: C 107 H 147 N 9 O 49 (m/z = 2341.93): 2344.3 [M+H] + , 2366.3 [M+Na] +
ESI-MS für Produkt 3: C 108H 149N 9O 50(m/z = 2371.94): 2374.4 [M+H] + , 2396.4 [M+Na] +
ESI-MS für Produkt 4: C 109 H 151 N 9 O 51 (m/z = 2401.95): 2404.4 [M+H] + , 2426.4 [M+Na] +
ESI-MS für Produkt 5: C 110H 153N 9O 52(m/z = 2431.96): 2434.4 [M+H] + , 2456.4 [M+Na] +

Zusammenfassung 167
6 Zusammenfassung
Die erste Zielsetzung dieser Arbeit war es, ein einfaches und effektives Synthesekonzept für
die Darstellung von neo-Glycosylaminosäurebausteinen zu entwickeln, die als Ausgangsver-
bindungen für den Aufbau neo-Oligoglycopeptide dienen sollten. Die allgemeine Struktur
der neo-Glycosylaminosäurebausteine gliederte sich in einen Zuckerrest, einen Spacer und
eine trifunktionelle Aminosäure. Am Beispiel der Glucose wurde ausgehend von 2,3,4,6-Te-
tra-O-acetyl-β-D-glucopyranosylbromid (1) unter Katalyse von Quecksilbersalzen nach Hel-
ferich der Z-Aminopentanolspacer (2) glycosyliert und nach hydrogenolytischer
Deblockierung der Aminofunktion mit einem Pentafluorphenol-aktivierten, orthogonalge-
schützten Asparaginsäurederivat (6),(9) oder (13) zum fertigen Baustein umgesetzt.
AcO
AcO
1
AcO
AcO
OAc
O
OAc
Br
OAc
2, Hg-Katalyse
O
OAc
O
7 : R1 = Bn, R2 = Boc
10: R1 = Bn, R2 = Z
14: R1 = t Bu, R2 = Fmoc
AcO
AcO
92-97%
Dieses Synthesekonzept konnte analog zum Beispiel der Glucose auf weitere O-Glycoside
wie Galactose, Mannose und 2-Amino-2-desoxy-glucose angewandt werden. Durch geringe
Modifikationen gelang es auch Aminozucker, wie z. B. die 1-Amino-1-desoxy-β-D-cellobio-
se, und C-Glycoside, wie die nicht zu den natürlichen Zuckern zählende 3,7-Anhydro-2-des-
oxy-D-glycero-D-gulooctonsäure, zugänglich zu machen. Im Falle der C-Glucoside wurde
auf einen zusätzliches Spacermolekül verzichtet, statt dessen wurde als Aminosäure Fmoc-
Lysin über die Aminofunktion der C-4 Seitenkette mit der Pentafluorphenol aktivierten 3,7-
Anhydro-2-desoxy-D-glycero-D-gulooctonsäure (73) umgesetzt, und erneut zur späteren
OAc
3
37%
O
OAc
1. Deblockierung
2. Kupplung
H
N
O
O NHZ
PfpO
COOR 1
NHR 2
O
COOR 1
NHR 2
6 : R1 = Bn, R2 = Boc
9 : R1 = Bn, R2 = Z
13: R1 = t Bu, R2 = Fmoc

Zusammenfassung 168
Glycopeptidsynthese mit Pentafluorphenol verestert.
AcO
AcO
73
OAc
O
OAc
Die Darstellung eines dimeren Glycopeptides gelang zunächst durch Kombination eines Glu-
cosylbausteines (18) mit einem aminofreien Galactosylbaustein (36) nach Pentafluorphe-
nolester-Methode, welche die mit Abstand besten Ausbeuten lieferte.
AcO
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
OAc
AcO
36
18
OAc
OAc
OAc
COOPfp
O
OAc
OAc
O
1. Fmoc-Lys
2. PfpOH/DCC
OAc
AcO
AcO
O
OAc
O
OAc
O
O
O
O
107
78%
80
84%
OAc
Im Hinblick auf die spätere Verwendung als leicht zugängliche Kohlenhydratmimetika,
konnten durch NMR-spektroskopische Analysen (NOESY/ROESY-Experimente) der Kon-
formation des entschützten Dimerglycopeptides (107) in Lösung eine räumliche Nähe der
+
O
OAc
EE, 12 h
H
N
O
H
N
H
N
O
H
N
H
N
O
O
O
O
NH 2
O
COOPfp
NHBoc
NH
CO
OBn
OBn
NHBoc
NHFmoc
COOPfp

Zusammenfassung 169
beiden Zuckerreste nachgewiesen werden. Gestützt wurden diese experimentellen Befunde
durch molekulare Konformations-Nährungsrechnungen am Computer, die es ferner erlaubten
auch strukturelle Variationen im Aufbau der Glycopeptide zu simulieren.
Im zweiten Teil der Arbeit galt es nun das erstellte Synthesekonzept und die Erfahrungen bei
der Darstellung der Glycopeptide in Lösung auf einen polymeren Festphasenträger zu trans-
feriert. Dazu wurden zunächst die verschiedenen Glycosylaminosäurebausteine in die ent-
sprechenden Pentafluorphenolester (Ausbeute 86-98%) umgeschützt und an ausgewählte
Trägerharze gekoppelt. Nach diversen Vorversuchen konnte am Beispiel des Rinkamid-AM-
(131), Rinkamid-MBHA- (139) und vorfunktionalisierten Wang-Ala-Fmoc-Harz (145) die
Synthese von dimeren und trimeren Glycopeptide durchgeführt werden. Dabei wurde nach
einem festen Protokoll die Fmoc-Gruppe abgespalten und zur quantitativen Berechnung des
Beladungsgrades mittels UV-Spektroskopie herangezogen. Durch wiederholte Umsetzung
mit den entsprechenden Glycosylaminosäurebausteinen (16, 48, 58), Deblockierung und
schließlich der Abspaltung vom Trägerharz konnte unter anderem das Triglycopeptid
(138)dargestellt werden.
AcO
AcO
AcO
AcO
OAc
AcO
131
NHFmoc
1. Deblockierung
OAc
O
AcO
2. Umsetzung mit
AcO
1. Deblockierung
O
OAc
16
OAc
OAc
O
H
N
O
COOPfp
NHFmoc
O
OAc
O
2. Umsetzung mit
AcO
OAc
48
OAc
1. Deblockierung
OAc
O
AcO
2. Umsetzung mit
AcO
58
Abspaltung vom Trägerharz
O
O
O
H
N
O
H
N
O
COOPfp
NHFmoc
O
COOPfp
NHFmoc
OAc
O
OAc
O
OAc
OAc
138
72%
OAc
O
O
O
O
H
N
H
N
H
N
O
O
O
NH
CO
NH
CO
NH 2
NHFmoc

Zusammenfassung 170
Die praktische Anwendung des übertragenen Synthesekonzeptes zu Darstellung von Gly-
copeptiden an polymeren Trägern konnte im dritten Teil der Arbeit durch die kombinatori-
sche Synthese einer Glycopeptidbibliothek aus 256 Komponenten bestätigt werden. Dazu
wurden vier neo-Glycopyranosylaminosäurebausteine (16, 48, 58, 80) zusammen mit dem
mit Fmoc-Alanin vorbeladenem Wang-Harz (145) nach der split-and-combine-Methode in
vier Reaktionsgefäßen, mit einer Gesamtausbeute von 54% aller 256 Komponenten, zu der
Tetraglycopeptidbibliothek umgesetzt.
OAc
O
AcO COOPfp
AcO
16
OAc
O
H
N
O
O
NHFmoc
OAc
AcO
O
AcO
O
COOPfp
AcO
58
O
H
N
O
NHFmoc
O
145
AcO
OAc
AcO
AcO
OAc
48
O
O
OAc
OAc
80
O
O
OAc
O
NHFmoc
O
H
N
H
N
O
O
COOPfp
NHFmoc
COOPfp
NHFmoc

Literatur 171
7 Literatur
[1] D. Voet, J. G. Voet, Biochemie, VCH Verlagasgesellschaft, Weinheim, 1992, 251-307.
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Ich versichere, daß ich die von mir vorgelegte Dissertation selbstständig angefertigt, die be-
nutzten Quellen und Hilfsmittel vollständig angegeben und die Stellen der Arbeit - ein-
schließlich Tabellen, Karten und Abbildungen -, die anderen Werken im Wortlaut oder dem
Sinn nach entnommen sind, in jedem Einzelfall als Entlehnung kenntlich gemacht habe; daß
diese Dissertation noch keiner anderen Fakultät oder Universität zur Prüfung vorgelegen hat;
daß sie - abgesehen von unten angegebenen Teilpublikationen - noch nicht veröffentlicht
worden ist sowie, daß ich eine solche Veröffentlichung vor Abschluß des Promotionsverfah-
rens nicht vornehmen werde.
Die Bestimmungen dieser Promotionsordnung sind mir bekannt. Die von mir vorgelegte Dis-
sertation ist von Prof. Dr. Thomas Ziegler betreut worden.
Teilpublikationen:
In Vorbereitung.

Lebenslauf
Name: Dirk Röseling
Geboren: 26.04.1971 in Brühl bei Köln
Eltern: Heinrich Röseling
Helga Röseling, geb. Weingartz
Schulen: 1977-1981 Josef-Schaeben-Grundschule Weilerswist
1981-1990 Emil-Fischer-Gymnasium Euskirchen
Mai 1990 Abitur (Allgemeine Hochschulreife)
Wehrdienst: Juni 1990-Juni 1991 (Sanitätsstaffel Heeresfliegerkommando 3, Mendig)
Studium: Oktober 1991 Beginn des Chemiestudiums an der Universität zu Köln
Juli 1994 letzte Diplomvorprüfung
Februar 1997 letzte Diplomhauptprüfung
März 1997- September 1997
Diplomarbeit bei Prof. Dr. T. Ziegler über „Synthese von Glycosyl
aminosäuren als Bausteine zum Aufbau einer Glycopeptidbibliothek“
Januar 1998
Beginn der Doktorarbeit bei Prof. Dr. T. Ziegler

Abstract
Durch die Anwendung eines am Beispiel der Glucose entwickelten Synthesekonzeptes zur
Darstellung von neo-Glycopyranosylaminosäurebausteinen, wurde eine neue, flexible Klasse
von neo-Glycopeptiden zugänglich. Der allgemeine Aufbau der neo-Glycopyranosylamino-
säurebausteine setzt sich aus einer trifunktionellen Aminosäure (Asparaginsäure oder Lysin),
einem Aminopentylspacer und einem Zuckerrest (Glucose, Galactose, Mannose, N-Acetyl-
Gluosamin, 2-(b-D-Glucopyranosyl)-essigsäure, 1-Amino-1-Desoxy-b-Cellobiose) zusam-
men. Die synthetisierten Bausteine ließen sich unter Verwendung der Pentafluorphenol-Pep-
tidknüpfungsmethode mit Ausbeuten zwischen 85-93 % zu oligomeren neo-Glycopeptiden
umsetzten. Die NMR-spektroskopische Konformationsanalyse (ROESY/NOESY) eines ent-
schützten neo-Diglycopeptides in Lösung ergab eine räumliche Nähe zwischen den Zucker-
resten innerhalb des Moleküls und konnte durch computergestützte Nährungsrechnungen
(MacroModel 6.5) verifiziert werden. Das Ergebnis eröffnet die Möglichkeit die Klasse der
neo-Glycopeptide als Kohlenhydratmimetika einzusetzen.
Zur Steigerung der Flexibilität und Diversität wurde das Synthesekonzept auf die Festphase
(Wang- bzw. Rink-Amid-AM-Harz) transferiert. Die Gesamtausbeuten der Synthesen von
neo-Di- bzw. neo-Triglycopeptiden lagen über 90 %. Die Praxistauglichkeit des Synthese-
konzeptes auf der Festphase konnte durch die Darstellung einer Glycopeptidbibliothek aus
256 Komponenten bestätigt werden. Dazu wurden vier Glycopeptidbausteinen nach der kom-
binatorischen Split/Mixed-Methode am Wang-Ala-Fmoc-Harz, mit einer Gesamtausbeute
von 54 % aller 256 Komponenten, umgesetzt.

Abstract
Through the use of a new synthesis concept, that was developed for instance with D-glucose,
we were able to prepare neo-glycopyranosylaminoacid-buildung blocks, a new flexible class
of neo-glycopeptides. The general structure for a neo-glycopyranosylaminoacid-building
block consits of a trifunctional amino acid (aspartic acid, lysin), an aminopentylspacer and a
sugar unit (D-glucose, D-galactose, D-mannose, N-acetyl-D-glucosamine, 2-(b-D-glucopy-
ranosyl)-aceticacid, 1-amino-1-desoxy-b-D-cellobiose). The synthesized building blocks al-
lowed to transfer them into oligo-neo-glycopeptides by using the pentafluorphenolester-
peptide coupling method with a yield of 85-93 %. The conformational analysis of the NMR-
spectroscopic data (ROESY/NOESY) of a deprotected neo-diglycopeptide in solution resul-
ted in the neighbourhood of the two sugar units through space; further more computational
based calculation (macromodel 6.5) verify the threedimensional structure. The results open
up the possibility to use this class of neo-glycopeptides as carbohydrate mimetics.
The synthesis concept was transfered on solid phase (Wang-resin, Rinkamid-AM-resin) to
gain more flexibility and higher diversity. The overall yield was above 90 % for the synthesis
of neo-di- or neo-triglycopeptides. To proof the use of the synthesis concept on solid phase
we decided to generate a glycopeptide library with 256 components. For that purpose four
building blocks was combined in order to the combinatorial split and combine method on
Wang-Ala-Fmoc-resin, wich lead to an overallyield of 54 % for all 256 components.