Grundkurs Tierphysiologie - Institut für Biologie und Neurobiologie ...

Grundkurs Tierphysiologie
Kursanleitung für den Teil Neurobiologie
Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie
der Freien Universität Berlin
Institut für Biologie
WS 2006/2007

Inhaltliche Übersicht:
Vorbemerkungen ............................................................................................................ 1
Erfolgskontrolle .............................................................................................................. 5
Literatur .......................................................................................................................... 6
Statistische Grundbegriffe .............................................................................................. 7
Ringer-Lösungen ............................................................................................................ 10
Grundlagen der elektrophysiologischen Messtechnik und der
Erregungsbildung im Nervensystem ............................................................................... 13
1. Versuchstag:
Extrazelluläre Ableitung von Aktionspotentialen eines identifizierten Neurons vom
Bauchmark der Wanderheuschrecke ............................................................................. 33
2. Versuchstag:
Computersimulation von Nervensignalen ....................................................................... 37
3. Versuchstag:
Auslösung und Erregungsleitung von Aktionspotentialen im Bauchmark
des Regenwurms, Lumbricus terrestris .......................................................................... 44
4. Versuchstag:
Funktionsweise eines Mechanorezeptors:
Der Flügelstreckrezeptor der Wanderheuschrecke ......................................................... 53
5. Versuchstag:
Farbensehen (Psychophysische Experimente zum Farbensehen) ................................. 61
6. Versuchstag:
Simulation neuronaler Netzwerke (für Bioinformatiker) ................................................... 76

Vorbemerkung
Das Tierphysiologische Grundpraktikum mit seinen Teilen Verhaltensbiologie, Neurobiologie
und Stoffwechselphysiologie ist eine integrierte Lehrveranstaltung, die Sie mit verschiedenen
Lern- und Lehrformen (Vorlesung, Seminar, Praktikum) mit dem Thema vertraut macht.
Die VORLESUNG "Einführung in die Neurobiologie" (Di, Do, Fr, 13.15 – 14.00 Uhr, Großer
Hörsaal der Pflanzenphysiologie, Königin-Luise-Str. 12-16) ist Bestandteil des "Grundkurses
Tierphysiologie, Teil Neurobiologie", und ihr Besuch ist für alle Teilnehmer an diesem Grundkurs
verpflichtend!
Beginn der Vorlesung Teil Verhalten: 19.10.06
Beginn der Vorlesung Teil Neurobiologie: 14.11.06
Beginn der Vorlesung Teil Biochemie u. Stoffwechselphysiologie: 09.01.07
Nach einer Einführung in die Morphologie und Anatomie von Nervensystemen, Neuronen
und Gliazellen werden die wichtigsten physiologischen Grundlagen besprochen. Danach
werden die Phänomene von Membranruhepotentialen und Aktionspotentialen sowie die
aktiven und passiven Mechanismen elektrischer Fortleitung behandelt. Wichtig für die
Funktion des Nervensystems sind die Kontaktstellen zwischen den Neuronen, die Synapsen,
deren Bau sowie Modulierbarkeit ausführlich besprochen werden. Welche intrazellulären
Signalkaskaden durch Transmitter in Zielzellen ausgelöst werden, ist ebenfalls Gegenstand
dieser Vorlesung. Ausführlich werden dann motorische Systeme wie Muskeln und ihre
Ansteuerung sowie sensorische Systeme besprochen. Hier werden Schwerpunkte auf
visuelle, mechanorezeptive und chemosensorische Systeme gelegt. Abschließend werden
dann die integrativen Funktionen und höheren Leistungen des Nervensystems wie Lernen
und Gedächtnis besprochen.
Literatur:
Clauss, W., Clauss, C. Tierphysiologie kompakt. Elsevier-Spektrum 2007
Dudel, Menzel, Schmidt, Neurowissenschaft, Springer
Kandel, Schwarz, Jessell, Neurowissenschaften, Spektrum
Nicholls, Martin, Wallace, Vom Neuron zum Gehirn, Fischer
Den Nebenfachstudenten und den Bioinformatikern empfehlen wir:
Reichert, H., Neurobiologie, Thieme Verlag, Stuttgart 2000
Zusätzliche Informationen zu den Vorlesungen inklusive Folienmaterial erhalten Sie über das
Internet. Rufen Sie dazu die Homepage der Neurobiologie auf (www.neurobiologie.fuberlin.de)
und klicken dann am linken Bildschirmrand unter Wintersemester auf die Infos der
entsprechenden Vorlesung.
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Die SEMINARE zu jedem Praktikumstag dienen dazu, die für die praktische Arbeit dringend
notwendige Mindestkenntnis aus dem in der Vorlesung theoretisch Erarbeiteten noch einmal
zusammenzustellen und Ihre Fragen zum Vorlesungsstoff zu beantworten. Außerdem gibt
Ihnen das Seminar darüber hinaus die Möglichkeit, alle Fragen zu behandeln, die sich im
Verlauf der eigenen Beschäftigung mit dem Stoff ergeben haben. Davon sollten Sie regen
Gebrauch machen.
Der Besuch des Seminars ist ebenfalls Pflicht! Die Anwesenheit wird überprüft.
Im PRAKTIKUM werden Sie mit der Experimentierweise der Neuro- und Verhaltensbiologie
bekannt gemacht, können selbst elektrische Potentiale von Nervenzellen und Sinneszellen
ableiten, Simulationen am Computer durchführen und Verhaltensweisen von Tieren
beobachten und quantifizieren. Bitte wenden Sie sich bei auftauchenden Problemen an
einen der Betreuer (auch außerhalb des Versuchstages; Zeit vereinbaren!).
Eine Bitte: Verlassen Sie nach Abschluß eines Versuchs den Arbeitsplatz nicht, ohne
ihn gesäubert und aufgeräumt zu haben!! Es finden 10 parallele Kurse statt, nicht nur
ihrer.
Einige Gedanken zur Tierversuchsproblematik
Obwohl es heute möglich ist, Experimente zu Lehrzwecken am Computer zu simulieren, was
wir übrigens auch in unserem Praktikum durchführen, hat diese Art der "Praktikumsexperimente"
ihre eigene Problematik. Es entfällt damit nämlich die eigene Erfahrung mit dem
Arbeiten am biologischen Objekt. Es ist daher notwendig, daß die Untersuchung des
Nervensystems eines Tieres auch Experimente am lebenden Organismus beinhaltet. Ein
Ausweichen auf Präparate von Teilen des Nervensystems, die natürlich dem vorher getöteten
Tier entnommen werden müssen, ist in Einzelfällen möglich. Für neurobiologische
Fragestellungen, die das Gesamtsystem betreffen, muß auch am ganzen Tier experimentiert
werden. Oberste Leitlinie für den Tierversuch muß sein, den Versuch vor Beginn des Experiments
so gut wie möglich zu planen, um dem Tier möglichst wenig Schmerzen zu bereiten
und die Zahl der Tierversuche so gering wie möglich zu halten. Solange die wissenschaftliche
Lehre ein forschendes Lernen ist, halten es die Lehrveranstalter für erforderlich, daß
Sie einmal während des Studiums Tierversuche kennenlernen und durchführen. Während
des Praktikums machen Sie zwei Tierversuche (am 1. Tag Ableitung eines Interneurons bei
der Heuschrecke und am 3. Tag Versuche am Regenwurm), während bei dem übrigen
Versuch (Streckrezeptor bei der Heuschrecke) das Tier vorher getötet wurde. Für diese Tierversuche
werden wirbellose Tiere verwendet, bei denen Schmerzrezeptoren nicht nachgewiesen
und trotz intensiver Suche nicht gefunden wurden. Vielerlei Gründe, die wir Ihnen
2

dann während des Praktikums gerne ausführlich auseinandersetzen, lassen den Schluß zu,
daß wirbellose Tiere keinen Schmerzsinn bzw. keine Schmerzempfindungen, so wie wir es
verstehen, besitzen. Diesem Umstand ist es u.a. zuzuschreiben, daß Tierversuche an
wirbellosen Tieren nicht genehmigungspflichtig sind. Das Tierschutzgesetz in seiner Neufassung
vom 18. August 1986 verpflichtet Sie und uns dennoch, über jeden Tierversuch ein
Protokoll anzufertigen. Im übrigen empfehlen wir Ihnen dringend, sich mit den Bestimmungen
des Tierschutzgesetzes (Fassung vom 18. August 1986) und den allgemeinen
Verwaltungsvorschriften zur Durchführung des Tierschutzgesetzes (vom 28. Juli 1987)
vertraut zu machen.
Noch ein Gedanke zum Schluß dieser Vorbemerkung: Zur Präparation können auch wirbellose
Tiere "betäubt" werden. Dies geschieht in unserem Praktikum durch Herabkühlen der
Körpertemperatur (Kühlschrank oder auf Eis; ca. 15 min.). Gelegentlich werden Insekten
auch durch CO 2 -Gabe betäubt.
Der Einsatz von lebenden Tieren für Ihre praktische Arbeit verpflichtet Sie und uns, den
größtmöglichen Erkenntnisgewinn aus jedem Experiment zu ziehen und die größtmögliche
Sorgfalt beim Umgang mit unseren Versuchstieren walten zu lassen. Helfen Sie uns dabei
mit Ihrer konzentrierten Mitarbeit.
Geräte: Bitte Vorsicht bei der Handhabung der z.T. kostspieligen Apparate und der
Computer. Lassen Sie sich die Apparate zunächst von den Betreuern erklären. Im Bereich
der Neurobiologie dient der erste Kurstag speziell der Einführung in die Benutzung der
wichtigsten Geräte und dem Kennenlernen des grundlegenden Versuchsaufbaus.
Präparierbesteck: Folgende Utensilien sind mitzubringen: Präparierbesteck (grobe Schere,
feine Schere, grobe und feine Pinzette, Stecknadeln), Millimeterpapier, Lineal, Taschenrechner,
Protokollheft DINA4, Bleistifte, Buntstifte, Radiergummi, Spitzer, Filzschreiber.
Protokolle: Über jeden der Praktikumstage fertigen Sie ein Gruppenprotokoll an, das so
knapp wie möglich und leserlich abgefaßt werden soll. Da Sie in 3er-Gruppen arbeiten,
raten wir Ihnen dringend, dieses Gruppenprotokoll in wirklicher Gemeinschaftsarbeit anzufertigen
und dieses vor Abgabe miteinander zu besprechen. Ungünstig auf die Protokolle
wirkt sich aus, wenn nur eine Person der Dreiergruppe das Protokoll anfertigt, oder die
Erstellung auf die Einzelpersonen aufgeteilt wird und das Protokoll dann ohne gemeinsame
Diskussion zusammengesetzt wird. Da das Protokoll eine wesentliche Grundlage unserer
3

Beurteilung Ihrer erfolgreichen Teilnahme am gesamten Grundkurs ist, geben wir Ihnen
folgende Anregungen zur Anfertigung eines Protokolls:
Es ist sinnvoll, sich bei der Gliederung des Protokolls an das Schema wissenschaftlicher
Veröffentlichungen zu halten. Es besteht aus:
• Titelseite (Thema des Kurstages, Namen der Gruppenteilnehmer,
Kurstag, Betreuer, Tutor)
• Einleitung zum Thema des Versuchs
• Material und Methoden
• Ergebnisse (ausführliche verbale und zeichnerische Darstellung)
• Diskussion
In einer Einleitung stellen Sie den theoretischen Hintergrund des Experiments dar. Das
Seminar zu dem Praktikumstag, die Zusammenarbeit mit den Tutoren und unser Skript
werden Sie darüber informieren, welcher Stoff jeweils dazu gehört. Am Ende der Einleitung
formulieren Sie die Fragen, die Sie mit dem (den) Experiment(en) beantworten wollen.
Denken Sie daran, daß die Experimente kein Selbstzweck sind, sondern dazu dienen, Ihre
praktischen Fähigkeiten zu vergrößern und Ihren Erkenntnisgewinn durch praktische Arbeit
zu fördern und zu vertiefen. Sie müssen also schon genau wissen, was Sie mit dem Experiment
aufklären wollen. Im Abschnitt Material und Methoden beschreiben Sie den Versuchsaufbau
und die Hilfsmittel des Experiments (Schaltplan, Geräte, Art der Datengewinnung,
statistische Methoden). Im Ergebnisteil geben Sie ausführlich alle Ergebnisse
wieder, beschreiben den Versuchsverlauf, leiten von einem Teilexperiment zum nächsten
über, beschreiben die Ergebnisse und wählen die jeweils günstigste Form der Darstellung
(Zeichnung, Tabellen, Graphik, Säulendiagramm). Ein besonders wichtiger Abschnitt des
Protokolls ist die Diskussion. Hier zeigen Sie, was Sie das Experiment gelehrt hat,
besprechen Fehlerquellen, vergleichen die Ergebnisse mit dem Lehrbuchwissen und
kritisieren Ihr Vorgehen bzw. den Ansatz des Experiments. Das Protokoll ist damit eine
wichtige Vorübung für die Dokumentation und Präsentation Ihrer eigenen, zukünftigen
wissenschaftlichen Arbeiten. Die Lehrveranstalter werden Ihr Protokoll sehr genau lesen und
mit Ihnen besprechen. Mitunter ergibt sich die Notwendigkeit, daß Sie Ihr Protokoll nochmals
überarbeiten oder neu schreiben. Wir raten Ihnen noch einmal dringend, daß jede/r von
Ihnen den Versuchstag während der Experimente protokolliert, und Sie daraus in einer
Gruppenarbeit ein gemeinsames Protokoll erstellen, zu dem alle 3 Gruppenmitglieder beigetragen
haben. Dieses Protokoll sollten Sie unmittelbar nach Durchführung des Versuchs
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(innerhalb von 3 Tagen) erstellen und zur Durchsicht dem jeweiligen Lehrveranstalter übergeben.
Um der zunehmenden Unsitte, Protokolle aus sogenannten "Altmeistern" oder aus
Protokollsammlungen abzuschreiben, oder ganze Textpassagen ohne Quellenangabe
aus dem Internet zu kopieren, Einhalt zu gebieten, sind Sie verpflichtet, zusammen
mit einem Ausdruck Ihres Protokolls dieses auch als Worddokument an den/die
jeweilige/n Lehrveranstalter/in zu schicken oder auf einer CD abgespeichert
abzugeben. Wir werden Ihre Protokolle mit geeigneten Suchprogrammen stichpunktartig
überprüfen. Solle Ihnen ein Betrug nachgewiesen werden, führt dies dazu, daß
Ihre Teilnahme am Praktikum sofort beendet wird und Sie Gefahr laufen, von der
Universität verwiesen zu werden.
Erfolgskontrolle:
1. Benoteter Schein
2.1 Jedes der Gruppenprotokolle wird benotet, wobei Gelegenheit besteht, nach ausführlicher
Protokollbesprechung mit dem/r Lehrveranstalter/in dieses noch einmal vorzulegen.
Die Gesamtprotokollnote ergibt sich aus dem Mittel der Einzelnoten der 5
Versuchsprotokolle. Jedes einzelne Protokoll muß mit mindestens "ausreichend"
bewertet werden. Die mittlere Note der Protokolle geht in die Endnote mit 30% ein.
2.2 Zusätzlich gibt es am Ende des Teils Neurobiologie eine schriftliche Klausur von 1
Std. Dauer. Gegenstand der Klausur sind die Inhalte der Vorlesung, der Seminare
und des Praktikums. Diese Prüfung muß mit mindestens "ausreichend" bewertet
werden. Es besteht die Möglichkeit zur Wiederholung der Klausur gemaß den
Bestimmungen des Fachbereichs.
Die Gesamtnote setzt sich dann aus dem Mittel der Gesamtprotokollnote und der
Note aus der schriftlichen Klausur zusammen. Bei freiwilliger Wiederholung einer
Klausur gilt: bei zwei Noten Unterschied wird die mittlere Note festgelegt, bei einer
Note Unterschied gilt die bessere Note; und wenn die Wiederholungsnote "nicht
bestanden" heißt, gilt diese nicht. Bei Teilnahme an der Nachklausur wegen "nicht
bestanden" gilt die Note der Nachklausur. Im Falle einer Wiederholungsklausur gilt
die vorangegangene Klausur als nicht durchgeführt.
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Die Gesamtnote des tierphysiologischen Kurses ergibt sich dann aus den jeweiligen
gewichteten Teilnoten (Anteilsgewichtung). Insgesamt ergeben Vorlesung, Seminar
und Praktikum des tierphysiologischen Grundpraktikums, bestehend aus allen Teilen
(Verhaltensbiologie, Neurobiologie und Stoffwechselphysiologie) 14 ECTS-Punkte:
Vorlesung:
Praktikum inkl. Seminar:
3 SWS = 6 ECTS
6 SWS = 8 ECTS
Noten:
grade A excellent hervorragend 1,0 - 1,5
grade B very good sehr gut > 1,6 - 2,0
grade C good gut > 2,1 - 3,0
grade D satisfactory befriedigend > 3,1 - 3,5
grade E sufficient ausreichend > 3,6 - 4,0
grade F fail nicht bestanden > 4,1 - 5,0
Der Termin für die schriftliche Klausur wird während des Praktikums bekannt
gegeben.
Studenten der Bioinformatik nehmen nur am Teil Neurobiologie teil, der um einen 6.
Kurstag und weitere Vorlesungsteile erweitert ist. Bioinfromatikstudenten erhalten 2
ECTS für die Vorlesung und 6 ECTS für das Seminar und Praktikum. Sie haben
neben der o.g. 1-stündigen Klausur eine weitere ½-stündige Klausur über weitere
Inhalte der Vorlesung abzulegen.
Literatur:
Wir geben Ihnen einige Lehrbücher an, die wir zur eigenen Vor- und Nachbereitung
empfehlen. Sie sollten in jedem Fall auch ein allgemeines Lehrbuch der Zoologie (z.B.
Wehner, Gehring, "Allgemeine Zoologie"; Thieme-Verlag) oder Grundstudium Biologie
(Zoologie, K. Munk, Spektrum Verlag) oder der Biologie haben. Darin werden Sie auch
Abschnitte über die Sinnes-, Nerven-, Muskelphysiologie und über die Verhaltensbiologie
finden. Beachten Sie auch die Lehrbücher zu diesem Grundkurs in der Bereichsbibliothek
Biologie im Botanischen Museum (Königin-Luise-Str. 6-8). Die Theorie zum Kurs orientiert
sich an Dudel, Menzel, Schmidt (2001) Neurowissenschaft - Vom Molekül zur Kognition, 2.
Auflage, Springer Verlag Berlin; Eckert, Randall (2002) Tierphysiologie (4. Auflage, Thieme)
und Nicholls, Martin, Wallace (2002) Vom Neuron zum Gehirn. Spektrum Verlag,
6

Heidelberg; Kandel, Schwartz, Jessell (1996) Neurowissenschaften - Eine Einführung,
Spektrum Verlag.
Den Bioinformatikern emfpehlen wir auch: Reichert, Neurobiologie, Thieme-Verlag, Stuttgart
2000.
Wir empfehlen auch die Lehrbücher:
Penzlin, H. (2005): Lehrbuch der Tierphysiologie, 7. Auflage, Spektrum-Verlag, Heidelberg.
Schmidt, R.F., Thews, G. (2004): Physiologie des Menschen. 29. Auflage, Springer-Verlag.
Berlin, Heidelberg, New York.
Erkenntnistheoretische und historische Fragen werden in folgenden interessanten Büchern
angesprochen:
Florey, E. & Breidbach, O. (1993): Das Gehirn - Organ der Seele? Zur Ideengeschichte der
Neurobiologie. Akademie Verlag, Berlin.
Roth, G. (2001): Das Gehirn und seine Wirklichkeit. Suhrkamp, Frankfurt/Main.
Noch ein Wort zur Wissenschaftssprache:
Englisch ist mittlerweile das "Latein der Wissenschaftler", und ohne Kenntnisse der
englischen Sprache ist wissenschaftliches Arbeiten kaum mehr denkbar. Wir empfehlen
Ihnen deshalb, sich auch ein englisches Lehrbuch zuzulegen (z.B. sind einige der angegebenen
deutschen Lehrbücher Übersetzungen von englischen Ausgaben). Die Lehrveranstalter
werden Ihnen dazu gerne Empfehlungen geben.
Statistische Grundbegriffe
Wenn möglich sind alle Messungen mehrfach auszuführen, um einen Begriff von Ihrer
Schwankungsbreite zu bekommen. Meßwerte, die weit aus der Reihe der übrigen herausfallen,
dürfen nicht einfach weggelassen werden. Versuchen Sie durch Diskussion mit einem
Betreuer, die Ursache des Fehlers zu ergründen. Bei Mittelwertbildung ist die Fehlerbreite
durch Angabe des Streuungsmaßes (Standardabweichung) anzugeben. Alle Meßdaten
werden sofort in ein Protokollheft eingetragen (keine einzelnen Schmierzettel benutzen!).
Graphische Darstellungen auf Millimeterpapier auftragen und ins Heft einkleben. Alle
Originalaufzeichnungen und Zwischenrechnungen mit dem Protokoll abgeben.
Aufgrund der Variabilität biologischer Objekte, Schwankungen der Meßbedingungen und
unvermeidlicher Meßfehler streuen die Meßwerte eines untersuchten Parameters stets in
gewissem Maße. Es ergibt sich eine Häufigkeitsverteilung von Daten einer Stichprobe, die in
7

vielen Fällen einer Normalverteilung (Gauß'sche Kurve) entspricht. Sie kann durch
Berechnung des Mittelwertes X und der Standardabweichung s charakterisiert werden.
Beträgt die Anzahl der Meßwerte einer Stichprobe n und bezeichnet man die einzelnen
Meßwerte mit x i (für i = 1 bis n) so gilt für den Mittelwert:
und für die Standardabweichung:
(1)
(2)
Bei der Normalverteilung liegen zwischen X ± 3s 99,9% aller Meßwerte, d.h. die Wahrscheinlichkeit
dafür, daß ein Meßwert, der zu dieser Verteilung gehört, in dem Bereich X ±
3s liegt, ist nahezu p = 1.
Das Verhältnis der Standardabweichung zum Mittelwert wird Variationskoeffizient oder
Variationszahl genannt und mit V bezeichnet.
(3)
Der Variationskoeffizient ist ein relatives, dimensionsloses Streuungsmaß mit dem Mittelwert
als Einheit. Da sein Maximum n-1 beträgt, gibt man auch gern den in Prozent ausgedrückten
relativen Variationskoeffizienten V r an:
(4)
Eine häufig ange- wandte Methode, um etwas über die
8

Abhängigkeit zwischen zwei Merkmalen zu erfahren, ist die Korrelations- und
Regressionsanalyse. Im einfachsten Fall kann zwischen Merkmalen ein linearer funktionaler
Zusammenhang bestehen. Aufgrund von Meßfehlern und der natürlichen Variabilität
biologischer Merkmale (Meßgrößen) kann statt eines funktionalen meist nur ein
stochastischer Zusammenhang zwischen Merkmalen festgestellt werden, d.h. einem
bestimmten Wert eines Merkmals entspricht nicht immer genau ein Wert des anderen
Merkmals. Die aus solchen Messungen in einem Koordinatensystem entstehende Punktwolke
läßt sich aber häufig durch einen stochastischen linearen Zusammenhang mittels
einer Regressionsgeraden beschreiben. Dabei gibt die Korrelation zwischen den beiden
Merkmalen an, ob ein linearer stochastischer Zusammenhang besteht, während die
Regression beschreibt, welcher Zusammenhang besteht.
Die Korrelation kann durch den Korrelationskoeffizienten r geschätzt werden:
Σxy-1/n(Σx)(Σy)
r = (5)
[Σx 2 -1/n(Σx) 2 ][Σy 2 -1/n(Σy) 2 ]
Für 0 < r < 1 besteht ein positiv-linearer Zusammenhang und für -1 < r < 0 ein negativlinearer
Zusammenhang. Für r = 0 sind die beiden Merkmale linear-unabhängig. Funktionale
Zusammenhänge führen zu Werten von r = 1 oder r = -1.
Durch die Regressionsanalyse kann an eine beobachtete Punktewolke eine Regressionsgleichung
angepaßt werden. Bei vorausgesetztem linearen Zusammenhang entspricht diese
der Geradengleichung
y = a + bx (6)
mit folgenden Beziehungen für die Schätzung der Steigung oder des Regressionskoeffizienten
b = [Σxy-1/n(Σx)(Σy)]/[Σx 2 -1/n(Σx) 2 ] (7)
und des Achsenabschnittes
a = (Σy-bΣx)/n (8)
9

Ringer-Lösungen
(Nach Clark: "A practical course in experimental zoology"; Seite 206)
Herstellung:
(1) Man stellt die angegebenen Stammlösungen entsprechender Molarität her (1 molare
Lösung = 1 Mol, Molekulargewicht in Lösung gebracht und in Aqua dest. auf 1 Liter
aufgefüllt).
(2) Mischung: Die Stammlösungen werden in den angegebenen Mengen und in der
Reihenfolge von oben nach unten für die jeweiligen Tierarten gemischt und mit Aqua
dest. auf 1 Liter aufgefüllt.
Stammlösungen Frosch Insekt Regenwurm
NaCl
0,54 M (= 31,56 g/l) 210 ml 290 ml 250 ml
KCL
0,54 M (= 40,26 g/l) 6,5 ml 5,0 ml 5,0 ml
MgCl 2
0,36 M (= 34,28 g/l) -- -- 1,0 ml
NaHCO 3
0,54 M (= 45,37 g/l) 4,5 ml -- --
CaCl 2
0,36 M (= 39,95 g/l) 5,0 ml 5,0 ml 5,0 ml
Wichtiger Tip: Erst die angegebenen Mengen von NaCl, KCL, MgCl 2 und NaHCO 3
zugeben, dann mit Aqua dest. fast bis auf 1 l verdünnen (z.B. bis ca.
900 ml), dann das CaCl 2 zugeben und schließlich bis genau auf die
1l-Eichmarke auffüllen.
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Grundlagen der elektrophysiologischen Meßtechnik
Bevor Sie mit dem ersten Versuch beginnen, sollten Ihnen drei in der Elektrophysiologie
sehr häufig verwendete Geräte vorgestellt werden, nämlich Oszilloskop, Differenzverstärker
und Reizgerät. In der Kürze der zur Verfügung stehenden Zeit sollten Sie wenigstens die
prinzipielle Funktionsweise dieser Geräte sowie ihre Bedienung kennenlernen. Sie werden
diese Geräte im weiteren Verlauf des Praktikums benutzen.
Seit dem Wintersemester 2002/2003 haben wir neue Versuchsaufbauten, bei denen die
elektrischen Spannungssignale nicht mehr mit einem Oszilloskop aufgezeichnet werden,
sondern mittels eines Analog-Digital Wandlers (AD-Wandler, CED = Cambridge Electronic
Design) sofort in den Computer eingelesen werden. Ein speziell entwickeltes Programm
(Spike II) zeigt dann auf dem Bildschrim des Monitors, ähnlich wie auf dem Bildschrim des
Oszilloskops, den Verlauf der gemessenen Spannungen gegenüber der Zeit. Bis zu 8
Kanäle können so am Computer gleichzeitig aufgezeichnet werden.
Analog-Digital-Wandler
Alle im Kurs zu analysierenden elektrophysiologischen Daten werden differentiell verstärkt.
Der Ausgang des Differenzverstärkers liefert die gemessenen Spannungsänderungen als
analoge Wellenform. Die Datenauswertung soll aber Computer gestützt erfolgen. Daher
müssen die analog akquirierten Daten in einen binären Code übersetzt (digitalisiert) werden,
um sie dann mit Hilfe eines PC einlesen, speichern und auswerten zu können. Hierzu wird
im Kurs ein Analog-Digital-Wandler der Firma Cambridge Electronics Design (CED)
verwendet. Mit Hilfe dieses Gerätes können auf 5 parallelen Kanälen (Ports 0 bis 4)
gleichzeitig analoge in digitale Daten umgewandelt werden. Darüber hinaus besitzt das
Gerät Trigger-Eingänge, um die Analog-Digital-Wandlung an ein externes Trigger Signal zu
koppeln.
Bei der Analog-Digital-Wandlung wird die kontinuierliche, analoge Wellenform mit einer
bestimmten Rate (Sampling Rate) in digitale Datenpunkte übersetzt. Je höher die Sampling
Rate, desto mehr digitale Datenpunkte pro Zeiteinheit werden verwendet, um den Verlauf
der analogen Wellenform wiederzugeben. Trotzdem sollte die Sampling Rate nicht zu hoch
eingestellt werden, da die Dateien dann zu viel Speicherplatz einnehmen. Ein guter
Kompromiss für extrazelluläre Ableitungen liegt bei Sampling Raten von 10kHz.
11

I. Differenzverstärker
Die auftretenden Spannungsänderungen biologischer Signale sind sehr klein und müssen
deshalb verstärkt werden. Bei intrazellulären Messungen, bei denen man mit einer Glasmikroelektrode
in die Nervenzelle einsticht, mißt man die Differenz zwischen dem Potential
innen (Zellinneres) und außen (Extrazellularraum bzw. Badflüssigkeit). Ist die Nervenzelle "in
Ruhe", heißt das so gemessene Membranpotential "Ruhepotential". Für solche Messungen
müssen sogenannte Gleichspannungsverstärker (auch DC- oder Mikroelektrodenverstärker)
mit hohem Eingangswiderstand (warum?) benutzt werden. Solche für intrazelluläre
Ableitungen geeigneten Verstärker lernen Sie dann kennen, wenn Sie sich zu
einem Fortgeschrittenenpraktikum in der Neurobiologie entschließen.
Alle Ableitungen, die in diesem Praktikum vorgenommen werden, sind extrazellulär. Anstatt
Elektroden in einzelne Nervenzellen einzustechen, werden einzelne Nerven oder dicke
Nervenstränge über Hakenelektroden aus Silber-, Kupfer- oder Stahldrähten gelegt und die
extrazellulär auftretenden Spannungsänderungen gemessen. Diese Spannungsänderungen
rühren von den Ionenflüssen her, die im extrazellulären Medium dann auftreten, wenn über
die verschiedenen Axone eines Nervens Aktionspotentiale fortgeleitet werden. Gemessen
wird die Summe aller zu einem Zeitpunkt auftretenden Spannungsänderungen, d.h. es
handelt sich dabei um sog. Summenpotentiale. Die auftretenden Spannungsänderungen
bei extrazellulären Ableitungen sind sehr klein (im Bereich von µV) und müssen deshalb oft
bis 1000-fach verstärkt werden (Verstärkungsfaktoren gängiger Geräte: 10, 100, 1.000,
10.000). Jede biologische Meßkette stellt dem Stromfluß eine Reihe von Widerständen
entgegen, an denen Spannungen anliegen, z.B. Membranwiderstand, Elektrodenwiderstand
und Eingangswiderstand des Meßgerätes.
Gemessen werden kann die Spannung nur über R 2 (= Eingangswiderstand des Meßgerätes),
sodaß es wünschenswert sein muß, daß U 2 möglichst groß und U 1 möglichst klein
13

gehalten wird (U o ist ja die Spannung, welche die "biologische Batterie", die Nervenzelle,
liefert und die wir messen wollen). Dies erreicht man dadurch, daß R 2 viel größer als R 1
gemacht wird, denn es gilt:
U o = U 1 + U 2 = U o . (R 1 /(R 1 +R 2 ) + R 2 /(R 1 +R 2 ))
(siehe Hilfen Seite 26)
Betrachtet man sich in der Formel die Brüche, so sieht man sofort,
daß bei großem R 2 der erste Bruch R 1 /(R 1 +R 2 ) gegen Null und der zweite Bruch
R 2 /(R 1 +R 2 ) gegen 1 geht.
Da der Eingangswiderstand von Oszilloskopen oder dem Analogeingang des A/D Wandlers
(dem Meßgerät, mit dem man Spannungsänderungen sichtbar machen kann) 1MΩ (10 6 Ω)
ist, braucht man Verstärker, welche einen hohen Eingangswiderstand und einen niederen
Ausgangswiderstand besitzen. Deshalb sagt man auch, daß die von uns benutzten
Verstärker Impedanzwandler sind. Überlegen Sie sich, was passieren würde, wenn Sie die
biologische Spannung direkt mit dem Oszilloskop ohne Vorschaltung eines Verstärkers
messen wollten (R 1 = 100 MΩ Membranwiderstand + Elektrodenwiderstand, R 2 = 1MΩ
Eingangswiderstand Oszilloskop).
Im Praktikum wird ein sogenannter differentieller AC-Verstärker benutzt, bei dem man zwei
Hakenelektroden (U 1 und U 2 ) benutzt, die in den + und - Eingang des Verstärkers führen.
Läuft nun ein Aktionspotential über die beiden Hakenelektroden, erhält man als
Ergebnis ein sog. biphasisches Potential
und man sagt auch, man mache eine bipolare Ableitung. Benutzt man nur eine Hakenelektrode,
wird der Eingang des Verstärkers auf Masse gelegt (geerdet), so führt man eine
monopolare Ableitung durch und erhält ein monophasisches Potential
14

Jeder Verstärker braucht ein Bezugspotential, relativ zu dem alle anderen Potentiale
bestimmt werden: die sogennannte Erde oder Masse. In der Technik werden fast alle
Spannungen gegenüber der tatsächlichen Erde erzeugt und gemessen. Das wird im
Versuch realisiert, indem alle Geräte und das Präparat auf einen gemeinsamen Erdpunkt
gelegt werden.
Bedingt durch die hochempfindlichen Meßeinrichtungen treten eine Reihe von Störungen bei
den elektrophysiologischen Ableitungen auf, die von anderen elektromagnetischen Quellen
kommen und die die Messungen beeinträchtigen. Die Kursräume sind erfüllt von elektromagnetischen
Wechselfeldern hoher (Radiosender) und niedriger (Lichtnetz) Frequenzen,
die in allen Leitern, also auch in den Meßleitungen und im biologischen Präparat, Wechselspannungen
erzeugen. Solche Spannungen überlagern als "hochfrequentes Rauschen" (HF)
bzw. "Netzbrumm" (50 Hz Wechselstrom) das biologische Signal, das dem Verstärker zugeführt
wird. Weniger aufwendig, als den ganzen Versuchsaufbau in einen Faradaykäfig zu
stellen, ist es, die Meßleitungen abzuschirmen und die Abschirmung mit den Gehäusen der
Meß- und Reizgeräte, welche ja geerdet sind, zu verbinden. Die trotz der Abschirmung
eingestreuten hochfrequenten Störsignale können durch den im Vorverstärker eingebauten
Tiefpaßfilter weggefiltert werden (Aktionspotentiale werden in ihrer Form kaum verfälscht,
wenn Frequenzen > 10 kHz herausgefiltert werden). Ebenso können auch im unteren
Bereich störende Frequenzen herausgefiltert werden (z.B. < 100 Hz). Durch die Kombination
von Hochpaß- und Tiefpaßfilter erhält man einen Bandpaßfilter, der Frequenzen nur innerhalb
des eingestellten Bereiches durchläßt.
Die niederfrequenten 50 Hz Störsignale aus dem Lichtnetz sind oft so stark, daß sie durch
Filter allein nicht beseitigt werden können. Es muß dann differentiell abgeleitet werden, wenn
man nicht in einem Faradaykäfig arbeiten kann (der wie eine große Abschirmung wirkt).
Für den Differenzverstärker gilt also (siehe auch Abb. 4):
U 1 - U 2 = U o (Ausgangsspannung, welche mit dem Oszilloskop aufge-
zeichnet wird)
15

Liegt auf beiden Hakenelektroden die Störung Br (für "Brumm") dann gilt:
(U 1 + U Br ) - (U 2 + U Br ) = U o (U Br hebt sich auf, d.h. der "Brumm" wird eliminiert).
Erfolgreiche Ableitungen lassen sich aber nur dann durchführen, wenn gilt U 1 U 2 , d.h. das
zu messende Signal (das Aktionspotential) darf nicht gleichzeitig an U 1 und U 2 anliegen.
Praktischerweise muß es also zwischen beiden Haken einen Abstand geben.
16

Abb. 4: - Ableitbedingungen
a) Monopolare Ableitung gegenüber Erde; der Brumm wird verstärkt
b) Differentielle Ableitung; der Brumm wird eliminiert.
Da die Stromflüsse um Hakenelektroden sehr komplex sein können, kann man auch öfters
tri- und mehrphasische Potentiale erhalten. Man kann zwar theoretisch ableiten, warum es
zu bestimmten Potentialformen kommt, da aber außer den oben genannten Randbedingungen
noch andere Variablen von Bedeutung sind (z.B. der Zustand des Präparats, die
17

Feuchtigkeit in der Umgebung der Ableitstelle, die Lage der indifferenten Elektrode, die
Übergangswiderstände an den beiden differenten Elektroden), ist es häufig schwierig, im
Experiment einzusehen, warum ein Potential bi- oder triphasisch ist. Unter scheinbar
gleichen Ableitbedingungen treten deshalb im Praktikum alle möglichen Potentialformen auf.
Wir wollen deshalb immer dann von einem extrazellulären Aktionspotential sprechen, wenn
eine abgeleitete Potentialform möglichst reproduzierbar auftritt und in der Höhe nicht
graduiert ist (mit Ausnahme von zufällig gleichzeitig auftretenden Signalen, die dann
summiert werden, d.h. die Amplitude ist dann größer).
II. Reizgerät (Stimulus Generator)
Es liefert rechteckige Spannungspulse, deren Amplitude ("Volts"), Dauer ("Duration"),
Frequenz ("Frequency") und Polarität ("Polarity") variiert werden können.
Gleichzeitig mit den Rechteckpulsen erzeugt das Gerät sehr kurze (wenige µs lange),
nadelförmige Pulse konstanter Amplitude (> 10 V), die als Triggersignale ("Auslösesignale")
dienen können. So kann zum Beispiel der Strahlenüberlauf auf dem Oszilloskopschirm durch
diese Pulse extern getriggert werden. Es gibt zwei Arten solcher Triggerpulse: "Pulse" und
"Prepulse". Der Triggerpuls "Pulse" kommt zeitgleich mit dem Rechteckpuls am Ausgang an,
der "Prepulse" kommt vorher. Dabei kann der zeitliche Abstand zwischen dem "Prepulse"
und dem "Pulse" mit dem Knopf "Delay" variiert werden. Man kann damit also zum Beispiel
erreichen, daß der Oszilloskopstrahl einige ms vor dem Rechteckpuls (= Reiz) losläuft und
die Reizantwort auf der Mitte des Bildschirms dargestellt wird.
Bei Doppelpulsen ("Twin Pulses") erscheint ein zusätzlicher Rechteckpuls am Ausgang, und
zwar synchron zum "Prepulse", so daß nun am Ausgang zwei Pulse erscheinen, deren
Abstand mit "Delay" verändert werden kann (Abb. 5).
18

Abb. 5:
19

III. Analog-Digital Wandler
Um die analogen Signale aus dem Differenzverstärker direkt in den Computer einlesen zu
können, müssen sie digitalisiert werden. Dies bewerkstelligt der Analog-Digital (AD-)
Wandler vom Cambrige Electronic Design (CED).
Um Ihnen trotz der Benutzung eines AD-Wandlers und des SPIKE2 Programms am
Computer auch noch die Grundbegriffe eines Oszilloskops zu erklären, reproduzieren wir die
folgengen Seiten aus dem alten Versuchsskript:
IV. Oszilloskop
Dieses Gerät dient zur Registrierung sehr schneller Potentialänderungen und man muß
zwischen Analog- oder Digital-Geräten unterscheiden. Herzstück ist die Kathodenstrahlröhre
(Abb. 1). Von der Kathode (1) wird ein Elektronenstrahl emittiert und von zwei Anoden (2
und 3) beschleunigt und fokussiert. Anschließend können zwei gegeneinander senkrecht
angebrachte Plattenpaare (4 und 5) den Strahl horizontal und vertikal ablenken. Schließlich
trifft der Strahl auf einen Fluoreszenzschirm und wird dadurch sichtbar gemacht. Der Schirm
ist horizontal in 10 Einheiten ("divisions") und vertikal in 8 Einheiten aufgeteilt.
Abb. 1: Schema einer Kathodenstrahlröhre. 1: Kathode zur Emission von Elektronen; 2:
Anode zur Beschleunigung; 3: Anode zur Bündelung (Fokussierung) des Elektronenstrahl; 4:
horizontal ablenkendes Plattenpaar (liefert die "Zeitbasis"); 5: vertikal ablenkendes Plattenpaar
(erhält die Meßspannung); 6: Fluoreszenzschirm.
20

Der Elektronenstrahl vermag (da quasi trägheitsfrei) schnellen Potentialänderungen an den
ablenkenden Plattenpaaren (bis in den MHz-Bereich) leicht zu folgen. Dadurch erreicht das
Oszilloskop eine sehr hohe zeitliche Auflösung, welche es zur Darstellung elektrophysiologischer
Signale (z.B. postsynaptische Potentiale, Aktionspotentiale) geeignet macht.
Legt man an das horizontal ablenkende Plattenpaar eine zeitlich linear ansteigende
Spannung (Abb. 2a), so wandert der Elektronenstrahl mit einer konstanten Geschwindigkeit
von links nach rechts über den Schirm.
Abb. 2: a-c: Zeitlicher Verlauf der Spannung am horizontal ablenkenden Plattenpaar bei
verschiedenen Triggerungsmodi.
a) linearer Spannungsanstieg von U l (Strahl am linken Bilschirmrand) nach U r (Strahl am
rechten Bildschirmrand). b) Sägezahnspannung bei automatischer Triggerung. c)
Spannungsverlauf bei line-Triggerung. d) Meßsignalverlauf; sobald das Meßsignal einen
bestimmten Spannungswert über- oder unterschreitet, wird der Strahlenüberlauf ausgelöst
(interne Triggerung).
Legt man gleichzeitig die Meßspannung an das vertikal ablenkende Plattenpaar, kann diese
in ihrem zeitlichen Verlauf auf dem Schirm dargestellt werden. Es gibt nun mehrere Möglichkeiten
für das Auslösen dieses linearen Spannungsanstiegs am horizontalen Plattenpaar
und damit des Überlaufs des Strahls über den Schirm (Triggern)
Die folgende Beschreibung ist auf ein einfaches Analoggerät, zum Beispiel Philips PM3233,
zugeschnitten:
21

Abb.3:
22

a) automatische Triggerung (AUTO): ein vom Oszilloskop intern erzeugtes Signal startet
den linearen Spannungsanstieg an den horizontal ablenkenden Platten und damit den
Überlauf des Strahls. Sobald die Spannung einen bestimmten Wert U r erreicht hat und der
Strahl am rechten Bildschirmrand angekommen ist, wird die Spannung blitzartig auf den
Ausgangswert U l zurückgesetzt, so daß der Strahl zum linken Bildschirmrand zurückspringt.
Sodann beginnt der lineare Spannungsanstieg von neuem. Auf diese Weise liegt am horizontal
ablenkenden Plattenpaar eine sog. Sägezahnspannung (Abb. 2b) an. Eingeschaltet
wird dieser Trigger-Modus durch Drücken des Knopfes "AUTO TRIG".
Anwendung: Darstellung periodischer Signale, die über längere Zeit andauern; Messung
zeitlich konstanter Spannungswerte (z.B. Messung des Ruhepotentials); kontinuierliche
Darstellung von Ereignissen.
b) mains-Triggerung (oft auch Line): die 50 Hz-Wechselspannung des 220 V-Stromnetzes
stellt die Starterpulse für den Überlauf des Strahls im Abstand von 20 ms (= 1/(50
Hz)) zur Verfügung (Abb. 2c). Sobald der Strahl nach einem Überlauf wieder an den linken
Bildschirmrand zurückgesprungen ist, löst der nächste von der Netzspannung abgeleitete
Impuls einen erneuten Überlauf aus. Durch Drücken des Knopfes "LINE" wird dieser Trigger-
Modus eingeschaltet.
c) interne Triggerung: das Meßsignal selbst löst den Überlauf des Strahls aus, sobald es
einen bestimmten, am "Trigger Level" einstellbaren Spannungswert überschreitet (Taste +
gedrückt) oder unterschreitet (Taste - gedrückt, Abb. 2d). Mit Hilfe der Knöpfe A und B
bestimmt man, ob das Meßsignal des linken (A) oder des rechten (B) Kanals zur Triggerung
dienen soll.
Anwendung: Darstellung periodischer Signale; Darstellung solcher Signale, deren zeitliches
Auftreten nicht vorhersagbar ist (z.B. Untersuchung von Nervenimpulsmustern beim Streckrezeptor
der Heuschrecke).
d) externe Triggerung (EXT): ein externes Signal, über die Buchse "TRIG" eingespeist,
löst den Überlauf des Strahls aus.
Anwendung: Darstellung von Signalen, die durch eine Reizung (Startpuls) generiert werden
(z.B. Darstellung von Aktionspotentialen beim Regenwurmversuch).
Die Geschwindigkeit des Strahlenüberlaufs wird mit dem Drehschalter an der Zeitbasis des
Oszilloskops ("TIME/cm, oft auch TIME/Div) eingestellt (Bereich 0.2 µs/cm bis 5 s/cm). Die
Angaben auf der Skala stimmen nur dann, wenn der innere dunkelblaue Drehknopf im Uhrzeigersinn
bis zum Anschlag gedreht worden ist (Calibrier- oder Eichknopf).
23

Die vertikale Auslenkung des Strahls geschieht in der Regel durch das Meßsignal. Im allgemeinen
muß dieses Signal, bevor es durch die Kathodenstrahlröhre sichtbar gemacht
werden kann, verstärkt werden. Die zur Verfügung stehenden Oszilloskope besitzen zwei
unabhängige Verstärker (linker und rechter Verstärker). Der Verstärkungsfaktor eines jeden
Verstärkers kann an einem Drehknopf (VOLTS/cm, oft auch VOLTS/Div) in einem Bereich
von 2 mV/cm bis 10 V/cm eingestellt werden. Auch hier sollte der innere dunkelblaue Drehknopf
am rechten Anschlag stehen.
Das Meßsignal kann auf zwei verschiedene Arten dem Verstärker zugeführt werden, nämlich
über Gleichspannungskopplung (DC-coupling) oder über Wechselspannungskopplung (ACcoupling),
einstellbar über den Schalter "DC" und "AC". Bei der Gleichstromkopplung ist der
Signaleingang direkt mit dem Verstärker verbunden, und das Signal wird linear verstärkt und
angezeigt. Bei der Wechselstromkopplung ist der Eingang kapazitiv (d.h. über einen
Kondensator) mit dem Verstärker verbunden. Dadurch werden Gleichspannungsanteile des
Signals (Offset) unterdrückt, und nur genügend schnelle Spannungsänderungen (ab 1 Hz)
werden angezeigt. Wenn der Schalter auf O (für Ground, GND) steht, wird das Meßsignal
vom Eingang des Verstärkers abgekoppelt und der Eingang geerdet. Die vertikale Lage des
Strahls wird in diesem Fall durch das Eingangssignal nicht beeinflußt.
Die Drehknöpfe "Y-POSITION" regeln die vertikale Ausgangsposition des Strahls. Der Drehknopf
an der Zeitbasis (X-Position) dient der horizontalen Verschiebung, und die Knöpfe an
den Eingangsverstärkern dienen der vertikalen Verschiebung des Strahls.
Digitalgeräte, die auch im Praktikum vorhanden sind, funktionieren prinzipiell gleich, die
Daten werden aber wie beim AD-Wandler digitalisiert. Die Güte der Abbildung der
Spannungssignale hängt dabei von der "sampling-rate" ab (wie viele Punkte pro Zeiteinheit).
Im Gegensatz zu Analoggeräten werden bei Digitalgeräten die Amplituden von schnell aufeinander
folgenden Aktionspotentialen wegen einer zu geringen "sampling-rate" nicht immer
in voller Höhe aufgezeichnet. Dies kann ein echter Nachteil eines Digitalgerätes sein.
Überprüfung der Genauigkeit des Oszilloskops
Die Erfahrung zeigt immer wieder, daß Geräte - egal, ob neu, ob viel oder wenig benutzt -
ungenau arbeiten. Man muß sich deshalb vor ihrer Verwendung überlegen, welche Meßgenauigkeit
für die geplante Untersuchung nötig ist und ob das Gerät laut Angabe des
Herstellers hinreichend genau ist.
24

Um die Genauigkeit der Strahlenüberlaufgeschwindigkeit zu überprüfen, verwenden wir den
in das Oszilloskop eingebauten "Calibrator", an dessen Ausgang eine Rechteckspannung
erhältlich ist. Je nach Typ ist dieses Eichsignal verschieden, z.B. für das Philips Oszilloskop
ist die Frequenz 2000 Hz und die Amplitude 600 mV. Die Überlaufgeschwindigkeit wird in
geeigneter Weise möglichst genau eingestellt. Durch interne Triggerung läßt sich ein
"Stehendes Bild" erzeugen. Die gemessene Periodendauer wird mit der erwarteten
verglichen.
Darstellung von elektrischen Wechselfeldern
Ein Vertikalverstärker am Oszilloskop wird auf 1 mV/div eingestellt und ein nicht abgeschirmtes
Kabel an eine Eingangsbuchse angeschlossen, um im Raum vorhandene
elektrische Wechselfelder ("Brumm") darzustellen. Um den Einfluß einer Abschirmung des
Kabels zu demonstrieren, wird der gleiche Versuch mit einem abgeschirmten Kabel
(Koaxialkabel) wiederholt. Sollten Sie ein Tektronix Digitaloszilloskop benutzen, dann
schließen Sie nun zwei nicht abgeschirmte, etwa gleichlange Kabel an die beiden Eingänge
des Verstärkers des digitalen Oszilloskops an. Der "Brumm" wird zunächst bei Erdung
jeweils eines Eingangs registriert (entspricht monopolarer Ableitung) und seine Reduzierung
durch gleichzeitige Verwendung beider Eingänge demonstriert (entspricht bipolarer
Ableitung). Halten Sie die beiden Kabel in verschiedene Richtungen zueinander. Beobachtung?
Ein Differenzverstärker verstärkt die an seinen beiden Eingängen anliegenden
Spannungsdifferenzen. Der mit dem Minuszeichen versehene Eingang kehrt die Polarität
des Signals um.
25

Unter den Bedingungen der neuen Versuchsapparatur (AD-Wandler und SPIKE2 Programm
am Computer) können Sie den Versuch auch durchführen, wenn Sie ein entsprechendes
Kabel an die Eingangsbuchsen (Input) des Differenzverstärkers legen. Lassen Sie sich vom
Tutor helfen.
Hilfen
Ohmsches Gesetz: U = I . R, wobei U = Spannung, I = Strom und
einem geschlossenen Stromkreislauf sind.
R = Widerstand in
Für Abb. 6a gilt:
U 1 bzw. U 2 sind dabei die über den Widerständen R 1 bzw. R 2 abfallenden Spannungen.
26

Abb. 6:
a) Einfacher Stromkreis zum Ohmschen Gesetz.
b) Stromkreis mit Widerstand (R) und Kondensator (C)
Für den Gesamtwiderstand R ges bei n in Serie geschalteten Widerständen gilt:
R ges = R 1 + R 2 + ... + R n
Für den Gesamtwiderstand R ges bei n parallel geschalteten Widerständen gilt:
1/R ges = 1/R 1 + 1/R 2 + ... + 1/R n
Aufladen eines Kondensators (C): Nach Schließen des Schalters (S) in Abb. 6b gilt für den
Stromfluß I und für die über dem Widerstand R abfallende Spannung U R :
I(t) = I o . exp(-t/RC), U R (t) = U o . (1 - exp(t/RC) mit I o = U/R und t = Zeit.
Einige Gerätedaten:
Eingangswiderstand des Oszilloskops: 1 MΩ
Eingangskapazität des Oszilloskops: 47 pF
27

Das Ruhemembranpotential
In Ruhe, d.h. wenn keine Aktionspotentiale ablaufen, zeigt eine Nervenzelle gegenüber dem
sie umgebenden Milieu ein negatives Ruhemembranpotential (meist zwischen -100 und –
40mV), d.h. das Zellinnere ist gegenüber Außen negativ geladen. Dies beruht größtenteils
auf einer ungleichen Ionenverteilung (vergl. Tabelle). Wie wir sehen werden, ist besonders
der Unterschied der K + -Konzentration von Bedeutung, wobei diese üblicherweise intrazellulär
deutlich höher ist als extrazellulär (Ausnahme: Endolymphe im Innenohr).
Tabelle: Ionale Zusammensetzung des extra- und intrazellulären Milieus beim Tintenfisch-
Riesenaxon:
Ionenart Intrazellulär (mM) Extrazellulär (mM) Gleichgewichtspotential
K + 400 20 -75 mV
Na + 50 440 +55 mV
Cl - 52 560 -60 mV
A - 385 - -
Die selektive Leitfähigkeit der Zellmembran für K + -Ionen lässt K + , also positive Ladungen,
entlang seines Konzentrationsgradienten solange aus der Zelle strömen, bis die durch die
Ladungsverschiebung erzeugte Spannungsdifferenz einen weiteren Ausstrom stoppt. Es
einsteht ein elektrochemisches Gleichgewicht. Betrachtet man jede Ionenart für sich allein,
so lässt sich mit Hilfe der Nernst-Formel das sich einstellende Gleichgewichtspotential (E)
berechnen:
E x = (R*T) / (z*F) * ln([X a ]/[X i ])
Dabei ist R = 8,315 J*K -1 *mol -1 die Gaskonstante, T die absolute Temperatur in Kelvin (0°C =
273 K), F = 9,648*10 4 C*mol -1 die Faradaykonstante, z die Ladung des Ions, X a und X i die
entsprechenden Ionenkonzentration außen bzw. innen. Für K + ergibt sich bei 20°C ein
Nernst-Potential (E K ) von -75mV. Man rechne einmal nach.
Daneben ist die Membran in Ruhe, wenn auch in geringerem Maße, zusätzlich für andere
Ionen leitfähig. Für Natrium ergibt sich z.B. aufgrund seines entgegengesetzten Konzentrationsgradienten
ein entgegengerichtetes Nernst-Potential (hier E Na = +55mV), welches zu
einem letztendlich leicht positiverem Ruhemembranpotential führt und im Verlauf eines
Aktionspotentials die Umpolung der Membran bewirkt. Alle Ionenarten gleichzeitig, ihre
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Konzentrationsverhältnisse und spezifischen Permeabilitäten durch die Membran, berücksichtigt
die Goldmann-Hodgkin-Katz Gleichung:
p K [K + ] a + p Na [Na + ] a + p Cl [Cl - ] i
E m = (R*T) / F * ln ---------------------------------------------------
p K [K + ] i + p Na [Na + ] i + p Cl [Cl - ] a
(Rechnerisch lassen sich für pK, pNa, pCl die Relationen (z.B. 1:0,04:0.25) verwenden).
Aktionspotentiale
Spannungsänderungen im dendritischen Eingangsbereich einer (Sinnes-) Nervenzelle, ausgelöst
z.B. durch synaptische Ströme oder einen physikalischen Reiz, führen wenngleich mit
einer von der Entfernung abhängigen Abnahme (Dekrement) zu Spannungsänderungen an
der entfernt liegenden spike-generierenden Zone (Axonhügel), wo eine hohe Dichte
spannungsaktivierter Ionenkanäle die Transformation des bis dahin graduierten Potentials
in Aktionspotentiale bewirkt. Erreicht das Membranpotential hier einen spezifischen
Schwellenwert, so öffnen sich spannungsabhängige Natriumkanäle. Einströmende positive
Na + -Ionen depolarisieren die Membran weiter, so daß sich noch mehr spannungsaktivierte
Kanäle öffnen, der Prozeß eskaliert. Hierbei ändern sich die Permeabilitätsverhältnisse
kurzfristig stark zugunsten von Natrium, und nach Goldmann nähert sich das Membranpotential
dem Ausgleichspotential von Natrium (E Na ) an. Eine depolarisierte Membran führt
dann wieder zur schnellen Inaktivierung der Na + -Kanäle. Nach transientem Na + -Einstrom
schließen sich die Kanäle wieder, der transiente Na + -Strom hört auf. Gleichzeitig öffnen
vergleichsweise langsamer reagierende spannungsaktivierte K + -Kanäle. Ausströmendes K +
bringt die Zellmembran wieder auf ein negatives Potential zurück (Repolarisation), bei
welchem die K + -Kanäle wieder schließen. Solange noch nicht alle spannungsabhängien K + -
Kanäle wieder geschlossen sind, kann das resultierende Permeabilitätsverhältnis das
Membranpotential sogar weiter Richtung E K verschieben – es kommt zu einer Nachhyperpolarisierung.
Eine sehr kurze Erregung wird vielleicht nur ein einziges Aktionspotential auslösen, die
Repolarisation bringt das Membranpotential dann wieder auf den Ruhewert. Langanhaltende
Erregung durch andauernde, postsynaptische Transmitterwirkung führt jedoch zu einem
kontinuierlichen depolarisierenden (Ionen-) Einstrom. Je nach Stärke der Erregung und dem
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daraus resultierenden Strom, depolarisiert die Membran wieder mehr oder weniger schnell
überschwellig und das nächste Aktionspotential wird ausgelöst. Es entsteht eine Folge von
Aktionspotentialen, deren Frequenz direkt von der Stärke der Depolarisierung, z.B. durch
einen stärkeren Reinz in Rezeptoren, abhängt (Frequenzkodierung). Die Entladungsfrequenz
lässt sich allerdings nicht beliebig steigern. Begrenzt durch die Dauer eines
einzelnen Aktionspotentials, welches meist mehr als 2 ms braucht, um vollständig abzulaufen,
liegen die maximalen Entladungsfrequenzen meist unter 500 Hz. Jedem Aktionspotential
folgt eine Refraktärzeit, in der auch bei noch so hoher Depolarisation die noch
inaktivierten Na + -Kanäle nicht erneut öffnen können, sondern erst durch genügend starke
Repolarisation wieder in einen aktivierbaren Zustand übergehen müssen. Während der
absoluten Refraktärzeit ist kein weiteres Aktionspotential auslösbar. Die relative
Refraktärzeit bestimmt hingegen den darauf folgenden Zeitraum, in dem die Schwelle zur
Auslösung höher liegt und die Aktionspotentialamplitude noch nicht den höchsten Wert
erreicht. Daneben können weitere spannungsabhängige Ionenkanäle, welche während und
zwischen Aktionspotentialen aktivieren bzw. inaktivieren das Entladungsverhalten
modulieren (wie z.B. Ca 2+ -abhängige und transiente K + -Kanäle).
Passive Erregungsleitung
Passive elektrische Eigenschaften von Membranen spielen für die Erregungsfortleitungsgeschwindigkeit
(z.B. im Axon) bzw. Erregungsintegration (z.B. im dendritischen Bereich)
eine grosse Rolle. Sie lassen sich durch einfache elektrische Modelle beschreiben. Diese
reduzieren die biologischen Vorgänge auf Schaltkreise aus Widerständen, Kondensatoren
und Stromquellen. Um diese Vorgänge zu verstehen, müssen Sie sich vor allem das
Ohm'sche Gesetz klar machen (U = R • J). Werden über Membranen
Spannungsänderungen induziert, etwa durch synaptische Ströme oder Strominjektionen, so
ändert sich das Membranpotential mit einer gewissen Zeitverzögerung und breitet sich unter
Amplitudenverlust entlang der Membran aus.
30

Ein sehr kurzer Abschnitt einer Nervenzelle kann durch die folgende Schaltung simuliert
werden:
Aussen
Stromgenerator
r m
c
V m
I m
Innen
V m ist das Membranpotential zu einem beliebigen Zeitpunkt. r m ist der Membranwiderstand
und c m die Membrankapazität. Fließt ab einem bestimmten Zeitpunkt ein konstanter Strom I
durch die Membran, so ändert sich das Membranpotential nicht sofort, sondern der Zeitverlauf
der Potentialänderung folgt aufgrund der Kondensatoreigenschaften der Zellmembran
einer Exponentialfunktion: V m (t) = I * R * (1-e - t/τ ). Dieses Zeitverhalten der
Membran wird durch die Zeitkonstante (τ m ) der Membran bestimmt:
τ m
= r m
. c m
Je größer r m oder c m sind, desto länger dauert es bis das Membranpotential infolge eines
Stromflusses einen neuen Wert erreicht.
Die räumliche Ausbreitung einer Spannungsänderung, z.B. entlang eines Dendriten, lässt
sich durch folgende etwas komplexere Schaltung simulieren. In diesem Modell werden die
Kabeleigenschaften eines zylindrischen Abschnittes einer Nervenzelle dargestellt, indem der
Zylinder in diskrete Abschnitte eingeteilt wird. Jedem Abschnitt wird ein Membranwiderstand,
eine Membrankapazität und um Inneren der Zelle ein Längswiderstand zugeordnet.
31

m ist der Membranwiderstand eines Einheitsabschnittes eines solchen Zylinders, c m die
Membrankapazität und r i der Längswiderstand des Inneren eines solchen Abschnittes. Wird
in einem zylindrischen Abschnitt einer Zelle eine Spannungsänderung durch einen Strom
induziert, so breitet sich diese elektrotonisch entlang des Zylinders aus. Da pro Einheitsabschnitt
nun ein Teil des Stroms über die Membran in den extrazellulären Raum abfließt,
steht für den nächsten benachbarten Abschnitt ein geringerer Strom zu Verfügung, um eine
Spannungsänderung zu induzieren. Die Potentialänderung zeigt daher eine exponentielle
Amplitudenabnahme entlang des Zylinders.
Folgende Gleichung beschreibt den exponentiellen Spannungsabfall der ursprünglichen
Spannung (V 0 ) über die Distanz x: V x = V 0 * e -x/λ
Die Längskonstante (λ)
eines zylindrischen Zellabschnitts bestimmt das Dekrement der Amplitude in Längsrichtung.
Je größer das Verhältnis von r m zu r i
ist, desto größer ist also die Spannungsänderung in
einem bestimmten Abstand vom Ort der Strominjektion (z.B. des postsynaptischen
Stromes). Bezogen auf die Zellfortsätze einer Nervenzelle ist demnach eine gute
Membranisolierung (r m gross) bei gleichzeitig geringem cytoplasmatischen
Innenlängswiderstand (r i klein, z.B. bei großem Axondurchmesser) förderlich für eine
möglichst weitreichende verlustarme elektrotonische Ausbreitung von Potentialen.
32

1. Versuchstag:
Extrazelluläre Ableitung von Aktionspotentialen eines identifizierten Neurons vom
Bauchmark der Wanderheuschrecke
Am heutigen Kurstag werden Sie in die Lage eines Neurowissenschaftlers versetzt, der
aufgrund experimentellen Vorgehens Erkenntnisse über sein Objekt sammelt. Dazu werden
Sie vom Halskonnektiv extrazellulär Aktionspotentiale eines Neurons ableiten.
Das Vorgehen wird Ihnen erheblich erleichtert, wenn Sie sich im weiteren konsequent an
das Skript halten und sich bei Fragen an den/die Tutor/in wenden.
Ein wesentlicher Vorteil der Invertebraten für neurophysiologische Untersuchungen ist, daß
einzelne Neurone nach physiologischen und morphologischen Gesichtspunkten als Individuen
identifiziert werden können. In diesem Versuch werden Sie von einem solch identifizierten
Neuron extrazellulär aus einem der beiden Konnektive ableiten können. In diesen
Konnektiven verlaufen die Axone von mehreren tausend Neuronen. Aufgrund der unterschiedlichen
Größe der Aktionspotentiale und des spezifischen Antwortverhaltens lassen
sich bei der extrazellulären Ableitung einzelne Neurone oder Gruppen von Neuronen identifizieren.
Man unterscheidet zwischen aufsteigenden Neuronen, die Information von posterior
nach anterior gelegenen Ganglien weitergeben, und absteigenden Neuronen, die
Information nach posterior übertragen. Ihre Aufgabe wird es sein, durch das Verabreichen
qualitativ verschiedener Reize zu untersuchen, ob sich an dem vorgegebenen Ableitort
Aktionspotentiale mit hoher Amplitude sich mit einem bestimmten Reiz korellieren lassen. In
der Regel stammen Potentiale gleicher Amplitude von den gleichen Neuronen. Es wird dabei
auch möglich sein, einige Details über die integrativen Eigenschaften eines solchen Neurons
(Antwortverhalten, rezeptives Feld, Verschaltung, Lage im ZNS) zu erfahren.
Abbildung: Die Abbildung (a) zeigt eine schematische Zeichnung des "Strickleiter"-Nervensystems
vom Kopf und Thorax einer Wanderheuschrecke (Gehirn und Ganglion). Eingezeichnet
ist die morphologische Struktur ("Gestalt") zweier identifizierter Neurone: DCMD:
descending contralateral movement detector und LGMD: lobular giant movement detector.
In (b) ist dargestellt, daß jedes vom Konnektiv abgeleitete Aktionspotential des DCMD (unter
Spur) ein erregendes postsynaptisches Potential (EPSP = exzitatorisches postsynaptisches
Potential) in einem Motorneuron (FETi, obere Spur) hervorruft. Das FETi-Motorneuron ist
das schnelle Motorneuron des Sprungmuskels des Wanderheuschrecke (FETi = fast extensive
tibiae motorneurone).
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Präparation (Halskonnektiv)
Eine durch Kühlung betäubte Heuschrecke (15 min. im Kühlschrank oder auf Eis) mit der
Ventralseite nach oben auf einer Wachsschale so festlegen, daß der Kopf den Rand der
Schale überragt. Die Beine mit Plastilin (Knetmasse) befestigen und den Kopf so nach vorne
ziehen, daß die ventral liegende dünne Kutikulamembran des Halses sichtbar wird und
etwas gestreckt ist. Die Halsmembran seitlich einritzen, so daß die beiden Halskonnektive,
die zwischen zwei silbrig glänzenden Tracheen liegen, sichtbar werden (nicht mit der
Pinzette quetschen!). Mit dem Mikromanipulator die zwei Hakenelektroden unter eines der
beiden Konnektive fahren und vorsichtig anheben. Um Kurzschlüsse zu vermeiden und
dadurch gute extrazelluläre Ableitungen zu erzielen, muß die Hämolymphe zwischen den
beiden Hakenelektroden und zwischen angehobenem Konnektiv und Tier mit einem Papiertuch
abgetupft und der Ableitort mit Vaseline bedeckt werden.
Aufgaben
1. Damit Sie sich mit der Apparatur etwas vertraut machen können, notieren Sie, was
passiert, wenn Sie:
- die Zeit- und Vertikalablenkung im Spike II Programm (Bildschirm des PC)
verändern
- die beiden Filter (Highpass and lowpass) am Extrazellulärverstärker ändern
- einen der beiden Stecker vom Elektrodenkabel aus dem Verstärker ziehen und
auf Masse legen
- eine Hand in die Nähe des Präparates legen und mit der anderen zuerst das
Lampengehäuse, danach die Erde am Analog-Digital-Wandler berühren
2. Beschreiben Sie die Aktivität im Konnektiv, wenn Sie verschiedene Körperregionen
mit einem Glasstab oder mit Windreizen aus einer Pasteurpipette mechanisch reizen,
oder wenn Sie laute Schnalz- oder Klatschgeräusche machen, oder wenn Sie einen
optischen Reiz benutzen. (Markieren Sie die Reize mit dem Eventmarker im Spike II
Programm.)
3. Weshalb sind die zu beobachtenden Aktionspotentiale verschieden groß?
4. Lassen sich bestimmte Reize mit bestimmten Aktionspotentialen korrellieren (Besonders
die größeren Aktionspotentiale beobachten)? Welches ist der zu ihrer Auslösung
erforderliche spezifische Reiz?
Beispiel: Berührungs- oder Windreiz, optischer, akustischer Reiz
5. Handelt es sich um aufsteigende oder absteigende Neurone? Verlaufen die Axone
ipsi- oder contralateral zum Reizort?
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6. Wenn Sie ein Neuron oder eine Gruppe von Neuronen aufgrund ihres Antwortverhaltens
auf einen speziellen Reiz hin identifizieren konnten, untersuchen Sie
genauer; z.B. wie verändert eine andere Reizintensität das Antwortverhalten. Wie
könnten Sie die Größe des rezeptiven Feldes des untersuchten Neurons bestimmen?
7. Halten Sie die Amplitude der Aktionspotentiale (in Volt) und ihre etwaige Frequenz (in
Hertz) fest!
8. Verändert sich die Antwort, wenn der Reiz mehrfach hintereinander in konstanten
Zeitabständen verabreicht wird (z.B. alle 5 s)? Läßt sich damit eine Habituation
(Gewöhnung) ggf. Dishabituation durchführen? Sie müssen sich vorher im klaren
über die Versuchsdurchführung sein un dann jeden Reizdurchgang mit dem Eventmarker
markieren.
9. Wo könnte man die entsprechenden Aktionspotentiale noch ableiten? Warum tun wir
es an diesen Stellen?
Fragen
Die Antworten auf diese Fragen sollten Sie im Protokoll in der Diskussion Ihrer Ergebnisse
einbauen:
- Wovon hängt die Größe extrazellulär abgeleiteter Aktionspotentiale ab?
- Wie sieht die Form eines extrazellulär abgeleiteten Aktionspotentials im Vergleich zu
einem intrazellulär abgeleiteten aus?
- Durch welche Ionenströme wird die Form eines Aktionspotentials bestimmt?
- Welche Funktion mag das untersuchte Neuron für das Verhalten des Tiers haben?
- Was versteht man unter Habituation und Dishabituation?
Zum Nachdenken
Wozu werden Experimente in den Naturwissenschaften und insbesondere in der Neurobiologie
durchgeführt?
Literatur:
Rowell, C.H.F. (1971) The orthopteran descending movement detector (DMD) neurons: A
characterisation and review. Z.verg.Physiol. 73:167-194
Burrows, M. & Rowell, C.H.F. (1973) Connections between descending visual interneurons
and metathoracic motoneurons in the locust. J.Comp.Physiol. A 85:221-234
36

2. Versuchstag:
Computersimulation von Nervensignalen
Die genaue Messung von Spannungs- oder Stromsignalen an Nervenzellen erfordert
meistens eine aufwendige Präparation und Apparatur. Die mathematische Beschreibung
experimentell gewonnener Daten ermöglicht jedoch oftmals, ein Modell zu entwickeln, das
die Eigenschaften des natürlichen Systems simuliert und Voraussagen über das elektrische
Verhalten eines Neurons oder eines ganzen Netzwerks von Neuronen zulässt.
An diesem Kurstag werden Sie mit einem Computerprogramm (Neurosim, Biosoft) arbeiten,
das die Simulation der elektrischen Eigenschaften einer Nervenzelle erlaubt. Die zugrunde
liegenden mathematischen Funktionen wurden bereits 1952 aus den bahnbrechenden
Arbeiten von Hodgkin & Huxley abgeleitet. Ihre
intrazellulären Ableitungen von Aktionspotentialen
am Tintenfisch-Riesenaxon zeigten
den weit ins Positive überschiessenden
Spannungsverlauf (s. Abb.2.1). Durch
Veränderungen der Ionenkonzentrationen (z.B.
durch Ionensubstitution) zeigten sie, dass die
zugrunde liegenden Ströme und Leitfähigkeitsänderungen
der Membran ionenspezifisch sind.
!"#!$%&'(
Messungen mit der Voltage-Clamp Methode (Abb.2.2) erlaubten die kontrollierte Anwendung
von Testspannungen zur genauen quantitativen Charakterisierung der Ionenströme sowie
ihrer Zeitverläufe (Kinetik).
Diese Methode zeigt z.B., dass eine plötzliche starke Depolarisierung der Membran einen
schnellen Na + -Einwärtsstrom und einen langsamer aktivierenden K + -Auswärtsstrom auslöst.
Die Ionen fliessen dabei rein passiv und unabhängig voneinander durch die Membran,
angetrieben allein von einer ionenspezifischen Spannungsdifferenz, der elektromotorischen
Kraft (EMK ion = V m - E ion ). Die EMK für eine Ionenart ergibt sich jeweils aus der Abweichung
der tatsächlichen Membranspannung (V m ) vom entsprechenden (Nernst-) Gleichgewichtspotential
(E ion ), das daher je nach Ionenverteilung allein die Richtung des Ionenstromes
vorgibt.
37

Abb. 2.2: Voltage-Clamp Methode: Die Membranspannung wird durch eine adäquate Strominjektion
auf einer experimentell vorgegebenen Sollspannung gehalten (geklemmt). Die über Elektrode (E1)
gegenüber dem geerdeten Außenmedium anliegende Membranspannung (Vm) wird am Differenzverstärker
(A1) gemessen und mit einer vorgegebenen Sollspannung (V soll ) am VC-Verstärker (A2)
verglichen. Abweichungen der Membranspannung von der Sollspannung führen zu einem Stromfluß
(I) am Verstärkerausgang, der stark verstärkt über Elektrode (E2) als Ausgleichsstrom ins Zellinnere
fließt bis das Membranpotential dem Sollwert (V m =V soll ) angeglichen ist. Ionenströme durch die
Membran, die das Membranpotential z.B. während eines Aktionspotentials verändern würden, können
so indirekt über die zur Aufrechterhaltung der Sollspannung nötige Strominjektion gemessen werden.
Die Leitfähigkeit G der Membran, die bei gegebener EMK einen Stromfluss erlaubt, resultiert
aus der Anzahl geöffneter Kanäle für die jeweilige Ionenart. Die maximale Leitfähigkeit G max
ist entsprechend erreicht, wenn alle Kanäle geöffnet sind. Dabei ist die Offen-Wahrscheinlichkeit
für einzelne Kanäle und damit die Gesamtleitfähigkeit sowohl spannungs- als auch
zeitabhängig.
Ein sigmoider Anstieg der Kaliumleitfähigkeit (g K ) im Verlaufe einer Membrandepolarisation
führte zu der Vorstellung, dass im spannungsaktivierten K + -Kanal vier unabhängig voneinander
öffnende Bereiche (n-Tore) vorliegen müssen. Für jedes einzelne dieser n-Tore steigt
die Offenwahrscheinlichkeit mit zunehmender Membranspannung, jedoch müssen alle vier
Tore gleichzeitig offen sein, um einen Ionenfluss durch den K + -Kanal zu ermöglichen. Die
Offenwahrscheinlichkeit des K + -Kanals ermittelt sich entsprechend aus dem Produkt der vier
Einzelwahrscheinlichkeiten der n-Tore (n 4 ). Für die K + -Leitfähigkeit und den K + -Strom bei
gegebenem Testpotential (V m ) gilt dann:
(1) g K = n 4 * g K(max) (2) I K = n 4 * g K(max) * (V m - E Na )
Bei Spannunsänderung stellt sich für jedes n-Tor die neue Offenwahrscheinlichkeit zeitabhängig
im Sinne einer einfachen Exponentialfunktion ein (n = 1 - e -t/(n) ). Die Zeitkonstante
(n) verhält sich dabei ebenfalls spannungsabhängig. Je positiver die anliegende Spannung,
desto schneller die Änderung ( (n) 1 ms bei Depolarisation auf 0 mV).
Natriumströme fliessen bei konstanter Depolarisierung der Membran nur für kurze Zeit. Zu
Beginn steigt die Leitfähigkeit ebenfalls sigmoid an (Aktivierung), wenn auch etwa 10x
schneller als die für Kalium. Innerhalb von Millisekunden fällt die Leitfähigkeit jedoch wieder
exponentiell ab (Inaktivierung). Dies beruht auf der Existenz von verschiedenartig auf eine
Spannungsänderung reagierender Bereiche im Na + -Kanal (drei m- und ein h-Tor). Vergleichbar
den n-Toren des K + -Kanals, erhöht eine Depolarisierung der Membran die Offenwahrscheinlichkeit
der m-Tore. Umgekehrt reagiert jedoch das h-Tor, dessen Offenwahrscheinlichkeit
durch Hyperpolarisierung erhöht wird.
38

Leitfähigkeitsänderung und Natriumstrom folgen entsprechend dem Produkt aus der
maximalen Leitfähigkeit, den drei aktivierenden, das m-Tor regelnden Prozessen und dem
inaktivierenden, das h-Tor regelnden Prozess.
(3) g Na = m 3 * h * g Na(max) (4) I Na = m 3 * h * g Na(max) * (V m - E Na )
Der zeitlich exponentielle Anstieg der Offenwahrscheinlichkeit für das m-Tor (m = 1 - e -t/(m) )
ist durch eine vergleichsweise viel kürzere Zeitkonstante ( (m) 0.1 ms bei 0 mV) charakterisiert
als die des Inaktivierungsprozesses (h = e -t/(h) , mit (h) 1 ms). Dadurch ist gewährleistet,
dass der Na + -Kanal bei Depolarisierung kurzfristig vollständig öffnen kann, wenn
nämlich die m-Tore schneller öffnen als das h-Tor schliesst (Abb. 2.3).
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Das Computerprogramm errechnet mit den gegebenen Funktionen für die Kalium- und
Natriumleitfähigkeit den Verlauf des Aktionspotentials. Ausgehend von einem überschwelligen
Startpotential wird in kleinen Zeitschritten die jeweilige Leitfähigkeitsänderung,
der dadurch ausgelöste Strom und die resultierende Membranspannung bestimmt.
39

Durch Variationen der Parameter lässt sich das Programm mit seinen implementierten
Funktionen nutzen, um deren Auswirkungen auf das Modellsystem zu testen und Erkenntnisse
über das modellierte System zu bekommen. Änderungen der Ionenkonzentrationen,
sprunghafte Änderungen der Membranspannung und artefizielle Strominjektionen sind nur
einige Beispiele testbarer Modifikationen.
Versuchsanleitung zum ersten Kurstag:
Starten Sie in der Programmsammlung NEUROSIM (Biosoft) das Unterprogramm
GOLDMAN
Dieser Programmteil beschäftigt sich mit den Parametern Ionenkonzentration und –leitfähigkeit,
welche das Ruhemembranpotential bestimmen.
Laden Sie die Ionenverteilung für einen Tintenfisch (squid values)
• Umstellung der Chloridverteilung ("switch Cl - distrib") auf "passiv"
• Ändern Sie die K + -Konzentration des Außenmediums "K outside" (zwischen 800 und 0.1
mM) und ermitteln Sie das resultierende Gleichgewichtspotential für K + (E k , Equilibrium
potential) sowie das tatsächlich resultierende Membranpotential (V m = membrane potential).
Tragen Sie beide in einer Grafik jeweils gegen die K + -Konzentration (x-Achse, logarithmisch)
auf und erklären Sie die Abweichungen.
• Stellen Sie für folgende Ionenverteilungen die jeweiligen Nernst´schen Gleichgewichtspotentiale
bei 20°C auf und ermitteln Sie mit Hilfe der Goldmann-Gleichung das resultierende
Membranpotential:
Ion Permeabilität rel. Permeabilität Konz. intrazellulär Konz. extrazellulär
(cm ⋅ s -1 ⋅ 10 -7 )
K + 18 1,0 124 4
Na + 0,7 0,04 50 470
Cl - 7,9 0,4 55 580
40

Programm HH.
Dieser Programmteil simuliert die Generierung und die Verläufe von Aktionspotentialen.
Ausgelöst werden die Aktionspotentiale durch eine direkte Strominjektion.
Laden Sie die Parameter PARAM2 und starten Sie das Experiment (load parameters F10).
• Verringern Sie erst die Stromamplitude des Stimulus ("set stimulus"), bis gerade kein
Aktionspotential mehr auftritt. Erhöhen Sie schrittweise die Stimulationsintensität und
messen und notieren Sie die Dauer (in ms) bis zum Maximum des Aktionspotentials
sowie den Spannungswert des Maximums (in mv). Im Grafikmodus über "measure" den
Cursor (Kreuz) auf den gewünschten Punkt setzen und Werte ablesen. Stellen Sie die
Ergebnisse grafisch dar und erklären Sie die Ergebnisse. Beantworten Sie dabei
folgende Fragen: Wo liegt die Schwelle zur Auslösung eines Aktionspotentials, wodurch
ist sie charakterisiert, was ist der Grund für die Abnahme der maximalen Aktionspotentialamplitude
und wie erklärt sich die verzögerte Auslösung eines Aktionspotentials
bei schwachen Reizströmen?
Laden Sie die Parameter IFCURVE und starten Sie das Experiment
• Steigern Sie den Reizstrom (unter "stimulus, amplitude" Wert eingeben) bis ca. 100µA
(10 Werte reichen meist, erst in kleinen dann in grossen Schritten) und bestimmen Sie
die resultierende Entladungsfrequenz jeweils bei 6°C und 20°C. Tragen Sie diese als
Grafik („I-F-Kurve“) zusammen gegen die jeweils verwendete Stimulusintensität auf.
Welchen Einfluss hat die Temperatur auf die maximale Entladungsfreqzenz? Was
beobachten Sie insbesondere bei stärkeren Strominjektionen hinsichtlich der ersten
Aktionspotentialhöhen und des Entladungsverhaltens über die gesamte Stimulusdauer?
Woran kann das liegen? Versuchen sie durch Erhöhung der internen K + -Konzentration
sowie durch Anwendung von Giften (TTX, TEA) ein Verständnis zu entwickeln.
Aktivierung:
Laden Sie die Parameter PARAM4 und wechseln Sie in den Voltage-Clamp-Modus (toggle
clamp)
• Setzen Sie die Haltespannung auf –70mV ("holding pot") und die Klemmspannung auf
+30mV ("clamp pot"). Starten Sie den Spannungssprung durch „Experiment“ und lassen
Sie sich dabei vorerst den ausgelösten Gesamtstrom zeigen. Wie verläuft der Stromfluss
in Abhängigkeit von der Zeit?
• Stellen Sie sich den K + -Strom bzw. den Na + -Strom unter Anwendung selektiver Kanalblocker
("apply drugs", TTX bzw. TEA anwählen) isoliert dar. Beschreiben Sie kurz den
zeitlichen Verlauf.
41

• Testen Sie ausgehend vom Haltepotential (–100mV) verschiedene Klemmspannungen
(von -100 bis +50 mV in 10mV Schritten) und bestimmen Sie jeweils den maximalen
Stromfluss von Kalium bzw. Natrium-Ionen. Beachten Sie dabei, dass die Maxima zu
unterschiedlichen Zeiten erreicht werden. Tragen Sie (zuhause) die gemessenen
maximalen Stromstärken, I Na und I K , in Abhängigkeit von der Klemmspannung als I-V-
Kurve auf und vergleichen und diskutieren Sie kurz die Verläufe. Wo liegt jeweils das
Umkehrpotential für jeden Strom?
• Errechnen Sie mit Hilfe der Beziehung: g = I / EMK (dafür müssen die Ionenkonzentrationen
notiert werden) aus den Strommaxima die Leitfähigkeiten gK + und gNa + und tragen
Sie diese in Abhängigkeit von der Klemmspannung auf. Beschreiben und erklären Sie
kurz den Verlauf.
Inaktivierung:
Die Gleichgewichtsinaktivierung von Na + -Kanälen bei verschiedenen Spannungen lässt sich
durch Veränderung der Haltespannung, von der aus ein Sprung auf eine immer gleiche
Klemmspannung (–10mV) folgt, bestimmen.
• Variieren Sie unter TEA (s.o.) die Haltespannung ausgehend von -100mV bis -10mV in
10mV-Schritten und bestimmen Sie das Maximum des jeweils anschliessend durch einen
Spannungssprung auf die Klemmspannung -10mV ausgelösten Na + -Stroms. Tragen Sie
diesen Na + -Strom jeweils in Relation zum grösstmöglichsten Strom (I/I max ) über der
Haltespannung grafisch auf und diskutieren Sie kurz den Verlauf.
Mit Hilfe des Programms CABLE soll ein Versuch simuliert werden, bei dem am Ort der
Strominjektion und in verschiedenen Abständen von der Reizelektrode die Spannungsantwort
der Membran bzw. entlang einer Nervenfaser/Dendriten gemessen wird.
Spannungsabhängige Ionenkanäle sollen hier keine Rolle spielen, d.h. es wird ausschließlich
passive Erregungsleitung simuliert.
Starten Sie das Programm CABLE und laden Sie die Parameter TC-IR-1.
Notieren Sie sich die gegebenen Parameter für die elektrischen Eigenschaften der Nervenfaser
sowie die experimentellen Umstände (Reizstromstärke) und starten Sie das Experiment.
• Beschreiben Sie den zeitlichen Verlauf der Spannungsantwort.
• Ermitteln Sie den Eingangswiderstand des Neurons (Ohmsches Gesetz: Spannungsantwort
/ Reizstrom = Membranwiderstand). Ändert sich dieser bei höheren Reizströmen?
42

• Ermitteln Sie die Zeitkonstante durch Ausmessen der Zeit, die die Spannung benötigt,
63% des Maximalwerts zu erreichen. Ändert sich der Wert bei höheren Reizströmen?
Einstellen des Abstands des Messelektrode auf 2,2 mm.
• Verdoppeln Sie jetzt die Membrankapazität (C m ). Wie ändern sich die maximal erreichte
Spannung und τ ? Was passiert, wenn Sie den Membranwiderstand um die Hälfte
verringern?
Laden Sie die Parameter LAMBDA.
Hier sind drei Elektroden in variablem Abstand von der Reizelektrode gesetzt. Starten Sie
das Experiment.
• Messen sie die Spannungswerte in verschiedenen Abständen (1, 2, 3, 4, 5 mm). Tragen
Sie den Spannungsabfall über die Distanz graphisch auf und ermitteln Sie daraus die
Längskonstante. Vergleichen Sie diesen Wert mit dem des Programms.
• Nun erhöhen Sie den Membranwiderstand (R m = 20 k ⋅ cm 2 ) und ermitteln wieder die
Spannungsantworten in Abhängigkeit von der Distanz zur Reizelektrode. Wie verändert
sich hierbei Lambda? Wie interpretieren Sie die Kurven hinsichtlich der elektrotonischen
Ausbreitung von Erregung in einer Nervenzelle?
43

3. Versuchstag:
Auslösung und Erregungsleitung von Aktionspotentialen im Bauchmark des Regenwurms,
Lumbricus terrestris
Einführung
Mittels von Aktionspotentialen wird im Nervensystem Information über weite Strecken fortgeleitet.
Die Fortleitungsgeschwindigkeit von Aktionspotentialen bestimmen die Reaktionsgeschwindigkeit
von Reflexen und die Frequenz, mit der Aktionspotentiale generiert werden
können, bestimmen die Reaktionsstärke von Reflexen.
Insbesondere bei Meide- und Fluchtreflexen ist eine schnelle Erregungsleitung wichtig. Im
Laufe der Evolution wurde dies auf folgende Weisen erreicht:
- die Vergrößerung des Axondurchmessers
- die Myelinisierung von Axonen (primär bei Wirbeltieren, saltatorische Erregungsleitung)
- elektrische Synapsen
- geringe Anzahl von Synapsen in der Reflexbahn
Axone mit besonders großen Durchmessern sind bei vielen Invertebraten vorhanden. So
wird das Bauchmark von Oligochaeten und das von vielen Polychaeten in seiner gesamten
Länge von Riesenfasern durchzogen. Fast alle Oligochaeten haben drei dorsal im Bauchmark
gelegene Riesenfasern, welche Interneurone sind (Abb. 1). Beim Regenwurm beträgt
der Durchmesser der medianen Riesenfasern (MRF) ca. 75 µm Durchmesser, und der der
beiden lateralen Riesenfasern (LRF) jeweils 50 µm. Der Durchmesser der MRF wird nach
posterior und die Durchmesser der beiden LRF werden nach anterior kleiner. Sowohl die
MRF als auch die LRF sind von einer auffällig dicken Gliahülle mit vielschichtigen Myelinlamellen
(Markscheide) umgeben, eine Gegebenheit, die als Regelfall nur bei Wirbeltieren
auftritt. Eine solch dicke Gliahülle ist bei Invertebraten neben dem Regenwurm nur bei
Krebsen nachgewiesen. Die Gliahülle der MRF ist dicker als die der LRF. Bei der MRF von
L. terrestris wurde eine saltatorische Erregungsleitung gezeigt. Intersegmental grenzen die
Neurone in eng aneinanderliegenden Membranabschnitten (6,5 - 7,5nm), den sogenannten
Septen, aneinander. Diese Membranabschnitte sind zum Teil durch „gap junctions", miteinander
verbunden (elektrische Synapsen), zum Teil sind die Septen aufgelöst, so dass eine
durchgehende protoplasmatische Verbindungen zwischen den Zellen besteht (beim adulten
Regenwurm sind etwa 60% der Septen der MRF und 20% der Septen der LRF
44

Abb. 1: Lumbricus terrestris. (A) Transversalschnitt, welcher die Lage der Riesenfasern und der
longitudinalen Haupttrakte des Bauchmarks zeigt. (B) Rekonstruktion des Bauchmarks, welche die
Lage der MRF, der LRF, der Rieseninterneuron, der sensorischen Trakten und der Motorneurone
zeigt.
45

aufgelöst). Durch den Wegfall von Synapsen wird die Fortleitungsgeschwindigkeit der
Aktionspotentiale erhöht. Dieses bedeutet auch, dass die Riesenfasern nicht nur aus dem
Axon eines Neurons bestehen, sondern aus miteinander verschmolzenen Nervenzellen
(Syncytium, pro Segment 1 Zellkörper). Die LRF sind durch elektrische Synapsen miteinander
verbunden, die sich in segmentalen Querbrücken (Anastomosen, Abb. 1) befinden.
Dadurch werden die Aktionspotentiale beider LRF über die gesamte Länge des Wurmens
synchronisiert und das extrazellulär abgeleitete Potential ist die Summe der Aktionspotentiale
beider LRF. Neben der MRF und den LRF sind in jedem Segment jeweils ein Paar
lateraler und ein Paar ventraler Rieseninterneurone sowie Riesenmotorneurone lokalisiert.
Während die Erregungsmuster zur Steuerung der meisten Bewegungen beim Regenwurm in
polysynaptischen Netzwerken mit relativ langsam leitende Neuronen generiert werden, sind
die Riesenfasern an schnellen und koordinierten Meidereaktionen beteiligt. Die MRF und die
LRFs sind unterschiedlich mit sensorischen und motorischen Neuronen verschaltet. Die
MRF wird von Rieseninterneuronen erregt, die ihrerseits durch Sinneszellen (z. B. Mechanorezeptoren)
aus den vorderen Körpersegmenten erregt werden. Die LRF erhalten dagegen
wahrscheinlich direkte Eingänge von Sinneszellen der posterioren Körpersegmente. Sowohl
die Aktivität der MRF als auch die der LRF wird auf Motorneurone verschaltet, die ihrerseits
die Längsmuskulatur innervieren. Die LFR verschalten allerdings zusätzlich auf Motorneurone,
die die Muskulatur zum Ausstrecken von Borsten am anterioren Körperende innerviert,
wohingegen die MFR auf Motorneurone verschaltet, deren Aktivität zum Ausstrecken
der Borsten am posterioren Körperende führt. Daher führt Aktivität der LFR letztendlich
dazu, dass das anteriore Körperende am Substrat festgehalten und das posteriore
Körperende weggezogen wird. Die Aktivität der MFR dagegen führt zur Abflachung des
posterioren Körperendes, wodurch das anteriore Körperende weggezogen wird. Die Aktionspotentialfrequenz
in den jeweiligen Sinneszellen kodiert die Reizstärke und bestimmt die
Anzahl der Aktionspotentiale in den Riesenfasern, und somit auch die Stärke der
Rückzugsantwort (Meidereaktion).
Experimentelle Aufgaben
Zunächst sollen einige Verhaltensbeobachtungen zur Lokomotion am intakten Wurm durchgeführt
werden. Dann soll die neuronale Aktivität der RF sowohl bei mechanischer als auch
bei elektrischer Reizung abgeleitet werden. Wie bereits festgestellt, legt u.a. die Fortleitungsgeschwindigkeit
fest, wie schnell Information in polysynaptischen Schaltkreis
weitergeleitet wird. Je größer die Spanne zwischen der niedrigsten und der höchsten
Frequenz ist, mit der Axone Aktionspotentiale generieren können, desto mehr Information
46

kann auf die postsynaptische Zelle übertragen werden. Sowohl die Fortleitungsgeschwindigkeit
als auch die maximale Aktionspotential-Frequenz der beiden
Riesenfasersysteme soll daher bestimmt werden.
Aufgaben
1. Kurze Beobachtung der Lokomotion des intakten Wurms
Der Wurm wird auf ein angefeuchtetes Filterpapier gelegt und während der Kriechbewegung
beobachtet. Meidereaktionen werden durch Berühren des anterioren- bzw. des posterioren
Körperendes des Wurms mit einem stumpfen Gegenstand ausgelöst.
Beobachten Sie die peristaltischen Wellen während der Kriechbewegung, und vergleichen
Sie die aufeinander abgestimmte Bewegung der Körpersegmente mit der Koordination der
Segmente während der Meidereaktionen.
Worin besteht der Unterschied in den Meidereaktionen, wenn sie während der Bewegung
oder wenn sich der Wurm in Ruhe befindet, ausgelöst werden?
Welche Aufgabe erfüllen die ventral und lateral aus dem Hautmuskelschlauch austretenden
Borsten bei der Lokomotion?
2. Registrierung der Riesenfaser-Antworten bei mechanischer und elektrischer Reizung
Präparation
Um den Wurm für die Präparation leicht zu "betäuben", wird er kurz in ein Becherglas
gelegt, das etwa zwei Finger hoch mit Eiswasser gefüllt ist. Ist er bewegungsunfähig, wird er
mit der Ventralseite nach unten vorn und hinten in die Halterungen der Ableitwanne eingeklemmt.
Dabei ist darauf zu achten, dass er an beiden Enden über den paarigen Reizelektroden
liegt. Der freiliegende mittlere Teil des Wurms wird nun mit Nadeln fixiert, die
neben den Halterungen seitlich in den Hautmuskelschlauch (HMS) eingestochen werden.
Während der weiteren Präparation wird der Mittelteil des Wurms gelegentlich mit gekühlter
Ringerlösung gespült.
Mit einem flach geführten Schnitt (mit der Präparierschere) entlang der dorsalen Medianlinie
wird nun der HMS 2-3 cm geöffnet, wobei der Darm des Tieres sichtbar wird. (Vorsicht,
Darm nicht verletzen. Austretende Verdauungssäfte schädigen das Bauchmark, so dass
eine neue Präparation nötig wird).
47

Der HMS wird mit Nadeln auseinandergeklappt und in der Wachsplatte der Ableitwanne
fixiert, so dass der Darm vorsichtig auf eine Seite gelegt werden kann. Dabei muss er mit
einem Glasstab von Dissepimenten befreit werden, die ihn mit dem HMS verbinden.
Das Bauchmark (Abb. 2), das als weißlicher Strang sichtbar ist, wird ebenfalls mit einem
Glasstab von den Resten der Dissepimente und den segmentalen Nerven getrennt, so dass
es sich auf einer ca. 2 cm langen Strecke vom HMS abheben lässt.
Die Ableitelektroden werden unter das Bauchmark gelegt und leicht angehoben. Die Wunde
wird mit Ringerlösung angefeuchtet. Während des Versuchs darf das Bauchmark an der
Ableitstelle nicht mit Ringerlösung in Kontakt stehen (am besten wird die Lösung an dieser
Stelle mit einem kleinen Papiertuch vorsichtig abgesaugt), denn sonst kommt es zu einem
Kurzschluss.
Alternative Möglichkeit falls keine stabilen Ableitungen vom Bauchmark erzielt werden
sollten: Aufgrund der extrem dicken Durchmesser der Riesenfasern ist es möglich, deren
elektrische Feldpotentiale auch durch den geschlossenen Hautmuskelschlauch hindurch
abzuleiten. In diesem Fall wird der intakte Regenwurm mit der Ventralseite nach unten in die
Halterungen der Ableitwanne eingeklemmt. Dabei ist darauf zu achten, dass er an beiden
Enden über den paarigen Reizelektroden liegt. Dieses experimentelle Design hat folgende
Nachteile: Die abgeleiteten Feldpotentiale sind aufgrund der größeren Entfernung zu den
Elektroden kleiner und somit schwieriger zu identifizieren. Zweitens verändert jede
Bewegung des Tieres die Form der Feldpotentiale, da die Elektroden nicht direkt an den
Riesenfasern anliegen. Drittens werden die Potentiale der Riesenfasern von den aus dem
Hautmuskelschlauch abgeleiteten Muskelpotentialen maskiert. Viertens kann die Reizschwelle
zum Auslösen von Muskelkontraktionen durchaus unter der zum Auslösen von
Aktionspotentialen in den Riesenfasern liegen, was alle Experimente mit elektrischer
Reizung erheblich erschwert. Der Vorteil dieses Ansatzes besteht darin, dass man auch die
aus dem Meidereflex resultierenden Muskelpotentiale ableitet.
48

Abb. 2: Anatomie von Lumbricus terrestris (nach Renner).
49

a. Mechanische Reizung
Das Vorder- und Hinterende des Wurmes wird mit einem Holzstab durch die Löcher in den
Halterungen mechanisch gereizt, und die elektrische Aktivität des Bauchmarks wird abgeleitet.
3. Unterscheiden Sie die Amplitude und die Form der Impulse, wenn das anteriore bzw.
das posteriore Körperende gereizt wird, und ordnen Sie die Impulse den verschiedenen
Riesenfasern zu.
4. Lassen sich Bewegungen des Wurms auf die Reize hin beobachten, und wie sind diese
mit den Aktivitäten des Bauchmarkes korreliert?
b. Elektrische Reizung
Um genauere Unterschiede zwischen den beiden Riesenfasersystemen experimentell zu
untersuchen, ist es notwendig, die Aktionspotentiale in den Riesenfasern kontrolliert zu
erzeugen. Dies ist durch elektrische Reizung möglich.
5. Messung der Reizschwelle und Identifizierung der Aktionspotentiale
Protokollieren Sie die Reizstärke, bei der sich zum erstenmal Impulse ableiten lassen. Bei
weiterer Erhöhung der Reizstärke wird ein zweites Aktionspotential auftreten (warum?).
Messen Sie den zeitlichen Abstand zwischen den Ereignissen, ordnen Sie die Ereignisse
Ihrem Versuchsaufbau zu und begründen Sie die Zuordnung (Verzögerung, Latenz, Aktionspotentiale
der Riesenfasertypen, Stimulusartefakt).
Vergleichen Sie Form und Amplitude der Aktionspotentiale, wenn Sie am Vorder- und am
Hinterende des Wurmes reizen. Welche Unterschiede gibt es zur mechanischen Reizung?
Ordnen Sie die Impulse den beiden Riesenfasersystemen zu, und begründen Sie Ihre
Zuordnung. Warum werden die Riesenfasern bei geringer elektrischer Reizspannung zuerst
erregt, und warum leiten Sie nur 2 verschiedene Aktionspotentiale ab? Welche Aktionspotentialamplitude
kann welcher Riesenfaser zugeordnet werden.
50

6. Abschätzen der Fortleitungsgeschwindigkeit
Aus der Latenz zwischen Stimulusartefakt und Aktionspotentialen und dem Abstand
zwischen Reiz- und Ableitelektroden lassen sich die Fortleitungsgeschwindigkeiten der
Aktionspotentiale für die beiden Riesenfasersysteme abschätzen.
Geben sie die Fortleitungsgeschwindigkeiten in m/sec an. Um die Fortleitungsgeschwindigkeit
zu bestimmen, messen Sie die Latenz zwischen Reizartefakt und Aktionspotential und
den Abstand zwischen Reiz- und Ableitelektroden. Da die Fortleitungsgeschwindigkeit
temperaturabhängig ist, sollten Sie darauf achten, dass Sie die Temperatur während der
Messungen ungefähr konstant halten. Diskutieren Sie warum die MRF eine höhere Fortleitungsgeschwindigkeit
hat als die LRF. Erklären Sie auch warum die Fortleitungsgeschwindigkeit
davon abhängt ob die vorderen oder hinteren Elektroden für die elektrische
Reizung verwendet werden. Diskutieren Sie die Funktion der elektrischen Synapsen der
MRF und der LRF.
7. Messen der maximalen AP-Frequenzen und der Refraktärphasen
Die einfachste Möglichkeit, die maximale Frequenz zu messen, mit der noch Aktionspotentiale
ausgelöst werden können, ist es, mit zwei Pulsen zu reizen, die kurz aufeinander
mit variabler Verzögerung folgen. Dazu stellen Sie den linken Schiebeschalter des Reizgenerators
auf „Twin-Puls". Mit dem „Delay"-Knopf wird nun der zeitliche Abstand zwischen
zwei Reizpulsen reguliert, Stellen Sie die Reizstärke auf einen Wert ein, der gerade oberhalb
der Schwellenreizstärke zur Auslösung eines Aktionspotentiales liegt (Pulsdauer 0,1 ms),
und applizieren Sie „Twin“ Pulse und nehmen Sie ein elektronisches Datenfile mit Hilfe des
CEDs auf. Beginnen Sie mit einem möglichst großen zeitlichen Abstand zwischen den
beiden Reizpulsen eines „Twin“ Pulses.
Im Folgenden verringern Sie den zeitlichen Abstand zwischen den Reizpulsen, bis der zweite
Puls gerade kein Aktionspotential mehr auslöst. Protokollieren Sie die Aktionspotentialamplituden
zu den verschiedenen zeitlichen Abständen. Erhöhen Sie dann die Reizamplitude
soweit, bis gerade wieder ein Aktionspotential sichtbar wird. Fahren Sie auf diese
Weise fort, bis eine Reizamplitude von maximal 10 V erreicht wird. Protokollieren Sie die
Reizstärken und den zeitlichen Abstand zwischen den Pulsen. Bei diesem Experiment ist es
natürlich günstig, wenn nur noch eines der Riesenfasersysteme funktioniert. Ist das nicht der
Fall müssen Sie die einzelnen Aktionspotentialtypen anhand ihrer Form identifizieren.
51

Tragen Sie zum einen die Amplitude des zweiten Aktionspotentials bei der zuerst gewählten
Schwellenreizstärke gegen den zeitlichen Abstand zwischen den Reizpulsen graphisch auf.
Zum andern stellen Sie die Schwellenreizstärken als Funktion der Verzögerung zwischen
den Reizpulsen dar. Diskutieren Sie anhand Ihrer Daten die Begriffe „absolute" und „relative
Refraktärphase". Mit welcher Maximalfrequenz können die Riesenfasern feuern?
Fragen und Probleme, die Sie im Rahmen Ihres Protokolls behandeln sollten:
- Wie werden Aktionspotentiale weitergeleitet? Welche Eigenschaften von Nervenzellen
bestimmen die Fortleitungsgeschwindigkeit von Aktionspotentialen? Nach
welchen Prinzipien lässt sich die Fortleitungsgeschwindigkeit erhöhen? Warum?
- Aus welchem Grund ist die Erregungsübertragung an elektrischen Synapsen
schneller als an chemischen Synapsen?
- Bringen Sie das beobachtete Verhalten des Regenwurms mit Ihren Kenntnissen über
die Riesenfasersysteme in Zusammenhang. Worin unterscheidet sich die Kriechbewegung
des Regenwurms von den schnellen Meidereaktionen?
- Was verstehen Sie unter Refraktärphase? Erklären Sie, wie die maximale Aktionspotentialfrequenz
von Axonen mit den Leitfähigkeitsänderungen für Na + - und K + -
Ionen zusammenhängt.
Literatur
P.J. Mill, Recent Developments in Earthworm Neurobiology. Comp. Biochem. Physiol. 73 A,
641-661, 1982.
52

4. Versuchstag:
Funktionsweise eines Mechanorezeptors:
Der Flügelstreckrezeptor der Wanderheuschrecke
Sinnesorgane haben die Funktion, Ereignisse der inneren oder äußeren Umwelt eines
Tieres durch geeignete Hilfsstrukturen zu registrieren und in bioelektrische Erregungen ihrer
Sinneszellen umzuwandeln (Transduktion). Dabei besteht ein Zusammenhang zwischen der
Stärke des Reizes und der "Stärke" der Erregung (erst als Rezeptorpotential und dann als
Aktionspotentialfrequenz), der in einer Kennlinie dargestellt werden kann (Ordinate:
Rezeptorpotential in mV oder Frequenz der Aktionspotentiale in Hz, Abszisse: Reizintensität,
oft logarithmisch aufgetragen). Die Erregungen der Sinneszellen werden meist in Form von
Aktionspotentialen in das ZNS geleitet und dort weiter verarbeitet (Integration). In diesem
Versuch soll ein Mechanorezeptor, der Flügel-Streckrezeptor einer Heuschrecke, untersucht
werden. Hierzu werden Aktionspotentiale extrazellulär von einem peripheren Nerv abgeleitet,
in dem das Streckrezeptoraxon verläuft, und die Erregung des Streckrezeptors in Abhängigkeit
von stufenförmigen Auf- und Abwärtsbewegungen eines Flügels registriert. Auf diese
Weise können die Kennlinien und das Adaptationsverhalten der Rezeptoranwort untersucht
werden.
Theoretische Grundlagen
Der Flügelstreckrezeptor besteht aus einer einzigen Rezeptorzelle in enger Verbindung mit
einem straffen Bindegewebsstrang, der zwischen zwei Kutikulaplatten im membranösen
Gelenk jedes der vier Flügel aufgespannt ist. Durch Anheben eines Flügels oder Kippen
seiner Vorderkante nach unten (Pronation) wird der Strang gestreckt. Dies führt zur Öffnung
von mechanosensitiven Ionenkanälen in den Dendriten, damit zur Depolarisation der
Rezeptorzellmembran und zur Auslösung von Aktionspotentialen im Axon der Zelle. Zwar
enthält der Nerv, in dem das Streckrezeptoraxon verläuft (N1D 2 ), viele andere Axone, diese
haben aber einen wesentlich geringeren Durchmesser, sodaß Aktionspotentiale des Streckrezeptors
in extrazellullären Summenableitungen deutlich hervortreten. Somit kann ohne
Schwierigkeiten die Aktivität einer einzelnen sensorischen Rezeptorzelle mit einfachen
Mitteln (extrazelluläre, bipolare differentielle Ableitung) studiert werden!
53

A: Halbschematische Zeichnung der Lage der Ganglien und des Verlaufs des Vorderflügelnervs
(N1) einer längseröffneten Wanderheuschrecke.
B: Schema der Sinnesorgane des Heuschreckenvorderflügels und ihre Innervierung
durch den Flügelnerv (N1)
54

Der Streckrezeptor gehört zu dem weit verbreiteten Typ der phasisch-tonischen Sinneszellen.
Bei geschlossenem Flügel kann eine relativ gleichmässige (tonische) Entladung des
Streckrezeptors von ca. 5-20 Impulsen/sec (Hz) abgeleitet werden. Anheben des Flügels
führt zu einer raschen Erhöhung der Entladungsrate (phasischer Anteil der Antwort). Danach
sinkt durch Adaptation allmählich die Entladungsfrequenz auf einen für diese Stellung neuen
Ruhewert ab (tonischer Anteil der Antwort).
Mittels der intrazellulären Ableittechnik wurde gezeigt, daß zwischen Steckrezeptor (SR) und
Motoneuronen (MN), die die Flügelsenkermuskeln innervieren, eine monosynaptische
Verbindung besteht: Auf jedes Streckrezeptoraktionspotential folgt nach einer konstanten
Latenz von ca. 1 ms (gemessen nach Abzug der Leitungszeit der Streckrezeptoraktionspotentiale
vom Ableitort bis zum ZNS) ein exzitatorisches postsynaptisches Potential (EPSP)
im Motoneuron.
Dem gegenüber rufen Streckrezeptoraktionspotentiale in Motoneuronen, die Flügelhebermuskeln
versorgen, inhibitorische post-synaptische Potentiale (IPSP's) hervor. Allerdings ist
diese Verschaltung höchstwahrscheinlich polysynaptisch (d.h. es ist mindestens ein
hemmend wirkendes Interneuron (IN) zwischen Streckrezeptor und Motoneuron geschaltet).
55

Die Funktion der Streckrezeptoren beim Flug der Heuschrecke ist vermutlich die Festlegung
des oberen Wendepunkts (Umschlagpunkt) eines Flügels. Zuerst glaubte man, sie seien Teil
eines Reflexkreises, der für die Erhaltung der rhythmischen Flugbewegungen verantwortlich
ist. Durchtrennungen der 4 Streckrezeptoraxone zeigten jedoch, daß Flügelschläge weiterhin
durchgeführt werden können, allerdings mit verminderter Frequenz. Heute herrscht die
Meinung vor, daß das ZNS sogar im isoliertem Zustand durch die Aktivität eines neuronalen
Netzwerks (zentraler Muster-Generator) ein flugähnliches motorisches Muster erzeugen
kann. Im intakten Tier werden die endgültigen präzisen Flügelbewegungen durch
sensorische Eingänge (z.B. vom Streckrezeptor, sensorische Rückkopplung), die auf das
zentral erzeugte Muster einwirken, angepasst und verändert (moduliert). Der Streckrezeptor
könnte als Regler für die Schlagfrequenz, die Schlagamplitude und den Anstellwinkel des
Flügels dienen und ist nur während eines bestimmten Zeitfensters eines Flügelschlags aktiviert
und damit wirksam (phasenabhängiger Reflex, bedeutet, daß die sensorische Rückkopplung
nur innerhalb einer bestimmten Bewegungsperiode wirksam ist).
Extrazelluläre Ableitungen vom Streckrezeptornerv während des (fixierten) Fluges einer
Wanderheuschrecke zeigen, daß der Sterckrezeptor bei jedem Flügelschlag jeweils am
oberen Wendepunkt des Flügels 1 bis 2 Aktionspotentiale erzeugt.
Ausführung
Aktionspotentiale des Streckrezeptoraxons des Vorderflügels werden vom Nerv (N1D)
mittels bipolarer Hakenelektroden und einem differentiellen AC-Verstärker extrazellulär
abgeleitet. Bevor Sie anfangen, sollten Sie dieses Skript genau durchlesen!
Präparation
- Heuschrecke durch Kühlung betäuben (15 min in Kühlschrank oder auf Eiswasser).
- Kopf und Pronotum mit einer Schere abtrennen.
- Die Beine an der Coxa, und das Abdomen zwischen dem 2. und 3. Abdominalsegment
abschneiden.
- Darm aus dem Thorax mit einer Pinzette herausziehen.
- Nach Aufklappen der Flügel wird der dorsale Deckel des Thoraxes mit einem
medialen Längsschnitt durchtrennt.
- Nach leichtem Öffnen des Thorax wird das Präparat auf einer mit Wachs gefüllten
Wanne mit Nadeln befestigt. Die Nadeln dürfen nicht durch das Flügelgelenk
gesteckt werden oder die Bewegungen des Flügels beeinträchtigen! Auslenkungen
des Flügels sollten nicht allzu große Bewegungen des restlichen Präparates
bewirken.
56

- Vorderflügel im Halter der Reizapparatur mit Klebeband befestigen. Der Flügeldrehpunkt
muss mit dem Drehpunkt des Reizapparates übereinstimmen.
- Hakenelektroden leicht auf den Luftsack auflegen, an der Stelle, an der unterhalb
des Luftsacks der Nerv verläuft, oder den Streckrezeptornerv direkt auf die Hakenelektrode
legen. Dieser Nerv kann dadurch leicht erkannt werden, daß er unter einem
Luftsack verläuft, der über den Thorakalmuskeln liegt.
- Ableitung kontrollieren, die Amplitude der Aktionspotentiale sollte ca. 1 mV betragen,
bzw. das Signal-Rausch-Verhältnis sollte mindestens 10 : 1 betragen.
Versuchsdurchführung
In diesem Versuch wird ein waagerecht ausgeklappter Flügel als eine 90 o Auslenkung
definiert. Bei 60 o (d.h. 30 o weiter nach unten) hat der Flügel eine stabile Lage (Ruhelage).
1. Flügel in Ruhelage (60 o ) bringen. Antwort des Steckrezeptors 2 min. lang mit
Spike2 aufnehmen und Entladungsfrequenz ermitteln.
Von dieser "Ruhelage" ausgehend wird die Entladungsfrequenz des Streckrezeptors nach
Anheben des Flügels gemessen. Zuerst aber sollten Sie eine Tabelle, in der die gemessenen
Werte eingetragen werden können, nach folgendem Muster anfertigen:
57

Auslenk-winkel
5 s 10 s 30 s 60 s
F F F F
F: Entladungsfrequenz (Hz) des Streckrezeptors
2. Versuchen Sie ca. 3 Sätze von Daten für mindestens 4 verschiedene Auslenkwinkel
zu gewinnen. (Ideal wäre: 60° - 76° und zurück, 60° - 92° und zurück, 60° - 108° und
zurück, 60° - 124° und zurück.) Flügel möglichst nicht über 140° heben (Gefahr der
Überdehnung des Streckrezeptors!). Nach der erfolgten Auslenkung Ermittlung der
Entladungsfrequenz zu den Zeiten etwa 5s, 10s, 30s und 60s. Nach diesen
Messungen dann den Flügel wieder in die Ausgangslage von 60 Grad zurückführen
und warten, bis sich die Frequenz für die Ruhelage bei 60 Grad wieder in etwa eingestellt
hat. Werte in eine Tabelle eintragen. Auslenkwinkel messen (ein Rasterpunkt
an der Reizapparatur entspricht einer Auslenkung von 8 0 ). Entladungsfrequenz des
Streckrezeptors in Hz gegenüber der Zeit auftragen.
3. Sie machen einen gleichartigen Versuch, gehen aber zwischen den Auslenkungen
nicht auf die Ruhelage zurück, sondern drehen nach der Messzeit von mind. 60 s bis
zum nächsten Versuchswinkel weiter. Auf diese Weise ergibt sich eine stufenförmige
Reizung des Streckrezeptors. Wie vorher messen Sie die Entladungsfrequenzen der
Streckrezeptoren nach 5, 10, 30 und 60 Sekunden und tragen die Werte wieder in
eine Tabelle ein.
4. Flügel auf die Stellung 124° bringen. Durch einmaliges Drehen der Reizapparatur in
die Ruhelage (60°) zurückklappen. Die Entladungsfrequenz alle 5s bis zur Erreichung
der Ruhefrequenz messen.
5. Flügel aus der Reizapparatur heraus nehmen. Durch vorsichtiges Drehen der Flügel
um ihre Längsachse (Vorderkante nach unten: "Pronation", nach oben: "Supination")
eventuelle Veränderungen der Entladungsfrequenz des Streckrezeptors notieren.
58

Bestimmung der Kennlinien
Mittelwert und Standardabweichung der Aktionspotentialfrequenz (Ordinate) gegenüber Zeit
(Abszisse) für die verschiedenen Auslenkwinkel auftragen. Kurven einzeichnen, die den
gemessenen Werten für jeden Auslenkwinkel am besten beschreiben. Aus dieser Zeichnung
mittlere Frequenz der phasischen (bei ca. 1s) und tonischen (bei 60s) Antwort für jeden
Auslenkwinkel entnehmen. Tragen Sie diese Werte (Ordinate) gegen den Auslenkwinkel
(Abszisse) auf und zeichnen Sie dann die Kennlinie für die phasische und tonische
Rezeptorerregung getrennt ein.
Die folgenden Fragen dienen zur Überprüfung Ihres Wissens. Sie könnten diese Fragen in
einem Anhang zu Ihrem Protokoll beantworten, sollten Sie Wert darauf legen, Ihre
Antworten von einem/r der Lehrveranstalter/innen korrigiert zu bekommen. Bitte halten Sie
Ihre Antworten kurz und prägnant.
Fragen
- Welche Vorgänge laufen zwischen dem Anheben eines Flügels und der Auslösung
von Aktionspotentialen im Streckrezeptorneuron ab?
- Wodurch ist die maximale Entladungsrate des Streckrezeptors begrenzt?
- Was verstehen Sie unter phasischen und tonischen Rezeptoren? Welche Information
übertragen sie?
- Welche physikalischen Parameter kann der Streckrezeptor messen? In welcher
Form werden diese kodiert?
- Bei einer typischen Flügelschlagfrequenz von 25 Hz entlädt der Streckrezeptor einer
Wanderheuschrecke 1 bis 2 mal pro Aufschlag. Welche Funktionen erfüllt der
Streckrezeptor Ihrer Meinung nach während des aktiven Flugs und des Segelflugs, in
turbulenter Luft?
- Worin könnte der Vorteil bestehen, daß die meisten Rezeptoren eine Kennlinie
besitzen, die mit dem Logarithmus der Reizintensität ansteigt?
- Was ist Adaptation? Wie geschieht dies? Welche funktionelle Bedeutung hat sie?
- Was ist der Unterschied zu Habituation?
- Erklären Sie die Veränderung der Entladungsfrequenz des Streckrezeptors beim
Zurückklappen des Flügels.
- Welche Versuche könnte man durchführen, um mehr über die Funktion von Sinneszellen
wie dem Flügelstreckrezeptor zu erfahren?
- Kennen Sie Streckrezeptoren, die bei Wirbeltieren vorkommen?
59

Literatur
Burrows, M. (1975) Monosynaptic connexions between wing stretch receptors and flight
Motoneurons of the locust. J.exp.Biol. 62:189-219.
Nachtigall, W. (1983) Biona Report 2, Insect Flight II, Akad. Wiss. Mainz: G. Fischer Verlag,
Stuttgart, New York.
Pabst, H. & Schwarzkopff, J. (1962) Zur Leistung der Flügelgelenk-Rezeptoren von Locusta
migratoria. Z.verg.Physiol. 45:396-404.
Robertson, R.M. (1992) Sensory adaptation: extracellular recording from locust wing hinge
stretch receptor. Am.J.Physiol. 263:7-11.
60

5. Versuchstag:
Farbensehen (Psychophysische Experimente zum Farbensehen)
Farbempfindungen gehören zu den besonders wichtigen Sinneseindrücken, die wir beim
Betrachten unserer Umwelt haben. Daher begründet sich vielleicht auch das schon sehr alte
Interesse, die Grundlagen und Gesetzmäßigkeiten dieser Wahrnehmungen zu erforschen
und zu beschreiben. Dieser Praktikumstag soll Ihnen eine Einführung in die dazu benutzten
Methoden, die grundlegenden Ergebnisse und ihre moderne, physiologische Deutung geben.
Achten Sie darauf, daß die im Skript formulierten Fragen in Ihrem Protokoll beantwortet
werden.
Physiologie des Farbensehens
Farbempfindungen entstehen im Gehirn dadurch, dass emittiertes oder reflektiertes Licht auf
die Retina im Auge fällt und von Photorezeptoren absorbiert wird. Über eine Signalkaskade
wird die Information über den Lichtreiz an die nachgeschalteten neuronalen Netzwerke
weitergeleitet. Physikalisch existieren Farben nicht, sondern nur Lichtreize. Farben sind
Wahrnehmungsphänomene, die aus der neuronalen Verschaltung verschiedenartiger Photorezeptoren
entstehen.
1.0
0.8
Spektrale Sensitivität
0.6
0.4
0.2
S
M
L
0.0
400 500 600 700
Wellenlänge (nm)
Abb.1: Die spektralen Empfindlichkeitskurven der menschlichen, am Farbensehen beteiligten Photorezeptoren
(Zapfen): S-, M- und L-Rezeptor. Die Bezeichnung leitet sich aus der Lage der Empfindlichkeitsmaxima ab (short
(S), middle (M) und long (L) wavelength receptor). Oft werden sie auch nach der menschlichen Farbe des
Spektrallichtes aus dem Wellenlängenbereich, in den die Maxima fallen, benannt: Blau-, Grün- und Rotrezeptor.
61

Die menschliche Farbwahrnehmung ist trichromatisch, da drei spektrale Rezeptortypen
beteiligt sind. Im Vergleich zu den meisten Säugern mit einer dichromatischen Farbwahrnehmung,
sind wir fähig, sehr viel mehr Farben zu unterscheiden. Die unterschiedlichen
spektralen Empfindlichkeitsbereiche der Rezeptoren (Abb. 1) sind Voraussetzung für ein
Farbsehsystem, jedoch nicht allein ausreichend. Erst die entsprechende neuronale
Verschaltung, ermöglicht die Farbwahrnehmung. Der einzelne Photorezeptor stellt nur einen
farbenblinden Lichtquantenzähler dar. So kann der S-Rezeptor – der also überwiegend im
kurzwelligen Teil des Spektrums empfindlich ist – nicht unterscheiden, ob und wieviel der
absorbierten Energie von Lichtquanten mit 420 nm oder 480 nm Wellenlänge stammen. Die
Signale der Photorezeptoren werden in den nachgeschalteten Gegenfarbneuronen dann so
ausgewertet, daß diese Zweideutigkeit verschwindet und die spektralen (also Wellenlängenabhängigen)
Eigenschaften des Lichts unabhängig von der Intensität des Lichtreizes
analysiert werden. Grundlegendes Merkmal der auswertenden visuellen Neurone ist die
Subtraktion von Rezeptorsignalen, z.B. das M- und L-Rezeptorsignal wird positiv verschaltet
und das S-Rezeptorsignal negativ (Abb.2). Bei unbunten (achromatischen) Farben, wie
Schwarz, Weiß, Grau, erfolgt die Verarbeitung über Neurone, die die Rezeptorsignale
einfach summieren, und daher nicht unterscheiden können, wieviel Erregung von welchem
Rezeptor stammt. Sie sollen informieren, wie intensiv ein Lichtstimulus ist. Die neuronale
Verschaltung der Photorezeptoren führt also dazu, daß es chromatische Neurone (spektral
antagonistisch verschaltete) und achromatische Neurone gibt. Letztere erhalten in der Fovea
von allen 3 spektralen Rezeptortypen (S, M, L, siehe Abb. 1) gleichartigen Eingang, außerhalb
der Forea erhalten diese Neurone Eingang von den Stäbchen.
62

+
Abb. 2: Schema der neuronalen Verschaltung im menschlichen Farbsehsystem.
Psychophysik des Farbensehens
In den bisherigen Kurstagen haben Sie sich überwiegend mit der Bildung und Weiterleitung
neuronaler Signale beschäftigt sowie Methoden kennengelernt, wie man solche Vorgänge
direkt messen kann. Für viele Fragestellungen war oder ist es jedoch nicht möglich direkte
Messungen an Neuronen oder Gehirn vorzunehmen oder die untersuchten Prozesse sind so
komplex, dass man zunächst nur über Verhaltensexperimente einen Zugang schaffen kann.
In psychophysischen Experimenten kann man untersuchen, wie die Farbwahrnehmung
von den physikalisch beschreibbaren Reizen abhängt. Beim Studium der Sehwahrnehmung
werden die Lichtreize dabei von den Versuchspersonen bezüglich ihrer Gleichheit (Identitätsurteil),
bezüglich des Grades ihrer Verschiedenheit (Ähnlichkeitsurteil) oder bezüglich
63

Qualität beurteilt. Untersucht man das Farbensehen, dann besteht die Beurteilung der
Qualität des Lichtreizes darin festzustellen (in Worten zu beschreiben), um welche Art von
Farben es sich handelt, also ob sie als reine Farben (Urfarben) oder als gemischte Farben
wahrgenommen werden.
Als Urfarben gelten beim Menschen nach Ewald Hering Blau, Gelb, Grün, Rot, Schwarz und
Weiß. Alle anderen Farbempfindungen enstehen aus der Mischung von Urfarben. Dabei
können Rot und Grün bzw. Blau und Gelb nie gleichzeitig auftreten, sie scheinen sich
gegenseitig auszuschließen. Deshalb bezeichnet man diese Paare als Gegenfarbenpaare.
Dies gilt nicht für das verbleibende Paar der (achromatischen) Urfarben schwarz und weiß:
Im Grau können sie gemeinsam auftreten. Gemischte Farben entstehen z.B. aus Gelb und
Rot (Orange) oder aus Rot und Blau (Purpur).
Dieser Vorstellung stand im 19. Jahrhundert die von Thomas Young begründete trichromatische
Theorie des Farbensehens gegenüber, die auf den Erkenntnissen von I. Newton’s
Farbmischexperimenten mit monochromatischen Lichtern basierte und von James Maxwell
und Hermann von Helmholtz weiter vertieft wurde. Im Mittelpunkt dieser Theorie steht die
Beobachtung, daß sich jede Farbe aus drei in einem spezifischen Intensitätsverhältnis
gemischten sogenannten Primärlichtern (Rot, Grün, Blau) herstellen lässt. Eine weitere
Beobachtung war, daß sich die gleiche Farbe durch verschiedene Lichtmischungen
erzeugen lässt (metamere Farben) und daß sich eine geroße Zahl von Farbpaaren zu
Unbunt mischen lassen (Komplementärfarbenpaare). Diese Farbmischungsregeln wurden
mathematisch beschrieben und bildeten die Grundlage für die Entwicklung von Farbräumen
und Farbsehmodellen. Aufgrund dieser Betrachtungsweise gelangt man zu 8 Grundfarben:
Rot, Grün, Blau, Gelb (Mischung aus Rot und Grün), Magenta (Blau und Rot), Cyan (Grün
und Blau) sowie Schwarz und Weiß. Das klingt alles ganz schön verwirrend und ist es auch,
denn tatsächlich sind die 4 Urfarben (Blau, Gelb, Rot, Grün, nach der Gegenfarbentheorie
von Hering) und die 6 Grundfarben (Blau, Gelb, Rot, Grün, Magenta, Cyan, nach der
Young-Helmholtz'schen trichromatischen Theorie) nicht dasselbe, da sich die Bezeichnungen
für qualitative Wahrnehmungspähomene (Farben) auf zwei verschiedene Theorien des
Farbensehens beziehen. Tatsächlich stellt sich heraus, daß beide Theorien zutreffend sind,
die trichromatische Theorie auf der Ebene der Rezeptoren und die Gegenfarbentheorie auf
der Ebene der neuronalen Verschaltung.
64

Farbräume und -diagramme
Man möchte nun Farben nicht nur mit Worten beschreiben können, sondern objektiv mit
numerischen Werten. Wie kann man Farbunterscheidung quantitativ erfassen und
auswerten? Wie sehen die neuronalen Interaktionen aus, die die Farbwahrnehmung
bewirken? Zunächst einmal versuchen wir die Farbwahrnehmung schematisch zu untergliedern
(Abb.3).
Stufe 1 beschreibt die Absorption der Lichtquanten durch die Photorezeptoren, die entweder
auf den Teststimulus oder einen Referenzstimulus schauen. Die Signale der Photorezeptoren
werden kodiert mit Hilfe von Gegenfarbneuronen und intensitätsmessenden
Neuronen (Stufe 2). Als nächster Prozessierungsschritt erfolgt im Gehirn der Vergleich
zwischen zwei kodierten Farben (Stufe 3). Können diese unterschieden werden, kann als
Stufe 4 ein verbales Ähnlichkeitsurteil erfolgen (Mensch) oder eine an die Testfarbe
gekoppelte Verhaltensweise ausgeführt werden (Tier).
Abb.3: Vierstufiges Schema der Farbunterscheidung.
Der von einem Photorezeptor absorbierte Lichtstrom kann wie folgt bestimmt werden: Der
wirksame (absorbierte) Photonenstrom P i (i= einer der drei Zapfentypen, siehe Abb. 1)
berechnet sich aus der spektralen Intensitätsverteilung des beleuchtenden Lichtes I(λ) und
des von einer Oberfläche reflektierten Lichtes R(λ) sowie den drei spektralen Sensitivitätsfunktionen
S i (λ)und einem Adaptationsparameter C:
720
( λ) R( λ) S ( λ)
Pi = C I
i
dλ
, (1)
380
65

Also gilt für jeden der drei spektralen Photorezeptortypen S, M, L:
P
S
=
720
380
I
( λ) R( λ) S ( λ)
S
dλ
P
P
M
L
( λ) R( λ) S ( λ)
= I
dλ
M
( λ) R( λ) S ( λ)
= I
dλ
L
Da die drei spektralen Photorezeptortypen unabhängig von einander arbeiten, hat man drei
Eingangsparameter für das Farbsehsystem (Abb. 3, Stufe 1). Daraus kann ein dreidimensionales
Koordinatensystem, ein Farbraum, konstruiert werden (Abb.4), in dem
P M
P L
P S
P M
P S
P L
Abb.4: Der Rezeptorfarbraum.
jeder Farbe ein Farbort mit drei Koordinaten (P S , P M , P L ) zugewiesen werden kann. Dieser
Farbraum ist zugleich der Rezeptorraum, da in unserem Beispiel die Eingangsparameter
über die Rezeptoreigenschaften definiert sind. Der Farbort befindet sich am Ende des Farbvektors
(F), der aus der Nullkoordinate des Koordinatensystems hervorgeht. Die Länge des
Vektors entspricht der Intensität des Lichtstimulus. Dieser dreidimensionale Raum ist überbestimmt,
wenn man an der Intensität des Lichtes (in der Wahrnehmung: der Helligkeit des
Stimulus) nicht interssiert ist, denn diese drückt sich in der Länge des Vektors F aus. Die
66

Farbe aber wird durch den Raumwinkel des Vektors F beschrieben. Man kann also den dreidimensionalen
Raum auf einen zweidimensionalen reduzieren. Dazu muß man die drei
Achsen normieren (z.B. für weißes Licht: P S = P M = P L = 1) und festlegen, daß man als
"Farbort" f einer Farbe den Durchstoßpunkt des Vektors in der Farbebenebezeichnet. Diese
Farbebene, die zwischen den Normierungspunkten aufgespannt wird, ist ein Dreieck (daher
häufig auch als Farbdreieck bezeichnet). In der Geschichte der Farbsehforschung (die wir
hier nicht nachvollziehen wollen) gab es viele verschiedene "Farbdreiecke", da man die
spektralen Eigenschaften der menschlichen Photorezeptoren nicht kannte. Da diese heute
bekannt sind, kann man sich auf die Farbebene im "RGB-Raum" beziehen, in dem für die
Achsen P L , P M und P S jeweils die nicht-linearen Transduktionseigenschaften der langwelligen
Rezeptoren (P L ; R), der mittelwelligen (P M ; G) bzw. der kurzwelligen Rezeptoren (P S ; B)
angenommen werden.
In einem solchen Farbdreieck gelten nun einige einfache Regeln:
"G"
P M
500
525
550
575
600
450
400
475
W
625
650
700
"B"
P S
P L
"R"
Abb. 5: Farbdreieck mit Spektralfarbenzug. W – Weißpunkt.
67

Monochromatische Lichter haben ihre Farborte auf dem Spektralfarbenzug (Abb.5). Der
Spektralfarbenzug ist durch eine Mischungsgerade, die Purpurgerade geschlossen
(gestrichelte Linie in Abb. 5). Auf dieser Geraden liegen alle Mischungen der beiden monochromatischen
Lichter an den Enden (blau und rot) des für den Menschen sichtbaren
Wellenlängenbereichs. Der Spektralfarbenzug ist konvex gekrümmt. (Überlegen Sie warum
dies so ist). Legt man durch den Weißpunkt Geraden, so schneiden diese den Spektralfarbenzug
an jeweils zwei Punkten. Die Schnittpunkte sind die Farborte der monochromatischen
Komplementärlichter, also der Lichter, die im richtigen Verhältnis gemischt
Weißlicht ergeben (additive Farbmischung).
Überlegen Sie: Warum liegen die Farborte von spektral breitbandigen Lichtern (z.B. denen
der Leuchtstoffe einer Farbfernsehröhre) stets innerhalb des Spektralfarbenzuges; warum
sich aus solchen breitbandigen Lichtern nicht jede Farbe mischen läßt (welche nicht?);
warum wir Farben sehen, die keine physikalische Entsprechung in monochromatischen
Lichtern haben (welche sind das?). (Beantworten Sie diese Fragen in Ihrem Protokoll.)
Eine weitere Eigenschaft unserer Farbwahrnehmung läßt sich mit dem Farbendreieck qualitativ
gut beschreiben: betrachtet man Farbstimuli, deren Farborte auf einer Mischungsgeraden
liegen und sich vom Weißpunkt immer mehr dem Spektralfarbenzug nähern, dann
erscheinen uns diese zunehmend gesättigt (reiner in der Farbe bei gleichartiger Farbe).
Nimmt man diese Eigenschaft unserer Farbwahrnehmung zu den anderen beiden bereits
dargestellten hinzu, so lassen sich für jede Farbe drei qualitative Urteile abgeben: ihre Farbart
(= Ort im Farbendreieck), ihre Helligkeit (= Länge des Vektor sim RGB-Raum), ihre
Sättigung (= Entfernung vom Weißpunkt).
Der RGB-Farbraum und das Farbendreieck eignen sicht gut, um die Gleichheit von zwei
Farbstimuli zu bestimmen: ihre Farborte müssen dann genau übereinander liegen. Weniger
gut geeignet sind diese Darstellungsweisen, um Farbunterschiede zu quantifizieren. Das
liegt daran, daß an der Farbwahrnehmung eine Reihe nicht-linearer Prozesse beteiligt sind,
die deswegen nur annäherungsweise mit der linearen Geometrie des RGB-Farbraums
beschreibbar sind. Außerdem beschreiben der RGB-Farbraum und das Farbendreieck nicht
die von Hering gefundenen Phänomene der Gegenfarben. Das ist auch nicht verwunderlich,
weil diese Wahrnehmungsphänomene auf die neuronale Verschaltung der Rezeptoreingänge
zurückgehen. Es liegt daher nahe, ein Farbsehmodell auf Annahmen solcher
neurnalen Verschaltungen aufzubauen. Damit sollten sich auch Farbunterschiede besser
quantifizieren lassen.
68

Ein Beispiel dafür ist der L*a*b*-Farbraum (Abb. 6), der 1976 von der CIE (Commission
Internationale d'Eclairage) eingeführt wurde. a* und b* versteht man als Äquivalent für die
zwei Gegenfarbmechanismen, die beim Menschen bekannt sind (Rot-Grün und Blau-Gelb).
L* steht für die Helligkeit einer Farbe. Durch diese Weiterentwicklung wurde die mathe-
Abb. 6: Der CIE L*a*b*-Farbkörper.
matische Beschreibung der Farbwahrnehmung besser an die Funktionsweise des menschlichen
Sehsystems angepasst. Jede Farbe hat auch hier drei Koordinaten (L*,a*,b*).
Berechnet man die Koordinaten der Farborte von zwei verschiedenen Lichtstimuli, läßt sich
der Abstand zwischen den beiden Punkten berechnen, der jetzt dem beim Betrachten der
zwei Lichtstimuli subjektiv wahrgenommenen Unterschied (∆E* ab ) sehr viel besser entspricht:
∆
*
E ab
=
* 2 * 2 *
( ∆L
) + ( ∆a
) + ( ∆b
) 2
Additive und subtraktive Farbmischung
Die Überlagerung von Lichtstimuli bezeichnet man als additive Farbmischung, d.h. ein
gleichzeitiges Zusammenwirken von Farbreizen auf der Retina (Abb. 7a). Die additiven
Grundfarben sind Rot, Grün, Blau. Unser Auge löst die Leuchtpunkte eines Farbmonitors bei
normalem Betrachtungsabstand (ca. 30cm) nicht räumlich auf. Das Licht, das die drei
Leuchtpunkte eines Bildpunktes beim Auftreffen des Elektronenstrahls auf dem Bildschirm
aussenden, stellt für die Photorezeptoren der Retina also eine additive Lichtmischung dar.
Die Gesetze der additiven Lichtmischung können deshalb auch auf einem Computer mit
Farbmonitor gezeigt werden. Verändert man die drei Elektronenströme des Farbmonitors
(relative R,G,B-Werte), so verändern sich die Lichtintensitäten I des von den Leuchtstoffen
ausgesandten Lichts und damit der wirksame Photonenstrom in den drei Photorezeptoren.
Da der ausgesandte Lichtstrom exponentiell mit den R,G,B-Werten zunimmt (Bildröhren-
69

Gamma-Funktion: I ~ 10 R,G,B ), steigt die Erregung in den Photorezeptoren und damit der
subjektive Helligkeitseindruck etwa linear mit den R,G,B-Werten an. Warum ist das so? Die
R,G,B-Werte sind so normiert, daß die Gesamtleuchtdichte für Weiß Y max = R max + G max
+ B max ist und dabei R max = G max = B max . Da der Helligkeitseindruck nach dem
Fechnerschen Gesetz näherungsweise logarithmisch von der Lichtintensität abhängt, sinkt
also bei Halbierung der R,G,B-Werte auch der Helligkeitseindruck der jeweiligen Farbe
näherungsweise auf die Hälfte.
Subtraktive Farbmischung entsteht dann, wenn von vorhandener Strahlungsenergie durch
Absorption (Farbpigment) ein Teil entnommen wird (Abb. 7b). Legt man z.B. zwei Farbpigmentkörnchen
beim Menschen von Pigmentfarben übereinander, dann wird nur der Teil
des Lichtspektrums reflektiert, der von keinem der beiden Pigmentkörnchen absorbiert wird.
Überlegen Sie auch: Warum füllt der Farbraum, der mit den Bildpunkten des Monitors
erzeugt werden kann, nur so einen geringen Teil des theoretisch möglichen Farbraumes
aus?
70

a)
1.1
1.0
Blau
Additive Farbmischung
Wahrnehmung: Weiss
Gelb
0.9
0.8
Reflektion/Emission
0.7
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0.0
400 500 600 700
Wellenlänge (nm)
b)
1.1
Subtraktive Farbmischung
1.0
0.9
0.8
Gelbpigment
Blaupigment
Absorption
0.7
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
Wahrnehmung: Grün
0.0
400 500 600 700
Wellenlänge (nm)
Abb. 7: a) Additive Farbmischung; b) Subtraktive Farbmischung.
Simultaner und sukzessiver Farbkontrast
Die simultane Hemmwirkung benachbarter Sehbereiche ist Ihnen für Schwarz/Weißmuster
bereits bekannt (Machbänder, Herrman'sche Gittertäuschung, laterale Inhibition). Sie führt zu
einer Kontrastüberhöhung. Dem simultanen Farbkontrast liegt ein vergleichbarer
Mechanismus zugrunde, der die Verschaltung visueller Neurone im Sehcortex wiederspiegelt.
Im Unterschied zur Schwarz/Weiß-Kontrastüberhöhung ist die Farbkontrastüber-
71

höhung kein lokaler Effekt in den Randbereichen der Flächen, sondern ein großflächiger
Effekt (Abb. 8a, b).
Der sukzessive Farbkontrast beruht auf der selektiven spektralen Adaptation von Gegenfarbenneuronen
der Retina, die durch das Fixieren von Reizlichtern entsteht. Darum kann
man Nachbilder bei Augenbewegungen mitbewegen.
Inhibition
R+ / G-
R+ / G-
-
Inhibition
Abb. 8: a. Wechselseitige Hemmung von Gegenfarbenneuronen zur Erklärung des simultanen Farbkonstrastes
(antagonistische Verschaltung). b. Der Flächenkontrast kommt dadurch zustande, daß viele Gegenfarbenneurone
in vielfältiger Weise antagonistisch miteinander verschaltet sind.
Experimente
1) Ordnen Sie die Farbstimuli im Kreis an. Erklären Sie, nach welchem Prinzip Ihre
Anordnung zustande kam. Farbenkreis
Vergleichen Sie Ihren Farbkreis mit dem fertigen Beispielkreis. Fertiger Farbenkreis
2) Farbmischung mit RGB-Werten (0-100%) des Farbmonitors. Versuchen Sie, die
Grundfarben herzustellen sowie ein mittleres Grau. Welche Art der Farbmischung
wenden Sie an? Warum erhalten Sie ein mittleres Grau mit den von Ihnen
bestimmten Mischproportionen? RGB Monitor
3) Wählen Sie im Programm IPXL unter „Select“-„Experiments“ „Simple colored disk“.
Schalten Sie die Option „Options“-„Follow invalid colors“ aus. Lassen Sie sich die
Koordinaten für yxy und Lab anzeigen („Systems“). Schauen Sie sich Yyx und Lab
Farbraum an. Wo liegt der Weißpunkt im Yyx und im Lab? Stellen Sie die Intensität
so ein, dass im Diagramm die graue Fläche ein Dreieck bildet. Was stellt es dar? Was
ist der Unterschied zwischen Farborten innerhalb der grauen Fläche und außerhalb
der grauen Fläche?
72

Verändert sich der Weißpunkt bei Veränderung der Intensität? Verändern Sie Farbton,
Sättigung, Helligkeit des Farbstimulus für verschiedene Grundfarben.
Vermindern Sie die Sättigung des Stimulus bei konstanter Intensität. Was passiert mit
der subjektiven Intensität des Stimulus?
Stellen Sie verschiedene Intensitäten des Stimulus ein. Beschreiben Sie die
systematische Veränderung.
Verändern Sie die Intensität des Hintergrundes von dunkel zu hell. Verkleinern Sie
den Farbstimulus (unter „View“-„Geometry“), und wiederholen Sie den Vorgang.
Beobachten Sie einen Wechsel in der subjektiven Intensität des Stimulus?
Versuchen Sie den Bezold-Brücke-Effekt (Veränderung des Farbtons bei großen
Intensitätsunterschieden) zu demonstrieren.
(Sie können die Werte auch direkt im Koordinatenfeld (unten) verstellen, indem Sie
Zahlenwerte eingeben und die Enter-Taste betätigen).
IPXL Vision Demo
4) Wählen Sie im Programm CVD „Color top“. Erstellen Sie je eine Farbenreihe mit
konstanter Sättigung und Helligkeit, konstanter Sättigung und Farbton, oder
konstantem Farbton und Helligkeit. Wie sind Sie vorgegangen? CVD
5) Wählen Sie in IPXL “Select”-„Photometry and Mixture“ „Matching and spatial mixture“
oder “Spatial color mixing”. Wählen Sie für das linke Viereck eine neue Farbe aus,
und versuchen Sie diese im rechten Viereck (feines Streifenmuster aus zwei Farben)
nachzumischen. Kann Ihnen der Farbraum dabei behilflich sein? Wo befindet sich der
Farbort der Mischfarbe relativ zu den zwei Einzelfarben? Welche Art von Mischung
haben Sie angewandt?
Versuchen Sie nun eine metamere Farbe aus 2 Paaren von Farben zu mischen.
Sie können die Bildansicht vergrößern (unten Mitte, Button „Full“). IPXL Vision Demo
6) Versuchen Sie den Farbabstand zwischen zwei Farben zu schätzen. Wählen Sie im
Programm CVD „CIE Lab“. Stellen Sie die zwei Ausgangsfarben auf isoluminant ein.
Verringern Sie den Farbabstand ∆E zur Testfarbe (jeweils doppelt mit verschiedenen
Farborten) und schätzen Sie den Farbunterschied. CVD
7) Simultaner Farbkontrast: Wählen Sie in IPXL „Select“-„Simple contrast effects”
“Simultanous color contrast”. Schauen Sie sich die inneren Vierecke einzeln an,
indem Sie den Button “Step” bedienen. Was beobachten Sie?
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Stellen Sie die Farbe der äußeren Felder auf solche Werte ein, die die beiden inneren
Felder möglichst verschiedenen aussehen lässt. Unter welchen Umständen gelingt
das besonders gut? IPXL Vision Demo
8) Sukzessiver Farbkontrast: Wählen Sie in IPXL “Adaptation effects”-“Aftereffects and
Opponent Colors”. Adaptieren Sie an die Farbstimuli, indem Sie 0,5-1 Minute das
Kreuz in der Mitte fixieren. Mit dem Button „Step“ (unten links) entfernen Sie die
Farbfelder. Beobachten Sie die Nachbilder. Wenn Sie ein gutes Nachbild haben,
versuchen Sie es auf eine weiße Fläche (Papier, Wand) oder eine bunte Fläche zu
legen. Sie können sich dabei entfernen oder annähern. Was passiert?
Beobachten Sie Nachbilder anhand der Bilder in „Induction“, „Desaturation by
Adaptation“ und „Hypersaturation“ (2x „Step“). IPXL Vision Demo
Weitere Aufgaben:
9) Text und Hintergrund: Wählen Sie im Programm CVD “Readibility of colored letters“.
Wann ist die Lesbarkeit am besten? CVD
10) Beschreiben Sie die Farbe der U-Form. Sie können durch Mouseklick die RGB-Werte
(0-100%) verstellen. Verändert sich die Farbwahrnehmung, wenn Sie die Farbe der
Querstreifen verändern? Versuchen Sie diese Veränderung zu unterbinden. Welches
Phänomen erklärt die Wahrnehmungsveränderung? Farbenmuster
11) Wählen Sie in IPXL „Select“-„Experimental methods“ „Induction and Matching“. Unter
“View”-Geometry” stellen Sie die Größe der Streifen auf 1. Wählen Sie für das linke
Viereck eine Farbe aus und gleichen Sie das rechte Viereck an. Berechnen Sie den
Farbunterschied. Versuchen Sie nun den Einfluß einer zweiten Farbe im Farbmuster
auf die Farbidentität zu testen, indem Sie die Breitenstreife auf mittel und dünn einstellen.
Berechnen Sie auch hier die Unterschiede und vergleichen Sie diese. Testen
Sie, ob verschiedene Farbkombinationen (d.h. Farben mit großem und kleinem Farbabstand)
eine unterschiedliche Wirkung auf das Matching-Ergebnis haben. Wiederholen
Sie das Experiment mit einer zweiten Farbkombination.
Gehen Sie nun auf „Select“-„Introductory displays“ “Simple Center and Surround
Field” und wiederholen Sie das Matching-Experiment mit den gleichen Farben.
Vergleichen Sie den Einfluß der zweiten Farbe bei dieser Anordnung.
IPXL Vision Demo
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12) Wählen Sie in IPXL „Select“-„Simple contrast effects” “Color contrast”. Sie können die
Bildansicht vergrößern (unten Mitte, Button „Full“). Mit Hilfe des Button „Step“ (unten
links) können Sie die farbigen Vierecke verschwinden lassen. Wann ist die Farbinduktion
am stärksten? Testen Sie den Effekt auch, wenn die Farben isoluminant
sind (gleiche Helligkeitskoordinate). Spielt die Dicke des „U“ eine Rolle („View“-
„Geometry“). IPXL Vision Demo
Literatur
Backhaus, W. et al. (Hrgs.), 1998. Colour Vision: Perspectives From Different Disciplines.
De Gruyter, Germany
Campenhausen, C. von , 1993. Die Sinne es Menschen. 2. Aufl. G. Thieme Verlag, Stuttgart.
Kap. 8
Gegenfurthner, K., Sharpe, L.T. (Hrgs), 1999. Color Vision: From Genes to Perception. CUP
Hurvich, L.M., 1981. Color Vision. Sinauer, Sunderland.
Schmidt, R.F. & Thews, G. (Hrgs.), 1987. Physiologie des Menschen. Springer, Berlin.
Wyszecki, G. & W.S. Stiles, 1982. Color Science. Concepts and Methods, Quantitative Data
and Formulae (2nd ed). Wiley, New York.
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6. Versuchstag:
Simulation neuronaler Netzwerke
An diesen Kurstag werden wir verschiedene Prinzipien synaptischer Übertragung an einem
simulierten neuronalen Netzwerk veranschaulichen. Hierzu werden Sie mit Hilfe eines
Computerprogramms die Rhythmogenese in einem künstlichen Nervennetzwerk analysieren.
Wozu dienen Computersimulationen in der Neurobiologie? Zunächst müssen die
wesentlichen Neuronen eines Netzwerkes identifiziert sein, ihre physiologischen
Eigenschaften (Ionenströme, Aktionspotentiale, Transmitter) und die synaptischen
Verschaltungen untereinander experimentell aufgeklärt sein. Dann kann es sinnvoll sein,
Hypothesen über ihr Zusammenwirken in einem Netzwerk in einer Computersimulation
mathematisch durchzuspielen. Das hat einige Vorteile: 1.) Hypothesen, die sich aus den
experimentellen Arbeiten ableiten lassen, können mathematisch überprüft werden; 2.) die
Vollständigkeit der Datenerhebung kann getestet werden; 3.) Vorhersagen über das
biologische System, die sich aus Modellrechnungen ableiten lassen, können im Experiment
überprüft werden; 4.) die Zahl der Tierexperimente kann u. U. verringert werden.
Neuronale Schaltkreise
Auch wenn sich die Gehirne und Nervensysteme von Organismen in vielen Aspekten unterscheiden,
erfüllen alle ihre Funktion dadurch, dass die Neurone in einem Netzwerk kommunizieren.
Nervensysteme bestehen aus vielen Tausenden oder Millionen von Nervenzellen, die
über Synapsen miteinander vernetzt sind. Im Durchschnitt kontaktiert ein zentralnervöses
Neuron andere Neurone mit tausenden synaptischen Verbindungen und empfängt
Erregungen aus etwa gleich vielen Verbindungen mit anderen Neuronen. Daher besitzt das
menschliche Gehirn, das rund 10 11 Neurone enthält, ungefähr 10 14 Verbindungen.
Die chemische Synapse, der Ort der Signalübertragung zwischen zwei kommunizierenden
Zellen, besteht aus drei Elementen: der präsynaptischen Endigung, der postsynaptischen
Zellmembran und dem synaptischen Spalt. Chemische Synapsen können in Abhängigkeit
von ihrem Transmitterrezeptor exzitatorisch (erregend) oder inhibitorisch (hemmend)
wirken.
Viele Erkenntisse über erregende Synapsen wurden an der neuromuskulären Endplatte
der Wirbeltiere gewonnen. Von den Motoneuronen wird der Transmitter Acetylcholin (ACh)
ausgeschüttet. Postsynaptisch wirkt ACh an der Muskelmembran an einem spezialisierten
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Transmitterrezeptor, dem nikotinischen Acetylcholinrezeptor. Dieser ionotrope Rezeptor ist
etwa gleich permeabel für die Kationen Natrium und Kalium. Durch die Aktivierung von ACh-
Rezeptoren tritt ein Netto-Einstrom positiver Ladungen ein, wodurch eine Depolarisation der
Membran hervorgerufen wird. Erregende Synapsen im Zentralnervensystem von Vertebraten
benutzen meist Glutamat als Transmitter.
Bei vielen inhibitorischen Synapsen besteht die Wirkung des Neurotransmitters darin, die
Leitfähigkeit der postsynaptischen Membran für Chlorid oder Kalium zu erhöhen. Der
Einstrom von Chloridionen (welches Nernstpotential hat Chlorid?) bewirkt eine
Hyperpolarisation der postsynaptischen Membran. Das wirkt einer (an anderer Stelle durch
eine exzitatorische Synapse verursachten) Depolarisation der Zelle entgegen oder es erhöht
die Schwelle zur Auslösung eines Aktionspotentialen. Eine zweite Art der Hemmung ist die
präsynaptische Inhibition. Bei dieser wird auf die präsynaptische Nervenzelle eine
hemmende Transmittersubstanz ausgeschüttet. Diese hyperpolarisiert die Zelle und wirkt der
Transmitterfreisetzung aus der präsynaptischen Endigung entgegen. Beispiele für
inhibitorisch wirkende Transmitter sind GABA und Glycin.
Das Zusammenspiel der beschriebenen Mechanismen, die funktionale Anordnung
einfachster neuronaler Bausteine wie exzitatorische, inhibitorische oder modulatorische
Schaltkreise, die einfach oder in Rückkopplungsschleifen miteinander verschaltet sein
können, macht die Funktion der neuronalen Netzwerke aus, in denen Eingänge aus
verschiedenen Bereichen des Nervensystems verrechnet werden und die so
unterschiedliche Erregungsmuster generieren.
Eine Beispiel für relativ einfache motorische Netzwerke sind die zentralen
Mustergeneratoren (ZMG, oder central pattern generators, CPG), wie wir sie schon bei der
Generation des Flügelschlags bei der Heuschrecke kennengelernt haben. ZMG stellen
neuronale Schaltkreise dar, deren rhythmische Ausgänge vor allem auf intrinsischen
Eigenschaften des Nervennetzes beruhen, d. h., die rhythmische Aktivität kann auch ohne
sensorische Eingänge erhalten bleiben. Meist gibt es eine Interaktion zwischen ZMG und
sensorischer Information, die bewirkt, dass sich z.B. die Frequenz des Musters den
Umweltbedingungen anpaßt.
Die zellulären Prozesse, auf denen die Rhythmizität eines Netzwerkes basiert, lassen sich
mit Computerprogrammen simulieren und analysieren. Der folgende Teil gibt Ihnen eine
Einführung in ein solches Programm.
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Das Programm SNNAP
Das Program, welches wir einsetzen heißt SNNAP (Simulator for Neural Networks and
Action Potentials, http://snnap.uth.tmc.edu/). SNNAP wurde an der Universität von Texas,
Houston, zu Forschungszwecken und für die Lehre entwickelt und ist frei erhältlich. Für den
User sind alle Parameter und Formeln, die zur Simulation implementiert sind, wählbar und
einsehbar und sollen während des Kurses auch als Bestandteil des Protokolls analysiert
werden
In diesem Programm – zumindest in der Herangehensweise, mit der wir uns im Praktikum
beschäftigen können – geht man von sehr einfachen neuronalen Netzen aus. Dadurch ist die
Aktivität jeder Zelle des Netzwerkes ohne weiteres messbar und beeinflussbar.
Gehen wir von einfachen Verbindungen (*.ntw→ network), bestehend aus einheitlichen
Zellen (*.neu→ neuron) aus, so können wir daraus innerhalb weniger Schritte ein komplexes
Netzwerk erstellen. Die Eigenschaften jedes einzelnen Neurons lassen sich auf vielfältige
Weisen verändern. Genannt seien hier nur die Ströme, die wir in der Hodgkin-Huxley-
Simulation kennengelernt haben (*.vdg→voltage dependent conductance (G)). Mit diesen
werden wir uns heute eingehender beschäftigen. Man kann jedoch auch von außen – wie im
Hodgkin-Huxley-Experiment – künstlich in ein Netzwerk eingreifen, indem man einen Strom
in eine oder mehrere Zellen injiziert (*.trt→treatment). So kann man Neurone gezielt
stimulieren und sich durch die evozierten Antworten ein Bild von den Verschaltungen
innerhalb des Netzwerkes machen. Dies ist Inhalt der dritten Aufgabe des heutigen
Praktikumstages.
Die SNNAP Programm-Hierarchie:
- Simulation (*.smu)
- Behandlung (*.trt)
- Darstellung (*.ous)
- Netzwerk (*.ntw)
- Zellen (*.neu; *.cell) und Synapsen (*.cs; *.ms)
- Second-Messenger (*.sm) , Ionen (*.ion) - und Transmitter-Pools (*.tr)
- Kanäle/Leitfähigkeiten (*.vdg)
- Aktivierungs- und Inaktivierungsparameter, Zeitkonstanten
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Das Hauptmenü
Über dieses Fenster lassen sich alle Parameter ansteuern und verändern.
Modifikation der Simulation:
- ‘Run Simulation’: Öffnet das Auswertungsfenster der Simulation.
- ‘Edit Simulation’: Öffnet die Eingabemaske zur Zusammenstellung der einzelnen
Simulationsparameter.
-
- ‘Edit Outscreen’: Öffnet das Fenster zur Einrichtung der
Koordinatensysteme und damit die auswertbaren Daten
in ‘Run Simulation’
Abb. 2: Das Hauptmenü
Erstellung der einzelnen Simulationsparametern:
- ‘Edit Network’: Öffnet das Fenster zur Konstruktion
eines neuronalen Netzwerkes.
- ‘Edit Neuron’: Öffnet das Fenster zur Modellierung von
Zellen.
- ‘Edit Treatment’: gibt die Möglichkeit, eine
Strominjektion in einzelne Zellen des Netzwerkes aus
‘Edit Neuron’ zu
simulieren
Dabei werden wir uns im Rahmen des Praktikums nur mit den angekreuzten Modifikationsmöglichkeiten
befassen. ‘View Data’ und ‘Edit Batch’ werden also nicht gebraucht.
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Abb.3: Die Benutzeroberflächen hinter ‘Edit Formula’ am Beispiel der Modifikation des
spannungsabhängigen Kaliumstromes
Edit Formula
Dieser Knopf führt in die Tiefe des Programms. Hier können die einzelnen Parameter der
Simulationsparameter modifiziert werden. Wir werden uns in dieser Richtung nur mit der
Variation von Parametern der spannungsabhängigen Membranströme (*.vdg) und die der
chemischen Synapsen beschäftigen, die vielen Möglichkeiten machen jedoch auch so schon
die große Flexibilität dieser Simulation deutlich.
Edit Neuron
Abb. 3: Neuron-Editor
In dieser Maske kann man sich einen Überblick über die
Parameter machen, die für die Simulation eines Neurons
implementiert wurden. Da wir nur auf der Grundlage von
vorprogrammierten „Standardneuronen“ arbeiten werden, ist
für uns nur das Feld ‚conductances’ von Bedeutung. Hier
werden die Eigenschaften der spannungsabhängigen Kanäle
angezeigt, welche die Permeabilität der Neuronenmembran
ausmachen. Klickt man in der Liste ‚Conductances’ auf einen
der Kanaltypen, kann man sich über ‚Edit’ → ‚Modify’ die
dahinter stehende Gleichung anzeigen lassen und diese
gegen eine andere austauschen, um so die Charakteristika,
wie Spikedauer und -wahrscheinlichkeit, Ruhepotential oder
AP-Auslösungsschwelle des Neurons zu verändern. Unter
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‚General’ finden sich ebenfalls auf ähnliche Weise modifizierbare Parameter, doch werden
wir diese heute nicht behandeln.
Edit Network
In diesem Fenster lässt sich ein Netzwerk, also ein
Verbund aus mehreren Zellen modifizieren. Unter
‚Neurons’ werden die beteiligten Neurone angezeigt, die
– entsprechend der Funktion im Neuroneditor – über
‚Edit’→ ‚Modify’ verändert werden können.
Unter ‚Edit’ findet man auch
die Option ‚Add Neuron’,
mit der neue Zellen – in
unserem Falle H&H
(Hodgkin & Huxley) – in das
Abb.4: Networkeditor
Abb.5: Add Neuron Netzwerk eingefügt werden
können. Dazu gibt man
unter ‚Cell name’ einen beliebigen Namen an, unter dem man die Zelle in der Simulation
wiederfinden kann; in das Feld ‚File name’ trägt man entweder den Namen des ‚*.neu-Files’
ein oder nutzt den Browser ‚...’ , um die entsprechende Datei in den Ordnerstrukturen zu
suchen. Die Farben sind frei zu wählen und nur eine Hilfe zur Übersichtlichkeit der
Netzwerke.
In der Spalte ‚Conductances’ sind die einzelne synaptischen Verbindungen zwischen den
Zellen aufgezeichnet, wobei die offene Pfeilspitze in Richtung der postsynaptischen Zelle
zeigt. Die Abkürzung ‚[conv]’ steht für eine konventionelle – sprich exzitatorische – Synapse,
während ‚[GABA]’ für eine inhibitorische Synapse steht. Diese Beschriftungen sind bei der
Erstellung der Synapsen (‚Edit’ → ‚Add Connection’ → ‚Add Chemical’) frei wählbar,
erleichtern aber bei sinnvoller Benennung die Arbeit am Netzwerk ungemein.
81

Edit Treatment
Innerhalb dieses Fensters kann man die von außen an
das Netzwerk angelegten Ströme definieren. Dabei
stehen in der Spalte ‚Neurons’ die betroffenen Neurone
und in der Spalte ‚cinj’ (‚current injection’) die Parameter,
angeführt vom Namen des beeinflussten Neurone, in
eckigen Klammern gefolgt von der Einschaltzeit, der
Ausschaltzeit und der Amplitude der Strominjektion. Klickt
man eine solche Zeile an, kann man analog zum
Neuroneditor die Parameter modifizieren. Zusätzliche
Treatments erstellt man über ‚Edit’→ ‚Add Treatment’→
Abb.6: Treatmenteditor
‚Add CINJ’. Zentral wird die Behandlung graphisch
dargestellt, wobei alle Treatments, die sich auf das gleiche Neuron beziehen, in ein
Koordinatensystem geschrieben werden. Die anderen Felder auf der linken Seite sind für
uns innerhalb des Praktikums ohne Belang.
Edit Simulation
Mittels diesen Fensters setzt man die eigentliche
Simulation aus den einzelnen Komponenten zusammen.
Wir befinden uns hier also am virtuellen Setup, dem
eigentlichen Versuchsaufbau. Hier werden die einzelnen
Versuchsparameter festgelegt, wobei wir uns auf die
Parameter ‚Network’, ‚Output_Setup’ und ‚Treatment’
beschränken.
Nachdem man also hier eine Simulation geladen hat kann
man o.g. Parameter durch Klicken auf den
entsprechenden Button durch andere austauschen, die
man über die entsprechenden Editoren modifiziert hat.
Abb.7: Simulationseditor
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Run Simulation
In diesem Fenster können die
Ergebnisse unserer virtuellen Ableitung
dargestellt werden. Nachdem die
Simulation geladen worden ist (‘load
simulation’), kann sie mittels Start-Button
durchlaufen lassen. Über ‚Edit’ → ‚Modify
Simulation’ kommt man direkt in den
Simulationseditor und kann dort
Veränderungen an der aktuellen
Simulation vornehmen. Dabei ist darauf
Abb. 8: die Simulation
zu achten, dass diese Veränderungen
erst in ‚Run Simulation’ berücksichtigt
werden, wenn die veränderte Simulation gespeichert und die Simulation über ‚Edit’ →
‚Reload Simulation’ neu geladen wurde.
Fehlersuche und -behebung
Da dieses Programm nicht von professionellen Programmierern sondern von Neurowissenschaftlern
der Universität Houston, Texas zu Forschungszwecken programmiert wurde,
enthält das Programm noch einige Fehlerquellen. Dies läßt sich leicht feststellen, indem man
den Schritt, an dem man hängen bleibt von Grund auf wiederholt. Eine eingebaute
Fehlermeldung bei Absturz ist leider auch noch nicht implementiert. Hierzu dient die im
Hintergrund laufende Command.com, die im Falle eines Zusammenbruchs des Programms
eine kleine Fehlermeldung angibt, nach der sich die meisten Fehler beheben lassen.
Alle benötigten Dateien finden sich in dem Ordner ‚bioinf’, in dem sich für jedes Experiment
ein eigener Ordner befindet. Es sollte darauf geachtet werden, dass man immer die Dateien
aus dem zum Experiment gehörenden Ordner nutzt, da in diesen die Parameter auf die
entsprechenden Umfelder abgestimmt sind.
Sollte die batch-Datei ‚start_snnap.bat’ nicht funktionieren, so lässt sich snnap auch direkt
aus der Eingabeaufforderung starten, indem man in den Ordner wechselt, in dem die
SNNAP Dateien liegen und dort ‚java –jar snnapVERSION#.jar’ eingibt (Z.B. snnap71.jar
oder snnap8.jar.
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Literatur:
Hodgkin AL, Huxley AF (1952) A quantitative description of membrane current and ist
application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology (London) 117:500-
544
Dudel J, Menzel R, Schmitt RF (2001) Neurowissenschaft. Vom Molekül zur Kognition, 2.
Aufl. Springer, Berlin
Koch C (1999) Biophysics of Computation. Information processing in single neurons. Oxford
University Press, New York, Oxford
Die Aufgaben
Im Protokoll sollten Sie:
- eine genaue Beschreibung der Simulation anfertigen
- alle Parameter auflisten und
- alle benötigten Formeln auflisten und gegebenenfalls erklären, warum diese Formeln
benutzt wurden.
Aufgabe 1: Aufbau eines einfachen Netzwerkes.
Hier sollen Sie sich erst einmal anhand eines einfachen Netzwerkes mit dem Programm
vertraut machen.
Öffnen Sie das erste Netzwerk („osc.ntw“) und die erste Simulation („osc.smu“).
Analysieren Sie das Netzwerk:
- Beschreiben Sie die Neurone (Leitfähigkeiten) und ihre synaptischen Verbindungen.
- Starten Sie die Simulation und beschreiben Sie möglichst präzise die Aktivität (Aktionspotentiale,
Verlauf der Membranpotentiale, zeitliche Dynamik der Aktivität) der Neurone.
Machen sie eine Skizze oder einen screenshot, den Sie beschriften. Wodurch wird das
Netzwerk aktiviert?
- Entwickeln Sie eine Hypothese, wodurch das Netzwerk rhythmische Aktivität erzeugen
kann. Wie können Sie Ihre Hypothese verifizieren? Notieren Sie die Ergebnisse Ihrer
Modulationsversuche.
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- Untersuchen Sie die Ionenströme der Neurone und die synaptischen Ströme. Welche
Leitfähigkeiten sind im Modell eingebaut? Unterscheiden sich die Neurone? Welche
Gleichungen liegen der Simulation der Ionenströme zugrunde? Welches Modell liegt der
Simulation der Leitfähigkeiten zugrunde? Wodurch unterscheiden sich die synaptischen
Verbindungen zwischen den Neuronen? Wie wirken sich Veränderungen von Parametern
auf das Aktivitätsmuster der Neurone und/oder den erzeugten Rhythmus des Netzwerkes
aus? Testen Sie einige dieser Parameterveränderungen und protokollieren Sie deren
Effekte auf die Netzwerkaktivität.
Aufgabe 2: Erstellung eines autonomen Schwingkreises
In dieser Aufgabe geht es darum, einen Verbund aus Standardzellen, der normalerweise
nicht spontan aktiv ist, von selbst zum Schwingen zu bringen. Dieses Phänomen trifft man
zum Beispiel in Mustergeneratoren die für die Rhythmik von Lauf- oder Flugbewegungen
zuständig sind (s. o.).
- Fügen Sie dem Netzwerk ein Neuron hinzu. Das neue Neuron sollte auf Depolarisation
Aktionspotentiale generieren. Verändern Sie bei Bedarf seine Eigenschaften dementsprechend
und begründen Sie dies.
- Stellen Sie die neue Zelle auch graphisch im Output Screen dar. Wie reagiert Ihr Neuron
auf eine Depolarisation? Machen sie Skizzen/Screenshots für Ihr Protokoll.
- Ändern Sie die Eigenschaften Ihres Neurons derart, daß es tonisch aktiv ist, also auch
ohne experimentelle Membrandepolarisation Aktionspotentiale generiert. Welche
Leitfähigkeiten haben Sie hierzu geändert? Beschreiben Sie Ihr Neuron (Ionenströme,
Aktionspotentiale, Frequenz der Aktionspotentiale). Welche Parameter müssen Sie
ändern, um die Aktionspotentialfrequenz Ihres Neurons zu erhöhen / verringern?
- Koppeln Sie Ihr Neuron an das bestehende Netzwerk synaptisch an. Wie gehen Sie
hierzu vor? Welche Optionen haben Sie dazu?
- Ersetzen Sie die Depolarisation eines der Netzwerkneurone, indem Sie Ihre neue Zelle
durch eine exzitatorische synaptische Verbindung an dieses Netzwerkneuron
verschalten. Ist Ihr Netzwerk nun in der Lage einen Rhythmus zu generieren?
Beschreiben Sie die Aktivität Ihres 3-Neuron-Netzwerkes. Ändern Sie gegebenenfalls die
synaptischen Verbindungen zwischen den Neuronen und begründen Sie die
Veränderungen der Netzwerkaktivität, die sich hierdurch ergeben.
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Aufgabe 3: Analyse eines Netzwerkes
Abschließend sollen Sie versuchen, Hypothesen über ein Ihnen unbekanntes Netzwerk
anhand von Ableitungskurven aufzustellen.
Starten Sie die Simulation „osc.smu“ im Ordner Exp3 (und NUR die Simulation!). Sie sehen
die Ableitungen von vier Neuronen eines Netzwerkes. Beschreiben Sie dessen Aktivität.
- Stellen Sie anhand der Ergebnisse der Simulation eine Hypothese zur Beschaffenheit
des Netzwerkes (d.h. die Verschaltungen zwischen den Neuronen und deren
Aktivitätsmuster) auf und überlegen Sie sich einige Experimente um ihre Hypothesen zu
testen. Stellen Sie sich vor, dies wäre ein echtes Experiment und keine Simulation.
Folgende Voraussetzungen sind gegeben:
Alle Neurone lassen sich intrazellulär ableiten
Sie können von mehreren Neuronen gleichzeitig ableiten
Sie können die einzelnen Nervenzellen Reizen beliebiger Länge und Stärke aussetzen
- Führen sie diese Experimente durch und beschreiben Sie ihre Resultate. Läßt sich Ihre
Ausgangshypothese halten? Wenn nicht, überarbeiten sie diese und überprüfen sie
durch weitere Experimente.
- Zeichnen Sie anhand Ihrer Versuchsergebnisse ein Schema des Netzwerkes mit allen
Neuronen und Synapsen. Markieren Sie, welche Neurone Teil des CPG sind und welche
Synapsentypen die Neurone verbinden.
- Lassen Sie sich das Netzwerk des Programms anzeigen und vergleichen Sie das
tatsächliche Netzwerk mit dem von Ihnen aufgestellten Netzwerk.
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