Aus dem Institut für Mikrobiologie, Zentrum für Infektionsmedizin

Aus dem Institut für Mikrobiologie, Zentrum für Infektionsmedizin,
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
und dem Institut für Wildtierforschung
an der Tierärztlichen Hochschule Hannover
___________________________________________________________________________
Vorkommen und medizinische Bedeutung
von Streptococcus suis beim Wildschwein (Sus scrofa scrofa)
INAUGURAL–DISSERTATION
zur Erlangung des Grades
eines Doktors der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
vorgelegt von
Gerd-Josef Verkühlen
aus Kranenburg
Hannover 2005

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. P. Valentin-Weigand
1. Gutachter: Prof. Dr. P. Valentin-Weigand
2. Gutachter: Prof. Dr. T. Blaha
Tag der mündlichen Prüfung: 16.11.05
Prof. Dr. K. Pohlmeyer
gefördert aus Jagdforschungsmitteln des Niedersächsischen Ministeriums für den ländlichen
Raum, Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz

Widmung
Meinen Eltern

Folgende Teile der vorliegenden Arbeit wurden bereits publiziert:
Baums, C. G., Verkühlen, G. J., Rehm, T., Beyerbach, M, Pohlmeyer, K., Valentin-Weigand,
P. (2005):
Prevalence and medical importance of Streptococcus suis genotypes in wild boars of
Northwestern Germany.
Poster auf dem „XXVIIth Congress of the International Union of Game Biologists”
28.8. – 3.9.2005, Hannover und
auf der Tagung der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie e. V. sowie der
Vereinigung für Allgemeine und Angewandte Mikrobiologie
25.9. – 28.9.2005, Göttingen

Inhalt
1 Einleitung...................................................................................................................... 11
2 Schrifttum..................................................................................................................... 12
2.1 Verbreitung, Domestikation und Lebensweise des Wildschweins (Sus scrofa
scrofa) ........................................................................................................................ 12
2.2 Bestandsentwicklung und Bejagung des Wildschweines in Deutschland ................. 13
2.3 Das Wildschwein als Träger bakterieller Zoonoseerreger......................................... 14
2.4 Ätiologie der S. suis-Zoonose .................................................................................... 17
2.5 Klinik von S. suis-Infektionen beim Menschen......................................................... 19
2.6 Epidemiologie der S. suis-Erkrankungen beim Menschen ........................................ 20
2.7 Klinik von S. suis-Infektionen beim Hausschwein .................................................... 22
2.8 Epidemiologie und Pathogenese von S. suis.............................................................. 23
2.8.1 Virulenzfaktoren von S. suis ............................................................................ 24
2.9 Typisierung von S. suis unter besonderer Berücksichtigung humaner Isolate........... 26
3 Material und Methoden............................................................................................... 28
3.1 Probenmaterial der untersuchten Wildschweinpopulation......................................... 28
3.2 Kulturelle bakteriologische Untersuchung der Tonsillen .......................................... 31
3.3 Herkunft der Kontrollgruppe (S. suis-Isolate von Hausschweinen)........................... 32
3.4 Herkunft der S. suis-Isolate von erkrankten Menschen ............................................. 32
3.5 Präparation chromosomaler Streptokokken-DNA ..................................................... 33
3.6 Multiplex-PCR ........................................................................................................... 34
3.7 mrp-Varianten PCR.................................................................................................... 36
3.8 epf-Monoplex PCR .................................................................................................... 36
3.9 MP-PCR von MAROIS et al. (2004) zum Direktnachweis von S. suis und
Serotyp 2-Stämmen.................................................................................................... 37
3.10 „Amplified Fragment Length Polymorphism” (AFLP)-Typisierung ........................ 37
3.10.1 Restriktionsverdau für die AFLP ..................................................................... 38
3.10.2 Adapterligation der AFLP................................................................................ 38
3.10.3 PCR der AFLP ................................................................................................. 38
3.10.4 Auswertung der AFLP (Clusteranalyse) .......................................................... 39

3.11 Untersuchung von Wildschweinseren mit dem ELISA-Verfahren auf
Antikörper gegen S. suis Serotyp 2............................................................................ 39
3.12 Statistische Auswertung der Ergebnisse .................................................................... 39
4 Ergebnisse..................................................................................................................... 41
4.1 Untersuchung von Wildschweinen auf das Vorkommen von S. suis und
Prävalenz der Serotypen 1, 2, 7 und 9........................................................................ 42
4.2 Vergleichende Untersuchung von Wildschweintonsillen mit der MP-PCR von
MAROIS et al. (2004) auf das Vorkommen von S. suis-Serotyp 2-Stämmen........... 45
4.3 Untersuchung der S. suis-Isolate von Wildschweinen, Hausschweinen und
erkrankten Menschen auf das Vorkommen der Virulenz-assoziierten Gene mrp,
epf, sly und adiS ......................................................................................................... 47
4.4 Differenzierung der mrp+ S. suis-Stämme mit der mrp-Varianten PCR ................... 48
4.5 Untersuchung von Serotyp 2-Stämmen auf das Vorkommen großer epf-
Varianten (epf*) ......................................................................................................... 49
4.6 „Amplified Fragment Length Polymorphism“ (AFLP) Typisierung der S. suis-
Isolate vom Wildschwein........................................................................................... 52
4.7 Ergebnis der Untersuchung von Wildschweinseren mit dem S. suis-ELISA ............ 54
5 Diskussion..................................................................................................................... 56
6 Zusammenfassung ....................................................................................................... 62
7 Summary....................................................................................................................... 64
8 Literatur ....................................................................................................................... 66
9 Anhang.......................................................................................................................... 84
9.1 Tabellen...................................................................................................................... 84
9.2 Tabellenverzeichnis.................................................................................................... 93
9.3 Abbildungsverzeichnis............................................................................................... 94

Abkürzungsverzeichnis
(w/v) engl.: weight per volume (Gewicht pro Volumen)
AdiS Arginin-Deiminase
AFLP engl.: Amplified Fragment Length Polymorphism
B Bache
b Base(n)
bp Basenpaare
CTAB Cetyltrimethylammoniumbromid
cps engl.: capsular polysaccharides
Da Dalton
dATP 2`-Desoxy-Adenosin-5`-Triphosphat
dCTP 2`-Desoxy-Cytosin-5`-Triphosphat
dest. destilliert
dGTP 2`-Desoxy-Guanosin-5`-Triphosphat
DNA engl.: desoxyribonucleic acid
dNTP 2`-Desoxy-Nukleotid-5`-Triphosphat
DSM Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH
dTTP 2`-Desoxy-Thymidin-5`-Triphosphat
EDTA engl.: ethylendiamine-tetraaceticacid
EF Extrazellulär-Faktor
EJ Eigenjagd
ELISA engl.: enzyme-linked immunosorbent assay
engl. Englisch
et al. et ali
FA Forstamt
FB Frischlingsbache
FK Frischlingskeiler
ggf. gegebenenfalls
H human
h Stunde
insb. insbesondere
JG Jagdgenossenschaft

K Keiler
KCL Kaliumchlorid
kDa Kilodalton
KF Klosterforst
M Molarität (mol/l)
min Minuten
mg Milligramm
ml Milliliter
MLST engl.: Multilocus Sequence Typing
mM millimolar (mmol/l)
MP-PCR Multiplex-PCR
MRP engl.: muramidase-released-protein
NaCL Natrium-Chlorid
Nds niedersächsisches
n. t. nicht typisierbar
OD optische Dichte
PCR engl.: polymerase chain reaction
PFGE Pulsfeld-Gelelektrophorese
RNA engl.: ribonucleic acid (Ribonukleinsäure)
rRNA ribosomale RNA
POD Peroxidase
R Referenzstämme
RNase Ribonuklease
S. Streptococcus
SAS Statistical Analysis System for Windows
SDS engl.: Sodiumdodecylsulfat
sec Sekunden
SLY Suilysin
ST Serotyp
Taq Thermus aquaticus
TBE Tris Borsäure EDTA
TE Tris EDTA
TEN Tris EDTA NaCl

THB Todd-Hewitt Broth
U engl.: units
u. und
ÜB Überläuferbache
ÜK Überläuferkeiler
UPGMA engl.: unweighted pair group method using arithmetic averages
UV Ultraviolett
V Volt
W Wildschwein
WCP engl.: whole cell protein
z. B. zum Beispiel
z. T. zum Teil

1 Einleitung
Einleitung
Streptococcus (S.) suis ist ein wichtiger Meningitis-, Septikämie- und Arthritis-Erreger beim
Hausschwein (2.7). S. suis-Erkrankungen gehören zu den Faktorenerkrankungen. Neben
prädisponierenden Primärerkrankungen wie viralen Infektionen können abiotische Faktoren,
die mit der modernen Schweinehaltung einhergehen, das Auftreten von S. suis-Erkrankungen
begünstigen (2.5). In freier Wildbahn lebende Wildschweine sind völlig anderen
Lebensbedingungen ausgesetzt als Hausschweine (2.1). Daher ist vorstellbar, dass sich die
Epidemiologie von S. suis beim Wild- und Hausschwein unterscheidet. Die Epidemiologie
dieses Erregers wird beim Hausschwein wesentlich bestimmt durch eine Reihe genotypisch
festgelegter Eigenschaften, wie (i) dem Vorkommen von unterschiedlichen Serotypen, (ii)
dem Vorkommen von Stämmen unterschiedlicher Virulenz innerhalb des Serotyps 2 (2.8.1),
(iii) einer großen genetischen Heterogenität zwischen unterschiedlichen S. suis-Stämmen
(2.9) und (iv) dem Auftreten unterschiedlicher Varianten von Proteinen wie dem
„muramidase-released protein“ (MRP), die mit der Bakterienoberfläche assoziiert sind
(2.8.1). Durch die Genotypisierung von S. suis-Isolaten vom Wildschwein im Vergleich mit S.
suis-Stämmen vom Hausschwein sollten in dieser Arbeit Unterschiede und Gemeinsamkeiten
in Bezug auf die genannten Eigenschaften beider Erregerpopulationen ermittelt werden. Ein
solcher Vergleich kann wesentlich zum Verständnis der Epidemiologie von S. suis beitragen.
Im Zusammenhang mit der Verarbeitung von rohem Schweinefleisch können auch beim
Menschen S. suis-Meningitiden auftreten (2.5). Vereinzelt wurden S. suis-Erkrankungen beim
Menschen in Europa auch nach dem Aufbrechen und Versorgen von Schwarzwild beobachtet.
S. suis-Erkrankungen beim Menschen gehen fast ausschließlich auf Serotyp 2-Stämme zurück
(2.4). Weiterhin gibt es Hinweise, dass in Mitteleuropa vor allem Serotyp 2-Stämme mit dem
Phänotyp MRP+ EF* SLY+ (bzw. dem entsprechenden Genotyp mrp+ epf* sly+) mit
humanen S. suis-Erkrankungen assoziiert sind (EF = „extracellular factor“; SLY = Suilysin).
Die in dieser Arbeit durchgeführte Genotypisierung von Wildschwein-assoziierten S. suis-
Stämmen war darauf ausgerichtet, das Vorkommen potenziell humanpathogener S. suis-
Stämme beim Wildschwein in Nordwestdeutschland zu beurteilen. Aus diesem Grund
wurden auch einzelne S. suis-Isolate von erkrankten Menschen, insbesondere ein Liquorisolat
von einem norddeutschen Jäger, vergleichend untersucht.
11

2 Schrifttum
Schrifttum
2.1 Verbreitung, Domestikation und Lebensweise des Wildschweins (Sus
scrofa scrofa)
Das Wildschwein (Sus scrofa scrofa) gehört zur Ordnung der Paarhufer (Artiodactyla). Sein
natürliches Vorkommen erstreckt sich über Europa, Nordafrika und Asien. In Nordamerika
wurde das Wildschwein eingeführt. Die Domestikation von Sus scrofa scrofa begann vor
8000 bis 11000 Jahren voneinander unabhängig in Europa und Asien (SAMBRAUS, 1996;
MACDONALD, 2001). Bis zum 18. Jahrhundert wich das Leben und der Habitus der
europäischen Hausschweine jedoch nur geringfügig von dem der Wildschweine ab
(SAMBRAUS, 1996). Die Tatsache, dass heute noch gelegentlich in Deutschland bei frei
lebendem Schwarzwild Farbvarianten mit „gescheckten“ Individuen auftreten, ist Folge von
Kreuzungen zwischen domestizierten Schweinen und Wildschweinen durch den früher
verbreiteten Eintrieb von Hausschweinen in den Wald (HAHN und KECH, 1995).
Die Paarungzeit der Wildschweine (Rausche) findet in Mitteleuropa in der Regel im
November statt. Am Ende der Tragzeit (meist im Februar/März) isoliert sich die trächtige
Bache und baut ein Nest (Wurfkessel) für die Geburt und Aufzucht ihrer Frischlinge. In
Abhängigkeit von dem Alter der Bache zählt ein Wurf drei bis neun Frischlinge
(MEYNHARDT, 1989a). Je nach Witterung wird der Wurfkessel zwischen dem vierten und
zwölften Lebenstag aufgegeben. MEYNHARDT (1989a) stellte eine Todesrate von 35% in
den ersten acht Lebenswochen von insgesamt 1.401 registrierten, in freier Wildbahn lebenden
Frischlingen fest. Als häufigste Todesursache nennt der Autor Unterkühlung. Nach der
Aufgabe der Kessel formieren sich erneut klar strukturierte Familienverbände (Rotten). Eine
Rotte besteht im typischen Fall aus mehreren Generationen verwandter Bachen, ihren
Frischlingen sowie dem Nachwuchs des vorangegangenen Jahres (Überläufer). Eine ältere
starke Bache (Leitbache) führt die Rotte an. Das Absetzen der Frischlinge von der
Muttermilch der Bache geschieht in einem Alter von etwa drei Monaten. Die Frischlinge
bleiben in den folgenden Monaten noch bei der Bache bzw. der Rotte. Während der weibliche
Nachwuchs auch in den kommenden Jahren in der Rotte akzeptiert wird, verjagen die Bachen
den männlichen Nachwuchs in einem Alter von 15 bis 18 Monaten aus dem Rottenverband
(MEYNHARDT, 1989a). Häufig entfernen sich diese Überläuferkeiler (männlicher
12

Schrifttum
Nachwuchs im zweiten Lebensjahr) dann relativ weit von ihrem Gerburtsort (HAPP, 2002).
Die Überläuferkeiler können zunächst noch lockere Gemeinschaften bilden, bevor sie mit
Beginn ihres dritten Lebensjahres das Leben als Einzeilgänger bestreiten. Nur während der
Rausche geben die Keiler ihre singuläre Lebensweise kurzfristig auf. Zwischen Keilern kann
es zu beeindruckenden Rivalenkämpfen kommen. Aber auch Bachen und Frischlinge legen
die Rangordnung durch Schulterstemmen und andere Formen der Auseinandersetzung fest.
2.2 Bestandsentwicklung und Bejagung des Wildschweines in Deutschland
Durch menschliche Verfolgung wurde das Wildschwein im Mittelalter in weiten Teilen seines
europäischen Verbreitungsgebietes ausgerottet (z. B. in England, Schweden und Dänemark).
In Deutschland stand das Schwarzwild als beliebtes Jagdwild im Mittelalter zunächst noch
unter dem Schutz der Feudalherren. Mit dem Ende der Feudaljagd kam es dann auch in
großen Teilen Deutschlands bis Mitte des 19. Jahrhunderts zur Ausrottung des
Schwarzwildes. Europaweit setzte ab den 30er Jahren des 20. Jahrhunderts eine
Rückeroberung ehemaliger Lebensräume und Zunahme des Schwarzwildbestandes ein, die in
Ausdehnung und Geschwindigkeit unter Großsäugern beispiellos ist (BRIEDERMANN,
1986). Im Jagdjahr 2003/04 wurden in Deutschland etwa 470.000, davon in Niedersachsen
38.716 Wildschweine, geschossen. Dies sind etwa doppelt so viele wie Mitte der 80er Jahre
jährlich erlegt wurden (www. jagd-online.de). Gemessen an der Streckenzahl besitzen
Rheinland-Pfalz, Hessen, Brandenburg und Mecklenburg-Vorkommern die größten
Wildschweinpopulationen.
Die Jagd auf das Schwarzwild wird in Deutschland als Einzeljagd oder als Gesellschaftsjagd
betrieben. Die Einzeljagd wird häufig nachts, als Ansitz an einer Kirrung oder pirschend,
ausgeführt. Eine große Zahl von Wildschweinen wird vor allem auf revierübergreifenden
Drückjagden erlegt, bei denen das Wild in seinen Einständen mit Hunden und/oder Treibern
beunruhigt wird. Als Richtlinie für den Abschuss wird häufig das Lüneburger Modell
angeführt, das vor allem wildbiologische Aspekte berücksichtigt (TEUWSEN, 1989; HAPP,
2002). Wesentliche Kernpunkte dieses Modells sind der anzustrebende hohe Anteil an
Frischlingen an der Strecke (über 70%) sowie das Schonen alter Bachen (vor allem der
Leitbache; TEUWSEN, 1980). In der Praxis werden häufig Überläuferkeiler geschossen, da
sie ohne die Führung der Leitbache vergleichsweise leicht zu bejagen sind (HAPP, 2002).
13

Schrifttum
Das Wild wird vom Jäger nach dem Erlegen ─ oft direkt vor Ort ─ zur Entnahme der
Innereien „aufgebrochen“. Dabei wird der Wildkörper vom Kinnwinkel bis zum „Weidloch“
(After) geöffnet. Oft wird dann zunächst die Zunge freigeschnitten und in einem Arbeitsgang
Zunge, Trachea und Oesophagus herausgetrennt, bevor die Organe der Brust- und
Bauchhöhle entnommen werden (MEYNHARDT, 1989c). Auch das weitere Zerlegen des
Wildkörpers, die Bewertung der Unbedenklichkeit für den menschlichen Verzehr sowie seit
2005 die Entnahme der Proben für die Trichinenuntersuchung führt häufig der Jäger selber
durch. In diesem Zusammenhang ist es erstaunlich, dass in der Fachliteratur für Jäger und
Förster bakteriellen Zoonosen im Gegensatz zur Tollwut, Fuchsbandwurm und Trichinellose
meist keine oder nur wenig Aufmerksamkeit geschenkt wird.
2.3 Das Wildschwein als Träger bakterieller Zoonoseerreger
Prinzipiell sind die bakteriellen Infektionserreger des Hausschweines auch beim Wildschwein
zu erwarten. Aufgrund der unterschiedlichen Lebensweise, der fehlenden Vakzinierung der
Wildschweine und der unterschiedlichen Bedeutung von Tierseuchenbekämpfungs-
maßnahmen muß jedoch mit unterschiedlichen Prävalenzen der Erreger in den beiden
Tierpopulationen gerechnet werden. In Bezug auf die Erreger anzeigepflichtiger Tierseuchen,
wie Brucella suis, kann die Wildschweinpopulation ein wichtiges Reservoir darstellen
(DEUTZ u. KÖFER, 1999).
Tabelle 1 führt die wichtigsten bakteriellen Zoonoseerreger auf, für die das Schwein eine
wichtige Reservoirfunktion besitzt, und gibt eine Übersicht über Publikationen zum
Vorkommen und zur medizinischen Bedeutung der Erreger beim Wildschwein. In
Übersichtsartikeln über Zoonoseerreger bei Wildschweinen (bzw. Wildtieren) wird von den
aufgeführten Erregern vor allem Brucella suis, Leptospira interrogans und Erysipelothrix
rhusiopathiae Aufmerksamkeit geschenkt (Tabelle 1; DEUTZ u. KÖFER, 1999;
POHLMEYER, 1999). Die Diskussionen über das Vorkommen dieser Errerger beim
Wildschwein basieren vorwiegend auf serologischen Untersuchungen. Auffällig ist die hohe
Prävalenz serologisch positiver Wildschweine bezüglich Leptospira interrogans (VICENTE
et al., 2002; EBANI et al., 2003). Da Wildschweine häufig Feuchtgebiete aufsuchen und hier
auch Nahrung aufnehmen, ist dieses Ergebnis verständlich.
14

Schrifttum
Wie aus Tabelle 1 ersichtlich, nutzen die aufgeführten Erreger beim Menschen
unterschiedliche Infektionswege. Offene Hautverletzungen spielen vor allem für
Erysipelothrix rhusiopathiae, Leptospira interrogans und Streptococcus suis (2.4) als
Eintrittspforte in den menschlichen Organismus eine entscheidende Rolle (KRAUSS et al.,
2004).
Erreger von Sapronosen wie Listeria monocytogenes und Clostridium perfringens wurden in
Tabelle 1 nicht berücksichtigt, obwohl Wildschweine sicherlich häufig Träger dieser
Umweltkeime sind. Aufgrund der untergeordneten epidemiologischen Bedeutung des
Schweines für Milzbrandausbrüche fehlt auch Bacillus anthracis in Tabelle 1. In Ergänzung
zu den in Tabelle 1 aufgeführten Bakterien gibt es ferner Hinweise, dass die mit Schweinen
assoziierten Erreger Bordetella bronchiseptica und Helicobacter heilmanii in seltenen Fällen
beim Menschen Erkrankungen hervorrufen können (QUINN et al., 2001).
Obwohl eine Reihe von Übersichtsartikeln das Wildschwein als Ansteckungsquelle für
bakterielle Zoonosen hervorheben (DEUTZ u. KÖFER, 1999; POHLMEYER, 1999), fehlen
Untersuchungen, die eine Charakterisierung dieser Erreger beim Wildschwein beinhalten. Die
einzige Ausnahme ist die Bestimmung der Serovare von Leptospira interrogans in den
genannten Publikationen.
15

Schrifttum
Tabelle 1: Das Schwein als Reservoir bakterieller Zoonoseerreger
Bakterieller
Zoonoseerreger
Erkrankung des
Menschen
Infektionsweg
beim Menschen
(KRAUS et al.,
2004)
Brucella suis Brucellose Kontakt mit
infiziertem
biologischem
Material
Salmonella
enterica (insb.
Serovar
Typhimurium)
Yersinia
enterocolitica
Campylobacter
coli
Brachyspira
pilosicoli
Leptospira
interrogans
Erysipelothrix
rhusiopathiae
(Rotlauferreger)
Mycobacterium
avium (nur
immunsupprimierte
Menschen)
Streptococcus
suis
Erkrankungen
beim Menschen
nach Wild-
schweinkontakt
HARS et al.,
2000
Nachweise* über das
Vorkommen beim
Wildschwein
PANNWITZ 1984; CORN
et al., 1986; GIOVANNINI
et al., 1988; DEUTZ u.
KÖFER, 1998;
POHLMEYER, 1999;
HARS et al. 2000
Salmonellose orale Infektion VICENTE et al., 2002 ;
PEREZ et al. 1999;
Enterale
Yersiniose
Campylobacter
Enteritis**
Humane
intestinale
Spirochätose
(HIS)
Kontaminiertes
Schweinefleisch
(vor allem bei
rohem Verzehr)
Kontaminiertes
Schweinefleisch
(vor allem bei
rohem Verzehr)
nicht
beschrieben
nicht
beschrieben
orale Infektion nicht
beschrieben
Leptospirose häufig
Wundinfektion;
Kontakt mit
infiziertem
Material, insb.
Urin und
Erysipeloid
(selten
Endocarditis)
Wasser
meistens
Wundinfektion
Tuberkulose Ingestion oder
Inhalation von
kontaminiertem
Material
vor allem S.
suis-Meningitis
(2.5)
Wundinfektion
(2.4)
* Kulturelle und/oder serologische Untersuchungen
POHLMEYER,
1999
BONMAR-
CHAND et al.,
1985; GREBE
et al., 1997 ;
HALABY et al.
2000;
ROSENKRANZ
et al., 2003;
** Campylobacter jejuni mit wesentlich größerer Bedeutung
16
nicht untersucht
nicht untersucht
nicht untersucht
CORN et al., 1986; SALIKI
et al., 1998; GIPSON et al.,
1999; VICENTE et al.,
2002; EBANI et al., 2003;
KRAUS et al., 2004
KRAUS et al., 1997 ;
YAMAMOTO et al., 1999 ;
VICENTE et al., 2002
diese Arbeit

2.4 Ätiologie der S. suis-Zoonose
Schrifttum
Die Verarbeitung von rohem Schweinefleisch ist ein herausragender Risikofaktor für das
Auftreten einer S. suis-Infektion beim Menschen. Dieser Sachverhalt wurde bereits 1979 von
PEEL hervorgehoben. Aus den Zusammenstellungen von LÜTTICKEN et al. (1986),
ARENDS und ZANEN (1988) sowie KAY et al. (1995) geht hervor, dass der überwiegende
Anteil von S. suis-Erkrankungen bei Menschen aufgetreten ist, die beruflich in der
Schweinefleischverarbeitung beschäftigt waren (vorwiegend Metzger). Auch in aktuellen
Fällen bestehen im Vorbericht meistens Hinweise auf die Verarbeitung von Schweinefleisch
(TARRADAS et al., 2001; KOPIC et al., 2003; MAZOKOPAKIS et al., 2005). In vier
Fallberichten wird die Infektion in Zusammenhang mit dem Aufbrechen und Zerwirken von
Wildschweinen gestellt (BONMARCHAND et al., 1985; GREBE et al., 1997; HALABY et
al. 2000; ROSENKRANZ et al., 2003).
Während beim Schwein der obere Respirationstrakt eine wichtige Eintrittspforte für S. suis
darstellt, gelangt der Erreger beim Menschen wohl vor allem durch Schnittverletzungen der
Haut in tieferes Gewebe bzw. in den Kreislauf. Bei 13 von 44 humanen S. suis-Erkrankungen
wurde im Vorbericht eine offene Verletzung der Haut (meistens ein Messerschnitt) angegeben
(LÜTTICKEN et al., 1986). Auch KAY et al. (1995) berichten in vier von 21 Fällen in der
Anamnese von deutlichen Hautverletzungen. ROSENKRANZ et al. (2003) beschreiben eine
S. suis-Meningitis bei einem Jäger, die als Komplikation einer purulenten Gingivitis auftrat.
Die Inokkulation des Zahnfleisches mit S. suis erfolgte wahrscheinlich durch einen
kontaminierten Zahnstocher.
Die Charakterisierung des Erregers beschränkt sich in den publizierten Fallberichten häufig
auf die Identifikation. In älteren Arbeiten wird der Erreger oft als Streptococcus der
Lancefield Gruppe R (oder im Zusammenhang mit einer Kreuzreaktion als Gruppe D)
beschrieben (CHATTOPADHYAY, 1979; QUEISSER et al., 1982; HIGGINS u.
GOTTSCHALK, 1990). Das Gruppe R-Antigen ist ein Polysaccharid, das als Bestandteil der
Kapsel von S. suis auftreten kann (ELLIOTT u. TAI, 1978; HIGGINS u. GOTTSCHALK,
1990). Nach GOTTSCHALK und SEGURA (2004) ist dieser Bestandteil nur bei Serotyp 1, 2
und 15 anzutreffen. In aktuelleren Untersuchungen (TAMBYAH et al., 1997;
ROSENKRANZ et al., 2003; SUANKRATAY et al., 2004) kommen vor allem kommerzielle
miniaturisierte Testsysteme zum Einsatz, die eine biochemische Differenzierung nutzen (z. B.
ID 32 Strep von bioMérieux, Frankreich oder API 20 Strep). Einige Arbeiten beinhalten eine
17

Schrifttum
Serotypisierung der humanen S. suis-Isolate. Nach den in Tabelle 2 aufgeführten Ergebnissen
gehen fast alle S. suis-Erkrankungen des Menschen auf Serotyp 2-Stämme zurück. Mit einem
wesentlich geringeren Anteil sind noch Serotyp 1- und Serotyp 14-Stämme an der S. suis-
Zoonose beteiligt. In wenigen Untersuchungen wird die Serotypisierung durch weitere
Phänotypisierungen, insb. MRP- und EF-Western Blots, ergänzt (2.8.1, Tabelle 2). Während
SMITH et al. (1993) den Phänotyp MRP+ EF* ST2 als typisch für Erkrankungen beim
Menschen herausstellen, sind in der Untersuchung von CHATELLIER et al. (1999) relativ
viele humane Isolate (fünf von acht) positiv für die normale Variante von EF.
Tabelle 2: Ergebnisse der Typisierung von humanen S. suis-Isolaten
Publikation Anzahl der humanen Ergebnis der Weitere Typisierungs-
S. suis-Isolate* Serotypisierung** ergebnisse
ARENDS u. ZANEN,
1988
60 ST1 u. ST2 -
GOTTSCHALK et
al., 1993
1 ST14 (100%) -
SMITH et al., 1993 16 ST2 (100%) Alle MRP+ EF*
TAMBYAH et al.,
1997
1 ST2 (100%) -
5 x MRP+ EF+ SLY+
CHATELLIER et al.,
1999
8 ST2 (100%)
1x MRP+ Sly+
(europ. Stämme);
2x MRP- EF- Sly-
(kanadische Stämme)
TARRADAS et al.,
2001
2 ST2 (100%) MRP+ EF+
IBARAKI et al., 2003 1 ST2 (100%) -
BERTHELOT-
HÉRAULT et al.,
2002
26 ST2 (100%)
PFGE: im Vergleich
zu porcinen Stämmen
waren die humanen
Stämme homogener
ROSENKRANZ et
al., 2003
1 ST2 (100%) -
KOPIC et al., 2003 2 ST1 (100%) -
SUANKRATAY et
al., 2004
12 ST2 (100%) -
MAZOKOPAKIS et
al., 2005
1 ST2 (100%) -
* Pro Patient wird nur ein Isolat berücksichtigt.
** ST = Serotyp
18

Schrifttum
2.5 Klinik von S. suis-Infektionen beim Menschen
Eine Vielzahl von Fallberichten sowie einzelne Zusammenstellungen über S. suis-
Erkrankungen des Menschen sind veröffentlicht. Tabelle 3 fasst die Klinik publizierter S.
suis-Erkrankungen des Menschen zusammen. Meningitis und Septikämie sind demnach bei
weitem die häufigsten Manifestationen einer S. suis-Infektion beim Menschen. Als
Komplikation kommt es nicht selten zu persistierendem Hörverlust und
Gleichgewichtsstörungen. Weitere wiederholt aufgetretene S. suis-Erkrankungen beim
Menschen sind vor allem Arthritis, Endokarditis und Pneumonie (Tabelle 3).
SUANKRATAY et al. (2004) betonen das häufige Auftreten von Haut- und
Weichteilinfektionen, insb. auch das klinische Bild einer Myositis, im Zusammenhang mit S.
suis-Meningitiden in Bangkok. Von den in Tabelle 3 aufgeführten Fällen gehen 150 auf die
Literaturzusammenstellung von LÜTTICKEN et al. (1986) zurück, in der alle Fallberichte bis
1986 verzeichnet sind. Die Publikationen von ARENDS und ZANEN (1988), DONSAKUL
et al. (2003) und SUANKRATAY et al. (2004) berücksichtigen weiterhin eine Reihe von
humanen S. suis-Erkrankungen.
Während der Zusammenstellung der Ergebnisse dieser Arbeit lagen im Internet
(www.thepigsite.com) mit Bezug auf die Nachrichtenagentur Reuters Informationen über
einen akuten Ausbruch von S. suis-Infektionen bei 120 Menschen mit 37 Todesfällen in
Sichuan, China, vor. Da zu diesen Fällen noch keine wissenschaftliche Publikation vorliegt,
werden die Informationen in den tabellarischen Zusammenstellungen nicht berücksichtigt.
19

Schrifttum
Tabelle 3: Klinik humaner S. suis-Infektionen
Klinik Anzahl von Fällen Referenzen
Meningitis
39 + 30 + 21 + 1 + 2 + 1 + 5 + 1 1; 2; 3; 4, 5; 6; 7; 8; 9; 10;
+ 1 + 1 + 1 + 1 + 1 + 12 = 117 15; 16; 19; 20
Bakteriämie/Septikämie
35 + 1 + > 2 + 7 + 1 + 1 + 1 + 2 = 1; 11; 3; 7; 10; 9; 15; 20
> 50
Arthritis 9 + 1 + 6 + 2 + 2 = 19 1; 2; 3; 7; 20
Hörverlust**
21 + 15 + 1 + 2 +5 + 1 +1 + 1 + 1 1; 2; 4; 5; 7; 10; 6; 8; 9; 19;
+ 1 + 7 = 56
20
Gleichgewichtsverlust 12 + 1 + 1 = 14 1; 2; 4
Endocarditis 1 + 2 + 1 + 1 + 1 + 1 = 6 3; 7; 12; 14; 17; 18
Vertigo 2 7
Okuläre Erkrankungen 3 + 1 = 4 1; 10
Nackensteifheit* 19 +6 + 1 = 26 3; 7; 8
Pneumonie 3 + 1 + 1 = 5 1; 2; 3
Myokarditis 1 1
Myositis 5 20
Petechien 3 + 2 = 5 1; 2
Diarrhoe 7 + 1 +1 = 8 1; 7; 13
Persistierender
14 + 8 + 1 + 2 + 1 + 1 + 1 + 1 = 1; 3; 4; 5; 10; 8; 19; 20
Hörverlust**
29
Tod 3 + 2 + 1 + 1 + 1 = 8 1; 2; 3; 9; 20
Niereninfarkte 1 10
Purpura fulminans und
Rhabdomyolysis
1 13
* meist im Zusammenhang mit einer Meningitis
** häufig in Zusammenhang mit Gleichgewichtsstörungen
(1 = LÜTTICKEN et al., 1986 ; 2 = ARENDS u. ZANEN, 1988; 3 = KAY et al., 1995;
4 = GREBE et al., 1997; 5 = TARRADAS et al,. 2001; 6 = BENSAID et al., 2003;
7 = DONSAKUL et al., 2003; 8 = IBARAKI et al., 2003 ; 9 = KOPIC et al., 2003;
10 = ROSENKRANZ et al., 2003, 11 = MAHER, 1991; 12 = TROTTIER et al., 1991;
13 = TAMBYAH et al., 1997; 14 = HO et al., 1990; 15 = MAZOKAPAKIS et al., 2005;
16 = LOPRETO et al., 2005; 17 = PEETERMANS et al., 1989; 18 = TAYORO et al., 1996;
19 = YEN et al., 1994 ; 20 = SUANKRATAY et al., 2004)
2.6 Epidemiologie der S. suis-Erkrankungen beim Menschen
S. suis-Erkrankungen des Menschen sind im allgemeinen selten. Eine Ausnahme bildet jedoch
der ostasiatische Raum. Nach CHAU et al. (1983) und KAY et al. (1995) ist S. suis in Hong
Kong beim Menschen einer der wichtigsten Meningitis-Erreger. Zwischen 1981 und 1993
20

Schrifttum
wurden mindestens 61 humane S. suis-Erkrankungen in Hong Kong beschrieben (ARENDS
u. ZANEN, 1988; CHAU et al. 1983; KAY et al. 1995). Die zur Zeit nur im Internet
(www.thepigsite.com) beschriebenen akuten S. suis-Infektionen bei 120 Menschen in
Sichuan, China, haben den Charakter eines seuchenähnlichen Ausbruches, der bislang für
diesen Zoonoseerreger einmalig wäre. Aus anderen ostasiatischen Ländern liegen aber auch
Publikationen über zahlreiche S. suis-Infektionen des Menschen vor (KAY et al., 1995). In
einem thailändischem Krankenhaus konnte bei sechs von 175 humanen Meningitisfällen S.
suis als Erreger festgestellt werden (DONSAKUL et al., 2003). SUANKRATAY et al. (2004)
beschreiben weitere zwölf S. suis-Meningitisfälle, die in einem anderen Krankenhaus in
Thailand zwischen 1997 und 2002 aufgetreten sind. In Japan treten S. suis-Infektionen beim
Menschen jedoch nur selten auf (IBARAKI et al., 2003).
Aus Europa gibt es eine Reihe von Fallberichten über S. suis-Erkrankungen beim Menschen
(LÜTTICKEN et al., 1986; ARENDS u. ZANEN, 1988; TARRADAS et al., 2001;
MAZOPAKIS et al., 2005). Das niederländische Referenzlabor für bakterielle Meningitis
erhielt S. suis-Isolate von 30 humanen Meningitisfällen, die zwischen 1968 und 1984 in den
Niederlanden aufgetreten sind (ARENDS u. ZANEN, 1988). Im Vergleich zu Neisseria
meningitidis, Streptococcus pneumoniae und Haemophilus influenzae besitzt S. suis als
Meningitiserreger beim Menschen in Europa eine untergeordnete Bedeutung (BOHR et al.,
1983 a-c; KASTENBAUER u. PFISTER, 2003; ADAM u. SCHROTEN, 2004). Die vier
publizierten Fälle von S. suis-Erkrankungen beim Menschen nach Wildschweinkontakt
stammen alle aus europäischen Ländern (Deutschland, Frankreich, Ungarn;
BONMARCHAND et al., 1985; GREBE et al., 1997; HALABY et al. 2000; ROSENKRANZ
et al., 2003).
Obwohl S. suis in Nordamerika ein wichtiger Krankheitserreger beim Schwein ist und in
diesen Ländern gut untersucht wird, liegen wenig Hinweise über humane S. suis-Infektionen
aus den USA oder Kanada vor (LÜTTICKEN et al., 1986; TROTTIER et al., 1991;
GOTTSCHALK, 2004; ARENDS u. ZANEN, 1988). So wurde 2004 erstmalig eine S. suis-
Erkrankung bei einem US-Bürger beschrieben (GOTTSCHALK, 2004). Nach FACKLAM
(2002) sind die Gründe für das Ausbleiben von S. suis-Erkrankungen in den USA unklar.
Vermutlich handelt es sich dort um weniger virulente Stämme, da in den USA bei Schweinen
häufiger durch S. suis Bronchopneumonien als Meningitiden ausgelöst werden. Der Autor
stellt heraus, dass S. suis-Erkrankungen beim Menschen häufig als Viridans-
21

Schrifttum
Streptokokkeninfektionen (insb. S. gordonii, S. sanguis, S. parasanguinis) fehldiagnostiziert
werden.
2.7 Klinik von S. suis-Infektionen beim Hausschwein
S. suis gehört zu den häufigsten und wirtschaftlich bedeutendsten Krankheitserregern beim
Hausschwein (GOTTSCHALK u. SEGURA, 2000; WALDMANN u. WENDT 2004). In
Europa ist S. suis der wichtigste Meningitiserreger beim Schwein (WILLIAMS u.
BLAKEMORE, 1990). Nach WALDMANN und WENDT (2004) hat die „Enzootische
Streptokokkenmeningitis“ in Norddeutschland in den letzten Jahren noch an Bedeutung
gewonnen.
Nach einer Inkubationszeit von einem bis 14 Tagen lässt sich in der Regel eine
Temperaturerhöhung sowie eine Inappetenz feststellen. Klinisch manifestiert sich eine S. suis-
Infektion am häufigsten als „Enzootische Streptokokkenmenigitis“. Die Tiere zeigen bei
erhaltener Anteilnahme an der Umgebung unterschiedliche zentralnervöse Symptome, wie
motorische Ausfallerscheinungen, die sich in Form von Ataxien, Paralysen, tonischklonischen
Krämpfen, Ruderbewegungen im Liegen, opisthotoner Kopfhaltung,
Seitenzwangslage und Nystagmus äußern (HEINRITZI, 1988; WALDMANN u. WENDT
2004). Nach HEINRITZI (1998) sind die opisthotone Kopfhaltung und eine
Berührungsempfindlichkeit besonders typische Symptome. Wichtige Differenzialdiagnosen
der „Enzootischen Streptokokkenmeningitis“ ist der Morbus Aujeszky, die Colienterotoxämie
und die Kochsalzvergiftung (HEINRITZI, 1988; WALDMANN u. WENDT 2004).
Weiterhin verursacht S. suis beim Hausschwein eine ganze Reihe anderer Krankheitsbilder,
wie Endokarditis, Perikardidis, Pleuritis, Polyserositis und vor allem auch eine Polyarthritis
mit einer serofibrinös bis eitrig veränderten Synovia (MADSEN et al., 2002; WALDMANN
u. WENDT 2004; WILLIAMS u. BALAKEMORE, 1990). Der Nachweis von S. suis im
Lungengewebe ist ätiologisch schwierig zu interpretieren, da der Erreger auch bei gesunden
Schweinen im Atmungstrakt vorkommt (GOTTSCHALK u. SEGURA, 2000). Unter diesem
Gesichtspunkt erscheint auch die Diskussion der Untersuchungsergebnisse von
MARKOWSKA-DANIEL et al. (2004) trotz einer hohen Probenzahl (n = 538) problematisch.
Die Autoren konnten in 43% der pathologisch veränderten Lungen S. suis, insb. Serotyp 2,
22

Schrifttum
nachweisen und messen diesem Erreger eine zentrale Bedeutung für Lungenerkrankungen in
Polen bei.
Nach experimenteller Infektion mit S. suis kommt es sowohl bei intravenöser als auch bei
intranasaler Applikation vor allem zu Meningitiden, Septikämien und Arthritiden
(PALLARES et al., 2003). In den von LUN et al. (2002) beschriebenen Tierversuchen
manifestierten sich die Erkrankungen nach intrapharyngealer Aerosolapplikation von S. suis
als Meningitis, Arthritis, Pericarditis und Pleuritis.
Die Erkrankungsdauer kann von perakutem Verlauf (wenige Stunden) bis zu 14 Tagen
reichen und führt ohne Behandlung häufig zum Tod.
2.8 Epidemiologie und Pathogenese von S. suis
Für das Auftreten von S. suis-Erkrankungen beim Hausschwein wird klinisch inapparenten
Trägern dieses Erregeres eine wichtige Rolle zugesprochen (CLIFTON-HADLEY u.
ALEXANDER, 1980; CLIFTON-HADLEY et al., 1984; MADSEN et al., 2002).
Umfangreiche Untersuchungen zeigen, dass S. suis in den Tonsillen bzw. aus
Tonsillentupfern im Vergleich zu anderen Lokalisationen (Vagina, Präputium, Nase)
wesentlich häufiger nachgewiesen werden kann (CLIFTON-HADLEY u. ALEXANDER,
1981; CLIFTON-HADLEY et al., 1984). Nach Untersuchungen von BAELE et al. (2001) ist
S. suis sowohl vor als auch nach dem Absetzen das häufigste Bakterium auf der Schleimhaut
der Conchae nasales und in den Tonsillen. Für die Epidemiologie von S. suis-Erkrankungen
spielt die Vielzahl an Serotypen dieses Erregers (mindestens 33) eine wichtige Rolle. In
Mitteleuropa werden invasive Erkrankungen wie Meningitis, Septikämie oder Polyarthritis
vor allem durch Stämme der Serotypen 2 und 9 hervorgerufen (WISSELINK et al., 2000;
BAUMS et al., 2003; Silva et al., 2004). Aus dem Vergleich unterschiedlicher Altersgruppen
in Untersuchungen von CLIFTON-HADLEY et al. (1984) ergab sich für vier bis zehn
Wochen alte Absatzferkel die höchste Trägerrate in Bezug auf S. suis-Serotyp 2.
Überraschenderweise konnten die Autoren bei keinem der 89 untersuchten Saugferkel S. suis
Serotyp 2 nachweisen. Hierbei ist jedoch zu berücksichtigen, dass die Tiere nur aus vier
Betrieben stammten. Die Autoren belegen in Verlaufsuntersuchungen, dass Schweine über
Monate S. suis Serotyp 2 auf den Tonsillen tragen können. Ergebnisse von serologischen
23

Schrifttum
Untersuchungen dieser Tiere im ELISA mit Ganzzellysaten von S. suis Serotyp 2 als Antigen
legen nahe, dass dieser Keim trotz hoher Antikörperspiegel in den Tonsillen persistiert.
S. suis-Erkrankungen zählen zu der Gruppe der Faktorenerkrankungen. Neben dem
Infektionserreger müssen noch weitere biotische oder abiotische Faktoren auf den Wirt
einwirken, um die Erkrankung auszulösen. Virale Primärerkrankungen im Atmungstrakt
können eine solche prädisponierende Wirkung ausüben. Für PRRSV-Infektionen konnte dies
experimentell gezeigt werden (GALINA et al., 1994; SCHMITT et al., 2001). Das von
VECHT et al. (1989) eingesetzte Tiermodell demonstiert, dass auch Schleimhautläsionen,
verursacht durch Bordetella bronchiseptica, von S. suis für das Eindringen in den
Wirtsorganismus genutzt werden können. Neben diesen biotischen Faktoren müssen auch
einige abiotische Faktoren als begünstigend für eine S. suis-Erkrankung eingestuft werden. So
kann in Tierversuchen durch die nasale Applikation von 1% Essigsäure die für S. suis-
Infektionen nötige Prädisposition hervorgerufen werden (PALLARES et al., 2003). Reizgase
könnten durch die Irritation der Schleimhaut in der Praxis eine ähnliche Bedeutung besitzen.
Nach HEINRITZI (1998) gehören zu den prädisponierenden Faktoren aber auch Absetzen,
Umstallen, Kastrationen, Rangordnungskämpfe und hohe Stallbelegung.
S. suis kann nach Untersuchungen von WILLIAMS et al. (1973), MADSEN et al. (2002) und
SALLES et al. (2002) die Tonsillen als Eintrittspforte für systemische Infektionen nutzen. Die
Autoren konnten bei experimentell infizierten Ferkeln S. suis in den Krypten und
Keimzentren der Tonsillen mikroskopisch nachweisen. Andere Abschnitte des
Respirationstraktes werden von S. suis aber wahrscheinlich für das Eindringen in tieferes
Gewebe bzw. den Kreislauf gleichfalls genutzt, da auch nach nasaler Applikation des Erregers
im Zusammenspiel mit lokaler Schleimhautreizung S. suis-Erkrankungen experimentell
ausgelöst werden können (PALLARES et al., 2003). Nach Untersuchungen von WILLIAMS
und BLAKEMORE (1990) überquert der Erreger die Blut-Hirnschranke am Plexus
chorioideus in Assoziation mit Monozyten bzw. Makrophagen.
2.8.1 Virulenzfaktoren von S. suis
Die Kapsel eines S. suis-Stammes bestimmt die Zugehörigkeit zu einem bestimmten Serotyp.
Die folgenden Erkenntnisse wurden alle für S. suis-Serotyp 2 gewonnen. Inwieweit sie auf
andere Serotypen übertragen werden können, ist zur Zeit unklar. Die Kapsel ist ein wichtiger
Virulenzfaktor. Wie bei anderen Streptokokken schützt sie den Erreger vor der Phagozytose
24

Schrifttum
und ermöglicht so das Überleben im Wirt (SMITH et al., 1999). Die Kapsel besteht aus
Polysacchariden, an deren Bildung die Genprodukte des cps-Locus beteiligt sind. Viele S.
suis-Stämme bilden ein Hämolysin, das als Suilysin (SLY) bezeichnet wird (Bezeichnung des
Gens: sly). Suilysin gehört zur Familie der Thiol-aktivierten Zytolysine (JACOBS et al.,
1994). Durch Porenbildung in der Zellmembran der Wirtszelle wirkt es zytotoxisch. Es ist
wahrscheinlich ein wichtiger Virulenzfaktor, der den Streptokokken das Eindringen in das
Wirtsgewebe erleichtert (NORTON et al., 1999). Aus epidemiologischen und
tierexperimentellen Untersuchungen mit Deletionsmutanten geht aber hervor, das
offensichtlich auch Suilysin-negative S. suis-Stämme die Fähigkeit besitzen können, invasive
Infektionen hervorzurufen (KING et al, 2001; LUN et al. 2003).
Das „Muramidase-released Protein” (MRP) und der „Extracellular Factor“ (EF) sind wichtige
Virulenz-assoziierte Faktoren. Die zugehörigen Gene werden als mrp bzw. epf bezeichnet.
MRP+ EF+ Serotyp 2 Stämme sind hochvirulent (VECHT et al., 1992). Ein wesentlicher
Anteil der invasiven S. suis-Infektionen beim Schwein geht in Europa auf diesen Pathotyp
zurück (WISSELINK et al., 2000; ALLGAIER et al. 2001). Die Funktion dieser beiden
Proteine ist nicht bekannt. Genetisch hergestellte Sämme mit Deletionsmutationen im mrp-
bzw. epf-Gen sind im Tierversuch noch genauso virulent wie der Ausgangsstamm (SMITH et
al., 1996). Diese Experimente zeigen, dass sowohl MRP als auch EF für die Virulenz der
MRP+ EF+ Serotyp 2-Stämme nicht essentiell sind. Von beiden Proteinen sind verschiedene
Größenvarianten beschrieben worden (GALINA et al., 1996; WISSELINK et al., 1999). Die
„normalen Formen“ (EF: 85 kDa; MRP: 136 kDa) werden mit MRP+ bzw. EF+, die kleinere
MRP-Variante als MRP s und die größeren als MRP* bzw. EF* bezeichnet. Nach
experimentellen Untersuchungen von VECHT et al. (1992) sind MRP+ EF* Serotyp-2-
Stämme für das Schwein weniger virulent als MRP+ EF+ Serotyp 2-Stämme. Die in diesen
experimentellen Infektionen eingesetzten MRP+ EF* Serotyp 2 Stämme sind jedoch
ursprünglich invasive humane Isolate (ARENDS und ZANEN, 1988; VECHT et al., 1992).
Die Autoren stellten bereits heraus, dass dieser Phänotyp bei humanen Isolaten häufig auftritt.
In der Publikation von SMITH et al. (1993) über MRP+ EF* Serotyp 2-Stämme wird dieser
Zusammenhang erneut betont. Sechzehn der in dieser Arbeit untersuchten 30 MRP* EF*
Serotyp 2-Stämme sind von erkrankten Menschen isoliert worden. MARTINEZ et al. (2003)
beschreiben ferner eine große Bedeutung von MRP+ EF* Serotyp 2-Stämmen für
Erkrankungen von Schweinen in Brasilien. Die Autoren konnten unter 30 Serotyp 2 S. suis-
Isolaten (vorw. Meningitis und Septikämie) 29mal den Phänotyp MRP+ EF* nachweisen.
25

Schrifttum
Eine PCR zur Differenzierung der verschiedenen epf-Varianten wurde von WISSELINK et al.
(1999) publiziert. Im Gegensatz zur normalen Variante besitzen epf*-Varianten eine Insertion
repetitiver Elemente mit einer Gesamtlänge von 1.278 bis 2.993 bp am 3`-Ende des epf-Gens
(SMITH et al., 1993; WISSELINK et al, 1999). SMITH et al. (1993) konnten in Abhängigkeit
von der Größe fünf verschiedene EF-Varianten unterscheiden, die als Klasse I bis V
bezeichnet werden. Die Autoren erklären die Entstehung von epf+ (normale Variante) durch
ein spezifisches Deletionsereignis eines epf*-Gens.
In unserer Arbeitsgruppe entwickelten Silva et al. (2005) eine PCR zur Differenzierung der
verschiedenen mrp-Varianten. In einer zur Zeit noch laufenden PhD-Arbeit wurde mittels
dieser PCR gefunden, dass bei Serotyp 2-Stämmen vor allem die normale mrp-Variante
(mrp+) und bei Serotyp 9 mrp* vorkommt. Serotyp 7-Stämme vom Hausschwein zeichnen
sich hingegen durch das Auftreten unterschiedlicher mrp-Varianten aus. MRP* Serotyp 9-
Stämme werden häufig in inneren Organen von erkrankten Schweinen nachgewiesen
(WISSELINK et al., 2000; Silva 2005). Neben Suilysin, EF und MRP wurden noch weitere
potenzielle Virulenzfaktoren für S. suis Serotyp 2-Stämme identifiziert und charakterisiert.
Das Protein Arginin-Deiminase, das von dem Gen adiS kodiert wird, schützt den Erreger vor
niedrigen pH-Werten und könnte dadurch auch für das intrazelluläre Überleben von
Bedeutung sein (WINTERHOFF et al., 2002; BENGA et al., 2004).
2.9 Typisierung von S. suis unter besonderer Berücksichtigung humaner
Isolate
Im Rahmen epidemiologischer Untersuchungen wurden eine Reihe unterschiedlicher
molekularbiologischer Methoden für die Typisierung von S. suis-Isolaten eingesetzt (SMITH
et al., 1997; STAATS et al., 1998; CHATTELLIER et al. 1999; ALLGAIER et al., 2001;
BERTHELOT-HÉRAULT et al., 2002; KING et al., 2002; VELA et al., 2003; REHM et al.,
2004). Ein gemeinsames Ergebnis der unterschiedlichen Methoden ist die Abgrenzung
hochvirulenter Serotyp 1- und 2-Stämme gegenüber anderen S. suis-Stämmen. Untereinander
sind diese Stämme (vorw. MRP+ EF+ Serotyp 2) im Vergleich zu anderen Gruppen
(Clustern) relativ homogen. Ein Typisierungsvergleich von porcinen und humanen Isolaten
mit der PFGE wird von BERTHELOT-HÉRAULT et al. (2002) beschrieben (Tabelle 2). Die
26 humanen Isolate (vorwiegend Meningitis) stellten sich als relativ homogen heraus. Eine
26

Schrifttum
signifikante Assoziation humaner Stämme mit vier Bandenmustern in der PFGE konnte
beobachtet werden. KING et al. (2002) beschrieben erstmalig ein „Multilocus Sequence
Typing“ (MLST) für S. suis. Diese Methode basiert auf einer PCR-gestützten Sequenzierung
von sieben „Haushalts“-Genen. Unter den 301 in dieser Arbeit typisierten Stämmen sind auch
15 humane S. suis-Isolate aus unterschiedlichen Ländern. Von diesen 15 humanen Isolaten
gehören 13 zu dem klonalen Komplex 1, der sich vor allem aus hoch-invasiven Serotyp 1-,
2- und 14-Stämmen zusammensetzt. Eine „Amplified Fragment Length Polymorphism“
(AFLP)-Typisierung wurde in unserer Arbeitsgruppe von REHM et al. (2004) für S. suis
durchgeführt. Bei dieser Methode wird auch ein homogenes Cluster durch invasive S. suis
Serotyp 1- und 2-Stämme gebildet, sowie ein weiteres durch MRP* Serotyp 9-Stämme. Alle
anderen untersuchten S. suis-Stämme (unter diesen auch zahlreiche MRP- EF- Serotyp 2)
zeichnete sich durch starke Heterogenität aus. In der Arbeit von REHM et al. (2004) wurden
auch fünf europäische, humane Isolate typisiert, von denen vier in das Cluster der invasiven
Serotyp 1- und 2-Stämme fallen.
27

3 Material und Methoden
Material und Methoden
3.1 Probenmaterial der untersuchten Wildschweinpopulation
Im Rahmen dieser Arbeit wurden im Jagdjahr 2004/05 Tonsillen von Wildschweinen als
Untersuchungsmaterial gewonnen. Insgesamt wurden auf 19 Jagden in zehn verschiedenen
Landkreisen (bis auf Hohenhaus alle in Niedersachsen) Proben gesammelt
(Tabelle 4). Zwischen den einzelnen beprobten Wildschweinpopulationen bestehen zum Teil
erhebliche Barrieren, wie die Autobahnen 2 und 7. Der Saupark Springe ist ein 1.600 ha
großer Wildpark mit einer hohen Dichte an Schwarzwild. Die Wildschweine finden im Park
ihren typischen Lebensraum vor. Seit 1839 ist die Wildschweinpopulation des Parks durch
eine Mauer völlig isoliert (www.saupark-springe.de). Es finden Schaufütterungen statt, bei
denen es zu keinem Kontakt zwischen Besuchern und Wild kommt.
Mit Ausnahme der in der Jagdgenossenschaft Eversen erlegten Wildschweine kamen alle
anderen Stücke auf Drückjagden zur Strecke. Tabelle 5 gibt die Alters- und
Geschlechtszusammensetzung der beprobten Wildschweine wieder. Im Einklang mit HAPP
(2002) werden Überläufer als Wildschweine in ihrem 2. Lebensjahr definiert.
Die Entnahme der Tonsillen erfolgte am Streckenplatz unmittelbar nach der Jagd.
Kettenhandschuhe schützten bei dem Aufbrechen und der Probenentnahme vor
Schnittverletzungen. Für die Gewinnung der Tonsillen wurde vom Kinnwinkel (Pars molaris
der Mandibula) bis zum Halsansatz (Regio praesternalis) ein tiefer Schnitt angelegt. Zunge
(Glossa) und Kehlkopf (Pharynx) dienten als Orientierungspunkte. Die sich caudodistal vom
hartem Gaumen (Palatum durum) befindlichen Tonsillae veli palatini wurden mit einem
Messer herausgeschnitten und in Kunststoffgefäßen zum Labor transportiert. Einige Tonsillen
wurden für wenige Stunden (höchstens 12h) bei 4°C gelagert.
Weiterhin erfolgte bei einigen Wildschweinen eine Blutprobenentnahme zur
Serumgewinnung (Tabelle 6 und Tabelle 7). Dazu wurde bei den erlegten und
aufgebrochenen Tieren das in der Brusthöhle verbliebene Blut mit Hilfe von Serumröhrchen
entnommen. Die Proben wurden im Labor bei 3000 g für 5min. abzentrifugiert. Der
Überstand wurde in 2 ml Gefäße überführt und bei –20°C asserviert.
28

Material und Methoden
Tabelle 4: Herkunft der als Probenmaterial eingesetzten Wildschweintonsillen
Forstamt (FA)/
Jagdgenossenschaft (JG)
Eigenjagd (EJ)
Landkreis
Probenentnahme/
Jagdtermine
Anzahl beprobter
Wildschweine
EJ Gut Hohenhaus Werra-Meißner 16.1.2004 4
Nds. FA Seesen Goslar 16.10.2004 21
05.11.2004 2
10.11.2004 4
JG Eversen Rotenburg 03.10.2004 3
13.11.2004 1
Nds. FA Rotenburg Rotenburg 27.11.2004 3
Kloster FA Soltau Soltau-Fallingbostel 27.10.2004 14
EJ Kaiserwinkel Wolfsburg 06.11.2004 20
20.11.2004 6
Nds. FA Saupark Springe
innerhalb des Mauerparks Hannover Land 08.11.2004 20
Nds. FA Saupark Springe
außerhalb des Mauerparks Hannover Land 12.11.2004 20
Nds. FA Mariental/Danndorf Helmstedt 09.11.2004 11
Nds. FA Göhrde Lüchow-Dannenberg 11.11.2004 22
Nds. FA Unterlüss Celle 26.10.2004 4
13.11.2004 7
Nds. FA Knesebeck Gifhorn 13.11.2004 18
Nds. FA Fallersleben Gifhorn 22.11.2004 11
26.11.2004 9
Summe 200
29

Material und Methoden
Tabelle 5: Alters- und Geschlechtszusammensetzung der für die kulturelle
bakteriologische Untersuchung beprobten Wildschweine
A: Frischlinge
Bachen Keiler Gesamt*
73
37,4%
63
32,3%
B: Überläufer
145
72,5%
Bachen Keiler Gesamt
17
8,7%
10
5,1%
C: > 2 Jahre
27
13,8%
Bachen Keiler Gesamt
18
9,25%
10
5,1%
* Bei neun Frischlingen wurde das Geschlecht nicht bestimmt.
28
14,4%
Tabelle 6: Herkunft der als Probenmaterial eingesetzten Wildschweinseren
Forstamt (FA)/
Jagdgenossenschaft (JG)
Eigenjagd (EJ)
Landkreis
Probenentnahme/
Jagdtermine
Anzahl beprobter
Wildschweine
EJ Kaiserwinkel Wolfsburg 20.11.2004 6
Nds. FA Fallersleben Gifhorn 22.11.2004 8
Nds. FA Fallersleben Gifhorn 26.11.2004 8
Nds. FA Rotenburg Rotenburg 27.11.2004 3
Nds. FA Saupark Springe
innerhalb des Mauerparks
Hannover Land 11.1.2005 17
Summe 42
30

Material und Methoden
Tabelle 7: Alters- und Geschlechtszusammensetzung der für die serologische
Untersuchung beprobten Wildschweine
A: Frischlinge
Bachen Keiler Gesamt
15
36%
13
31%
B: Überläufer
28
67%
Bachen Keiler Gesamt
4
10%
1
2%
C: > 2 Jahre
5
12%
Bachen Keiler Gesamt
7
17%
2
5%
9
22%
3.2 Kulturelle bakteriologische Untersuchung der Tonsillen
Im Labor wurden die Tonsillenoberflächen nach dem Eintauchen in Alkohol abgeflammt. Im
Anschluß wurde eine frische Schnittfläche angebracht. Es wurde je Tonsille ein Columbia
Blutnährboden (Oxoid, Wesel, Deutschland) und ein Streptokokken-Staphylokokken
Selektivnährboden (Oxoid) mit der Schnittfläche angeimpft und fraktioniert ausgestrichen.
Die Inkubation der Nährböden fand für 24 Stunden bei 37°C unter aeroben Bedingungen statt.
Nach der makroskopischen Beurteilung der Kultur erfolgte die Subkultivierung der α-
hämolysierenden Streptokokken. Für jeden unterschiedlichen Kolonietyp wurde eine
Subkultur angelegt. Wichtige Kriterien der Koloniemorphologie waren Größe, Glanz und
Umfang der α–Hämolyse. Die verschiedenen Isolate einer Tonsille unterscheiden sich in der
Ziffer hinter dem Punkt der Bezeichnung (z. B. W50.1 und W50.2). In der folgenden
Auswertung wurden für jede Tonsille nur Isolate mit unterschiedlichen MP-PCR Genotypen
berücksichtigt.
31

Material und Methoden
3.3 Herkunft der Kontrollgruppe (S. suis-Isolate von Hausschweinen)
Die Kontrollgruppe setzte sich aus S. suis-Isolaten von 91 Hausschweinen zusammen, die
nicht im Verdacht standen, an S. suis erkrankt zu sein. Diese Isolate wurden aus 74 Tonsillen,
acht Vaginal- oder vier Tonsillentupfern isoliert, jeweils ein Isolat stammte aus einer Haut-
bzw. Urinprobe. Von drei Isolaten ist das Probenmaterial nicht bekannt. Das Probenmaterial
stammte aus folgenden Quellen/Regionen: 27 Tonsillen wurden im Schlachthof Hannover
von frisch geschlachteten Schweinen gewonnen. Diese Tiere (9 Ferkel, 14 Mastschweine und
4 Sauen) kamen aus unterschiedlichen niedersächsischen Betrieben. Weiterhin wurde auf 29
Tonsillen von Mastschweinen zurückgegriffen, die in der Pathologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover im Zusammenhang mit anderen Erkrankungen seziert wurden. Diese
Tiere stammten aus den Postleitzahlregionen zwei, drei, vier oder fünf. Die Isolate aus fünf
Tonsillentupfern von Absatzferkeln des Lehr- und Versuchsgut Ruthe wurden ebenfalls der
Kontrollgruppe beigefügt. Sieben Tonsillentupfer von Saugferkeln eines Ferkelerzeuger
Betriebes sowie 16 Tonsillentupfer von Absatzferkeln aus zwei Mastbetrieben im westlichen
Niedersachsen konnten darüberhinaus für die Gewinnung von S. suis-Isolaten der
Kontrollgruppe genutzt werden. Von sieben weiteren Isolaten der Kontrollgruppe ist die
genaue Herkunft nicht bekannt. Die Behandlung der Tonsillen erfolgte wie unter 3.2
beschrieben.
3.4 Herkunft der S. suis-Isolate von erkrankten Menschen
Diese Arbeit umfasst weiterhin die vergleichende Genotypisierung von fünf Isolaten von
erkrankten Menschen aus Deutschland. Der humane S. suis-Stamm 199 (43447/97) wurde aus
der Liquorprobe eines schwer erkrankten Jägers (Meningitis und Septikämie) isoliert, der
1997 im Klinikum Hamburg-Eppendorf behandelt wurde (ROSENKRANZ et al., 2003;
SOBOTTKA, 2004). Die Vorgeschichte und Klinik dieses Patienten wird von
ROSENKRANZ et al. (2003) ausführlich beschrieben. Zwei Tage vor der Erkankung hat sich
dieser Patient wahrscheinlich beim Aufbrechen eines Wildschweines infiziert. Die weiteren
vier humanen S. suis-Isolate, 122 (MAC 724), 124 (AC 2212), 126 (AC 1448) und 127 (AC
585), freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Prof. R. Lütticken, Aachen, stammten von
Meningitis-Patienten, die im Klinikum Aachen behandelt wurden.
32

Material und Methoden
3.5 Präparation chromosomaler Streptokokken-DNA
DNA-Extraktion aus S. suis
Benötigte Reagenzien:
TEN-Puffer 50 mM Tris-HCL pH = 8; 1 mM EDTA,
SDS-Lösung 20%
100 mM NaCL
Lysozym 100 mg/ml
RNAse 10 mg/ml
Proteinase K-Lösung 20 mg/ml
CTAB-Lösung 10% in 0,7 M NaCl
NaCl-Lösung 4 M
Chloroform/Isoamylalkohol 24:1
Phenol/Chloroform/Isoamylalkohol 25:24:1
Isopropanol-Lösung 100%
Ethanol-Lösung 80%
Alle aufgeführten Chemikalien wurden von Roth (Karlsruhe) bezogen.
Durchführung:
Eine 10 ml THB-Übernachtkultur wurde bei 5000 g für 15 min abzentrifugiert. Nach dem
Verwerfen des Überstandes konnte das Sediment in 500 µl TEN-Puffer mit 10 mg/ml
Lysozym und 180 µg/ml RNAase resuspendiert werden. Die Suspension wurde bei 37°C für
1 h im Wasserbad inkubiert. Nach der Zugabe von 15 µl 20%iger SDS-Lösung und 10 µl
20 mg/ml Proteinase K-Lösung erfolgte nach wiederholtem Schwenken eine weitere
Inkubation bei 37°C für 1 h im Wasserbad. Anschließend wurden 125 ml 4 M NaCl und nach
vorsichtigem Mischen noch 80 µl einer auf 60°C erwärmten 10% CTAB-Lösung zugegeben.
Die Lösung wurde bei 65°C im Wasserbad für 10 min erwärmt. Durch die Zugabe von 780 µl
Chloroform/Isoamylalkohol (24:1) und wiederholtes Schwenken erfolgte die DNA-
Extraktion. Nach der Zentrifugation bei 10.000 g für 5 min wurde der Überstand ohne Anteile
33

Material und Methoden
der weißen Interphase in ein neues 2 ml Reaktionsgefäß überführt. 780 µl
Phenol/Chloroform/Isoamylalkohol (25:24:1) wurden dem Extrakt zugeführt. Nach
wiederholtem Schwenken, einer Zentrifugation bei 10.000 g für 5 min wurde der Überstand in
ein 1,6 ml Reaktionsgefäß überführt und die DNA durch Zugabe von 500 µl Isopropanol und
vorsichtigem Mischen präzipitiert. Nach der Zentrifugation bei 10.000 g für 30 min bei
Raumtemperatur wurde das DNA-Sediment durch Zugabe von 500 µl -20°C kalter 80%
Ethanol-Lösung gewaschen. Nach 30 min langer Zentrifugation bei 4°C wurde der Überstand
abgenommen, die DNA getrocknet und anschließend in 50 µl Wasser (Sigma) über Nacht bei
8°C gelöst. Die DNA-Konzentrationsbestimmung von einer 1:100-Verdünnung erfolgte
photometrisch.
3.6 Multiplex-PCR
Benötigte Reagenzien:
Chromosomale DNA von S. suis
10 x PCR-Puffer 200 mM Tris-HCL pH = 8,4; 500 mM KCL
MgCl2-Lösung 50 mM
dATP, dCTP, dGTP, dTTP- 100 mM je dNTP
Lösungen (dNTP)
Taq DNA-Polymerase 5 U/µl
Primer-Stammlösungen 50 µM
100 bp DNA Leiter
Alle aufgeführten Reagenzien bis auf die Primer wurden von Invitrogen, Karlsruhe, bezogen.
In 200 µl PCR-Reaktionsgefäßen wurden 20 ng gereinigte chromosomale DNA in 40 µl
reinem Wasser (Sigma) vorgelegt. Anschließend erfolgte die Zugabe von 10 µl eines
Mastermixes, so dass im Reaktionsansatz folgende Konzentrationen vorlagen: 1 x PCR-Puffer
(20 mM Tris-HCL pH = 8,4; 50 mM KCL); 1,5 mM MgCl2; je 2=0 µM von dATP, dTTP,
dCTP und dGTP; 19,8 nM mrpL; 19,8 nM mrpR; 36,5 nM epfL; 36,5 nM epf1BR; 43,8 nM
cps1JL; 43,8 nM cps1JR; 35,4 nM cps2JL; 35,4 nM cps2JR; 30,2 nM cps7HL; 30,2 nM
34

Material und Methoden
cps7HR; 26,1 nM cps9HL; 26,1 nM cps9HR; 18,8 nM slynewL; 18,8 nM slynewR; 18,8 nM
adiSnL; 18,8 nM adiSnR; 20,8 nM gdhsuisL; 20,8 nM gdhsuisR und 2 Units Taq DNA-
Polymerase (Tabelle 8). Die Proben durchliefen sofort im Anschluß folgendes PCR-
Programm: initiale Denaturierung bei 94°C für 2 min; 30 Zyklen: 1 min bei 94°C, 1 min bei
58°C und 1,30 min bei 72° sowie eine finale Extension bei 72 °C für 2 min. Die
Gelelektrophorese von 10 µl des Reaktionsansatzes wurde nach MANIATIS et al. (1989)
unter Verwendung der 100 bp DNA Leiter als Größenstandard durchgeführt. Im Anschluß
erfolgte die Photographie des Agarosegels und die digitale Verarbeitung (Imago, MWG,
München).
Tabelle 8: Oligonukleotidprimer-Sequenzen der Multiplex-PCR und mrp-Varianten
PCR
Gen Primer Sequenz (5’-3’) Position
im Gen
epf
cpsJ1
gdh
cpsJ2
cpsH7
cpsH9
sly
epf L CGCAGACAACGAAAGATTGA 2401 - 2419
epf1BR AAGAATGTCTTTGGCGATGG 3143 - 3124
cps1JL TGGCTCTGTAGATGATTCTGCT 5288 - 5309
cps1JR TGATACGTCAAAATCCTCACCA 5924 - 5903
gdhsuisL AAGTTCCTCGGTTTTGAGCA 631 - 650
gdhsuisR GCAGCGTATTCTGTCAAACG 1196 - 1177
cps2JL TTTGTCGGGAGGGTTACTTG 13918 - 13937
cps2JR TTTGGAAGCGATTCATCTCC 14415 - 14396
cps7HL AATGCCCTCGTGGAATACAG 3151 - 3170
cps7HR TCCTGACACCAGGACACGTA 3529 - 3510
cps9HL GGGATGATTGCTCGACAGAT 4192 - 4211
cps9HR CCGAAGTATCTGGGCTACTGA 4494 - 4474
slynewL GCTTGACTTACGAGCCACAA 115 - 134
slynewR CCGCGCAATACTGATAAGC 344 - 362
Amplifikat
-größe (bp)
mrp
mrpL
mrpR
ATTGCTCCACAAGAGGATGG
TGAGCTTTACCTGAAGCGGT
3636 - 3655
3823 - 3804
188
adiS
adiSnL
adiSnR
TGATATGGTTGCTGCTGGTC
GGACTCGAGGATAGCATTGG
1225 - 1244
1342 - 1324
118
mrp4L GACAGATGGTGAGGAAAATGG 2675 - 2695 a
mrp
mrpR TGAGCTTTACCTGAAGCGGT 3823 - 3804 a 1148 a
a Position im Gen and Amplifikatgröße beziehen sich auf den MRP Referenzstamm D282.
35
744
637
566
498
379
303
248

3.7 mrp-Varianten PCR
Benötigte Reagenzien:
Chromosomale DNA von S. suis
Material und Methoden
10 x PCR-Puffer 200 mM Tris-HCL pH = 8,4; 500 mM KCL
MgCl2-Lösung 50 mM
dATP, dCTP, dGTP, dTTP- 100 mM je dNTP
Lösungen (dNTP)
Taq DNA Polymerase 5 U/µl
Primer-Stammlösungen 50 µM
100 bp DNA Leiter
Alle PCR-Zusätze mit Ausnahme der DNA von S. suis wurden von Invitrogen Life
Technologies (Karlsruhe) bezogen.
Durchführung:
Für die Differenzierung unterschiedlicher mrp-Varianten wurde eine von SILVA et al. (2004)
etablierte PCR eingesetzt. Die in dieser mrp-Varianten PCR verwendeten Primer mrp4L und
mrpR binden flankierend zu den repetitiven Sequenzen im mrp-Gen (Tabelle 8). Die PCR
wurde als Monoplex-PCR in 50 µl mit 1 x PCR-Puffer (20mM Tris-HCL pH = 8,4; 50 mM
KCL); 1,5 mM MgCl2; je 100 µM von dATP, dTTP, dCTP und cGTP; je 0,25 µM eines
Primers, 1,5 Units Taq DNA-Polymerase und 20 ng chromosomale S. suis-DNA
durchgeführt. Folgendes Programm kam zum Einsatz: initiale Denaturierung bei 94°C für 2
min; 35 Zyklen: 1 min 94°C, 1 min 55°C und 1 min 72°C; finale Extension bei 72°C für 5
min.
3.8 epf-Monoplex PCR
Die epf-Monoplex PCR wurde bis auf folgende Änderungen genauso durchgeführt wie die
MP-PCR nach SILVA et. al. (2004). Nur das Primerpaar für das epf-Gen (epfL und epf1BR)
kam mit je 250 nM zum Einsatz. Die Polymerisationszeit (72°C) der 30 Zyklen wurde auf
2:30 min verlängert.
36

Material und Methoden
3.9 MP-PCR von MAROIS et al. (2004) zum Direktnachweis von S. suis
und Serotyp 2-Stämmen
Zum Vergleich mit den Ergebnissen der Isolattypisierung mit der MP-PCR von SILVA et al.
(2004) konnte die von MAROIS et al. (2004) für den Direktnachweis beschriebene MP-PCR
für 39 Wildschweintonsillen erfolgreich eingesetzt werden. Im Gegensatz zur MP-PCR von
SILVA et al. (2004) generiert die MP-PCR von MAROIS et al. (2004) ein internes
Kontrollamplifikat für die cps2 Primer. Die Autoren setzen ebenso wie WISSELINK et al.
(1999) als „Template“ für die PCR nicht chromosomale DNA eines S. suis-Isolates ein,
sondern DNA aus Tonsillengewebe bzw. von Anreicherungskulturen. In der MP-PCR von
MAROIS et al. (2004) werden die Proben ausschließlich auf das Vorkommen von S. suis
sowie auf Serotyp 2 Stämme untersucht.
Wie von WISSELINK et al. (1999) beschrieben wurden mit Tonsillenstückchen 10 ml THB
mit 0,25% Streptococcus Selective Supplement (Oxoid) und 0,2 µg/ml Kristallviolett
inokkuliert und bei 37°C über Nacht inkubiert. Von der Mischkultur wurde wie unter 3.5
beschrieben chromosomale bakterielle DNA gewonnen. 100 ng dieser DNA wurden als
Matrize für die MP-PCR von MAROIS et al. (2004) eingesetzt. Die Durchführung dieser MP-
PCR erfolgte genau wie von den Autoren beschrieben. Für die Auswertung wurden nur die
Ergebnisse berücksichtigt, bei denen das Amplifikat der internen Kontrolle generiert wurde.
3.10 „Amplified Fragment Length Polymorphism” (AFLP)-Typisierung
Für die Typisierung der S. suis-Isolate konnte weiterhin die von REHM et al. (2004)
beschriebene und etablierte „Single Enzyme-AFLP“ eingesetzt werden. Die Autoren
modifizierten eine von GIBSON et al. (1998) für Helicobacter pylori beschriebene AFLP-
Typisierung. Die AFLP setzt sich aus drei aufeinanderfolgenden Reaktionen zusammen. Im
initialen Restriktionsverdau wurde die chromosomale DNA der S. suis-Isolate von
Wildschweinen (bzw. der Kontrollstämme) mit der Restriktionsendonuklease HindIII (New
England Biolabs, Frankfurt) geschnitten. Im Anschluß musste eine Ligation von
Oligonukleotid-Adaptern an die Schnittstellen durchgeführt werden. Die folgende PCR
generiert mit adapterspezifischen Primern spezifisch Amplifikationsprodukte
37

Material und Methoden
unterschiedlicher Größe, die für die Typisierung von Stämmen nach der
gelelektrophoretischen Auftrennung eingesetzt werden konnten.
3.10.1 Restriktionsverdau für die AFLP
Die Durchführung erfolgte nach dem Leitfaden des Herstellers des Restriktionsenzyms (New
England Biolabs GmbH, Frankfurt) und wie von MANIATIS et al. (1989) beschrieben. 4 µg
chromosomale Streptokokken-DNA wurde in einem Volumen von 20 µl mit 12 Units der
Restriktionsendonuklease Hind III über Nacht bei 37°C verdaut.
3.10.2 Adapterligation der AFLP
Zunächst erfolgte die Paarung der Adapter-Oligonukleotide (ADH1 und ADH2) in 300 µl
TEN-Puffer mit 30 µM ADH1 (5'-ACGGTATGCGACAG-3') and 30 µM ADH2
(5'-AGCTCTGTCGCATACCGTGAG-3').
Die Ligation wurde wie folgt ausgeführt: 5 µl verdaute DNA wurden mit 40 µM gepaartem
ADH 1/ADH2, 1 x T 4 DNA-Ligase-Puffer (Promega, Mannheim) und 1 Unit T4 DNA-
Ligase (Promega, Mannheim) versetzt. Die Ligation wurde in einem Temperaturgradienten
von 20°C bis 4°C über Nacht durchgeführt. Die ligierte DNA wurde mit Wasser (Sigma) auf
10ng/µl eingestellt. Zur Inaktivierung der T 4 DNA-Ligase folgte die Inkubation bei 80°C für
10 min.
3.10.3 PCR der AFLP
Die abschließende PCR-Amplifikation wurde in einem Reaktionsvolumen von 50 µl mit den
folgenden Komponenten durchgeführt: 5 µl ligierte DNA (50 ng DNA, 3.10.2); 1.5 mM
MgCl2, 1 µM Primer HI-G (5'-GGTATGCGACAGAGCTTG 3'), 0.2 mM dNTP’s (Invitrogen
Life Technologies, Karlsruhe, Germany), 2,5 Units Taq DNA-Polymerase, and 1x PCR-
Puffer des Herstellers. Nach einer initialen Denaturierung bei 94°C für 4 min folgten 33
Zyklen mit Denaturation bei 94°C für 1 min, Primeranlagerung bei 60°C für 1 min and
Elongation bei 72°C für 2,5 min. Die finalen Extension erfolgte bei 72°C für 5 min. Die PCR
wurde in einem Eppendorf Mastercycler (Eppendorf, Hamburg) ausgeführt. Die Amplifikate
38

Material und Methoden
wurden in einem 2,5% (w/v) Agarosegel (75 V für 6 h, Horizon 11.14 Gibco BRL Horizontal
Gel Electrophoresis, Gibco BRL, Gaithersburg, MD) in TBE-Puffer aufgetrennt und mit
Ethidium-Bromid (1 µg/µl) gefärbt. Die Fotografie der UV-belichteten Gele erfolgte mit dem
Imago Geldokumentationssystem von MWG. Die Aufnahmen wurden als Tagged Image Files
gespeichert (TIFF).
3.10.4 Auswertung der AFLP (Clusteranalyse)
Die Erstellung des Dendrogramms der S. suis-Stämme basierte auf der Berechnung von
Ähnlichkeiten der ermittelten Bandenmuster. Zur Berechnung der genetischen Ähnlichkeiten
wurde in dieser Arbeit der Pearson Korrelations-Koeffizient verwendet. Die Clusteranalyse
wurde mit der „unweighted pair group method using arithmetic averages“ (UPGMA)
durchgeführt. Diese Auswertung wurde mit dem Programm Bionumerics durchgeführt.
3.11 Untersuchung von Wildschweinseren mit dem ELISA-Verfahren auf
Antikörper gegen S. suis Serotyp 2
Zur Untersuchung der Seren von Wildschweinen kam der von BENGA et al. (2004b)
beschriebene und etablierte WCP 32-ELISA zum Einsatz. Maxisorbplatten (Nunc,
Wiesbaden) wurden mit Präparationen von Ganzzellysaten des S. suis Serotyp 2 Stammes
I9841/1 (MRP+ EF+ Sly+ AdiS+), der bei 32°C inkubiert worden war, beschichtet. Das
Serum wurde in 1/100 Verdünnungen in die Vertiefungen appliziert. Nach einer Inkubation
von 1 h bei 37°C erfolgte 3maliges Waschen. Es folgte die Zugabe von Ziege-Anti-Schwein-
POD markiertem Konjugat in einer 1:10000 Verdünnung. Nach 1 h Inkubation bei 37°C
wurde nach wiederholtem Waschen das Substrat (ABTS mit 0,002% H202) hinzugefügt. Nach
15 min wurde photometrisch mit einem ELISA-Reader die OD410 bestimmt.
3.12 Statistische Auswertung der Ergebnisse
Die Auswertungen wurden mit dem „Statistical Analysis System for Windows“, SAS ®
Version 8.2, Microsoft, Cary, USA, auf einem PC unter Windows 2000 durchgeführt.
39

Material und Methoden
Die Daten wurden zunächst deskriptiv (Prozedur UNIVARIATE, SAS ® ) ausgewertet. Die
Unterschiede zwischen beiden Gruppen (Wildschwein- versus Hausschweinisolate) wurden
mit dem Chi-Quadrat-Homogenitätstest überprüft. In Fällen, in denen der Chi-Quadrat-
Homogenitätstest aufgrund einer zu geringen Zahl bzw. aufgrund einer ungünstigen
Verteilung auf die einzelnen Zellen nicht angewendet werden konnte, wurden die
Berechnungen mit dem exakten Test nach Fischer durchgeführt.
40

4 Ergebnisse
Ergebnisse
Mit der MP-PCR nach SILVA et al. (2004) wurden alle isolierten α-hämolysierenden
Streptokokken von Wildschwein- (n=200) und Hausschweinträgertieren (n=91) auf das
Vorkommen der Gene gdh, cpsJ1, cpsJ2, cpsH7, cpsH9, epf, mrp, sly, adiS untersucht. Die in
den folgenden Kapiteln erläuterten Ergebnisse beziehen sich sowohl beim Wildschwein als
auch beim Hausschwein nur auf asymptomatische Trägertiere in Nordwestdeutschland
(vorwiegend Niedersachsen, 3.1 und 3.3).
Den Ergebnissen von OKWUMABUA et al. (2003) und SILVA et al. (2004) folgend wird die
Generation des gdh-Amplifikates als spezifischer Nachweis von S. suis verstanden. Die
eingesetzte MP-PCR erlaubt ferner eine Differenzierung der Serotypen 1, 2, 7 und 9 durch
den Nachweis der cps-Gene des Kapselbiosyntheseapparates. Da im Rahmen dieser
Dissertation im eigentlichen Sinne keine Serotypisierung mit entsprechenden Antiseren
durchgeführt wurde, beziehen sich Aussagen zu dem Vorkommen von Serotypen immer auf
den Nachweis der cps-Gene mit der MP-PCR. Aufgrund des Primerdesigns der MP-PCR
(SILVA et al., 2004) generieren alle S. suis-Stämme mit einem mrp-Gen unabhängig von der
Variante ein gleich großes mrp-Amplifikat. Die Differenzierung der mrp-Varianten erfolgt
durch eine zusätzlich durchgeführte mrp-Varianten PCR (SILVA et al., 2004; 3.7). Im
Gegensatz zur mrp-Detektion generiert die MP-PCR nur für die normale epf-Variante das 744
bp Amplifikat. Große epf-Varianten können nur sicher mit einer epf-Monoplex PCR
nachgewiesen werden (WISSELINK et al. 1999; SILVA et al., 2005). Im Rahmen dieser
Arbeit wurden nur alle cpsJ2+ S. suis Stämme vollständig mit einer epf-Monoplex PCR
untersucht. Aus diesem Grund kann über das Vorkommen von großen epf-Varianten bei
anderen Stämmen als Serotyp 2 keine Aussage getroffen werden. Die geschilderte
Differenzierung der S. suis-Stämme mit der MP-PCR, mrp-Varianten PCR und epf-Monoplex
PCR offenbarte eine große Heterogenität unter S. suis-Stämmen sowohl beim Haus- als auch
beim Wildschwein. Insgesamt konnten mit den drei PCR-Verfahren unter den 244 S. suis-
Isolaten von Wildschweinen (im folgenden als Wildschweinisolate bezeichnet) 22
verschiedene Genotypen nachgewiesen werden (bei den 92 Hausschweinisolaten: 18).
41

Ergebnisse
4.1 Untersuchung von Wildschweinen auf das Vorkommen von S. suis und
Prävalenz der Serotypen 1, 2, 7 und 9
Für 92,8% der Tonsillen der beprobten Wildschweine (n= 200) erfolgte ein kultureller
Nachweis von S. suis (basierend auf dem Nachweis des S. suis spezifischen gdh-Amplifikates
bei α-hämolysierenden Streptokokken). Bei diesen S. suis-positiven Tonsillen war der
Keimgehalt α-hämolysierender Streptokokken immer mittel- oder hochgradig. Bei 61
Wildschweintonsillen konnte mehr als ein S. suis-Genotyp isoliert werden. Die Serotyp-
spezifischen Gene cpsJ2, cpsH7 und cpsH9 wurden bei 22 (9%), 4 (1,6%) bzw. 44 (18%) der
Wildschweinisolate festgestellt (Abbildung 1). Bei vier Tonsillen von Wildschweinen (3x
Mariental und 1x Unterlüß) wurde sowohl cpsJ2 als auch cpsH9 detektiert. In zwei dieser vier
Fälle erfolgte für die untersuchten Isolate immer die Bildung beider Amplifikate (cpsJ2 als
auch cpsH9). Diese beiden Misch-Kulturen werden im folgenden nicht berücksichtigt. Für
Isolate von Wildschweinträgertieren aus Niedersachsen ergibt sich im Vergleich zur
Kontrollgruppe der entsprechenden Hausschweinisolate ein hoch signifikant größerer Anteil
von Serotyp 9 (cps9+)-Stämmen (p < 0,0001, Abbildung 1). Bei den Serotypen 2 (cps2) und 7
(cps7) war ein signifikanter Unterschied zwischen diesen beiden Gruppen nicht feststellbar
(Abbildung 1). Serotyp 1-Stämme (cps1) waren bei Hauschweinträgern nur in einem Fall und
bei Wildschweinen kulturell gar nicht nachweisbar.
Wildschweine aus fünf verschiedenen Regionen (eine aus Hohenhaus, 14 aus Kaiserwinkel,
vier aus Mariental, eine aus Unterlüß, zwei aus Fallersleben) des Untersuchungsgebietes
waren positiv für S. suis-Serotyp 2 (cpsJ2+; Tabelle 9). Unter diesen 22 (11%) Serotyp 2-
positiven Wildschweinen waren alle Altersgruppen vertreten (Tabelle 9). Trotz einer großen
Zahl von Proben (n = 20) konnten Serotyp 2-Stämme in Tonsillen von Wildschweine aus dem
Saupark Springe nicht nachgewiesen werden.
Die 44 Serotyp 9 Isolate stammten von Wildschweinen aus allen untersuchten Regionen mit
der Ausnahme von Hohenhaus. In drei unterschiedlichen Regionen (Unterlüß, Seesen und
Soltau) konnten bei insgesamt vier Wildschweinen Serotyp 7-Stämme nachgewiesen werden.
42

Ergebnisse
Abbildung 1: Häufigkeiten der S. suis-Serotypen 1, 2, 7 und 9 unter Isolaten von
Wildschwein- bzw. Hausschweinträgertieren basierend auf dem Nachweis
serotypspezifischer Gene des cps-Locus. Nichttypisierbare S. suis-Isolate (nt) können einem
anderem Serotyp als 1, 2, 7 oder 9 angehören oder unbekapselt sein.
43

Ergebnisse
Tabelle 9: Herkunft und Bezeichnung der 22 S. suis-Serotyp 2-Stämme von
Wildschweinen (B = Bachen; K = Keiler)
Frischlinge Überläufer > 2 Jahre
Tonsille Region B K ? B K B K Isolate
W1 Hohenhaus + W1.1
W49 Kaiserwinkel + W49.1
W50 Kaiserwinkel + W50.2
W52 Kaiserwinkel + W52.1
W54 Kaiserwinkel + W54.1
W56 Kaiserwinkel + W56.2
W57 Kaiserwinkel + W57.2
W58 Kaiserwinkel + W58.1
W59 Kaiserwinkel + W59.2
W61 Kaiserwinkel + W61.2
W62 Kaiserwinkel + W62.1
W64 Kaiserwinkel + W64.1
W91 Mariental + W91.1
W92 Mariental + W92.1
W96 Mariental + W96.2
W98 Mariental + W98.3
W148 Unterlüß + W148.2
W168 Kaiserwinkel + W168.1
W169 Kaiserwinkel + W169.1
W170 Kaiserwinkel + W170.1
W183 Fallersleben + W183.1
W188 Fallersleben + W188.1
Summe 7 7 1 3 2 2 0 22
44

Ergebnisse
4.2 Vergleichende Untersuchung von Wildschweintonsillen mit der MP-
PCR von MAROIS et al. (2004) auf das Vorkommen von S. suis-
Serotyp 2-Stämmen
Bei zahlreichen Proben generierte die MP-PCR nach MAROIS et al. (2004) wiederholt weder
das Amplifikat der internen Kontrolle noch die Amplifikate der Ziel-DNA (16S rDNA und
cps2). Für die folgende Auswertung wurden nur die Proben (n= 39) berücksichtigt, bei denen
die interne Kontrolle dieser PCR funktionierte. Für neun dieser 39 Wildschweintonsillen
erfolgte mit der MP-PCR von MAROIS et al. (2004) ein Nachweis von S. suis Serotyp 2. In
sechs dieser cps2+ Proben wurde auch ein S. suis-Stamm isoliert, der in der MP-PCR nach
SILVA et al. (2004) ein cps2-Amplifikat generierte. Die vier weiteren, nur nach den
Ergebnissen der MP-PCR von MAROIS et al. (2004) cps2+ Proben, stammten aus den
Regionen Soltau, Kaiserwinkel, Springe (außerrhalb des Mauerparks) und Fallersleben. Für
die Regionen Soltau und Springe sind dies die einzigen Hinweise auf das Vorkommen von S.
suis Serotyp 2-Stämmen.
In vier der 39 untersuchten Proben wurde mit der MP-PCR von MAROIS et al. (2004) kein
cps2 Amplifikat gebildet, obwohl aus diesen Proben Stämme isoliert wurden, die mit der MP-
PCR nach SILVA et al. (2004) wiederholt positiv waren für cps2. Weiterhin generierten elf
der 39 Proben in der MP-PCR nach MAROIS et al. (2004) nur das Amplifikat der internen
Kontrolle und kein S. suis-spezifisches Amplifikat. Aus diesen elf Proben konnte aber
mindestens ein S. suis-Stamm isoliert werden (nach den Ergebnissen der MP-PCR nach
SILVA et al., 2004).
45

Ergebnisse
Tabelle 10: Vergleich der Ergebnisse der Isolattypisierung mit der MP-PCR nach
SILVA et al. (2004) mit dem Direktnachweis von S. suis und Serotyp 2-Stämmen in der
MP-PCR von MAROIS et al. (2004)
Region Anzahl der
Proben*
Direktnachweis von S. suis
und Serotyp 2-Stämmen mit
der MP-PCR nach MAROIS
et al. (2004)
Nachweis von
S. suis**
Nachweis
von cps2
Typisierung von Isolaten mit
der MP-PCR nach SILVA et
al. (2004)
Nachweis von
S. suis***
Nachweis von
cps2
Soltau 5 2 1 5 0
Seesen 3 3 0 2 0
Kaiserwinkel 9 7 4 9 6
Saupark Springe
innerhalb des
Mauerparks
Saupark Springe
außerhalb des
Mauerparks
4 3 0 4 0
1 1 1 1 0
Mariental 2 2 1 2 2
Unterlüß 2 2 1 2 1
Knesebeck 3 3 0 3 0
Fallersleben 7 4 1 7 1
Rotenburg 2 1 0 2 0
Eversen 1 0 0 1 0
Summe 39 28 9 37 10
* Berücksichtigt werden nur Proben die mit beiden Methoden untersucht wurden.
** durch den Nachweis spezifischer 16S rDNA
*** durch den Nachweis des S. suis spezifischen gdh-Amplifikates
46

Ergebnisse
4.3 Untersuchung der S. suis-Isolate von Wildschweinen, Hausschweinen
und erkrankten Menschen auf das Vorkommen der Virulenz-
assoziierten Gene mrp, epf, sly und adiS
Die Häufigkeiten der vier Virulenz-assoziierten Gene mrp, epf, sly und adiS bei Isolaten von
Wildschwein- im Vergleich zu Hausschweinträgertieren wird in Tabelle 11 wiedergegeben.
Demnach war bei Hausschweinisolaten sowohl mrp als auch sly hoch signifikant häufiger
nachweisbar als bei Wildschweinisolaten (p < 0,0001). Die normale Variante von epf konnte
bei keinem Wildschweinisolat festgestellt werden. Einundzwanzig der 22 Serotyp 2-Stämme
vom Wild- schwein waren positiv in der MP-PCR für mrp, sly und adiS. Diese 21 Stämme
besaßen den gleichen MP-PCR Genotyp wie das S. suis-Liquorisolat eines norddeutschen
Jägers und vier weitere untersuchte Isolate von erkrankten Menschen (repräsentativ in
Abbildung 2). Bei der einzigen Ausnahme unter den Serotyp 2-Stämmen vom Wildschwein
(w148.2) fehlte im Vergleich hierzu das sly-Amplifikat.
Bei den 44 Serotyp 9-Stämmen ergab sich ein wesentlich heterogeneres Bild. Unter
Berücksichtigung der Ergebnisse der MP-PCR und mrp-Varianten PCR (4.4) konnten unter
Serotyp 9-Isolaten von Wildschweinen sieben Genotypen differenziert werden. Bei den
Serotyp 9 Stämmen der Kontrollgruppe waren es nur zwei. Von den 44 Serotyp 9-
Wildschweinisolaten wurde bei vier Stämmen mrp, bei 13 Isolaten sly und einmal epf*
nachgewiesen. Heterogenität zeichnete mit drei unterschiedlichen Genotypen auch die vier
Serotyp 7-Isolate aus (Nachweis von mrp bei einem Isolat, von sly bei allen vier und von epf*
bei zwei).
Alle S. suis-Isolate, bei denen cps 2, 7 oder 9 detektiert wurde, waren positiv für adiS.
Tabelle 11: Häufigkeit von mrp+, epf+, sly+ und adiS+-Stämmen unter S. suis-Isolaten
von Wild- und Hausschweinträgertieren (Angaben in %)
Virulenz-assoziiertes Gen Wildschweinisolate
(n = 244)
Hausschweinisolate
(n = 92)
mrp (alle Varianten) 18,4 43,5
epf (nur normale Variante) 0 5,4
sly 38,5 66,3
adiS 99,2 95,7
47

Ergebnisse
Abbildung 2: MP-PCR von S. suis-Stämmen. Spur 1, 100 bp Leiter; 2, Liquor-Isolat eines
norddeutschen Jägers (Stamm 199; ROSENKRANZ et al., 2003); 3-9, Wildschweinisolate
(W183.1, W168.1, W102.2, W162.1, W151.2, W184.1); 10, Wasser; 11, Serotyp 2
Referenzstamm P1/7; 12, Serotyp 1 Referenzstamm DSM 9683; 13, Gemisch aus
unterschiedlichen Referenzstämmen (SILVA et al., 2004).
4.4 Differenzierung der mrp+ S. suis-Stämme mit der mrp-Varianten PCR
Variabilität von Oberflächenbestandteilen ist ein typisches Merkmal von pathogenen
Mikroorganismen. Eine Vielzahl von Zellwand-assoziierten Proteinen der Strepto- und
Staphylokokken besitzen eine variable Region, die sich aus repetitiven Sequenzen
zusammensetzt. Das mrp-Gen von S. suis unterliegt einer solchen Variation, die in dieser
Arbeit mit einer zusätzlich durchgeführten mrp-Varianten PCR untersucht wurde.
Unter den 45 mrp+ Wildschweinisolaten konnten fünf unterschiedliche mrp-Varianten
differenziert werden (Abbildung 3, Tabelle 12). Die Mehrzahl der Isolate (n = 25 bzw. 56%)
entsprach der normalen Form (mrp+ im engeren Sinne). Bei Serotyp 2-Stämmen von
Wildschweinen war entsprechend den Ergebnissen bei Serotyp 2-Stämmen vom
Hausschweinen nur diese Variante feststellbar. Relativ häufig war bei Wildschweinisolaten
noch mrp*** (n = 10 bzw. 22%). Die meisten der mrp***-positiven Wildschweinisolate
waren MP-PCR negativ für alle untersuchten cps-Gene. zwei Wildschweinisolate gehörten zu
48

Ergebnisse
dem Genotyp mrp* cpsH9+. Die auch bei Hausschweinisolaten seltene Variante mrp**** war
unter Wildschweinisolaten nicht nachweisbar (Tabelle 12). Statistisch signifikante
Unterschiede waren in der mrp-Varianten Verteilung zwischen S. suis-Isolaten von Wild- und
Hausschweinträgertieren nicht nachweisbar (Tabelle 12).
Tabelle 12: Vergleich der mrp-Varianten Verteilung zwischen S. suis-Isolaten vom Wild-
und Hausschwein
Wildschweinisolate
(n = 244)
S 1
4
(8,9%)
N 2
25
(55,6%)
Hausschweinisolate 9 22
(n = 92) (22,5%) (55%)
1 2
= kleine, = normale mrp-Variante
mrp-Varianten
* ** *** **** ∑
3
(6,7%)
1
(2,5%)
3
(6,7%)
3
(7,5%)
10
(22,2%)
2
(5%)
0 45
3
(7,5%)
4.5 Untersuchung von Serotyp 2-Stämmen auf das Vorkommen großer
epf-Varianten (epf*)
Wie für mrp konnten auch für epf unterschiedliche Varianten identifiziert werden (SMITH et
al. 1993). Durch die Differenzierung von EF und EF* können S.suis Serotyp 2-Stämme
unterschiedlichen Pathotypen zugeordnet werden (2.8.1). Aus diesem Grund wurden alle S.
suis-Isolate (sowohl vom Wild- als auch vom Hausschwein) des Genotyps cpsJ2+ mit einer
epf-Monoplex PCR auf das Vorkommen großer epf-Varianten untersucht (epf*; Abbildung 3).
Für epf* waren 95,5% der Serotyp 2-Stämme vom Wildschwein positiv. Die zusätzlich
untersuchten humanen Stämme (n = 5) zeichneten sich ebenfalls durch den Genotyp epf* aus.
Es traten zwei epf*-Formen bei Serotyp 2-Stämmen von Wildschweinen auf (1890 und 3004),
die sich nur geringfügig in der Amplifikatgröße in der epf-Monoplex PCR unterschieden
(Abbildung 3). Nach der von SMITH et al. (1993) vorgeschlagenen Klassifizierung gehören
sowohl 1890 als auch 3004 zur Gruppe I. Wie in Tabelle 13 aufgeschlüsselt unterschied sich
die epf-Varianten-Verteilung zwischen S. suis-Isolaten vom Wild- und
Hausschweinträgertieren aus Nordwestdeutschland hochsignifikant (p < 0,000001).
49
40

Ergebnisse
Tabelle 13: Vorkommen von unterschiedlichen epf-Varianten bei Serotyp 2-Stämmen
beim Wildschwein im Vergleich zum Hausschwein
cpsJ2+ S. suis-
Isolate
Wildschweinisolate
(n = 22)
Hausschweinisolate
(n = 13)
humane Isolate
(n = 5)
kein epf
nachweisbar
1
(4,6%)
6
(46,2%)
normale
epf-
Variante
0
5
(38,5%)
wie
3004 1
15
(68,2%)
0 0 0
wie
1890 2
6
(27,3%)
0 0
5
(100%)
epf*
wie
> 1890 3
0
2
(15,4%)
0
∑
21
(95,5%)
2
(15,4%)
5
(100%)
1 Die Bezeichnung 3004 wurde für die epf-Variante gewählt, die erstmalig in dieser Arbeit
gefunden wurde und die ein nahezu gleichgroßes Amplifikationsprodukt wie epf 1890 generiert.
2 Die Bezeichnung 1890 bezieht sich auf den gleichnamigen EF* Klasse I Referenzstamm
(SMITH et al., 1993), der als Kontrolle mitgeführt wurde.
3 epf-Variante mit einem deutlich größeren Amplifikationsprodukt als epf 1890 .
50

(a)
(b)
Ergebnisse
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Abbildung 3: mrp (a) and epf (b) PCR von S. suis-Stämmen zur Differenzierung der
Größenvarianten. (a) Spur 1, 100 bp Leiter; 2, Liquor-Isolat eines norddeutschen Jägers
(Stamm 199; ROSENKRANZ et al., 2003); 3-6, Wildschweinisolate (W183.1, W123.3,
W131.1, W108.2); 7-12, mrp Referenzstämme (V7353/1, 90-2741-7, A5373/4, A5683/93,
D282, A5140/3/96) mit Index für die mrp-Variante; 13, Wasser. (b) Spur 1, 100 bp Leiter; 2,
Stamm 199 (s. a); 3, Isolat von einem Schlachter (Stamm 122); 4-7, cpsJ2+
Wildschweinisolate (W52.1, W54.1, W92.1, W98.3); 8 and 9, epf* Referenzstämme (SMITH
et al., 1993); 10, λ-HindIII-Marker (Negativkontrolle nicht dargestellt).
51

Ergebnisse
4.6 „Amplified Fragment Length Polymorphism“ (AFLP) Typisierung der
S. suis-Isolate vom Wildschwein
70 S. suis-Isolate von Wildschweinen sowie fünf humane und neun porcine Referenzstämme
wurden mit der AFLP typisiert. Diese Untersuchung umfasste 20 cps2+, 4 cps7+, 22 cps9+
sowie 24 weitere zufällig ausgesuchte, nicht typisierbare Wildschweinisolate (4.1). Mit
Ausnahme der cps2+ Stämme konnte eine sehr große Heterogenität unter den S. suis-Isolaten
festgestellt werden. Einzelne Wildschweinisolate, wie W48.2 und W128.2, wiesen zu allen
anderen Isolaten eine Ähnlichkeit im Bandenmuster von weniger als 50% auf. Auffällig war
insbesondere auch die Vielfalt an unterschiedlichen Bandenmustern unter den Serotyp 9-
Stämmen vom Wildschwein. Zwischen bestimmten cps9+ Wildschweinisolaten war die
Ähnlichkeit im AFLP-Dendrogramm geringer als 50%. Ferner kam es zu keiner deutlichen
Abgrenzung dieser Stämme (cps9+) im Dendrogramm mit cps7+ und nicht typisierbaren
Isolaten. Bis auf das cps9+ Isolat W123.3 zeigten alle anderen cps9+ Wildschweinisolate (n =
21) große Abweichungen vom invasiven mrp* Serotyp 9-Referenzstamm A5683/93
(Ähnlichkeit weniger als 55%). Die vier cps7+ Wildschweinisolate wiesen auch nur niedrige
Werte des Ähnlichkeitsindexes mit dem porcinen cps7+ Referenzstamm 48 auf.
16 (80%) der 20 untersuchten cps2+ Wildschweinisolate bilden ein sehr homogenes Cluster
mit einer Ähnlichkeit von mehr als 90% (im folgenden als Cluster A1 bezeichnet). Im Cluster
A1 sind weiterhin nur noch die hoch virulenten Serotyp 2-Referenzstämme (Stamm 10, P1/7,
I9841/1, D282, DSM9682) sowie das Liquor-Isolat des norddeutschen Jägers (hier Stamm
199; ROSENKRANZ et al., 2003). Das Bandenmuster der Isolate W59.2, W61.2, W62.1 und
W64.1 lässt sich mit dem Auge nicht von dem des Stammes 199 unterscheiden. Alle Stämme
des Clusters A1 sind sly+, mrp+ und epf* oder epf+.
14 weitere Stämme zeigen im AFLP-Dendrogramm eine Ähnlichkeit von mindestens 65% zu
Stämmen des Clusters A1. Diese 14 Stämme setzen sich zusammen aus drei cps2+, einem
cps9+ und drei nicht typisierbaren Wildschweinisolaten, vier humanen Isolaten (122, 124,
126, 127) sowie den porcinen Referenzstämmen der Serotypen 1, 2 und 9. Im Dendrogramm
wird das Cluster A1 mit diesen 14 Stämmen zum Cluster A zusammengefasst. Nur eines
(W148.2) der cps2+ Wildschweinisolate fällt nicht in das Cluster A. Das Isolat W148.2 war
als einziger Serotyp 2 Stamm vom Wildschwein auch negativ für epf* und sly.
52

Ergebnisse
53

Ergebnisse
Abbildung 4: AFLP-Dendrogramm von S. suis-Isolaten von Wildschweinen und
erkrankten Menschen sowie porcinen Referenzstämmen.
Isolat-/Stammbezeichnungen: 99 = P1/7; 10 = 10 (SMITH et al.,1996; SMITH et al., 1999);
199 = 43447/97 (ROSENKRANZ et al., 2003); 96 = I 9841/1 (WINTERHOFF et al., 2002);
93 = DSM 9682; 40 = D282; 13 = A 3286/94 (ALLGAIER et al., 2001); 122 = MAC 724;
126 = AC 1448; 124 = AC 2212; 127 = AC 585; 94 = DSM 9683; 41 = T15; 48 = I4627 G.
Herkunft: Wildschweinisolate (W) von Tieren aus Hohenhaus (1), Eversen/Rotenburg (2);
Seesen (3), Unterlüß (4), KF. Soltau (5), Kaiserwinkel (6), Springe innerhalb des
Mauerparks (7), Springe ausserhalb des Mauerparks (8), Mariental (9), Göhrde (10),
Knesebeck (11), Fallersleben (12), sowie humane Isolate (H) und porcine
Referenzstämmen (R).
4.7 Untersuchung von Wildschweinseren mit dem S. suis-ELISA
In Ergänzung zur Genotypisierung erfolgten im Rahmen dieser Dissertation serologische
Untersuchungen von Wildschweinen auf Antikörper gegen S. suis. Insgesamt wurden 42
Seren von Wildschweinen mit einem ELISA-Verfahren auf Antikörper gegen S. suis Serotyp
2 untersucht. Es handelte sich dabei nicht um einen für die Diagnostik validierten ELISA; ein
diagnostischer ELISA ist zur Zeit nicht verfügbar. Als Antigene wurden in diesem ELISA
Ganzzellysate eingesetzt, so dass eine Kreuzreaktion mit unterschiedlichen Serotypen von S.
suis zu erwarten war.
Die Messwerte (OD410) lagen zwischen 0,139 und 0,438 (Negativkontrolle: 0,126;
Positivkontrolle: 0,901). Die in der Tabelle 14 vorgenommene Einteilung beruht auf den
Messwerten der gleichzeitig gemessenen Negativ- und Positivkontrolle. Als Positivkontrolle
wurde ein Pool von Seren von zehn Schweinen eingesetzt, die mit Ganzzellysaten des MRP+
EF+ Serotyp 2-Stammes I9841/1 immunisiert worden waren. Als Negativkontrolle diente
eines der Präimmunseren dieser Schweine. OD410-Werte von bis zu 0.19 wurden als negativ,
Werte von 0,19-0.25 als fragwürdig eingestuft. Als Grenzwert für positive Seren wurde der
doppelte Wert der Negativkontrolle festgelegt (OD410 = 0,25). Demnach waren drei Seren
sicher serologisch positiv gegenüber S. suis (alle drei von Frischlingen, Tabelle 14).
54

Ergebnisse
Tabelle 14: Ergebnis der Untersuchung von Wildschweinseren auf das Vorkommen von
Antikörpern gegen S. suis Serotyp 2 *
< 0,19
(negativ)
OD410-Werte
0,19 - 0,25
(fragwürdig)
> 0,25
(positiv)
Kaiserwinkel 2 4 0
Fallersleben 9 5 2
Rotenburg 3 0 0
Saupark Springe 11 5 1
Summe 25 14 3
* Angegeben wird die Anzahl der Proben von unterschiedlichen Wildschweinen, die in den
angegebene Wertebereich fallen.
55

5 Diskussion
Diskussion
Im Rahmen dieser Dissertation wurde das Vorkommen von S. suis-Genotypen beim
Wildschwein in Nordwestdeutschland genauer untersucht. Diese Untersuchung schloß einen
Vergleich mit Isolaten von Hausschweinträgern und Isolaten von erkrankten Menschen ein.
Wie beim Hausschwein kann aufgrund der hohen Nachweisrate von S. suis davon
ausgegangen werden, dass jedes Wildschwein in Nordwestdeutschland diesen Erreger auf den
Tonsillen trägt (4.1). Nach den Ergebnissen dieser Arbeit zeigen die mit Wildschwein-
assoziierten S. suis-Stämme eine Reihe von bekannten Merkmalen dieses Krankheitserregers,
die mit der Pathogenese (2.8) und Epidemiologie (2.7) von S. suis-Erkrankungen in
Zusammenhang stehen: Wie zu erwarten zeichnen sich auch mit Wildschweinen assoziierte-S.
suis Stämme durch das Vorkommen unterschiedlicher Serotypen aus. Das Vorkommen von
Serotyp 2, 7 und 9 Stämmen konnte durch den Nachweis der Serotyp spezifischen cps-Gene
entsprechend belegt werden. Diese Serotypen sind auch häufig mit Hausschweinen in
Mitteleuropa assoziiert (ALLGAIER et al., 2001; WISSELINK et al., 2002). Darüberhinaus
erfolgte der Nachweis unterschiedlicher Genotypen in Bezug auf das Vorkommen der
Virulenz-assoziierten Gene mrp, sly und epf innerhalb der Serotypen 2, 7 und 9. Dies steht im
Einklang mit den Ergebnissen der Genotypisierung der Isolate von Hausschweinträgertieren
sowie der Typisierung von Isolaten erkrankter Schweine (WISSELINK et al., 2002; SILVA et
al., 2004). Das Vorkommen von S. suis-Stämmen mit dem gleichen Genotyp (mrp+ epf* sly+
cps2+) wie bei S. suis-Isolaten von erkrankten Menschen ist Haus- und Wildschweinen
gemeinsam (SMITH et al., 1993; MARTINEZ et al., 2003). Als weiteres bekanntes Merkmal
von S. suis (WISSELINK et al., 2000; SILVA et al., 2004) konnte das Vorkommen
unterschiedlicher mrp-Varianten auch bei Wildschwein-assoziierten Stämmen festgestellt
werden. Schließlich konnte im Einklang mit den Ergebnissen von REHM et al. (2004) mit der
AFLP auch bei Wildschweinisolaten eine große genetische Heterogenität unter S. suis-
Stämmen, aber ein deutlich abgegrenztes, homogenes „Clustering“ von cps2+ Stämmen
nachgewiesen werden. Nach diesen Ergebnissen ist davon auszugehen, dass S. suis auch beim
Wildschwein als Krankheitserreger auftritt. Die durch Genotypisierungen indirekt aufgezeigte
Diversität der Bestandteile der Bakterienoberfläche (hier Kapselantigene und MRP) unter S.
suis-Stämmen vom Wildschwein ist vor allem als Selektionsvorteil bei der
Auseinandersetzung mit dem Immunsystem des Wirtes zu verstehen. Ausdruck dieser
Auseinandersetzung ist auch das in dieser Arbeit nachgewiesene Auftreten von Antikörpern
56

Diskussion
gegen S. suis-Antigene bei einzelnen Wildschweinen. S. suis-Erkrankungen beim
Hausschwein werden u. a. durch abiotische Faktoren der modernen Schweinehaltung
begünstigt, wie frühes Absetzen, schlechtes Stallklima und hohe Tierdichte, die in dieser
Form beim Wildschwein nicht auftreten. Es ist allerdings vorstellbar, dass vor allem bei der
durch MEYNHARDT (1989a) häufig beobachteten Unterkühlung der Frischlinge, ggf. im
Zusammenhang mit viralen Primärerkrankungen, eine für S. suis-Erkrankungen
prädisponierende Situation auch beim Wildschwein eintritt. Prädisponierend für S. suis-
Erkrankungen beim Schwein sind z. B. PRRSV-Infektionen, die nach serologischen
Untersuchungen von ALBINA et al. (2000) auch beim Wildschwein auftreten. Aufgrund der
Bedeutung von Lungenwürmern (Metastrongylus spec.) als Pneumonieerreger beim
Wildschwein (BARUTZKI et al., 1990; BARUTZKI et al., 1991) könnten
Lungenwurmpneumonien auch eine wichtige prädisponierende Rolle spielen (POHLMEYER,
2005). Ein Nachweis über das Auftreten einer S. suis-Erkrankung beim Wildschwein ist bis
jetzt jedoch noch nicht publiziert worden.
Nach den vorliegenden Ergebnissen bestehen aber auch wesentliche Unterschiede zwischen
der mit Wildschweinen- und der mit Hausschweinen-assoziierten S. suis-Population: Die
Prävalenz der Virulenz-assoziierten Faktoren mrp und sly ist bei Wildschweinisolaten
signifikant niedriger als bei Hausschweinisolaten. Trotz einer großen Zahl (n = 244) von
typisierten Isolaten konnte bei den Wildschweinisolaten im Gegensatz zur wesentlich
kleineren Kontrollgruppe der Hausschweinisolate (n = 92) der Genotyp epf+ (normale
Variante) mrp+ sly+ cpsJ2+ nicht nachgewiesen werden (Tabelle 1). Wildschwein-assoziierte
mrp* cps9+ Stämme zeichneten in der AFLP-Typisierung im Gegensatz zu entsprechenden
Stämmen vom Hausschwein eine große Heterogenität aus (REHM et al., 2004). Unter den
untersuchten cps2+ Stämmen vom Wildschwein dominierte der Genotyp mrp+ epf* sly+. Ein
wesentlicher Anteil der S. suis-Meningitiden und Septikämien beim Hausschwein in
Mitteleuropa geht auf epf+ mrp+ sly+ cps2+ sowie mrp* cps9+ Stämme zurück
(ALLGAEIER et al., 2001; WISSELINK et al., 2002; BAUMS et al., 2004). Die
festgestellten Unterschiede zwischen der S. suis-Population beim Wild- und Hausschwein
beziehen sich vor allem auf diese beiden Pathotypen. Es ist vorstellbar, dass durch die
moderne Schweinehaltung mit ihren für S. suis-Erkrankungen prädisponierenden Faktoren
eine klonale Ausbreitung dieser beiden Typen begünstigt wurde, die beim Wildschwein
aufgrund der natürlichen Lebensbedingungen nicht aufgetreten ist. Es ist allerdings zu
berücksichtigen, dass die epf* mrp+ cps2+ Wildschweinisolate in der AFLP eine sehr große
57

Diskussion
Ähnlichkeit (über 90%) mit den hochvirulenten epf+ mrp+ sly+ cps2+ Referenzstämmen (z.
B. D282, P1/7 oder Stamm 10) aufweisen, so dass sich die Unterschiede wahrscheinlich nur
auf wenige Gene wie epf beschränken.
Aufgrund von vier publizierten Fallberichten über humane S. suis-Erkrankungen nach
Wildschweinkontakt steht die Frage im Raum, mit welcher Prävalenz potenziell
humanpathogene S. suis-Stämme beim Wildschwein vorkommen (BONMARCHAND et al.,
1985; GREBE et al., 1997; HALABY et al. 2000; ROSENKRANZ et al., 2003). Auf der
Grundlage der Typisierungsergebnisse von S. suis-Isolaten von erkrankten Menschen müssen
vor allem Serotyp 2-Stämme als potenziell humanpathogen eingestuft werden (Tabelle 2).
Nach SMITH et al. (1993) ist ferner das Auftreten großer epf-Varianten typisch für Isolate
von erkrankten Menschen, obwohl EF* MRP+ Serotyp2-Stämme für das Hausschwein nur
schwach virulent sind (VECHT et al., 1992). Im Einklang mit den Ergebnissen von SMITH et
al. (1993) stehen die Typisierungsergebnisse der fünf humanen Stämme in dieser Arbeit:
Sowohl das Liquorisolat des infizierten Jägers als auch die vier weiteren Stämme von
erkrankten Menschen waren positiv für epf*. Nach den hier erzielten Ergebnissen sind
mindestens 10% der Wildschweine in Nordwestdeutschland Träger von epf* mrp+ sly+ cps2+
und damit potenziell humanpathogenen S. suis-Stämmen. Der Anteil von Serotyp 2-Stämmen
an allen Isolaten von Wildschweinträgern war vergleichbar mit dem Anteil an allen Isolaten
von Hausschweinträgern. Bei S. suis Serotyp 2-Stämmen vom Wildschwein waren aber mit
über 90% hoch signifikant mehr Isolate positiv für epf* als bei cps2+ Isolaten vom
Hausschwein. Die niedrige Prävalenz von epf* mrp+ sly+ cps2-Stämmen beim Hausschwein
in Nordwestdeutschland ist zunächst überraschend, da das Vorkommen dieses Geno- bzw.
entsprechenden Phänotyps beim Hausschwein, z. T. mit sehr hohen Prävalenzen, gut
dokumentiert ist (SMITH et al., 1993; WISSELINK et al., 2000;. ALLGAIER et al., 2001;
MARTINEZ et al., 2003). Ein möglicher Zusammenhang könnte mit dem verbreiteten Einsatz
von inaktivierten MRP+ EF+ Sly+ Serotyp2-Isolaten als stallspezifische Vakzinen in
Norddeutschland bestehen (BAUMS, 2005). Durch diese Immunisierungen wird die Bildung
von Antikörpern gegen MRP und andere Antigene hervorgerufen, die auch zur Eliminierung
von MRP+ EF* Sly+ Serotyp 2-Stämmen auf den Tonsillen beitragen könnten.
Die Schlussfolgerung über das Vorkommen von potenziell humanpathogenen S. suis-
Stämmen beim Wildschwein in Nordwestdeutschland wird durch die Ergebnisse der AFLP
untermauert. Mit dieser Typisierungsmethode werden Bandenmuster generiert, deren
Vergleich eine Aussage über die Ähnlichkeit von S. suis-Stämmen zulässt. Ein direkter
58

Diskussion
Zusammenhang mit den Ergebnissen der Nachweise der Virulenz-assoziierten Gene in der
MP-PCR, mrp-Varianten und epf-Monoplex PCR besteht jedoch nicht, da es sich um
grundsätzlich andere Typisierung handelt. In der AFLP-Typisierung zeigten 16 S. suis-Isolate
vom Wildschwein eine Ähnlichkeit von über 90% gegenüber dem Liquor-Isolat von einem
schwer erkrankten norddeutschen Jäger (alles epf* mrp+ sly+ cps2-Stämme, ClusterA1:
Abbildung 4). Aufgrund des Vorberichtes (Aufbrechen eines Wildschweines) postulierten
ROSENKRANZ et al. (2003) das Wildschwein als Infektionsquelle für die S. suis-Infektion
dieses Jägers. Die molekularbiologischen Ergebnisse dieser Arbeit unterstützen diese
Interpretation.
Potenziell humanpathogene S. suis-Stämme beschränken sich im AFLP-Dendrogramm aber
nicht auf das Cluster A1. Sieben weitere Isolate vom Wildschwein sowie vier Isolate von
erkrankten Menschen bilden mit dem Cluster A1 zusammen ein erweitertes Cluster A. Mit
diesem Cluster A können nach den Ergebnissen dieser Arbeit potenziell humanpathogene S.
suis-Stämme von anderen abgegrenzt werden. Diese Behauptung stützt sich auf zwei wichtige
Ergebnisse: (i) S. suis-Stämme mit dem Genotyp epf* mrp+ sly+ cps2+ sind ausschließlich im
Cluster A; (ii) alle fünf untersuchten Isolate von erkrankten Menschen werden durch das
Cluster A erfasst. Dieser Zusammenhang scheint unter Berücksichtigung der Ergebnisse von
REHM et al. (2004) und SMITH et al. (1993) zumindest für Mitteleuropa zuzutreffen.
Nach diesen Bewertungskriterien konnten potenziell humanpathogene S. suis-Stämme bei 21
Wildschweinen aus vier Regionen nachgewiesen werden (Tabelle 6, Tabelle 9). Ein gehäuftes
Auftreten dieser mrp+ epf* sly+ cps2+ S. suis-positiven Wildschweinen in den Regionen
Kaiserwinkel und Mariental war offensichtlich. Aufgrund der Ergebnisse dieser Arbeit
können Regionen ohne Nachweis solcher Stämme jedoch nicht als frei von potenziell
humanpathogenen Erregern eingestuft werden. Dies verdeutlicht die vergleichende
Untersuchung von 39 Tonsillen mit der MP-PCR von MAROIS et al. (2004): Vier von 39
untersuchten Wildschweinen waren Träger von Serotyp 2-Stämmen, obwohl keine cps2+
Stämme isoliert und mit der MP-PCR nach SILVA et al. (2004) typisiert wurden. Zwei dieser
cps2+ positiven Proben stammen von Tieren aus der Region Springe (außerhalb des
Mauerparks) und Soltau. In diesen Regionen wurden trotz einer Vielzahl von untersuchten
Stämmen keine Serotyp 2-Stämme mit der MP-PCR nach SILVA et al. (2004) nachgewiesen.
Da die MP-PCR von MAROIS et al. (2004) offensichtlich auch eine Vielzahl von falsch
negativen Ergebnissen (Tabelle 10) generiert, hinter den Differenzierungsmöglichkeiten der
MP-PCR von SILVA et al. (2004) zurückbleibt und keine anschließende AFLP-Typisierung
59

Diskussion
ermöglicht, wird die Typisierung von S. suis-Isolaten mit der MP-PCR von SILVA et al.
(2004) im Gegensatz zum Direktnachweis der Gene mit der MP-PCR nach MAROIS et al.
(2004) für epidemiologische Untersuchungen empfohlen.
Die Ergebnisse der Untersuchung der Seren mit dem ELISA sprechen mit Bezug auf S. suis
für das Auftreten serologisch positiver Wildschweine im Untersuchungsgebiet. Dabei muß
jedoch berücksichtigt werden, dass kein diagnostischer, d. h. validierter ELISA eingesetzt
wurde (solch ein Verfahren steht bisher nicht zur Verfügung). In vielen
Wildtieruntersuchungen werden serologische Ergebnisse aufgeführt, um die Verbreitung der
entsprechenden Krankheitserreger in diesen Tierpopulationen zu diskutieren (z. B. VICENTE
et al., 2002; EBANI et al., 2003). Im Fall von S. suis können serologische Ergebnisse aber nur
sehr eingeschränkt für die Diskussion der Zoonosegefahr eingesetzt werden. Aufgrund von
epidemiologischen Ergebnissen sind nur bestimmte Stämme als potenziell humanpathogen
einzustufen (2.4). Nur ein Test, bei dem ausschließlich die Antikörper gegen die
Kapselantigene von Serotyp 2 (1)-Stämmen erfasst werden, wäre für diese Fragestellung
brauchbar. Ein Beispiel für einen solchen Test könnte der von VICENTE et al. (2002)
eingesetzte Agarimmunodiffusionstest gegen Serotyp 1-und 2-Stämme sein. Die Autoren
konnten mit diesem Test unter 78 Seren von Wildschweinen aus der Sierra Morena in Spanien
keine Antikörper gegen Serotyp 1- und 2-Stämme nachweisen. In dem in der vorliegenden
Arbeit eingesetzten ELISA wurde ein Ganzzellantigengemisch eines S. suis Serotyp 2-
Stammes verwendet, so dass durch gemeinsame Antigene mit anderen Serotypen (z. B. MRP)
auch serotypunspezifische kreuzreagierende Antikörper gebunden und zu positiven Werten
geführt haben könnten.
Bakteriellen Zoonoseerregern wird in der Jagdausbildung und -literatur vergleichsweise
wenig Aufmerksamkeit geschenkt. Eine erste Veränderung in diese Richtung könnte eine TV-
Berichterstattung über ein an Leptospirose-erkrankten Förster im Raum Göttingen Anfang
dieses Jahres in Gang setzen. Bei den zur Probenentnahme im Rahmen dieser Arbeit
aufgesuchten Drückjagden wurde ein großes Interesse an dem Thema dieser Dissertation
festgestellt. Im Rahmen einer sachlichen Aufklärung ergeben sich für Jäger aufgrund der
Ergebnisse dieser Arbeit im Zusammenhang mit den publizierten Fallberichten von S. suis-
Erkrankungen beim Menschen folgende sinnvolle Konsequenzen: (i) Beim Aufbrechen von
Schwarzwild sollten Handschuhe getragen werden, die sicher vor Schnittverletzungen
schützen. (ii) Wenn es beim Aufbrechen trotzdem zu Schnittverletzungen kommt, ist vor
allem beim Schwarzwild eine Desinfektion der Wunde vorzunehmen. (iii) Beim Aufbrechen
60

Diskussion
sollte bei der Schnittführung das Messer nicht durch die Tonsillen geführt werde. Dies
passiert in der Praxis jedoch relativ häufig, so dass gleich zu Beginn des Aufbrechens das
Messer hochgradig mit Krankheitserregern kontaminiert wird. (iv) Jäger, die unter einer
Immunsupression stehen (z. B. bei einer Cortisolbehandlung), sollten sich nicht an dem
Aufbrechen von Wildschweinen beteiligen. Unter Berücksichtigung der großen Stückzahlen
an erlegten Wildschweinen in Norddeutschland kommt es aber offensichtlich, trotz häufigen
Kontaktes, sehr selten zur Manifestation einer S. suis-Erkrankung. Da es sich bei S. suis um
einen fakultativ pathogenen Krankheitserreger handelt, steht dies aber nicht im Widerspruch
zu der in dieser Arbeit festgestellten weiten Verbreitung potenziell humanpathogener S. suis-
Stämmen bei Wildschweinen in Nordwestdeutschland.
61

6 Zusammenfassung
Zusammenfassung
Vorkommen und medizinische Bedeutung von S. suis beim Wildschwein
Verkühlen, Gerd-Josef
Invasive Streptococcus (S.) suis-Stämme verursachen Meningitis und andere Erkrankungen
beim Schwein. Beim Menschen sind S. suis-Erkrankungen (vor allem Meningitiden) des
öfteren im Zusammenhang mit der Verarbeitung von Schweinefleisch aufgetreten. Als
Zoonoseerreger spielen nur Stämme des Serotyp 2 eine entscheidende Rolle. Vier Fallberichte
über S. suis-Meningitiden bei Jägern legen nahe, dass der Erreger auch beim Aufbrechen von
Schwarzwild übertragen werden kann.
In dieser Arbeit wurde eine umfangreiche Genotypisierung von S. suis-Isolaten von
Wildschweinen (n = 200) in Nordwestdeutschland durchgeführt. Die Wildschwein-assoziierte
S. suis-Population sollte auf das Vorkommen von wichtigen S. suis-Pathotypen vergleichend
mit der Hausschwein S. suis-Population untersucht werden. Ziel der Genotypiserung war vor
allem das Erkennen potenziell humanpathogener S. suis-Stämme. Dies wurde besonders durch
die Einbeziehung von S. suis-Isolaten erkrankter Menschen möglich.
S. suis konnte in 92,8% der untersuchten Wildschweintonsillen nachgewiesen werden. Wie
die Hausschwein-assoziierte S. suis-Population zeichneten sich die Wildschweinisolate durch
eine große Heterogenität aus. Insgesamt konnten mit einer Multiplex-PCR nach SILVA et al.
(2004), einer mrp-Varianten PCR und einer epf-Monoplex PCR 22 verschiedene Genotypen
differenziert werden. Für die Wildschweinisolate wurden, wie bei S. suis von Hausschweinen,
unterschiedliche Serotypen (cps 2, 7, 9) genotypisch nachgewiesen. Der Anteil an Serotyp 2-
Stämmen (cps2+) war bei Wild- und Hausschweinisolaten vergleichbar (9% bzw. 14%). Die
für cps2+ Stämme positiven Wildschweine waren nicht gleichmäßig über die Regionen
verteilt. Eine hohe Konzentration dieser cps2 Wildschweinträgertiere in einzelnen Regionen
war festzustellen. In Bezug auf das Vorkommen der Virulenz-assoziierten Faktoren cps, sly,
mrp und epf sowie deren Variabilität konnten in dieser Arbeit zahlreiche Gemeinsamkeiten
zwischen der Hausschwein- und Wildschwein-assoziierten S. suis-Population aufgezeigt
werden. Im Zusammenhang mit dem weiterhin festgestellten Auftreten von serologisch
positiven Tieren muss davon ausgegangen werden, dass S. suis auch beim Wildschwein als
Krankheitserreger auftritt.
62

Zusammenfassung
Trotz grundsätzlicher Gemeinsamkeiten konnten auch wichtige Unterschiede zwischen beiden
Erregerpopulationen festgestellt werden. Auffällig war vor allem, dass der für die
Epidemiologie von S. suis-Erkrankungen beim Hausschwein wichtige Pathotyp mrp+epf+
(normale Varianten) sly+cps2+ beim Wildschwein im Gegensatz zur
Hausschweinkontrollgruppe nicht nachgewiesen werden konnte. Weiterhin unterschieden sich
die Serotyp 9-Isolate vom Wildschweinen nach den Ergebnissen der AFLP-Typisierung nach
REHM et al. (2004) wesentlich von dem mrp* Serotyp 9-Referenzstamm, der einen weiteren
in Europa epidemiologisch bedeutsamen S. suis-Pathotypen repräsentiert. Es wird diskutiert,
inwieweit diese Ergebnisse eine mögliche Selektion von bestimmten Pathotypen dieses
fakultativen Erregers durch die moderne Schweinehaltung widerspiegeln.
Aufgrund ihrer möglichen Bedeutung als Zoonoseerreger wurden darüber hinaus 20 Serotyp 2
(cps2)-Stämme vom Wildschwein vergleichend mit Hausschweinstämmen und Isolaten von
erkrankten Menschen, u. a. auch einem Liquor-Isolat von einem Jäger aus Hamburg, näher
typisiert. Diese aus fünf verschiedenen Regionen stammenden Serotyp 2-Stämme können
demnach bis auf eine Ausnahme aufgrund folgender Merkmale als potenziell humanpathogen
eingestuft werden: Wie die humanen Isolate aus dieser und einer publizierten Arbeit von
SMITH et al. (1993) zeichnen sich diese Stämme durch den Genotyp sly+ mrp+ epf* (große
Variante) cps2+ aus. Die epf*-Variante ist identisch oder sehr ähnlich zu der epf*-Variante
des Liquor-Isolates des Jägers bzw. des Serotyp 2-Referenzstammes 1890. Im Gegensatz zu
den anderen untersuchten Wildschweinisolaten bildeten die untersuchten Serotyp 2-Stämme
einen homogenen Cluster (A) im AFLP-Dendrogramm. Zu dem Cluster A gehörten vor allem
noch hochvirulente, porcine Referenzstämme sowie alle untersuchten Isolate (n = 5) von
erkrankten Menschen aus Europa. Innerhalb dieses Clusters A wiesen 16 cps 2-Stämme vom
Wildschwein aus drei unterschiedlichen Regionen eine Ähnlichkeit von über 90% zu dem
Liquorisolat des norddeutschen Jägers auf (Subcluster A1).
Als Schlußfolgerung dieser Arbeit ist festzuhalten, dass Wildschweine in Nordwestdeutschland
häufig Träger potenziell humanpathogener S. suis-Stämme sind. Mögliche
Konsequenzen für Jäger werden diskutiert.
63

7 Summary
Summary
Prevalence and medical importance of Streptococcus suis in wild boars
Verkühlen, Gerd-Josef
Invasive Streptococcus (S.) suis strains cause meningitis and other diseases in pigs. In humans
S. suis diseases (mainly meningitis) have occurred in connection with occupational processing
of porc. As zoonotic agent only serotype 2 strains are relevant. Four case reports of S. suis
meningitis in hunters suggest transmission of S. suis through butchering of wild boars.
Here, extensive genotyping of S. suis isolates from wild boars (n = 200) of Northwestern
Germany was performed. The aim of the study was to investigate the wild boar-associated S.
suis population with regard to prevalence of S. suis pathotypes in comparison to the
population of S. suis strains associated with domesticated pigs. A major aim of genotyping
was to identify putative human pathogenic strains. This was mainly realised through
comparison with isolates from diseased humans.
S. suis was detected in 92,8% of the investigated tonsils from wild boars. Similar to the
domesticated pig-associated S. suis population, a high diversity among S. suis isolates from
wild boars was observed. Alltogether, it was possible to differentiate 22 genotypes with a
multiplex-PCR, a mrp-variant PCR and an epf-monoplex PCR among wild boar isolates.
Occurrence of different serotypes (cps 2, 7, 9) was also demonstrated genotypically for the
wild boar group. The prevalence of serotype 2 strains (cps2+) was comparable among wild
boar and domesticated pig isolates (9% bzw. 14%). The wild boars positive for cps 2 strains
were not evenly distributed among the different regions investigated. A high prevalence of
these cps 2 wild boar carriers in some regions was obvious. With regard to virulence-
associated factors (cps, sly, mrp, epf) and their variability a number of similarities between the
domesticated pig- and the wild boar-associated S. suis-population were identified. Together
with the demonstration of serological positive animals in this study, the genotyping results
suggest that S. suis is also a pathogen in wild boars.
Despite many similarities between the two S. suis populations important differences were also
shown. Interestingly, the epidemiologically important pathotype mrp+ epf+ (normal variant)
sly+ cps2+ was absent among the wild boar isolates in contrast to the control group of
domesticated pig isolates. Furthermore, AFLP-typing revealed differences between serotype 9
isolates from wild boars and the mrp* serotype 9 reference strain, which also represents an
64

Summary
epidemiologically important pathotype in Europe. It is discussed, wether these results might
reflect a selection of specific pathotypes of the facultative pathogen S. suis in modern swine
production.
Because of their putative relevance as zoonotic agent, 20 serotype 2 (cps 2) strains from wild
boars were further compared genotypically with strains from pigs and diseased humans.
Among these isolates was a liquor isolate of a hunter from Hamburg. These wild boar
serotype 2 strains, which were isolated from 5 different regions, could be classified as
putative zoonotic agents with the exception of one strain for the following reasons: As the
human isolates of this and one published study (SMITH et al., 1993) these wild boar S. suis
strains belong to the genotype sly+ mrp+ epf* (large variant) cps2+. The epf*-variant is
identical or very similar to the epf*-variant of the liquor isoate from the hunter and the
serotype 2 reference strain 1890. In contrast to the other wild boar isolates, the serotype 2
strains formed a homogeneous cluster (A) in the AFLP-dendrogramm. In addition highly
virulent porcine reference strains and all investigated 5 isolates from diseased Europeans
could be assigned to the above mentioned cluster A. Within this cluster, 16 cps 2 wild boar
strains from 3 different regions showed a similarity of more than 90% to the liquor isolate of
the hunter from Nortwestern Germany (subcluster A1).
In conclusion, carriage of putative human pathogenic S. suis strains among wild boars in
Northwestern Germany is quite likely. Reasonable consequences for hunters are discussed.
65

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9 Anhang
9.1 Tabellen
Tabelle 15: Wildschweinisolate
Tonsille Region FB
Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
W1 Hohenhaus + W1.1 + + + + +
W2 Hohenhaus + W2.1 +
W2.2 + + +
W3 Hohenhaus +
W4 Hohenhaus +
W5 Eversen + W5.1 + + +
W6 Eversen + W6.1 + +
W7 Seesen + W7.1 + +
W8 Seesen +
W9 Seesen + W9.1 + +
W9.4 + + +
W10 Seesen + W10.1 + +
W11 Seesen + W11.1 + +
W11.2 + +
W11.3 + + +
W12 Seesen +
W13 Seesen + W13.1 + + +
W14 Seesen + W14.1 + +
W15 Seesen + W15.1 + +
W16 Seesen + W16.1 + + +
W17 Seesen + W17.1 + +
W18 Seesen + W18.1 + +
W19 Seesen + W19.1 + +
W19.2 + +
W19.3 + + +
W20 Seesen +
W21 Seesen + W21.1 + + +
W21.2 + + +
W22 Seesen + W22.1 + + +
W23 Seesen + W23.1 + + + +
W24 Seesen +
W25 Seesen + W25.1 + + +
W26 Seesen + W26.1 + + +
W27 Seesen + W27.1 + +
W28 Unterlüß + W28.2 + +
W29 Unterlüß + W29.1 + +
84
W29.2 + + + +
epf*
mrp*
* wie
3004 N
* wie
3004

Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
FB
Tonsille Region
W30 Unterlüß + W30.1 + +
W31 Unterlüß + W31.1 + +
W31.3 + + + +
W32 KF.Soltau + W32.1 + + + +
W33 KF.Soltau +
W34 KF.Soltau + W34.1 + + +
W35 KF.Soltau + W35.1 + + + +
W36 KF.Soltau + W36.1 + + +
W37 KF.Soltau + W37.1 + + +
W38 KF.Soltau + W38.2 + +
W39 KF.Soltau + W39.1 +
W40 KF.Soltau + W40.1 + + +
W41 KF.Soltau + W41.1 + +
W42 KF.Soltau + W42.1 + +
W43 KF.Soltau + W43.1 + +
W44 KF.Soltau + W44.2 + +
W45 KF.Soltau +
W46 Seesen +
W47 Seesen + W47.1 + +
W48 Kaiserwinkel + W48.1 + + +
W48.2 + + +
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
W49 Kaiserwinkel + W49.1 + + + + +
W50 Kaiserwinkel + W50.1 + +
W50.2 + + + + +
W51 Kaiserwinkel + W51.1 + + +
epf*
mrp*
* wie
3004 N
* wie
3004 N
W52 Kaiserwinkel + W52.1 + + + + +
* wie
3004 N
W52.2 + +
W53 Kaiserwinkel + W53.1 + + + S
W53.2 + + +
W54 Kaiserwinkel + W54.1 + + + + +
W55 Kaiserwinkel + W55.1 + +
W56 Kaiserwinkel + W56.1 + + +
* wie
3004 N
W56.2 + + + + +
* wie
3004 N
W57 Kaiserwinkel + W57.2 + + + + +
* wie
3004 N
W58 Kaiserwinkel + W58.1 + + + + +
* wie
3004 N
W58.2 + + + S
W59 Kaiserwinkel + W59.2 + + + + +
* wie
3004 N
W59.3 + +
W60 Kaiserwinkel + W60.2 + +
W61.1 + +
85

Tonsille Region FB
Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
W61 Kaiserwinkel + W61.2 + + + + +
W62 Kaiserwinkel + W62.1 + + + + +
W63 Kaiserwinkel +
W64 Kaiserwinkel + W64.1 + + + + +
W65 Kaiserwinkel + W65.1 + +
W66 Kaiserwinkel + W66.1 + +
W67 Kaiserwinkel + W67.2 + +
W68 Springe MP.* + W68.4 + +
W69 Springe MP.* + W69.2 + +
W70 Springe MP.* + W70.1 + +
W71 Springe MP.* + W71.1 + +
W71.2 + + +
W72 Springe MP.* + W72.1 + +
W73 Springe MP.* + W73.2 + +
W74 Springe MP.* + W74.1 + +
W75 Springe MP.* +
W76 Springe MP.* + W76.1 + + +
W77 Springe MP.* + W77.1 + +
W78 Springe MP.* + W78.1 + + +
W79 Springe MP.* + W79.1 + +
W80 Springe MP.* + W80.1 + +
W81 Springe MP.* + W81.1 + +
W82 Springe MP.* + W82.1 + +
W83 Springe MP.* + W83.2 + +
W84 Springe MP.* + W84.1 + +
W85 Springe MP.* + W85.2 + +
W86 Springe MP.* +
W87 Springe MP.* + W87.1 + + +
W87.3 + +
W88 Mariental + W88.1 + + +
W89 Mariental + W89.1 + + +
W90 Mariental + W90.1 + +
W90.2 + + +
W91 Mariental + W91.1 + + + + +
W91.2 + + +
W92 Mariental + W92.1 + + + + +
W93 Mariental + W93.2 + + +
W93.4 + +
W94 Mariental + W94.1 + + +
W95 Mariental + W95.1 + + +
W95.2 + +
W96 Mariental + W96.1 + + +
86
epf*
mrp*
* wie
3004 N
* wie
3004 N
* wie
3004 N
* wie
1890 N
* wie
1890 N

Tonsille Region FB
Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
W96.2 + + + + +
epf*
mrp*
* wie
1890 N
W97 Mariental + W97.1 + +
W98 Mariental + W98.1 + + + + ***
W98.3 + + + + +
* wie
1890 N
W99 Seesen +
W100 Seesen + W100.1 + +
W100.2 + + +
W101 Seesen + W101.1 + +
W102 Seesen + W102.2 + + + + +
* wie
3921 **
W103 Göhrde + W103.1 + +
W104 Göhrde + W104.1 + +
W104.2 + + +
W105 Göhrde + W105.1 + + +
W106 Göhrde + W106.2 + +
W107 Göhrde + W107.1 + + +
W108 Göhrde + W108.2 + + + S
W109 Göhrde + W109.1 + + +
W110 Göhrde + W110.2 + + +
W111 Göhrde + W111.1 + + +
W112 Göhrde + W112.2 + + + + ***
W113 Göhrde + W113.1 + +
W114 Göhrde +
W115 Göhrde + W115.1 + +
W116 Göhrde + W116.1 + +
W116.2 + +
W117 Göhrde + W117.3 + +
W118 Göhrde + W118.2 + +
W119 Göhrde + W119.2 + +
W120 Göhrde + W120.1 + +
W121 Göhrde + W121.1 + +
W122 Göhrde + W122.2 + + + +
* wie
24
S
W123 Göhrde + W123.2 + +
W123.3 + + + + + ***
W124 Göhrde + W124.1 + +
W125 Springe a.MP.** + W125.2 + +
W126 Springe a.MP.** + W126.1 + + + + *
W126.2 + + + + + *
W127 Springe a.MP.** +
W128 Springe a.MP.** + W128.1 + +
W128.2 + +
W129 Springe a.MP.** + W129.1 + +
W130 Springe a.MP.** + W130.1 + + + +
W130.2 + + +
87

Tonsille Region FB
Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
W131 Springe a.MP.** + W131.1 + + + + *
W131.2 + +
W132 Springe a.MP.** + W132.1 + +
W133 Springe a.MP.** + W133.1 + +
W134 Springe a.MP.** + W134.1 + +
W135 Springe a.MP.** + W135.1 + + +
W135.2 + + + + + ***
W136 Springe a.MP.** + W136.1 + +
W137 Springe a.MP.** + W137.1 + +
W138 Springe a.MP.** + W138.1 + + +
W139 Springe a.MP.** + W139.1 + + +
W140 Springe a.MP.** + W140.1 + + +
W141 Springe a.MP.** + W141.1 + +
W141.2 + + + +
W142 Springe a.MP.** + W142.1 + + +
W143 Springe a.MP.** + W143.1 + +
W143.2 + + +
W144 Springe a.MP.** + W144.1 + + + + N
W144.2 + +
W145 Eversen + W145.4 + + + + + **
W146 Unterlüß + W146.1 + + + + **
W147 Unterlüß + W147.2 + + + +
* wie
3004
W148 Unterlüß + W148.2 + + + + N
W149 Unterlüß +
W150 Unterlüß + W150.1 + +
W151 Unterlüß + W151.1 + +
W151.2 + + +
W152 Unterlüß + W152.1 + +
W153 Knesebeck + W153.3 + + + +
W154 Knesebeck + W154.1 + + +
W155 Knesebeck + W155.1 + + + + ***
W155.2 + +
W156 Knesebeck + W156.1 + +
W157 Knesebeck +
W158 Knesebeck + W158.1 + + +
W158.3 + +
W159 Knesebeck + W159.1 + +
W160 Knesebeck + W160.1 + +
W161 Knesebeck + W161.2 + + +
W162 Knesebeck + W162.1 + + + + + N
W162.3 + +
W163 Knesebeck + W163.1 + +
W164 Knesebeck + W164.1 + + +
W165 Knesebeck +
W166 Kaiserwinkel + W166.1 + + +
W166.2 + + +
88
epf*
mrp*

Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
Isolat
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
FB
Tonsille Region
W167 Kaiserwinkel + W167.1 + + +
W167.2 + + +
W168 Kaiserwinkel + W168.1 + + + + +
* wie
3004 N
W169 Kaiserwinkel + W169.1 + + + + +
* wie
3004 N
W169.2 + + +
W170 Kaiserwinkel + W170.1 + + + + +
* wie
3004 N
W170.3 + + +
W171 Kaiserwinkel + W171.1 + + + + ***
W171.2 + +
W172 Fallersleben + W172.1 + +
W173 Fallersleben + W173.1 + +
W173.3 + + + + ***
W174 Fallersleben + W174.1 + + +
W175 Fallersleben + W175.1 + + +
W175.2 + + +
W176 Fallersleben + W176.2 + + +
W177 Fallersleben + W177.2 + + +
W177.3 + + + +
W178 Fallersleben + W178.1 + +
W178.2 + + +
W179 Fallersleben + W179.1 + +
W179.3 + + +
W179.4 + + +
W180 Fallersleben + W180.1 + +
W180.2 + + + + ***
W181 Fallersleben +
W182 Fallersleben + W182.1 + + +
W182.2 + +
W183 Fallersleben + W183.1 + + + + +
* wie
1890 N
W184 Fallersleben + W184.1 + + +
W185 Fallersleben + W185.1 + +
W185.2 + + +
W186 Fallersleben + W186.1 + + + + ***
W186.3 + +
W187 Fallersleben + W187.1 + +
W187.2 + + +
W188 Fallersleben + W188.1 + + + + +
* wie
1890 N
W188.2 + + +
W188.3 + +
W189 Fallersleben + W189.1 + + + + N
W189.2 + +
W190 Fallersleben +
W191 Fallersleben + W191.1 + +
89
epf*
mrp*

Anhang
FK
F?
ÜB
ÜK
Ü?
K
B
FB
Tonsille Region
W192 Eversen + W192.1 + +
W193 Rotenburg + W193.2 + + + + ***
W193.3 + +
W194 Rotenburg + W194.1 + + + +
W195 Rotenburg + W195.1 + +
W195.2 + +
W196 Knesebeck + W196.1 + +
W197 Knesebeck + W197.1 + + +
W197.2 + +
W198 Knesebeck + W198.1 + +
W199 Knesebeck + W199.1 + + +
W199.2 + +
W200 Knesebeck + W200.1 + +
200 200 73
63
9
17
9
1
10
18
* Springe MP. = innerhalb des Mauerparks
** Springe a. MP. = ausserhalb des Mauerparks
90
Isolat
244
epf
gdh
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
0
244
22
4
44
94
45
242
epf*
25
mrp*
45

Tabelle 16: Hausschweinisolate
Isolate Material Herkunft* epf
Anhang
gdh
H1.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + ***
H2.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H3.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + S *wie 24
H5.1 Tonsil. Schlachthof Han. + 9 + + + ***
H6.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + ****
H7.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + S *wie 24
H8.1 Tonsil. Schlachthof Han. + +
H9.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + ****
H10.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + N
H11.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H12.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + S
H13.2 Tonsil. Schlachthof Han. + 9 +
H14.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H15.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H16.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + ****
H17.2 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H18.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H18.2 Tonsil. Schlachthof Han. +
H19.1 Tonsil. Schlachthof Han. + 7 + +
H20.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H22.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H23.1 Tonsil. Schlachthof Han. + +
H24.1 Tonsil. Schlachthof Han. + 7 + +
H26.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + N
H30.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + N
H31.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + +
H32.1 Tonsil. Schlachthof Han. + + + + N
H35.1 Tonsil. Schlachthof Han. + +
1980/2 Tonsil. Ruthe + +
976/2 Tonsil. Ruthe + + 2 + + + N +
1928/2 Tonsil. Ruthe + + 2 + + + N +
981/2 Tonsil. Ruthe + + +
1945/2 Tonsil. Ruthe + + 2 + + + N +
L1
Vaginal-
Tupfer
2 + + +
L2
Vaginal-
Tupfer
2 + + +
L31
Tonsil-
Tupfer
2 + + + + S *wie 24
L32
Tonsil-
Tupfer
? + 2 + + N
L42 Tonsil. ? + + + *
L76
Vaginal-
Tupfer
3 + 7 + +
L115
Vaginal-
Tupfer
? + + + *wie 24
L118 Haut 4 + +
L136 Tonsil- ? + 1 + + + N *wie
cps1
91
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
mrp*
epf*

Isolate Material Herkunft* epf
Anhang
gdh
cps1
Tupfer 1890
L138 Urin 4 + + *wie 24
L139
Vaginal-
Tupfer
4 + + + + **
L140
Vaginal-
Tupfer
5 + + + + **
L147 Tonsil. 2 + +
L148 Tonsil. 3 + +
L149 Tonsil. 3 + 2 + + N
L150 Tonsil. 3 + 2 + + N
L151 Tonsil. 3 + +
L152 Tonsil. 3 + 2 + + N
L153 Tonsil. 2 + 2 + + N
L160 Tonsil. 5 + +
L164
Vaginal-
Tupfer
4 + + + + **
L167 Tonsil. 2 + + + + S *wie 24
L168 Tonsil. 3 + +
L169 Tonsil. 3 + +
L170 Tonsil. 2 + + + S
L171 Tonsil. 2 + +
L172 Tonsil. 3 + +
L173 Tonsil. 3 + + + + S *wie 24
L174 Tonsil. 3 + + + + S *wie 24
L175 Tonsil. 2 +
L176 Tonsil. 3 + +
L188
Vaginal-
Tupfer
5 + + + + N
L196
Tonsil-
Tupfer
3 + + + + S *wie 24
L220 ? ? + + +
L221 ? ? +
L222 ? ? + + +
L257 Tonsil. Budde + + +
L258 Tonsil. Budde + + + + N
L259 Tonsil. Budde + + + + N
L260 Tonsil. Budde + + 2 + + + N +
L261 Tonsil. Budde + + +
L262 Tonsil. Budde + +
L263 Tonsil. Budde + + +
L265 Tonsil. HAG + + +
L266 Tonsil. HAG + + + *wie 24
L267 Tonsil. HAG + +
L268 Tonsil. HAG + + + + N
L269 Tonsil. HAG + + +
L270 Tonsil. HAG + +
L271 Tonsil. HAG + +
L272 Tonsil. HAG + +
L273 Tonsil. HAG + + +
L274 Tonsil. HAG + 2 + + + N
92
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
mrp*
epf*

Isolate Material Herkunft* epf
Anhang
gdh
L275 Tonsil. HAG + + +
L276 Tonsil. HAG + + +
L277 Tonsil. Ostermann + + 2 + + + N +
L278 Tonsil. Ostermann + + +
L279 Tonsil. Ostermann + 2 + + + N
6 = wie
>1890
L280 Tonsil. Ostermann + 2 + + + N
6 = wie
>1890
92 5 92 1 13 3 2 61 40 88 40 18
* Zahlen 2; 3; 4; 5; bedeutet: Die Proben stammen aus den Postleitzahlregionen 2; 3; 4; 5
9.2 Tabellenverzeichnis
cps1
Tabelle 1: Das Schwein als Reservoir bakterieller Zoonoseerreger ........................................ 16
Tabelle 2: Ergebnisse der Typisierung von humanen S. suis-Isolaten..................................... 18
Tabelle 3: Klinik humaner S. suis-Infektionen......................................................................... 20
Tabelle 4: Herkunft der als Probenmaterial eingesetzten Wildschweintonsillen..................... 29
Tabelle 5: Alters- und Geschlechtszusammensetzung der für die kulturelle
bakteriologische Untersuchung beprobten Wildschweine ............................................... 30
Tabelle 6: Herkunft der als Probenmaterial eingesetzten Wildschweinseren.......................... 30
Tabelle 7: Alters- und Geschlechtszusammensetzung der für die serologische
Untersuchung beprobten Wildschweine........................................................................... 31
Tabelle 8: Oligonukleotidprimer-Sequenzen der Multiplex-PCR und mrp-Varianten
PCR ......... ........................................................................................................................ 35
Tabelle 9: Herkunft und Bezeichnung der 22 S. suis-Serotyp 2-Stämme von
Wildschweinen (B = Bachen; K = Keiler) ....................................................................... 44
Tabelle 10: Vergleich der Ergebnisse der Isolattypisierung mit der MP-PCR nach
SILVA et al. (2004) mit dem Direktnachweis von S. suis und Serotyp 2-Stämmen
in der MP-PCR von MAROIS et al. (2004)..................................................................... 46
Tabelle 11: Häufigkeit von mrp+, epf+, sly+ und adiS+-Stämmen unter S. suis-Isolaten
von Wild- und Hausschweinträgertieren (Angaben in %) ............................................... 47
Tabelle 12: Vergleich der mrp-Varianten Verteilung zwischen S. suis-Isolaten vom
Wild- und Hausschwein ................................................................................................... 49
Tabelle 13: Vorkommen von unterschiedlichen epf-Varianten bei Serotyp 2-Stämmen
beim Wildschwein im Vergleich zum Hausschwein........................................................ 50
93
cps2
cps7
cps9
sly
mrp
adiS
mrp*
epf*

Anhang
Tabelle 14: Ergebnis der Untersuchung von Wildschweinseren auf das Vorkommen von
Antikörpern gegen S. suis Serotyp 2 * ............................................................................. 55
Tabelle 15: Wildschweinisolate ............................................................................................... 84
Tabelle 16: Hausschweinisolate............................................................................................... 91
9.3 Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Häufigkeiten der S. suis-Serotypen 1, 2, 7 und 9 unter Isolaten von
Wildschwein- bzw. Hausschweinträgertieren.................................................................. 43
Abbildung 2: MP-PCR von S. suis-Stämmen.. ........................................................................ 48
Abbildung 3: mrp (a) and epf (b) PCR von S. suis-Stämmen zur Differenzierung der
Größenvarianten............................................................................................................... 51
Abbildung 4: AFLP-Dendrogramm von S. suis-Isolaten von Wildschweinen (W) und
erkrankten Menschen (H) sowie porcinen Referenzstämme (R). .................................... 54
94

Danksagung
Ich möchte mich an dieser Stelle bei Herrn Prof. Dr. P. Valentin-Weigand für die
Bereitstellung des interessanten Themas sowie die jederzeit engagierte Betreuung und
Unterstützung herzlich bedanken.
Herrn Prof. Dr. Pohlmeyer sowie zahlreichen weiteren Mitarbeitern des Instituts für
Wildtierforschung danke ich für die Unterstützung meiner Arbeit.
Herrn Dr. C. G. Baums möchte ich herzlich für die Konzeption, die Betreuung der praktischen
Laborarbeiten und die Unterstützung bei der Zusammenstellung meiner Dissertation danken.
Diese Arbeit konnte nur durch die hervorragende Zusammenarbeit mit zahlreichen
Forstämtern, Jagdgenossenschaften und Eigenjagden verwirklicht werden. Es bestand nicht
nur eine Unterstützung bei der Probenentnahme sondern auch ein großes Interesse an dem
Thema und der Durchführung dieser Dissertation. Ausdrücklich möchte ich mich in diesem
Zusammenhang bei den Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern der staatlichen Forstämter Seesen,
Springe, Fallersleben, Knesebeck, Unterlüß, Danndorf, Soltau, Göhrde und Rotenburg, des
Walderlebniszentrums Ehrhorn, der Eigenjagden Hohenhaus und Kaiserwinkel sowie der
Jagdgenossenschaft Eversen für die außerordentlich engagierte Unterstützung bedanken.
Mein Dank richtet sich auch an Herrn K. W. Heins für das großzügige Überlassen eines
Frischlings für Demonstrationszwecke.
Weiterhin bedanke ich mich bei allen Mitarbeitern und Doktoranden des Institutes für
Mikrobiologie für die Hilfsbereitschaft und Freundlichkeit. Mein Dank richtet sich auch an
Frau L. da Silva und Herrn Dr. T. Rehm, die die Durchführung und Auswertung der PCR-
bzw. AFLP-Analysen wesentlich unterstüzt haben. Herrn J. Merkel möchte ich für die
Hilfestellung zur digitalen Bearbeitung meinen Dank aussprechen.
Herr PD Dr. I. Sobottka vom Institut für Infektionsmedizin des Universitätsklinikums
Hamburg-Eppendorf hat durch das Überlassen des S. suis-Isolates des erkrankten Jägers diese
Arbeit dankenswerter Weise wesentlich bestärkt.
Ich möchte mich an dieser Stelle auch bei Herrn Dr. M. Beyerbach vom Institut für Biometrie,
Epidemiologie und Informationsverarbeitung für die fachkundige Unterstützung bei der
Auswertung meiner Daten bedanken.
Besonders bedanke ich mich bei meinen Eltern und meiner Tante Paula, die mir während des
Studiums und der Promotion immer zur Seite standen und mir das Erreichen meiner Ziele
ermöglichten.