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EFECTO DE 6-BENCILAMINOPURINA Y KINETINA EN LA REGENERACIÓN IN VITRO DE STEVIA REBAUDIANA MORITA II<br />
Moisés Santiago Bertoni botánico suizo, detalló el sabor<br />
dulce de Estevia, en 1900 el químico paraguayo Ovidio<br />
Rebaudi, logró aislar dos principios activos: uno dulce y otro<br />
amargo que fueron llamados esteviósido y rebaudiosido,<br />
(Guerrero, R., 2005). La variedad Morita II de estevia, fue<br />
desarrollada en Japón por Toyosigue Morita, la cual presenta<br />
mayores rendimientos de hoja seca y mejor contenido en el<br />
compuesto edulcorante que otras variedades de la especie.<br />
Estevia puede reproducirse por aquenios que por su<br />
polinización cruzada produce plantas con características<br />
heterogéneas y gran parte de los aquenios son estériles<br />
(Melillo, P., 2000). La multiplicación de plantas por esquejes<br />
es otra alternativa para su propagación considerando el uso<br />
de gran parte del material vegetal de campo.<br />
La aplicación de métodos biotecnológicos por medio del<br />
cultivo de tejidos, permite la obtención de plantas<br />
homogéneas a partir de células, tejidos u órganos, siendo una<br />
alternativa prometedora para multiplicar plantas de estevia en<br />
corto tiempo comparado con el requerido para la<br />
multiplicación convencional.<br />
Esta alternativa ha sido aplicada por diferentes<br />
investigadores, utilizando S. rebaudiana Bertoni, sin<br />
embargo, los protocolos que se han establecido requieren su<br />
adecuación para otras variedades, como es el caso de Morita<br />
II, la cual presenta mayores cantidades de los componentes<br />
químicos de interés económico y médico. Por lo tanto, el<br />
objetivo de esta investigación fue establecer un método que<br />
permita la obtención de plantas in vitro por medio de la<br />
multiplicación clonal de Stevia rebaudiana Morita II.<br />
MATERIALES Y MÉTODOS<br />
El material vegetal consistió en plantas de estevia cultivadas<br />
en maceta de aproximadamente 4 meses de edad en<br />
condiciones de sombreadero. Se colectaron de estas plantas<br />
las ramas jóvenes con crecimiento activo, de 10 a 15 cm de<br />
longitud, con hojas sanas y extendidas. Las ramas se lavaron<br />
superficialmente con una solución jabonosa conteniendo<br />
Hipoclorito de Sodio al 1% (v/v) utilizando cloro comercial<br />
de la marca Cloralex y se enjuagaron con agua corriente.<br />
Posteriormente se separaron las hojas de los tallos dejando<br />
aproximadamente 1/4 de hoja conectada al tallo y estos se<br />
asperjaron con etanol al 70% % (v/v), se enjuagaron con agua<br />
estéril, para la descontaminación se trabajó en campana de<br />
flujo laminar, sumergiendo los tallos en una solución al 25%<br />
(v/v) de Hipoclorito de Sodio adicionado adicionados con 1<br />
ml de Tween 80 por litro de solución, durante 15 minutos de<br />
exposición con agitación continua, los tallos<br />
descontaminados se enjuagaron tres veces por 5 minutos cada<br />
vez en agua estéril en campana de flujo laminar, utilizando<br />
estos como fuente de explante.<br />
Para lo obtención de los explantes, se utilizaron los tallos<br />
previamente descontaminados y mantenidos en agua estéril.<br />
Los explantes consistieron en segmentos nodales,<br />
conteniendo un nudo manteniendo al explante el pecíolo de<br />
la hoja y quedando eliminada la lámina de la hoja. Los cortes<br />
para la obtención del segmento nodal se realizaron a 0.5 cm<br />
por arriba y por debajo del nudo, procediéndose a su<br />
inoculación en el medio de cultivo correspondiente.<br />
Como medio de cultivo base se utilizaron las sales de<br />
Murashige y Skoog 1962, (MS) adicionado con 100 mg/l de<br />
Mioinositol, 4 mg/l Acido de Nicotínico, 4 mg/l de<br />
Piridoxina, 4 mg/l de Glicina, 30 g/l de Sacarosa y como<br />
gelificante 7 g/l de Agar. El pH se ajustó a 5.8 antes de<br />
esterilizar. Los diversos medios fueron distribuidos en<br />
frascos tipo Gerber y la esterilización se realizó en autoclave<br />
a 121 o C y 15 libras/pulgada 2 por 15 minutos.<br />
Los diferentes medios de cultivo probados fueron formulados<br />
con el medio base y con la presencia o ausencia de las<br />
citocininas 6-Bencilaminopurina (BAP) y Kinetina (KIN),<br />
como se muestra en la tabla 1, con 15 repeticiones por<br />
tratamiento.<br />
Tabla 1. Medios de cultivo evaluados para la obtención de brotes de S.<br />
rebaudiana Morita II<br />
Tratamiento BAP (mg/l) Kinetina (mg/l)<br />
T 0 0.0 0.00<br />
T 1 0.10 0.10<br />
T 2 0.10 0.40<br />
T 3 0.40 0.10<br />
T 4 0.50 0.25<br />
T 5 0.25 0.50<br />
T 6 0.70 0.40<br />
T 7 1.00 1.00<br />
Los cultivos de segmentos nodales fueron incubados a<br />
temperatura de 25 +/- 2 o C y fotoperíodo de 16 horas luz con<br />
la ayuda de lámparas fluorescentes (100 luxes).<br />
Para el enraizamiento, los brotes desarrollados a partir de los<br />
explantes inoculados fueron cultivados en el medio de<br />
cultivo base e incubados en las condiciones antes descritas<br />
para los segmentos nodales.<br />
Los parámetros se evaluaron fueron: Número de brotes por<br />
explante, Longitud del brote y Número de hojas por brote. El<br />
análisis estadístico se realizó utilizando el programa SPSS20.<br />
El tiempo transcurrido para la evaluación fue de 15 días.<br />
RESULTADOS Y DISCUSIÓN<br />
Durante la aplicación del diseño experimental para<br />
determinar el efecto que tienen los reguladores de<br />
crecimiento BAP y KIN sobre el cultivo in vitro de S.<br />
rebaudiana Morita II, se cuantificaron las variables<br />
morfométricas, número de brotes (NB), longitud del brote<br />
(LB) y el número de hojas por brote (HB), encontrando que<br />
el efecto de los medios adicionados con reguladores de<br />
crecimiento presentaron una mejor respuesta de NB y HB<br />
con respecto a la ausencia de los reguladores de crecimiento<br />
(Tabla 2).<br />
REVISTA DEL CENTRO DE GRADUADOS E INVESTIGACIÓN. INSTITUTO TECNOLÓGICO MÉRIDA Vol. 31 NÚM. 64 9