Immobilisierung

Ergebnisse und Diskussion
schrieben wurde. Dafür muss nachgewiesen werden, dass das 4 – his Enzym spezifisch an die
Ankermetalle bindet und die anderen beiden Enzyme, das 2 – his und das wildtypische, nicht.
Daraus folgt, dass zwei unterschiedliche Messreihen zur Überprüfung nötig sind, damit
gezeigt werden kann, ob der vorgeschlagene Mechanismus zum Aufbau der reagenzlosen
Bioelektrode korrekt ist. Zuerst wird untersucht, ob es Wechselwirkungen zwischen der metallfreien
Dendrimeroberfläche und den verschiedenen Enzymen gibt und im zweiten Schritt
wird das Ni 2+ – Kation chelatisiert, um herauszufinden, ob die erweiterten Bindungseigenschaften
des 4 – his Enzyms auch für die Dendrimere zutreffen.
Als erstes soll die Assoziation des Enzyms an eine mit Dendrimeren modifizierte Goldoberfläche
untersucht werden. Dabei wird die SPR – Spektroskopie als analytisches Mittel zur
Beobachtung der Anlagerung eines Enzyms an eine Oberfläche verwendet, um einen qualitativen
Indiz zu geben, ob es möglich ist ein Enzym an die Dendrimere zu binden. Die in Kapitel
4.2.2.5 beschriebene Prozedur zur Anlagerung der Dendrimere an die SPR – Sensoroberfläche
wurde angewandt, um das mit NTA und Viologen modifizierte Dendrimer anzulagern.
Im nächsten Schritt wurde die Dendrimeroberfläche mit einer 0.025 M NiSO 4 , 0.1 M KNO 3 ,
Lösung gespült, damit das NTA ein zweiwertiges Übergangsmetall als Ankergruppe chelatisiert.
Im letzten Schritt wird mit einer FNR – Enzymlösung gespült. Die Anlagerung des Enzyms
an die Oberfläche lässt sich wieder über die Änderung des SPR – Winkels erkennen.
4.3.2 Ausblick
Die ersten SPR – spektroskopischen Experimente zur Anbindung des FNR – Enzyms verliefen
positiv, was exemplarische in Abbildung 46 dargestellt ist. Die Anlagerung des Enzyms
ist in dem ersten Viertel der Messung besonders hoch. Es wird eine Änderung von ca. 250 m°
gemessen. Der in Abbildung 45 dargestellte schematische Aufbau konnte durch die ermittelten
Daten bestätigt werden. Danach flacht die Steigung merklich ab und konvergiert langsam
gegen einen Grenzwert von 230 m°. Nachdem die Assoziationsphase abgeschlossen ist und
zur Dissoziationsphase übergegangen wird, diffundiert auch ein Teil des Enzyms wieder von
der Oberfläche weg. Dieser Abfall des Signals ist nicht unerwartet, da sich ein Gleichgewicht
zwischen dem gebundenen und dem freien Enzym einstellt. Auch bei den früheren Messungen
wurde das festgestellt. Die Analyse der Dissoziation zeigt einen Verlust von
0.65 ng/mm 2 , bzw. einen Rückgang des Signals von 80 m°. Die Dissoziation des Enzyms verläuft
langsam und nach vier Stunden pendelt sich ein Grenzwert ein.
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