VOLUMEN I

630. MÉTODOS DE FARMACOGNOSIA
Definición de Droga Vegetal - Se denomina así
a las plantas o sus partes enteras, molidas o
pulverizadas (flores, frutos, semillas, tubérculos,
cortezas, etc.) frescas o secas, así como los jugos,
gomas, látex, aceites esenciales o fijos y otros
componentes similares, que se emplean puras o
mezcladas en la elaboración de medicamentos.
Debido a las características de las drogas
vegetales, en particular su falta de homogeneidad,
se requieren procedimientos especiales en relación a
los ensayos a realizar.
MUESTREO
Los siguientes procedimientos de muestreo
constituyen las consideraciones mínimas aplicables
a las drogas vegetales. Algunos productos o
ensayos pueden requerir procedimientos más
estrictos que incluyan el muestreo de mayor número
de envases y/o más muestras por envase.
Si el examen externo de los envases y rótulos
indica que puede considerarse el lote como
homogéneo, tomar muestras individuales de un
número de envases seleccionados aleatoriamente
según se indica a continuación. Si el lote no puede
considerarse homogéneo, fraccionarlo en sublotes
que sean lo más homogéneos posible y realizar el
muestreo con cada uno como un lote homogéneo.
N° de envases
por lote (N)
N° de envases a
Muestrear (n)
1 a 5 todos
6 a 50 5
> a 50* 10 % de los envases
* Redondear N al múltiplo de diez próximo
superior.
Las muestras se deben tomar de las secciones
superior, media e inferior de cada envase y en
diferentes sitios. En el caso de los polvos o
material compuesto por fragmentos de 1 cm o
menos en cualquier dimensión, retirar la muestra a
través de un dispositivo de muestreo que permita
tomar el material desde la parte superior hasta el
fondo del envase. Si el material está compuesto por
fragmentos mayores de 1 cm en cualquier
dimensión, retirar las muestras en forma manual.
En el caso de fardos o bolsas grandes, las muestras
deben tomarse a más de 10 cm de los bordes porque
el contenido de humedad de la capa superficial
puede ser diferente que el de las capas internas.
Combinar y mezclar las muestras tomadas de
cada envase abierto, evitando aumentar el grado de
fragmentación o modificar significativamente el
contenido de humedad. Disponer la muestra así
preparada en forma de cuadrado y fraccionarla
diagonalmente en cuatro partes iguales. Tomar
luego dos partes opuestas y mezclarlas
cuidadosamente. Repetir el procedimiento, si fuera
necesario, hasta obtener la cantidad requerida para
realizar todos los ensayos necesarios (cuarteo).
Sólo si se indica, moler la muestra para que pase
a través de un tamiz N° 20 y mezclar el polvo
resultante. Si el material no puede ser molido,
reducirlo al estado más fino posible.
ANÁLISIS MICROSCÓPICO
Cortes y coloración
Hidratación o ablandamiento - Colocar en un
vaso de precipitados una cantidad apropiada de
material con 20 a 30 veces su volumen de agua.
Colocar sobre una plancha calefactora o una tela
metálica, calentar suavemente hasta ebullición y
mantenerla durante 5 minutos. Si el material no
puede ser cortado después de hidratarlo, se procede
a ablandarlo hirviéndolo durante 5 minutos en agua
con detergente y ensayando su consistencia. Si se
considera que aún no está lo suficientemente blando
como para ser cortado, colocar una cantidad
apropiada del material en un vaso de precipitados
que contenga un volumen apropiado de etilenglicol.
Ensayar periódicamente la consistencia del
material. Para futuros análisis, determinar el
tiempo que tarda cada material en adquirir una
consistencia tal que permita su corte.
Cortes - Obtener secciones transversales
delgadas del material vegetal. Esto se logra
cortando a mano alzada o mediante el empleo de
micrótomo. [NOTA: en el caso de la obtención de
transcortes de hoja, resulta necesario el empleo de
un soporte para poder cortar. Generalmente se
coloca la hoja entre dos semicilindros de médula de
sauco o de hinojo y se procede a cortar todo junto.]
Los instrumentos cortantes pueden ser hoja de
afeitar, bisturí o cuchilla para histología.
Los cortes se colocan en un recipiente con agua
(vidrios de reloj, vasos de precipitados de 30 ml).
Se seleccionan los más delgados para observación
al microscopio a 10x.
Coloración - Sumergir los cortes en solución de
hipoclorito de sodio al 50 % para eliminar el
contenido celular. Dejar actuar hasta que los cortes
se vuelvan transparentes (no más de 10 a
15 minutos). Lavar los cortes con agua hasta
eliminación del hipoclorito de sodio, pH neutro.
Colocar los cortes en solución de azul de toluidina
al 0,05 %, durante 10 segundos. Lavar con agua
luego con solución de ácido acético al 0,5 % y por